Conception et utilisation d’un appareil pour quantifier la Suspension Bivalve alimentation en mer

Environment
 

Summary

Un périphérique intermédiaire selon la méthode de la biodéposition pour quantifier le comportement de la filtration et alimentation des mollusques bivalves a été modifié à bord des navires. Un tableau bidimensionnel cardan construit autour de l’appareil isole l’appareil entre le mouvement du bateau, ce qui permet la quantification précise de variables de filtration bivalves au sites d’aquaculture de mollusques au large.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Galimany, E., Rose, J. M., Dixon, M. S., Alix, R., Li, Y., Wikfors, G. H. Design and Use of an Apparatus for Quantifying Bivalve Suspension Feeding at Sea. J. Vis. Exp. (139), e58213, doi:10.3791/58213 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Lorsque conchyliculture se déplace de baies côtières et les estuaires aux emplacements au large, la nécessité de quantifier les interactions des écosystèmes des bivalves d’élevage (p. ex., les moules, huîtres et palourdes) présente des défis nouveaux. Données quantitatives sur le comportement alimentaire de suspension qui se nourrissent de mollusques sont nécessaires pour déterminer les interactions entre les écosystèmes importants élevages de mollusques au large, y compris leur capacité de charge, la concurrence dans la communauté de zooplancton, le disponibilité des ressources trophiques à différentes profondeurs et le dépôt sur le benthos. La méthode de la biodéposition sert à quantifier les variables alimentation en suspension qui se nourrissent de mollusques bivalves dans un cadre naturel et représente un proxy plus réaliste que les expériences en laboratoire. Cette méthode, cependant, repose sur une plate-forme stable pour satisfaire les exigences que les débits fournis pour les mollusques d’eau restent constantes et les bivalves sont intacts. Un dispositif de cheminement et processus selon la méthode de la biodéposition pour quantifier l’alimentation des mollusques bivalves ont été modifiés d’une budgétisation axée sur les terres à bord des navires en construisant un tableau bidimensionnel cardan autour de l’appareil. Planimètre données révèlent un lacet des chambres contenant les mollusques test malgré les mouvements du bateau et hauteur minimale, les débits dans les chambres restent constantes, et les opérateurs sont en mesure de recueillir les biodépôts (fèces et des pseudofèces) avec suffisamment consistance à obtenir des mesures précises de la clairance de bivalve, filtration, sélection, ingestion, rejet et absorption aux fruits de mer au large de sites aquacoles.

Introduction

Les pêches sauvages sont en déclin dans le monde1. En conséquence, la croissance future de l’approvisionnement en fruits de mer doit provenir d’une expansion de l’aquaculture. La production aquacole de fruits de mer a été de plus en plus et va continuer à croître rapidement jusqu’en 2025, rendant aquatiques d’élevage le plus rapidement croissante alimentaire production système2. L’élevage de suspension qui se nourrissent de mollusques bivalves (moules, huîtres, pétoncles et palourdes) est considéré comme parmi les formes les plus respectueuses de l’aquaculture, parce que ces organismes n’exigent aucune alimentation supplémentaire mais, au lieu de cela, obtenir la nutrition de phytoplancton naturel production et du transfert organique d’importance pour les organismes benthiques3,4. En effet, conchyliculture est considéré comme un outil légitime pour améliorer la qualité de l’eau et de la structure trophique dans les estuaires eutrophes5,6. Malgré les perspectives généralement favorables pour l’expansion de la conchyliculture dans les baies côtières et les estuaires, conflits avec les autre océan côtier intérêts tels que la pêche commerciale et sportive, activités récréatives et l’esthétique désirs de limitations propriétaires fonciers-sociétales côtières regroupées sous le terme « capacité de charge sociale »-ont conduit certains à chercher à la « haute mer » l’expansion à grande échelle de conchyliculture7.

Élevage de coquillages de passer au large des côtes, dans les eaux libres, offre un grand potentiel pour les mollusques et crustacés expansion de l’aquaculture, mais présente également des défis sans précédent pour les organismes dans l' écosystème océanique8. Tout d’abord, plus d’élevage, alimentation suspension espèces de bivalves sont des organismes estuariens qui ont évolué dans des environnements qui diffèrent à bien des égards de l' écosystème de pleine mer9. Les variations temporelles saisonnières et diurnes à la salinité, la température et chimie de l’eau et l’activité biologique intense stimulée par la disponibilité des nutriments dans les eaux côtières élevée et variable ont sélectionné pour comportementales et physiologiques caractéristiques dans les moules, huîtres, pétoncles et palourdes qui peuvent conférer peu d’avantages dans le relativement constant, diluent l’océan environnement10. Les bivalves sont connus pour réagir à ces changements environnementaux en régulant leur filtration pour tirer parti des périodes de bonne qualité d’eau et d’optimiser leur nourriture acquisition11,12. Dans un environnement plus constant, comme des eaux libres, on ignore si les bivalves vont réguler leur taux de pompage et de filtration efficace pour maintenir un équilibre d’énergie positive pour une croissance rapide. Le deuxième défi pour élevage de coquillages de mer est également lié à la disponibilité de la nourriture relativement faible du seston dans l’océan. Où la densité de phytoplancton étant beaucoup plus faible au large que dans les estuaires, les espèces de bivalves le ferai actuellement cultivées avec succès dans les estuaires trouver assez à manger pour maintenir le métabolisme et la croissance ? Pratiques actuelles employant des lignes, chaussettes, cages ou autres boîtiers pour contenir les coquillages dans les estuaires entraînent des filtres en trois dimensions qui peuvent épuiser le phytoplancton localement même dans les eaux eutrophes, coastal13,14. Hypothèses sur la culture gear design, densité, l’espacement des lignes, et récolte durée de cycle peut nécessiter d’être repensé dans l’océan ouvert à gérer aussi bien la capacité de production de la ferme et la capacité écologique de l’écosystème marin local 15 , 16. conchyliculture intensive agriculture comme pratiqué près du rivage peut doivent être modifiées pour être compatibles avec l’environnement dilué de l’océan.

