Расширенный визуализации легких самонаведения человека лимфоцитов в экспериментальной модели Vivo аллергические воспаления, основанный на свет лист микроскопия

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Здесь представлен протокол позволяет характеристика самонаведения емкости легких первичного человека лимфоцитов в естественных условиях воспалительные условиях. Легких инфильтрации восприимчивую передаваемых человека иммунокомпетентных клеток в мышиной модели аллергические воспаления может образы и количественно микроскопии флуоресцирования свет лист химически очищенной легочной ткани.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Schulz-Kuhnt, A., Zundler, S., Grüneboom, A., Neufert, C., Wirtz, S., Neurath, M. F., Atreya, I. Advanced Imaging of Lung Homing Human Lymphocytes in an Experimental In Vivo Model of Allergic Inflammation Based on Light-sheet Microscopy. J. Vis. Exp. (146), e59043, doi:10.3791/59043 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Подавляющее ткани накопление высоко активации иммунных клеток представляет отличительной чертой различных хронических воспалительных заболеваний и стала привлекательным терапевтического клинического управления пострадавших пациентов. Для дальнейшей оптимизации стратегии, направленные на терапевтические регулирования инфильтрации патологически несбалансированным ткани про воспалительных иммунных клеток, он будет иметь особое значение для достижения улучшения идеи в конкретных заболеваний и органа самонаведения свойства периферических лимфоцитах. Здесь описаны экспериментальный протокол позволяет отслеживать накопление легкого дневно обозначенные и восприимчивую передаются лимфоцитах человека в контексте папаин индуцированной воспаления легких. В отличие от стандартных анализов в пробирке часто используется для анализа миграции иммунных клеток и хемотаксис параметр теперь введено в естественных условиях учитывает легких специфические аспекты организации ткани и влияние комплекса воспалительных сценарий, происходящие в живом организме мышиных. Кроме того микроскопических изображений трехмерных поперечного сечения флуоресценции свет лист не только представить количественные данные о проникают в клетки иммунной системы, но также изображает шаблон локализации иммунных клеток в воспаление легких. В целом мы в состоянии внедрить инновационные техники высокого значения для иммунологических исследований в области хронических воспалительных легочных заболеваний, которые могут быть легко применены следуя предоставленного шаг за шагом протокол.

Introduction

Классический воспалительные заболевания легких, такие как аллергическая астма и хроническая обструктивная болезнь легких (ХОБЛ), хорошо известны управляться путем увеличения найма активированных лимфоцитов в легочной ткани1,2. Лимфоцит выпущена цитокинов (например, Ил-4, Ил-5, IL-9, IL-13, ИФН γ и TNF-α) далее содействовать хемотаксис врожденного и адаптивного иммунных клеток, побудить фиброзных сократимость реконструкции или непосредственно повреждения паренхимы легких2. До настоящего времени основные механизмы, ответственные за патологического накопления лимфоцитов в легочной ткани еще не понял полностью. По аналогии с импринтинг ткани селективный Т-клеток, описанные для кожи и кишки самонаведения, легочной дендритных клеток (DCs) способны очевидно премьер периферийные клетки T для проникновения преференциальных легких, по крайней мере частично через индукции CCR4 выражение на поверхности лимфоцитов3. Помимо CCR4 проникают в дыхательные пути Т-клетки характеризуются особенно увеличение выражение хемокиновых рецепторов CCR5 и CXCR3, по сравнению с Т-клеток в периферической крови1,4,5. В целом, существующих данных в соответствии с концепцией легких самонаведения Т-лимфоцитов при физиологических или воспалительные условиях предполагает целый ряд различных хемокиновых рецепторов и их соответствующих лигандов и таким образом в решающей степени зависит тесно контроль взаимодействия между врожденного и адаптивного иммунные клетки1. Особенно на начальном этапе патогена или аллерген воздействия клетки иммунной системы отвечают стимуляции TLR или IgE опосредованной cross-linking немедленного освобождения различные chemoattractants, как LTB4, CCL1, CCL17, CCL22, CCL20, CXCL10 и ПГД2в1,6,7. Как яркий пример взаимодействие между ПГД2 и хемотаксического рецептора CRTh2 как известно, имеют особое значение для хемотаксис Th2 клетки и таким образом появилась как многообещающие терапевтические цели в клиническому ведению астмы. Действительно у пациентов с умеренной астмы показали улучшение симптомов и значительное увеличение объема принудительного выдоха в одну секунду (ОФВ1) после лечения с селективный антагонист CRTh2, по сравнению с группой плацебо8 ,9. В состоянии более продвинулись воспалительной реакции уже набранных Т-клетки способны далее усиливать легочной лимфоцитов накопления через выпуск Ил-4 и IL-13 как мощные стимулы для легких DCs. Впоследствии эти врожденной клетки миелоидного производный вверх регулируют выражение CCL17 и CCL22 в STAT6-зависимых образом1,10,11.  Хотя сложность описан сценарий по-прежнему препятствует полное понимание Т-клеток легких самонаведения, он предлагает множество молекулярных целей для элемента потенциально оптимизированный лечебный воспалительным или аллергическим легочных заболеваний. Таким образом существует настоятельная необходимость новаторских экспериментальных методов, которые способны далее углублять и дополнить наши знания в области хемотаксис Т-клеток и легких самонаведения.