Pour faire progresser notre compréhension de comment côtières élevage de coquillages pratiques peuvent doivent être modifiées pour réussir au large des côtes, des données quantitatives sur comment les coquillages interagissent avec le seston présent dans lieux offshore proposé des sites potentiels de ferme sont impératives. Un certain nombre de techniques pour la filtration quantification, dédouanement, ingestion, rejet et absorption des particules en suspension qui se nourrissent de mollusques bivalves ont été développés17,18. Certaines de ces méthodes ont été optimisées afin de détecter des variations sur des échelles de temps très court, le choix entre les types de particules différentes, ou des réactions physiologiques différentes variations environnementales19,20,21 . Récemment, des améliorations de ce qu’on appelle la méthode biodéposition ont conduit à l’acceptation de cette approche comme un outil légitime pour quantifier la majeure partie de la filtration importante et d’alimentation des variables dans les moules, huîtres et palourdes17,22 .

La méthode biodéposition, en général, utilise une approche par bilan massique, avec le composant inorganique seston comme un traceur, afin de quantifier le partitionnement de coquillages individuels des composants organiques et inorganiques seston en proportions capturées, rejeté, ingérée, et absorbée sur une échelle de temps des heures17. Pour cette démarche pour être précis, il est extrêmement important que les débits d’eau livré à des coquillages sont constants et connue avec précision et que les coquillages ne sont pas physiquement perturbées afin qu’ils maintiennent leur comportement de filtration constante. Il est également nécessaire synchroniser la collection de l’eau des échantillons au moment de l’ingestion de bivalve avec la collecte d’échantillons de matières fécales produisent après digestion (par exemple, égestion). Ces deux processus (ingestion et égestion) sont compensées par la longueur du temps qu’il faut pour une matière particulaire à transiter par l’intestin de bivalve. Le tube digestif de transit représente de fois le temps écoulé entre l’ingestion d’aliments et de la libération de matières non digérées sous forme d’excréments. En outre, du point de vue pratique, biodépôts doivent être recueillie quantitativement par le chercheur avant ils sont ventilés par le mouvement de l’eau. Pour ces raisons, appareils et procédures pour quantifier les bivalve filtration à l’aide de la méthode de la biodéposition ont été limités à des endroits très près du rivage lorsqu’une plate-forme-terre stable ou un quai fixe-est assez près de la population de mollusques et crustacés qui objet d’une enquête. Pour la méthode de la biodéposition devant servir au large, il fallait trouver un moyen de satisfaire aux exigences de la méthode pour une plate-forme stable à bord d’un bateau.

Siècles, les marins qui cherchent à résoudre le même problème de base de la façon d’isoler les articles entre le mouvement du navire développé le cardan. Un cardan présente un ou plusieurs points d’articulation entre la plate-forme attachée au navire et à l’article étant isolées, permettant ainsi l’article isolé de répondre plus de gravité que dans les mouvements du navire. Nous avons utilisé peut-être plus simple cardan conception broches pivots à 90° angles-dans la conception d’un appareil modifiée par rapport à celui rapporté par Galimany et ses collègues22. Dans le présent rapport, le fonctionnement efficace de l’appareil est validé par la mesure : 1) le mouvement de la table avec des chambres de mollusques par rapport à la requête de bateau, 2) la cohérence des débits à 20 répliquer chambres tout en mer et 3) le données de filtration des moules testés à trois endroits au large à bord de trois bateaux différents.

Protocol

1. cardan Table et dispositif d’alimentation

  1. Construire et assembler la table cardan qui se compose de deux trames, une table de cardan et un réservoir de ballast, comme illustré dans la Figure 1 a.
    1. Construire le cadre ultrapériphérique 130 cm de long, 92 cm de large et 90 cm de hauteur à l’aide de stock de polychlorure de vinyle (PVC) de 0,65 cm. Boulonnerie en acier inoxydable permet de former le cadre.
    2. Construire le cadre intérieur (125 cm de long et 80 cm de largeur) de chlorure de polyvinyle 4 x 10 cm stock (PVC). Insérer les sections fortement renforcées dans la partie supérieure des côtés courtes du cadre pour recevoir l’armature intérieure cardan. Fixer définitivement les goupilles en acier inoxydable pour permettre à l’armature intérieure se balancer librement dans le cadre extérieur.
    3. De même, comportent des sections renforcées sur les côtés les plus longs de l’armature intérieure pour accueillir les goupilles en acier inoxydable montés dans le tableau de cardan, lui permettant de se balancer librement.
    4. Cube de bouillon le PVC avec un lest amovible. Remplissez le réservoir de ballast avec 85 kg d’eau de mer et insérer un poids de 50 kg de zinc au fond de la citerne de ballast ; Il agit comme un contrepoids à l’humidifier, mais pas restreindre, le swing de la table.
      NOTE : Le ballast est attaché à la table du cardan par boulonnerie en acier inoxydable.

Figure 1
Figure 1 : cardan table et nourrir les dispositifs mis au point pour quantifier la suspension bivalve alimentation à bord d’un bateau à l’aide de la méthode biodéposition. (a) ce panneau montre une image de la table de cardan assemblé avec le dispositif d’alimentation. (b) ce panneau montre une représentation schématique du dispositif d’alimentation de l’assemblé. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

  1. Construire et assembler le dispositif d’alimentation, qui se compose d’un réservoir de tête et 2 séries de 10 chambres (Figure 1 b) de l’alimentation.
    1. Construire le réservoir de tête à l’aide de 6,5 mm PVC de 70 cm en longueur x 30 cm en largeur x 12 cm de hauteur (Figure 2 a). Percer un trou de 25 mm de diamètre dans le centre de la gauche de 30 cm à 3 cm du haut.
    2. Percez 10 trous de 13 mm de diamètre à travers toutes les pièces de PVC 70 cm du rectangle afin que le centre de chaque trou est de 2,5 cm de la base. Percez le premier trou de 40 mm de la paroi de la cuve de tête ; Ensuite, les centres des trous consécutifs sont 69 mm indépendamment de l’autre.
    3. Placer des connecteurs de cloison en plastique de 7 mm en diamètre intérieur fileté dans chaque trou pour permettre à l’eau pour laisser le réservoir de tête. S’adapter tuyau silicone 6,5 mm de diamètre intérieur sur les connecteurs. Dans le milieu de chaque tube, entre le réservoir principal et les chambres de l’alimentation, connecter vannes réglables au tuyau pour contrôler le flux entrant dans la chambre d’alimentation.
      Remarque : Pour faire en sorte que les particules restent suspendues dans l’eau de la tête de citerne et uniformément répartis dans les chambres de l’alimentation, ajouter aération tout au long de la cuve à l’aide de pierres à air ou respiratoire.
    4. Mesures intérieures de chaque chambre de l’alimentation sont de 17,5 cm de longueur x 6 cm de largeur x 6 cm de hauteur (Figure 2 b). Percez un trou de 13 mm de diamètre au centre d’un des côtés 6 cm, afin que le centre du trou est de 15 mm du fond. Sur le côté opposé de 6 cm de chaque chambre, percez un trou de 13 mm de diamètre 45 mm du fond.
    5. Inclure une chicane à l’intérieur de chaque chambre de l’alimentation ; le déflecteur est un morceau de PVC qui est 3 cm de hauteur et 6 cm de large et doit être placé à 3,5 cm du côté de la chambre d’alimentation qui a le trou percé 15 mm du bas 6 cm. Coller le déflecteur vers le bas de la chambre afin que l’eau s’écoule sur elle.
    6. Comprennent un deuxième morceau de déflecteur qui est mobile, la pièce longue et en forme de T de 50 mm (58 mm de largeur au bas du T, à 15 mm du dessus ; elle s’étend sur une largeur de 72 mm). La forme permet le déflecteur se reposer sur le dessus des murs de chambre alimentation et pour l’eau de couler sous le déflecteur dans la chambre (Figure 2c). Place le movable déflecteur 1-2 cm devant le bivalve, qui force le débit d’eau directement sur le bivalve au fond de la chambre.
    7. Adaptez la Chambre siège et dispositif d’alimentation sur le dessus de la table de cardan et maintenez-les en place avec tapis anti-dérapants. Le système est conçu de cette manière modulaire pour faciliter l’emballage, déménagement et entreposage.

Figure 2
Figure 2 : détaillé des mesures du réservoir principal et alimentation chambres. (a) il s’agit d’un dessin du réservoir principal avec des mesures détaillées. (b) : il s’agit d’un dessin d’une alimentation chambre avec des mesures détaillées. La ligne rayée indique l’emplacement du déflecteur fixe. (c) c’est un dessin et les mesures du déflecteur mobile. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

2. flux de calibrage pour l’alimentation des chambres

  1. Pour calibrer les débits, placer un verre de 100 mL ou une éprouvette graduée en plastique à la sortie d’une chambre d’alimentation. Immédiatement commencer l’enregistrement de l’heure avec un chronomètre.
  2. Après 30 s, enlever l’éprouvette graduée et contrôler le volume de l’eau recueillie. Idéalement, collecter 100 mL d’eau, ce qui équivaut à un écoulement du réservoir principal dans les chambres alimentation de 12 L h-1.
    Remarque : Le débit de 12 L h-1 a été déterminé par des expériences de laboratoire antérieures pour obtenir une répartition homogène de particules entre aquariums sans recirculation de l’eau.
    1. Si le volume d’eau recueilli n’est pas dans 5 mL de la cible de 100 mL, régler le débit en fermant ou en ouvrant la valve située entre le réservoir de tête et de la chambre d’alimentation. Vérifiez à nouveau le nouveau débit en recueillant l’eau pendant 30 s et répétez cette étape jusqu'à ce que le débit désiré est obtenu.
  3. Répétez la même procédure d’étalonnage pour chaque chambre alimentation, y compris les chambres de contrôle, avant le début de la collecte de données.

3. préparation des filtres pour la méthode de la biodéposition

Remarque : La détermination de la matière particulaire totale, organique et inorganique dans l’eau, pseudofèces et les fèces s’effectue à l’aide de filtres en fibre de verre GF/C 25 mm de diamètre. Avant le prélèvement des échantillons, veiller à ce que les filtres sont lavés, séchés, brûlés et prépesés. Toujours utiliser pince embout plat pour gérer les filtres lors de tous les processus. Si un filtre casse ou a un trou, jetez-le sans l’utiliser.

  1. Pour nettoyer les filtres, tout d’abord, ajouter environ 10 filtres dans un bécher avec 200 mL d’eau distillée et ajoutez-les manuellement. Après 15 s, Notez que l’eau anciennement claire a fibres blanches dedans ; Ce sont des lâche fibre de verre de poussière libéré par les filtres. Cesser de remuer.
  2. Décanter l’eau dans le bécher et ajouter 200 mL d’eau distillée à nouveau. Laver les filtres 3 x au total. Répétez les expérimenter le processus de lavage jusqu'à ce que suffisamment les filtres sont disponibles pour réaliser une alimentation complète, c'est-à-dire environ 48 filtres pour la filtration de l’eau si l’expérience dure 2 h et l’eau est recueilli toutes les 15 min et 32 filtres pour le fèces et des pseudofèces des 16 bivalves .
  3. Sec les filtres à 60 ° C pendant au moins 1 h. graver les filtres séchés dans un four à moufle à 450 ° C pendant 4 h enlever toute matière organique contaminante. Retirer les filtres de la fournaise, transférez-les dans un dessiccateur et permettre les filtres revenir à température ambiante.
  4. Peser les filtres sur une balance analytique et noter leur poids. Voici les deux méthodes possibles pour garder la trace des poids du filtre.
    1. Le numéro de chaque filtre sur le bord, même en dehors de la zone qui recevra l’échantillon pendant la filtration, à l’aide d’un crayon. Peser le filtre après numérotation il, d’enregistrer le nombre et le poids dans un cahier et stocker les filtres après avoir pesé les dans leur boite d’origine filtre.
    2. Peser chaque filtre individuellement puis l’envelopper dans un morceau de papier d’aluminium étouffés et consignez le poids correspondant sur la feuille. Stocker les filtres enveloppés jusqu'à utilisée dans le champ, puis notez le poids dans un cahier après qu’un échantillon est prélevé.