С тем, что легких самонаведения лимфоцитов в организме человека влияют несколько сотовых, гуморальный и физических параметров1, большинство существующих экспериментальных методов не способны модели всю сложность этой иммунологические процесса. Вместо этого многие стандартные протоколы анализа легких самонаведения выборочно сосредоточиться на конкретном аспекте участвующих в каскад лимфоцитов притяжения, адгезии, миграция и удержание. Помимо чисто описательного определения мРНК белка или выражению интегринов и хемокиновых рецепторов на лимфоцитах периферической или проникают в легких и дополнительные измерения соответствующих хемокиновых уровней в крови, Бронхоальвеолярный лаваж (BAL) или легочной ткани12,13,14,15, установившаяся в пробирке клеток культуры анализы позволяют функциональная характеристика лимфоцитов адгезию и хемотаксис После определенных экспериментальных условиях16,17,18. В принципе статические в пробирке адгезии анализов контролировать связывающая способность культурной лимфоциты эндотелиальной монослоя или стеклянных скольжениях покрытые рекомбинантным эндотелиальной адгезии молекулы (например, MAdCAM-1, VCAM-1), то время как стандарт в пробирке хемотаксис анализов обычно применяются для того, чтобы количественно оценить способность лимфоцитов мигрируют вдоль хемокиновых градиент в системе transwell19. Оба в пробирке параметры позволяют контролируемых перестройки и модуляции экспериментальных условиях, но с другой стороны отсутствуют важные переменные, известный критически воздействия на в-vivo хемотаксис и адгезии лимфоцитов. Преимущественно статические клетки культуры игнорировать влияние сдвига, вызванных постоянным крови поток19 и потенциально пренебрегать участия окружающих иммунологические окружение и взаимодействующих-лимфоцит иммунных клеток, Оба представляют в живом организме. Для того, чтобы преодолеть эти ограничения, интерпретацию результатов, приобретенных в статических в пробирке хемотаксис или присоединение анализы требуют дальнейшего проверки в динамических адгезии экспериментов под поток условий20,21 и в в VIVO модели воспалительных орган патологии19. Действительно важные выводы о регулировании Т-клеток легких самонаведения воспалительным или аллергическим условиях от животных исследования анализа генетически изменены мышей в определенных моделей различных легочных заболеваний3, 22 , 23. количественные сравнения легких, проникнув лимфоцитов между wildtype мышей и мышей с дефицитом для конкретных генов интерес представляет устоявшихся и широко используемый инструмент для определения воздействия конкретных сотовых пути или рецепторов на болезнь управляемый характер распределения Т-клеток. Однако в отличие от к до обсуждения в пробирке клеток культуры анализов, Дизайн исследования, основанные на классических моделях животных не хватает возможности для анализа и мониторинга первичных человеческих клеток T непосредственно вытекает из крови или бал пациентов, страдающих от воспалительных легких болезни. Таким образом она по-прежнему остается сложным функционально проверить ли диагностически указанного легкое заболевание способна запечатлеть лимфоцитах человека для преференциального легких тропизма и насколько клинические параметры могут повлиять на этот сценарий. Недавно очень элегантный подход в естественных условиях была введена в контексте воспалительные заболевания кишечника (IBD), который был в состоянии преодолеть большую часть этих ограничений и открыла новые возможности для передовых исследований трансляционного на кишечные лимфоцитов самонаведения24 . Воспользовавшись протоколов для очистки ткани на основе растворителя, следуют поперечного сечения свет лист флуоресцентной микроскопии как мощный инструмент визуализации, можно было визуализировать проникновения и распространения восприимчивую передаваемых человеческих клеток T в кишечнике colitic иммунодефицитных мышей24. В частности, этот экспериментальный параметр реализованы две главные нововведения: (1) основного человеческого иммунные клетки могут быть проанализированы в экспериментально определенных условиях в естественных условиях; (2) довольно большой площади больного органа (около 1,5 х 1,5 см) может отражаться в высоким разрешением качества, следуют 3D-реконструкции. Кроме того некоторые недавние исследования успешно установлено использование ткани на основе растворителя очистки и микроскопии флуоресцирования свет лист как важные инструменты для передовых легких изображений25,26. Для того, чтобы выгоду от этого технологического прогресса в области легких иммунологии, мы сейчас приняли системы для анализа легких самонаведения.