4. temps de Transit des intestins

  1. Place cinq bivalves individuellement dans des gobelets en plastique ou de verre rempli de 300 mL d’eau de mer ambiante, non filtrée.
  2. Ajouter 2 mL de monoculture de Tetraselmis SP chaque bécher et enregistrer le temps que chaque bivalve individuel s’ouvre, qui est signalé par un baillement de la coquille.
    NOTE : Tetraselmis SP. est utilisé pour la détermination de la durée du transit intestinale parce qu’il est facilement ingéré par les espèces de bivalves et les matières fécales qui en résultent sont vert foncé en couleur, qui les différencie des matières fécales brunes, produites après la digestion d’un naturel Communauté de plancton.
  3. Vérifiez chaque bécher toutes les 3-5 min pour que les bivalves restent ouverts et produisant des selles.
    1. Vérifier que les matières fécales sont des chaînes-dense, serrés, résultant de la digestion des bivalves (Figure 3) et maintiennent leur structure lorsque éjectant.
    2. Veiller à ce que les dépôts collectés sont les selles et pas des pseudofèces (Figure 3), qui, si le produit, sont produits immédiatement en raison d’un excès de Tetraselmis sp ; pseudofèces sont légèrement tassée, comme des nuages de dépôts de particules non-ingérée rapidement remettre en suspension lorsque collectées avec une pipette.

Figure 3
Figure 3 : Illustration des différences visuelles entre les bivalves fèces et des pseudofèces. Le panneau de gauche montre une moule cannelée (Geukensia demissa), avec des flèches indiquant les matières fécales produites et des pseudofèces. Le panneau de droite montre en détail le fèces vertes et des pseudofèces produites après une filtration de monoculture de Tetraselmis SP. et les excréments bruns et des pseudofèces produites après une filtration d’une communauté de phytoplancton naturelle. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

  1. Lorsque les selles vertes apparaissent, enregistrer le temps pour chaque bivalve individuel. Le laps de temps entre l’ouverture de bivalves et de son prolongement des selles verts est son temps de transit intestinale. Moyen les temps de transit intestinale de tous les bivalves cinq réplique pour obtenir le temps de transit moyen gut à utiliser en chronométrant le décalage entre la collecte des échantillons d’eau et les échantillons fécaux.
    Remarque : Utilisation de que cinq se réplique dans le cas où un ou plusieurs bivalves échouent d’ouvrir ou de produire des matières fécales. Idéalement, le temps de transit moyen gut se fondera sur plus de trois répétitions.

5. PRELEVEMENT

  1. Prélever des échantillons de l’eau débordant du siège d’huile, d’eau des chambres de contrôle, qui contiennent des coquilles vides de la même espèce de bivalve utilisée dans les expériences (deux de chaque côté) et des fèces et des pseudofèces produites par chaque bivalve. Nettoyer les bivalves des épibiontes et d’autres organismes incrustés d’éviter la filtration en autres faune avant de placer les bivalves dans l’alvéole de l’alimentation.
    NOTE : Bivalves placés dans l’alimentation chambres peuvent se déplacer autour, donc pour faciliter la collecte des fèces et des pseudofèces, fixez-les en place au sein de chaque chambre à l’aide d’attaches (p. ex., Velcro).
    1. Recueillir 300 mL d’eau toutes les 15 min pendant 2 h. filtre séparément à l’eau de débordement et l’eau des deux ensembles de chambres de contrôle par l’intermédiaire de filtres prépesés (c.-à-d., 3 filtres par point dans le temps). Rincer les filtres avec environ 5 mL de formiate d’ammonium isotonique tandis que les filtres sont toujours sur le collecteur de filtration.
    2. Retarder l’apparition de la collection du dépôt de la collection de l’eau par la longueur de la durée du transit intestin moyen qui a été déterminée comme décrit à l’article 4 du protocole. Par exemple, si le temps de transit moyen tube digestif était de 1 h, commencer le prélèvement de l’eau dès que les mollusques bivalves dans les chambres alimentation ouvrez. Après 1 h, désactivez les chambres de tous des fèces et des pseudofèces qui ont été produites et, ensuite, commencent la collection de toutes les selles subséquentes et de pseudofèces.
      1. Les bivalves, les chambres de l’alimentation et les conteneurs de transport en commun gut pour augmenter le nombre de mollusques bivalves qui s’ouvrent pour se nourrir de l’ombre.
    3. Recueillir les fèces et des pseudofèces séparément avec une pipette de verre et garder le biodépôts dans un récipient séparé (fiole ou tube) pour chaque bivalve tout au long de la période de collecte de 2 h. Filtrer les biodépôts dans chaque conteneur individuellement sur un filtre prépesé et rincez-les avec 5 mL de formiate d’ammonium isotonique.
      Remarque : À la fin de la collection de 2 h, il y aura 16 conteneurs par les fèces recueillies et 16 avec pseudofèces recueillies, pour un total de 32 conteneurs pour filtrer.
    4. Stocker les filtres dans les boîtes de Pétri ou étouffés d’aluminium pour le transport au laboratoire. Si sourd de papier d’aluminium est utilisé pour le transport, tout d’abord plier les filtres en deux, avec le matériau du filtre à l’intérieur du pli, pour éviter toute perte de filtré matériau au contact de la feuille. Rangez tous les filtres dans une glacière avec de la glace.
    5. En laboratoire, sécher tous les filtres dans le four à 60 ° C pendant au moins 24 h.
    6. Repeser chaque filtre à l’aide d’une balance analytique. Soustraire le poids initial du poids final de déterminer la matière particulaire totale.
    7. Brûlez tous les filtres dans le four à moufle à 450 ° C pour 4 h. Retirer les filtres de la fournaise, transférez-les dans un dessiccateur et permettre les filtres revenir à température ambiante. Peser à nouveau les filtres sur une balance analytique. Soustraire le poids du filtre brûlée du poids secs filtre pour déterminer les particules inorganiques.
      Remarque : Les particules de la matière organique est la différence entre la matière particulaire totale et les particules inorganiques.

Representative Results

La méthode de la biodéposition pour quantifier les bivalves d’alimentation est bien établie et fournit un mécanisme pour obtenir des données complètes sur la filtration et alimentation de bivalves à l’aide de seston naturel dans un environnement de domaine. Les demandes antérieures de la méthode de la biodéposition pourraient être menées uniquement aux endroits axés sur la rive parce que la méthode nécessite une plate-forme stable. L’étude de filtration bivalve et se nourrir dans les eaux de mer nécessite des mesures basées sur le navire, et les navires ne sont pas assez stables dans même les conditions plus calmes. Nous avons conçu et testé l’ajout d’une table de cardan pour appareils de filtreurs existants, pour créer la plate-forme stable nécessaire pour utiliser correctement la méthode de la biodéposition.

Ainsi que la plate-forme stable pour les bivalves filtrer, nous présentons des données démontrant une distribution de particules même dans des chambres individuelles au sein de l’appareil alimentaire (p = 0,997 d’une généralisation du test de Welch pour 20 % garnis de moyens23 ; La figure 4). Cette répartition uniforme de la matière en suspension indique que la livraison des particules dans le réservoir de tête aux chambres individuelles est conforme ; ainsi, tous les mollusques bivalves sont exposés à la même quantité de nourriture et de la qualité et peuvent être considéré comme vrai réplique.

Figure 4
Figure 4 : moyenne abondance de cellules dans chaque chambre de l’alimentation lors des essais de distribution de particules des chambres vides. Ce panneau indique le nombre moyen de phytoplancton cellules/mL (± SD) dans l’eau de mer prélevé dans le tube de sortie de chaque chambre d’alimentation (étiqueté 1-20) au cours des essais d’assurance qualité afin d’assurer une répartition égale des particules dans le système d’écoulement. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Quatre des essais ont été effectués avec trois espèces de moules dans trois endroits très différents seston quantité et composition (Figure 5). Les différentes espèces étudiées peuvent potentiellement être, ou sont actuellement en cours, d’élevage en mer ; Nous avons utilisé plusieurs espèces de tester l’applicabilité générale de l’appareil. Moules bleues (Mytilus edulis) ont été utilisées dans la première expérience de Connecticut (CT) et dans le Massachusetts (MA). Moules cannelés (Geukensia demissa) ont été utilisées dans la seconde expérience de CT. La moule méditerranéenne (Mytilus galloprovincialis) ont été utilisée dans l’expérience de la Californie (CA). Deux expériences ont été réalisées dans CT côtier, dans Long Island Sound, à 1,5 km au large de Milford sur 12 juin 2013 et le 19 juin 2013. La troisième expérience a été menée dans MA côte, dans son vignoble, 1 km au large de Menemsha sur 23 juillet 2013. La quatrième expérience a été menée en mer CA, 10 km au large de Long Beach le 20 août 2013.

Les conditions à ces trois endroits couvrent la gamme de ce qui devrait se produire dans les environnements offshore en cours d’évaluation à la conchyliculture. La matière particulaire totale de l’eau était la plus élevée en CT, plus bas dans MA et le plus bas en CA (tous p≤ 0,001 d’une généralisation de la procédure de T3 de Dunnett moyens parés et un bootstrap -t technique23). En revanche, la teneur en matières organiques de la seston était la plus élevée en CA, plus bas dans MA et le plus bas à CT (tous p≤ 0,01 d’une généralisation de la procédure T3 de Dunnett moyens Paré et un bootstrap -t technique23; La figure 5).

Figure 5
Figure 5 : Composition et la quantité de la matière particulaire dans l’eau des trois sites expérimentaux. Ce panneau montre la moyenne matière organique particulaire (POM) (± SD ; données et erreur barres en gris) et la moyenne de particules inorganiques (PIM) (± écart-type ; données dans les bars en noir blanc et erreur) de l’eau recueillie à 3 différents sites expérimentaux. La pleine barre (gris + blanc) indique la matière particulaire totale (MPT). CT 1 = Connecticut expérience 1 ; CT 2 = Connecticut expérience 2 ; MA = Massachusetts expérience ; CA = expérience de Californie. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Comportement alimentaire chez les bivalves, c’est les espèces dépendantes et dépend des conditions environnementales. Individus ajuster leur comportement alimentaire selon les différences dans la quantité et le type (organique et inorganique), des particules dans l’eau. Ainsi, les résultats des quatre expériences filtreurs de trois emplacements reflètent les deux la réponse physiologique en plastique pour l’alimentaire en quantité et qualité, ainsi que des différences espèces dans trois des quatre expériences. L’efficacité d’absorption moules était significativement plus élevée dans la première expérience de CT que dans le second et plus haut dans la première expérience de CT que CA, mais toutes les autres paires de comparaisons n’étaient pas significatives, probablement une conséquence de la forte variabilité observée dans les deux la MA et les mesures de CA (la signification testés à α = 0,05, ajusté au contrôle pour plusieurs tests ; d’une généralisation de la procédure de T3 de Dunnett pour moyens taillées et une technique de bootstrap -t ; 23figure 6). La proportion de matières filtrée qui a été rejetée était la plus élevée en CT, plus bas dans MA et était nulle en CA (tous p≤ 0,005 d’une généralisation de la procédure de T3 de Dunnett moyens Paré et un bootstrap -t technique23).

Figure 6
Figure 6 : rejet de la matière particulaire totale et l’absorption des matières organiques par les moules dans les essais à bord d’un navire. Ce panneau indique le pourcentage de rejet et d’absorption (± SD) par les moules dans trois sites expérimentaux. CT 1 = Connecticut expérience 1 ; CT 2 = Connecticut expérience 2 ; MA = Massachusetts expérience ; CA = expérience de Californie. Moules bleues (Mytilus edulis) ont été utilisées chez CT 1 en MA. Moules cannelés (Geukensia demissa) ont servi à la CT 2. La moule méditerranéenne (Mytilus galloprovincialis) ont été utilisée dans CA. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Les expériences dans MA et CA a illustré les problèmes courants qui peuvent survenir au cours de l’évolution des conditions environnementales. L’état de la haute mer a entraîné une forte variabilité relative à la teneur organique mesurée des pseudofèces dans MA.