Здесь представлены протокол предусматривает поэтапное введение как для очистки и дневно этикетке первичной человека T клетки для передачи в мышей с индуцированного легочного воспаления и, Кроме того, подробно описывает процесс последующего света-листа флуоресценции микроскопических изображений, включая подготовку орган и обработки изображений. В целом мы надеемся на поддержку будущих трансляционного исследования в области воспалительным или аллергическим легочных заболеваний путем введения сложных, но тем не менее возможно, Экспериментальная модель для мониторинга самонаведения легких человека лимфоцитов на условиях, в естественных условиях.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Эксперименты с участием животных были проведены в соответствии с протоколами, утвержденных соответствующими местными властями в Эрлангене (Regierung фон Унтерфранкен, Вюрцбург, Германия). Мышей были размещены при определенных условиях возбудителя бесплатно. Сбор крови человека был одобрен местной этического Комитета и институциональных Наблюдательный Совет Университета Эрланген-Нюрнберг. Каждый пациент дал письменное информированное согласие.

1. вызвать воспаление аллергические легких у мышей

Примечание: Как описано в предыдущих исследований27, следующая экспериментальная процедура позволяет, вызывая воспаление аллергических дыхательных путей у мышей и, соответственно, вызывает накопление врожденного и адаптивного иммунные клетки в поле Бал. В мышей C57BL/6J был создан описывается протокол, но принятие других стандартных инбредных штаммов должно быть возможным.

Смотрите Рисунок 1A для резюме в естественных условиях экспериментальной процедуры.

  1. Анестезировать мышей внутрибрюшинной инъекцией кетамина/Ксилазина.
    Примечание:
    использовать только мышей C57BL/6J старше 6 недель и массой тела по крайней мере 16 g.
    1. Подготовка раствора кетамина/Ксилазина в PBS (12 мг/мл кетамина; Ксилазина 1,6 мг/мл) и определить точный вес мышей.
    2. Придать первая мышь с 8 мкл/г веса раствора кетамина/Ксилазина внутрибрюшинно и подтвердите глубокой анестезии через отсутствие рефлекс щепотку лапы прежде чем приступить к шаг 1.3.
  2. Свеже Подготовьте 5 мг/мл папаин в PBS. Медленно Пипетка 10 мкл (50 мкг) папаин раствора в ноздрю. Тщательно контролировать мышь до пробуждения.
  3. Повторите шаги с 1.1 и 1.2 для всех мышей, включены в эксперимент. Выполните шаги 1.1 – 1.3 на три дня подряд.

2. очистить и дневно обозначить человека периферической крови CD4 клеток T+

Примечание: Процесс клетки в стерильных условиях.

  1. Сбор 18 мл крови полного человека от периферических вен. Чтобы выбрать часть мононуклеаров периферической крови (КСДОР) выполните Ficoll-Hypaque градиентного центрифугирования.
    Примечание: Сбор и анализ первичного человеческого материала должны быть утверждены местными властями этические. Только человек с адекватной медицинской квалификации разрешено собирать кровь от периферических вен.
    1. Сбор крови в Этилендиаминтетрауксусная кислота (ЭДТА)-содержащих monovettes (1,6 мг ЭДТА/мл крови) для того, чтобы избежать коагуляции.
      Факультативного: Используйте Баффи пальто крови, побочный продукт донорства крови, обогащенный в лейкоцитах, вместо полного венозной крови.
    2. Передача крови в конической 50 мл трубки и разбавить 1:2 в-фосфатный буфер (PBS). Аккуратно добавить 10 мл Ficoll-среды (плотность 1,077 г/мл) как нижний слой под разбавленной крови. Центрифугуйте образцы (800 x g 15 мин при комнатной температуре без тормозов).
    3. Осторожно извлеките трубку из центрифуги и передачи КСДОР содержащих интерфаза в новые конические 50 мл трубки. Отказаться от верхнего и нижнего слоя. Заполните КСДОР содержащих трубки с PBS и центрифуги (300 x g 10 мин при температуре 4 ° C). Удалите супернатант.
      Примечание: При необходимости при необходимости, выполните лизис оставшихся эритроцитов. Аккуратно добавьте 3 мл буфера lysis (ACP) аммония хлорид калия (хлорид аммония 155 мм; 19 мм калия водорода карбонат и 0.68 мм ЭДТА рН 7.27) Пелле ресуспензированы клеток и вихревой образца. Встряхните трубы 3 мин. Чтобы удалить буфер lysis ACP, добавьте 40 мл PBS и центрифуги (300 x g 10 мин при температуре 4 ° C). Выбросите супернатант.
  2. Очистить CD4 клеток+ T через микрошарики CD4.
    Примечание: В общем, есть несколько дистрибьюторов магнитных микрошарики для очистки человека CD4+ клетки, которые должны привести к сопоставимые уровни чистоты клеток. Выбор продукта должны основываться на индивидуальных предпочтений. Следующие действия протокола (2.2.2–2.2.7) настраиваются для определенного продукта microbead CD4 и соответствующего разделения столбцов как далее указано в Таблица материалов. Некоторые модификации протокола может потребоваться в случае, что выбран альтернативный продукт microbead CD4.
    1. Ресуспензируйте КСДОР Пелле в минимум 80 мкл PBS, содержащий 0,5% плода бычьим сывороточным (ФБС) и 2 мм ЭДТА (PBS/FBS/ЭДТА буфер) на 107 КСДОР. Использование начального населения около 30 х 106 КСДОР для конца вверх с приблизительно6 3 x 10-6 x 106 очищенного человека CD4+ T клетки.
    2. 20 мкл CD4 микрошарики на 107 КСДОР, осторожно перемешать и проинкубируйте втечение 20 мин при 4 ° C. Заполните трубу с PBS/FBS/ЭДТА буфера (охлаждением до 4 ° C) и центрифуги (300 x g 10 мин при температуре 4 ° C). Удалите супернатант.
    3. Поместите разделения столбца в магнитном поле. Промойте столбец с 3 мл PBS/FBS/ЭДТА-буфера. Ресуспензируйте Пелле клеток в 500 мкл PBS/FBS/ЭДТА буфера (охлаждением до 4 ° C) и передачи суспензию клеток на столбце промыть разделения внутри магнитного поля.
    4. Промойте разделения столбцов три раза с 3 мл PBS/FBS/ЭДТА-буфера (охлаждением до 4 ° C) и отменить очищенные сточные воды.
    5. Удалите столбец разделение из магнитного поля и поместите его в 15 мл. Элюировать CD4+ часть клеток в 5 мл PBS/FBS/ЭДТА буфера с помощью плунжера.
    6. Заполните трубу с PBS и центрифуги (300 x g 10 мин при температуре 4 ° C). Удалите супернатант. Повторите этот шаг Стиральная дважды.
    7. Определите количество приносят клетки стандартным методом выбора (например, Нойбауэр палата).
  3. Ярлык CD4 клеток+ T с распространением краска люминесцентные клеток.
    1. Ресуспензируйте CD4+ T-клеток в PBS (вплоть до 107 кл/мл; не используйте меньше, чем 500 мкл PBS).
    2. Приготовляют раствор 6 мкм пролиферации красный свет возбудимых клеток красителя (см. Таблицу материалы) в PBS (предварительно разогретую до комнатной температуры). Смешайте это решение 1:2 с до подготовил суспензию клеток и вихревой тщательно (3 мкм конечная концентрация).
    3. Проинкубируйте втечение 10 мин при 37 ° C (защищенный от света). После этого, добавьте пять томов RPMI среды, содержащие 10% FBS и инкубировать в течение 5 минут на льду (защищенный от света).
    4. Мыть помечены клетки три раза в RPMI средних с 10% FBS (центрифуги на 300 x g 10 мин при температуре 4 ° C). Ресуспензируйте помечены клетки в PBS, хранить на льду и защищать от света до использования.
      Примечание: Длительное хранение клеток (> 60 мин) может отрицательно сказаться на выживание клетки.
      Факультативного: Определить чистоту CD4+ сотовый дроби и эффективность процедуры маркировки подачей cytometry. Ресуспензируйте 0,5 x 106 до 1 x 10-6 CD4+ клеток в 100 мкл буфера (1% FBS, 2 мм ЭДТА в PBS) и добавить антитело против человека CD4 в сочетании с Люминесцентная краска выбора. Инкубируйте 30 мин при 4 ° C. Добавьте 1 мл буфера и центрифуги (300 x g 10 мин при температуре 4 ° C). Выбросите супернатант. Продолжить с измерением потока гранулярных образца (представитель результат изображен на рисунке 1B, C).

3. восприимчивую передачи человека CD4+ T-клеток в папаин облученных получателя Mmice

Примечание: Смотрите Рисунок 1A для резюме в естественных условиях выполнена экспериментальная процедура. Переноса клеток через один день после последнего интраназального введения папаин.