Figure 7
Figure 7 : teneur en matière organique de l’eau, des fèces et des pseudofèces dans les trois sites expérimentaux. Ce panneau indique le pourcentage moyen de la matière organique (± SD) dans l’eau et des fèces et des pseudofèces de trois espèces de moules dans les quatre différentes expériences effectuées en 3 endroits. CT 1 = Connecticut expérience 1 avec moules bleues (Mytilus edulis) ; CT 2 = Connecticut expérience 2 avec moules cannelés (Geukensia demissa) ; MA = Massachusetts expérience avec des moules bleues ; CA = expérience de Californie avec la moule méditerranéenne (Mytilus galloprovincialis). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Problèmes d’analyse généralement associés à des zones de faibles particules ont été illustrées dans résultats de comportement d’alimentation de CA, où quelques petites pseudofèces trompait initialement pour les fèces.

Figure 8
Figure 8 : effets de la mauvaise identification de biodépôts sur les données de comportement alimentaire depuis les moules dans les essais à bord d’un navire. Ce panneau montre les données de l’exemple de la Californie, montrant l’effet d’identifie par erreur petites selles comme pseudofèces dans un environnement de (TPM)-total-particules faible. Dans ce cas, le module de plateforme sécurisée a été trop faible pour déclencher une production pseudofèces, mais les selles étaient si petites que certains ont confondu avec pseudofèces. Les données ont été corrigées en combinant les poids de fèces et de « pseudofèces » et en calculant seulement la voie de l’ingestion. CR = taux de clairance, la quantité d’eau qui circule dans les branchies des moules (L/h) ; FR = taux de Filtration, la quantité de particules retenues dans les branchies (mg/h) ; AR = taux d’Absorption, la quantité de particules ingérées qui est absorbé dans le système digestif des moules (mg/h). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Études de cas illustrés à la Figure 7 et Figure 8 sont expliqués plus en détail dans la section « Discussion ».

Discussion

Différentes approches ont été utilisées pour étudier la filtration et l’alimentation des bivalves dans le laboratoire et le terrain. Mesures effectuées lors de l’utilisation de seston naturel produira alimentation tarifs plus semblables à ceux de l' environnement naturel24. Les dispositifs d’alimentation portables existants pour mesure bivalve alimentation25,26 reposent largement sur une plate-forme stable, comme la terre ou un quai fixe ; par conséquent, quantifier les bivalve filtration et alimentation dans le domaine, jusqu'à présent, est limité à des eaux de très près des côtes. Les nouveaux appareils et la méthode présentée ici représentent un outil fiable pour quantifier la performance alimentation de mollusques bivalves dans les eaux du large où les interactions entre les bivalves et l’environnement ont été mal décrites.

Les étapes critiques au sein de l’application au large de la méthode de la biodéposition incluent ce qui suit : (1) l’aération du réservoir principal et l’étalonnage des débits dans toutes les chambres alimentation pour assurer une distribution de particules même pour les bivalves ; (2) une détermination précise de la durée du transit intestinale expérimentale avant la collecte des biodépôts ; (3) l’identification, la séparation et la collection complète de toutes les fèces et des pseudofèces produites par les bivalves, y compris la collection d’assez biodépôts à dépasser la limite de détection pour les particules organiques et inorganiques. Des débits élevés sont indispensables pour éviter la recirculation de l’eau dans les chambres d’alimentation, ce qui peut augmenter le phénomène de la baisse de concentration de nourriture due on18,25,27,28.

L’identification précise et la séparation des fèces et des pseudofèces peuvent être difficiles dans des environnements offshore. La collecte des fèces et des pseudofèces dans les eaux du Massachusetts est probablement affectée par houleuse au cours de la dernière heure de la mesure. Mesures à l’aide de cette méthode seront contraint par l’état de la mer, affectant la capacité des cueilleurs à proprement dissocier et distinguer avec précision les fèces, pseudofèces et autres matières particulaires (c.-à-d.limon ou particules) déposés au les chambres de l’alimentation. Ce problème expérimental peut être observé dans les données qui en résulte, où la teneur en matières organiques des pseudofèces a une plus grande variabilité dans les résultats du Massachusetts que de deux autres endroits (Figure 7).

Emplacements avec des particules très faible, comme la Californie, présentera un défi analytique, parce que les particules recueillies dans cette expérience a été très proche de la limite de détection, même si les 2 L d’eau a été filtrée pour chaque échantillon d’eau. La méthode de quantification les contributions organiques et inorganiques à la matière particulaire totale est basée sur le bilan massique ; ainsi, près de la limite de détection de petites erreurs analytiques peuvent entraîner physiologiquement impossibles coquillages alimentant les résultats, tels que les taux de rejet ou de la marge négatives. Les données résultant de ce type d’erreur et la correction appropriée, sont illustrées dans la Figure 8, qui trace la valeur moyenne pour le taux de clairance, le débit de filtration et le taux d’absorption de l’expérience de la Californie. Les quantités de matières fécales ont été tellement faible à cet endroit que certains étaient erronés pour pseudofèces par le dépôt de la municipalité. Les très petites quantités de « pseudofèces » recueillies étaient extrêmement proche de la limite de détection de poids, et les données résultantes ont donné négatifs coquillages filtration et alimentation de données pour plusieurs répétitions, ce qui est physiologiquement impossible et, par conséquent, de toute évidence incorrecte. Particules à proximité de la limite de détection a également donné une forte variabilité globale pour cette mesure. Ces résultats pourraient être causés par une erreur dans l’appréciation des filtres mais, plus est sans doute en raison de l’identification erronée des pseudofèces. La dernière possibilité était étayée par l’observation que la matière particulaire totale de l’eau était trop faible pour déclencher des pseudofèces production22,23. Les données ont été corrigées en ignorant les données incorrectes pseudofèces et en calculant seulement la voie de l’ingestion (Figure 8).