  1. Отрегулируйте подвеска дневно обозначенные человека CD4+ T клетки (шаг 2.3.4) к концентрации 1 x 107 кл/мл в PBS. Заполнить 100 мкл суспензии клеток в 1 мл/30 G-шприц.
  2. Осторожно поместите первый папаин облученных C57BL/6J мышь (шаги 1.1 – 1.3) в удерживающего устройства для инъекции Вену хвост. Используйте подготовленный шприц (шаг 3.1) для прокола Вены хвост и медленно залить 100 мкл суспензии клеток, содержащих 1 х 106 ярлык человека CD4+ клеток. Сразу не вытащить иглу, после инъекции, но ждать еще 5 секунд для того, чтобы предотвратить сброс суспензию клеток.
  3. Отпустите кнопку мыши из удерживающего устройства и приступить к следующему животного. Сохраните по крайней мере один папаин облученных животных, которые не проходят передачи с дневно обозначенные клетки в качестве отрицательного контроля для микроскопии флуоресцирования свет лист.

4. Подготовьте легочной ткани для микроскопии флуоресцирования свет лист

Примечание: Следующие шаги выполняются 3 ч после передачи дневно помечены клетки человека (шаг 3.2). Описанные экспериментальной процедуры, включая заготовки из легочной ткани, фиксации и ткани на основе растворителя очистки были адаптированы в настоящее время описано протоколы24,28.

  1. Пожертвуйте мыши вдыханием двуокиси углерода (C02).
  2. Perfuse легких на месте с PBS, содержащих 5 мм ЭДТА.
    1. Откройте грудной клетки через разрезания вдоль грудины подвергать сердце. Пунктата правого желудочка с 21 G канюля подключен к катетер.
    2. Откройте левого желудочка, резки и тем самым позволит кровь и перфузии жидкость для выхода. Медленно perfuse легких с 20 мл ледяной PBS, содержащих 5 мм ЭДТА через катетер.
  3. Чтобы выполнить на месте крепления легких, не удалить катетер из правого желудочка. Медленно perfuse легких с 2 мл ледяной параформальдегида 4% (PFA) решена в PBS. Удаление катетера и канюли.
    Примечание: PFA-основанные на месте крепления легочной ткани представляет устоявшихся техника для того, чтобы подготовить мышиных легочной ткани для последующего анализа микроскопических29,30.
    ОСТОРОЖНОСТЬЮ: PFA токсичных и обрабатываться под капотом с осторожностью.
  4. Заполните легких с 0,75% агарозном на месте.
    1. Подготовить 0,75% агарозы в PBS и держать его твердых при 50 ° C в термо шейкер до использования. Удаление слюнные железы мыши, вырезать sternohyoid мышц и разоблачить трахеи, двигая щипцы под.
    2. Перемежать подвергаются трахеи с иглой 30 G и заменить его катетером тупым 30 G для предотвращения дальнейших повреждений трахеи, что приводит к нежелательной утечки агарозы. Уплотнение стыке вставить катетер и трахеи, применением иглодержателя.
      Факультативного: Комбинат, здесь описывается процедура с бал коллекции для анализа проникли клетки человека в бал, как недавно описана в деталях31 (см. Рисунок 2E для представителя результаты).
    3. Тщательно заполните дыхательных путей с 0,75% агарозном (охлаждается до температуры тела) через катетер до полного разворачивается легких; ждать до полного затвердевания агарозы. Удаление катетера и тщательно урожай легких потемнело 2-мл пробирку, заполнены с 4% PFA.
  5. Для дополнительной фиксации инкубации образца в 4%, PFA решена в PBS в течение 2 ч при температуре 4 ° C под непрерывной ротации (31/мин).
  6. Обезвоживания тканей, впоследствии инкубации образца под непрерывной ротации (31/мин) при 4 ° C 50% этанола (рН 9), 70% этанола (рН 9) и 100% этанола; Каждый шаг по крайней мере 4 часа. В конце выполните второй инкубации в свежих 100% этанола за 4 ч.
  7. Выполните на основе растворителя очистки ткани с помощью этилового метилэкгоина (ECi). Таким образом передача образца в ECi. Инкубируйте на ночь при комнатной температуре (под постоянной ротации), до тех пор, пока ткань появляется полупрозрачный (см. рис. 1D для представителя изображений).
    Примечание: Образцы, хранящиеся в ECi при комнатной температуре (защищенный от света) являются стабильными в течение нескольких недель до месяцев.

5. Выполните микроскопии флуоресцирования свет лист Wwhole мышиных долей легких

Примечание: Пожалуйста, смотрите Таблицу материалов для деталей на свет лист флуоресцентным микроскопом и соответствующее программное обеспечение, на которых основаны следующие шаги. Сопоставимых систем других производителей, однако, может использоваться также с изменениями конкретного разработчика следующих протокола. Прежде чем начать, ознакомьтесь с Микроскоп конкретные инструкции по эксплуатации и следуйте инструкциям технических ответственным лицом на сайте.

  1. Настройка Микроскоп свет лист.
    1. Включите свет лист микроскоп и откройте соответствующий изображений на компьютере. Заполнить образец камеры с отфильтрованной ECi (100 мкм фильтр) и поместите его в своей позиции между лазерных лучей.
    2. Используйте небольшое падение органических растворителей stable клея придерживаться легких для держателя образца. Чтобы сохранить как можно меньше глубина необходимые проникновения света-листов, установите доли легких вертикально. Далее Поместите держатель образца в своей камере.
    3. При использовании ECi как очистка реагент, установите преломления цели до 3,5.
  2. Настройте параметры на Микроскоп свет лист для выявления клеток человека в контексте всего органа.
    1. Выберите требуемый лазеры (Фильтр для измерения > активировать флажки требуется лазеров) и выбрать соответствующие интенсивностей в программное обеспечение управления (лазерной передачи управления > Используйте ползунок, чтобы установить лазерного света > применить). Используйте возбуждения волны 488 нм (525/50 фильтр) для обнаружения autofluorescent легочной ткани и 640 Нм (680/30 фильтр) для возбуждения клеток человека обозначено с Флюорофор, излучающих в красной области спектра.
    2. Сосредоточиться на образце возбужденных в 488 нм и адаптировать фокус через инструмент «хроматической коррекции» на возбуждения волны 640 Нм (Используйте ползунок, чтобы задать хроматической коррекции > применить).
    3. Выберите соответствующий масштаб; Используйте малое увеличение обзор (например, 6.3 x) чтобы определить общее распределение помеченных клеток в легочной ткани и увеличенного изображения (например, 32 x) для подробного локализации.
    4. Выберите ширину листа равномерно выяснения весь орган или конкретный раздел интереса (Оптика > Используйте ползунок, чтобы задать ширину листа; обычно между 20-40%). Определить числовой апертуры листа (NA) с выше NA, создавая более четкие изображения (Оптика > Используйте ползунок, чтобы установить лист NA; для мышиных легких доли, расширил ее физиологической размера NA 0,025% часто может быть использован).
    5. Выберите количество света листов для использования под «дополнительные измерения параметров». В случае двунаправленной освещения, слияние левой и правой свет листы для создания образа содержанием однородно подсветкой (Дополнительно > слияния lightsheets > выберите режим наложения > использовать ползунки для определения совпадения обоих свет листы).
      Примечание: Рекомендуется воспользоваться двунаправленный освещение образца с тремя свет листов каждый.
      Факультативного: Для дальнейшего повышения качества изображения, используйте операцию динамического фокуса. Это позволяет переместить фокус в x направлении во время захвата изображений.
    6. Определите начальное и конечное положение z стек, чтобы быть измерены и задать размер шага до 5 мкм (xyz таблицы Z > Сканировать диапазон).
      Примечание: Начальную и конечную позиции z-стека зависят от размера и позиционирования доли легких в зале образца. Однако около 300 – 800 z стеки обычно приобретаются для одного легкого лепестка (размер шага 5 мкм).
    7. Сохранение файлов с помощью «Автосохранение настройки» и начать измерения для захвата изображения. После окончания сбора данных Очистите держатель ECi загрязненных образцов и камеры под проточной водой.
      Примечание: Используйте те же параметры для изображения несколько легких лопастями, которые должны сопоставляться потом.

6. пост обработка изображений и количественная оценка накопленных легкого клеток человека

Примечание: Пожалуйста, смотрите Таблицу материалов для деталей после обработки изображений программное обеспечение для 3D анализа, на которых основаны следующие шаги. Однако также могут использоваться альтернативные после визуализации программного обеспечения.

  1. Загрузить первое изображение z-стека (активировать кнопку surpass, файл > Открыть > выберите изображение) для того, чтобы инициировать открытие всех других изображений выбранного z стека и их автоматическая 3D реконструкции.
  2. Чтобы обеспечить правильное отображение x, y и z измерения, проверьте voxel размеров и корректировать их в случае необходимости (Редактировать > Свойства изображения > вручную ввести voxel размер). Для размера voxel z введите выбранный размер шага между двумя изображениями (здесь 5 мкм).
  3. Отображение каждого канала в собственный цвет (Редактировать > Показать настройку экрана). Нажмите на каждый канал, один за другим, чтобы определить цвет по выбору (в рисунке 2A, B, C, D аутофлюоресценция сигнал отображается в сером цвете и помечены человека CD4+ клеток в красном).
  4. Регулировка интенсивности, уровень черного и контрастности для каждого канала (Редактировать > Показать настройку экрана) с использованием треугольников в Швеллер или введя точные цифры в настройках канала. Для регулировки интенсивности используйте прямоугольный треугольник. Для черный регулировка уровня используйте левый треугольник и для регулировки контраста, используйте среднего треугольника.
    Примечание: Использование легких производным от мышь управления без передачи (шаг 3.3) ячейки для различения конкретных человеческих клеток, полученных сигналов и неспецифическим фон.
  5. Для количественного определения помеченных клеток в легочной ткани использовать «добавить новые пятна» в панели инструментов и выберите пропустить автоматическое создание, редактирование вручную для ручной клеток подсчета.
    Примечание:
    в качестве альтернативы используйте автоматическое ячейку подсчета инструмент под «места». Однако ручной подсчет позволяет различать сигналы конкретные и неспецифическим более точно.
    1. Чтобы сравнить накопления клеток человека через различные образцы, определить куб легких с определенного тома с использованием 3D режущего инструмента (Редактировать > обрезать 3D) (здесь 813 мкм x 813 мкм x 1,000 мкм).
    2. Для подсчета накопленных ячейки выберите 640 Нм канала и определить «радиус шкалы» 10 мкм. Затем нажмите на «редактировать», проверьте «выберите» в меню указатель и Марк каждой ячейки с точкой через shift клик с левой кнопкой мыши. Найти общее количество подсчитанных клеток, отображается в статистике.
      Примечание: Настоятельно рекомендуется рассчитывать несколько кубов за доли легких (здесь пять) для обеспечения достоверности результатов и компенсации отбора ученый зависимых подсчитанных легких тома (количественная оценка стратегии и представитель результаты изображены в Рисунок 2D).
  6. Захват изображения с помощью инструмента «снимок» и/или принимать видео с помощью инструмента «анимация». Сохранить файлы как файлы .ims скорректированы (Файл > Экспорт).
    Примечание: Для представителя целей Показать или скрыть рамку, установив или сняв кадр на панели инструментов. Кроме того, дисплей фото либо как проекция максимальной интенсивности (ПМС) (инструментов > Громкость > режим > проверить MIP) или использовать «поверхности режим» (инструментов > Добавить новые поверхности). «Поверхности режим» должно быть активировано отдельно для каждого канала, чтобы выделить ткани архитектуры и/или клеток органов (представитель изображения показаны на рис. 2C).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Представленные протокол описывает экспериментально мыши модель, которая позволяет мониторинга и количественной оценки накопления восприимчивую передаваемых человеческий Т-лимфоцитов в легких через свет лист флуоресцентной микроскопии. Рисунок 1 A обеспечивает Схематический обзор в естественных условиях шагов экспериментальный график. Для того чтобы гарантировать надежные результаты, это существенное значение для обеспечения хорошего качества из изолированных и дневно помечены человека CD4+ T клеток, которые будут впоследствии переведены на мышей. Как репрезентивно изображены в Рисунок 1B, C, выше описанная процедура для обогащения на основе microbead клеток и последующих флуоресценции маркировка обычно приводит к cytometrically потока определяется CD4+ Т-клеток чистоты > 95% и успешные флуоресценции маркировки всех CD4+ T клетки. Качество и глубину света лист флуоресцентной микроскопии в решающей степени зависит от соответствующего класса очистки ткани. Как показано в рисунке 1D, здесь прикладной протокол на основе ИСРС ткани очистка смог гарантировать высокий уровень прозрачности органа, указав соответствующий успешный показатель преломления. Наконец представитель общий результат описанных экспериментальный протокол в виде полностью обработанный свет лист флуоресценции микроскопии изображений проявляется в рисунке 2B, C, D и Дополнительного видео. Сигнал autofluorescent (отображается серым цветом) обеспечивает полезный инструмент для визуализации анатомическое строение легких. Красный сигнал легких представляет собой накопленные человека CD4+ T клетки. Количественная оценка изображений микроскопии флуоресцирования света листа позволяет определить общее количество легких накапливается человека CD4+ T клетки в определенной области воспаленную легочной ткани. Стратегия для количественной оценки человеческих клеток инфильтрата иллюстрируется в рисунке 2E. (Необязательно) потока гранулярных обнаружения дневно помечены клетки в пределах бал получателей мышей, как показано на рисунке 2F, может использоваться как дополнительный метод для того, чтобы подтвердить успешное ткани миграции восприимчивую переданы CD4+ T клетки. Кроме того, переданные человеческих клеток T для избирательного накопления в воспаление легких тканей в здесь описанных экспериментальных параметр отдает предпочтение далее подтверждается тем фактом, что человеческий CD4+ T клетки не может быть получен в слизистой оболочке кишечника получателей животных, как изображены на рисунке 2Б (правая панель).