L’appareil pour quantifier la suspension bivalve d’alimentation à l’aide de la méthode de la biodéposition à bord d’un bateau peut être modifiée et adaptée à plusieurs espèces de bivalves. La taille des chambres alimentation peut varier légèrement pour tenir compte des coquilles bivalves plus larges ou plus étroites. Il est important de noter, toutefois, que la modification des dimensions des chambres alimentation de celles décrites ici nécessitent que la distribution des particules même dans l’ensemble de la chambre d’alimentation est établie avant d’effectuer toute mesure. Le volume d’eau filtrée doit être réglé selon les conditions locales. Basse-seston environnements tels que la Californie exigent un plus grand volume d’eau filtrée pour dépasser la limite de détection pour l’analyse axée sur le poids. Dans le même temps, si trop d’eau est filtrée, puis bouchent les filtres et le temps de séchage (pas de température) dans le four doit être augmentée. De même, la collection de dépôt peut doivent être prolongés dans les environnements de faible-seston de recueillir suffisamment d’éléments pour dépasser la limite de détection analytique. Un autre indicateur d’une collection de dépôt problématique est la teneur organique relative de l’eau contre les pseudofèces et les fèces. Fèces et des pseudofèces ne contienne pas un pourcentage beaucoup plus élevé de matières organiques que l’eau ; ils sont un produit des particules de l’eau filtrées et traitées. Sous certaines conditions, la teneur en matières organiques de la biodépôts peut être légèrement supérieure à celle de l’eau en raison de l’investissement organique que les bivalves faire pour traiter les particules alimentaires ; Cependant, cet investissement, tout au plus, produira une légère hausse dans les matières fécales matières organiques. Le pourcentage de matière organique indiqué ici est bien supérieure au pourcentage qui pourrait être attribué à la perte fécale métabolique. Les échantillons de pseudofèces du Massachusetts illustrent ce problème potentiel. La teneur en matières organiques des pseudofèces était très variable, comme indiqué plus haut, mais quelques-unes des répliques a donné la teneur en matière organique qui dépassait largement celle des échantillons d’eau correspondante. Il est possible que lors de la grosse mer de la dernière heure de la collection de dépôt, pseudofèces ont été combinées avec des matières organiques exogènes, qui artificiellement augmenté la teneur en matières organiques et ont donné des résultats physiologiquement impossibles (Figure 7) . Si les États de haute mer sont une possibilité probable à l’avenir il est recommandé d’applications de cette méthode, l’ajout de plusieurs répétitions à travers des chambres de complément.

Une limitation de la méthode, c’est que cet appareil est conçu pour quantifier l’alimentation des individus adultes. La collection précise et complete des fèces et des pseudofèces de bivalves graine est difficile en raison de l’exiguïté des selles (pseudo) et nécessiterait beaucoup plus longues expériences pour obtenir suffisamment de matière pour dépasser la limite de détection analytique. Si les petits individus sont utilisées, plusieurs pourraient être regroupés dans une chambre d’augmenter le taux de production de fèces et des pseudofèces par chambre. Par ailleurs, les appareils pourraient être repensés avec des chambres beaucoup plus petites expérimentale. L’état des conditions météorologiques et de mer peut-être également être des limitations importantes, car ces affecte la précision de la collecte d’échantillons de dépôt. Pluie et des températures extrêmes peuvent réduire le nombre de répétitions bivalves qui se nourrissent. La profondeur à laquelle l’eau pompes sont déployés peut-être varier entre les expériences afin d’assurer le seston utilisé dans les expériences reflètent le seston typique de la profondeur à laquelle se produira la culture des bivalve. Malgré ces obstacles potentiels, la méthode offre l’occasion unique d’étudier la filtration et l’alimentation des mollusques bivalves dans des conditions naturelles, avec seston naturel, par opposition à des conditions simulées en laboratoire. Les données générées sont beaucoup plus réalistes que les expériences en laboratoire et plus susceptibles de faire ressortir la performance de mollusques bivalves à l’emplacement d’intérêt. La nouvelle méthode pour effectuer des mesurages de bord considérablement élargit la portée géographique potentielle.

L’intérêt croissant pour la mytiliculture offshore présente un groupe d’utilisateurs idéal pour de futures applications de cette méthode. Intéressées dans l’optimisation de l’implantation des nouvelles opérations de l’aquaculture offshore peuvent utiliser cette approche pour examiner la performance de bivalve aux emplacements proposés. Est un exemple d’application qui est prévu pour tester des hypothèses sur les profondeurs optimales pour une culture en suspension bleu-moules dans les eaux côtières au large de la southern New England (Mizuta et Wikfors, dans la revue).

Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Les auteurs aimerait NEFSC et la NOAA Fisheries Service Bureau de l’Aquaculture pour le financement. Les auteurs sont reconnaissants envers leurs académiques et de partenaires de l’industrie, Scott Lindell, spécialiste de la recherche à l’Institut océanographique de Woods Hole et de Phil Cruver, CEO de Catalina Sea Ranch, qui a arrangé et donnait accès aux zones de culture du moule au large. Le travail n’aurait pas possible sans les plates-formes de travail suivantes ; R/V Captain Jack détenue par Catalina Sea Ranch, R/V Gemma appartient et est géré par le laboratoire de Biologie Marine, et le R/V Victor Loosanoff exploité par NOAA Fisheries, Northeast Fisheries Science Center. Nous remercions également les capitaines de bateau Jim Cvitanovich et Bill Klim pour leur expertise. Werner Schreiner a fourni son expertise technique dans la conception et de fabrication cadres, tableau de cardan et citerne de ballast liquide, réservoir de tête et chambres expérimentales.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
GF/C glass microfibre filters Whatman 1822-025 25 mm diameter circles
Submersible Utility Pump Utilitech PPSU33 1/3 HP
Filtration manifold Sterlitech 313400 3-place manifold, PVC
Filter forceps Millipore XX6200006P
Filter funnel Ace Glass D140942 300 ml; glass
Frit support Fisher Scientific 09-753-14 25mm diameter; glass
Vacuum Filter Holders Fisher Scientific 09-753-4 For 25mm filter funnels and frit supports
Drying Oven Fisher Scientific 15-103-0503 Gravity convection
Box Furnace Oven ThermoFisher Scientific BF51794C
Ammonium formate Fisher Scientific A666-500
Tetraselmis sp. National Center for Marine Algae and Microbiota 119 strains of Tetraselmis sp. are available for sale by NCMA, and specific strain should be selected based on temperature of planned experiments. As such, we have not recommended a specific catalog number here.
Glass petri dish Fisher Scientific 08-747A 60 mm diameter