Figure 1
Рисунок 1 : Схематичный обзор процесса в естественных условиях экспериментальных. (A) легких аллергические воспаления мышей C57BL/6J индуцированных вдыхание папаин (50 мкг/мышь) на три дня подряд (d0, d1 и d2). На следующий день (d3), свежую изолированы и дневно помечены человека CD4+ T клетки восприимчивую были переведены в мышей через инъекции Вену хвост. После еще три часа мышей были принесены в жертву, затем на месте перфузии и фиксации легких. Наконец легкие были описаны и далее анализируются ex vivo микроскопии флуоресцирования свет лист. При необходимости бал могут быть собраны до легких эксплантация для выполнения расширенных ex vivo анализ успешно extravasated и миграции клеток человека. (B) представитель гистограммы, подтверждающие чистоту изолированных CD4+ Т-клеток дроби как определяется проточной цитометрии. Клетки запятнана античеловеческие CD4 антитела или изотипа управления отображаются в черный и серый, соответственно. (C) представитель гистограммы, подтверждающие эффективность Маркировка флуоресцирования человека CD4+ клеток до приемных передачи. (D) представитель изображения перфузии мышиных легких доли до и после очистки с ECi. FI, интенсивности флуоресценции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Figure 2
Рисунок 2 : Представитель анализ легких накопления человеческого CD4 клеток+ в контексте воспаление легких в vivo. Человека CD4+ клетки были изолированы от периферической крови с использованием градиентного центрифугирования последовал шаг магнитной очистки на основе microbead плотность. Человека CD4+ клетки были помечены с помощью распространения краситель красный свет возбудимых клеток и вводят внутривенно в папаин облученных мышей C57BL/6J. После трех часов мышей были принесены в жертву для сбора и дальнейшего анализа легочной ткани через свет лист флуоресцентной микроскопии. (A) представитель обзор 3D реконструкции мышиных, папаин подвергаются легочной ткани (серый) через три часа после внутривенной инъекции помечены человека CD4 клеток+ (красный) отраженные света лист флуоресценции микроскопии. (B) легочной ткани получателя мыши три часа после передачи ячеек, как обзор или высокое увеличение сегмента (левая панель). Проверено человека CD4+ клетки могут быть визуализированы как красные сигналы и либо были изображены в оверлей с сигналом аутофлюоресценция легочной ткани или как одноканальный изображение. Для того, чтобы подтвердить специфика обнаруженного сигнала, управления легочной ткани без передачи внутривенно клеток служил отрицательный контроль (средняя группа). В отличие от легочной ткани, не обозначенные человека CD4+ клетки (красный) могут быть обнаружены в подвздошной кишки же получателя мыши (правая панель). (C) пост обработки изображений позволяет анализ одного кусочка ткани легких, а также поколения 3D реконструкций весь орган сегмента, что может быть либо представлено как проекция максимальной интенсивности (MIP) или в поверхности режиме. Представитель образы изображены. (D) количественная оценка стратегии иллюстрируется образцово же легких как уже изображены в рисунке 2A. Определенных кубах анализируемого легкого сегмента были отобраны и количество CD4 человека+ клетки (красный) был количественно в каждом кубе. Результаты впоследствии выполненных количественной (события/813 мкм x 813 мкм x 1,000 мкм куб) указаны как среднее ± SEM. (E) как дополнительную опцию, обнаружение потока гранулярных дневно обозначенные человека Т-клеток в BAL получателей животных может быть для подтверждения успешного ткани накопленных человека CD4+ T клетки. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Supplementary Video
Дополнительные видео: Представитель видео последовательности показаны накопленных человека CD4 клеток+ в мышиных легочной ткани. 3D-реконструкции мышиных легкого отображения накопленных человека CD4+ (красный) в контексте клетки легочной ткани (серый) три часа после внутривенного введения в Вену хвост. Изображения отображаются в виде ПМС в начале и в поверхности режиме в конце. Изображения были приобретены через свет лист флуоресцентной микроскопии и обработаны после обработки изображений программное обеспечение для 3D анализа. Пожалуйста нажмите здесь, чтобы посмотреть это видео. (Правой кнопкой мыши для загрузки.)

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Здесь описаны экспериментальной установки обеспечивает возможность контролировать самонаведения емкости легких первичных человеческих иммунных клеток при воспалительных процессов в естественных условиях и таким образом уместно дополняет классическом исполнении в пробирке адгезию и хемотаксис анализов. Принимать во внимание особенности конкретных анатомический орган легкя