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Pauly, D., Zeller, D. Catch reconstructions reveal that global marine fisheries catches are higher than reported and declining. Nature Communications. 7, 10244 (2015).
  2. Diana, J. S. Aquaculture production and biodiversity conservation. BioScience. 59, (1), 27-38 (2009).
  3. Gallardi, D. Effects of bivalve aquaculture on the environment and their possible mitigation: a review. Fisheries and Aquaculture Journal. 5, 105 (2014).
  4. Newell, R. I. E. Ecosystem influences on natural and cultivated populations of suspension-feeding bivalve molluscs: A review. Journal of Shellfish Research. 23, (1), 51-61 (2004).
  5. Lindahl, O., Kollberg, S. Can the EU agri-environmental aid program be extended into the coastal zone to combat eutrophication. Hydrobiologia. 629, (1), 59-64 (2009).
  6. Rose, J. M., Bricker, S. B., Tedesco, M. A., Wikfors, G. H. A role for shellfish aquaculture in coastal nitrogen management. Environmental Science & Technology. 48, (5), 2519-2525 (2014).
  7. McKindsey, C. W., Thetmeyer, H., Landry, T., Silvert, W. Review of recent carrying capacity models for bivalve culture and recommendations for research and management. Aquaculture. 261, (2), 451-462 (2006).
  8. Cheney, D., Langan, R., Heasman, K., Friedman, B., Davis, J. Shellfish culture in the open ocean: lessons learned for offshore expansion. Marine Technology Society Journal. 44, (3), 55-67 (2010).
  9. Shumway, S. E. Shellfish aquaculture and the environment. Wiley-Blackwell. Chichester, UK. (2011).
  10. Dame, R. F. Ecology of marine bivalves: An ecosystem approach. CRC Press. Boca Raton, FL. (2011).
  11. Bayne, B. L., et al. Feeding behaviour of the mussel, Mytilus edulis: responses to variations in quantity and organic content of the seston quantity and organic content of the seston. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 73, (4), 813-829 (1993).
  12. Ward, J. E., Shumway, S. E. Separating the grain from the chaff: particle selection in suspension- and deposit-feeding bivalves. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 300, (1-2), 83-130 (2004).
  13. Heck, K. L. Jr, Valentine, J. F. The primacy of top-down effects in shallow benthic ecosystems. Estuaries and Coasts. 30, (3), 371-381 (2007).
  14. Prins, T. C., Smaal, A. C., Dame, R. F. A review of the feedbacks between bivalve grazing and ecosystem processes. Aquatic Ecology. 31, (4), 349-359 (1998).
  15. Ferreira, J. G., Saurel, C., Lencarte e Silva, J. D., Nunes, J. P., Vazquez, F. Modelling of interactions between inshore and offshore aquaculture. Aquaculture. 426, 154-164 (2014).
  16. Stevens, C., Plew, D., Hartstein, N., Fredriksson, D. The physics of open-water shellfish aquaculture. Aquacultural Engineering. 38, (3), 145-160 (2008).
  17. Iglesias, J. I. P., Urrutia, M. B., Navarro, E., Ibarrola, I. Measuring feeding and absorption in suspension-feeding bivalves: an appraisal of the biodeposition method. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 219, (1-2), 71-86 (1998).
  18. Riisgård, H. U. On measurement of filtration rates in bivalves - the stony road to reliable data: review and interpretation. Marine Ecology Progress Series. 211, 275-291 (2001).
  19. Møhlenberg, F., Riisgård, H. U. Efficiency of particle retention in 13 species of suspension feeding bivalves. Ophelia. 17, 239-246 (1978).
  20. Shumway, S. E., Cucci, T. L., Newell, R. C., Yentsch, C. M. Particle selection, ingestion, and absorption in filter-feeding bivalves. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 91, (1-2), 77-92 (1985).
  21. Velasco, L. A., Navarro, J. M. Feeding physiology of two bivalves under laboratory and field conditions in response to variable food concentrations. Marine Ecology Progress Series. 291, 115-124 (2005).
  22. Galimany, E., Ramón, M., Ibarrola, I. Feeding behavior of the mussel Mytilus galloprovincialis (L.) in a Mediterranean estuary: A field study. Aquaculture. 314, (1-4), 236-243 (2011).
  23. Wilcox, R. R. Understanding and applying basic statistical methods using R. John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. (2017).
  24. Velasco, L. A., Navarro, J. M. Feeding physiology of two bivalves under laboratory and field conditions in response to variable food concentrations. Marine Ecology Progress Series. 291, 115-124 (2005).
  25. Filgueira, R., Labarta, U., Fernández-Reiriz, M. J. Flow-through chamber method for clearance rate measurements in bivalves: design and validation of individual chambers and mesocosm. Limnology and Oceanography Methods. 4, 284-292 (2006).
  26. Grizzle, R. E., Greene, J. K., Luckenbach, M. W., Coen, L. D. A new in situ method for measuring seston uptake by suspension-feeding bivalve molluscs. Journal of Shellfish Research. 25, (2), 643-649 (2006).
  27. Riisgård, H. U. On measurement of filtration rates in bivalves - the stony road to reliable data: review and interpretation. Marine Ecology Progress Series. 211, 275-291 (2001).
  28. Newell, C. R., Wildish, D. J., MacDonald, B. A. The effects of velocity and seston concentration on the exhalant siphon area, valve gape and filtration rate of the mussel Mytilus edulis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 262, (1), 91-111 (2001).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics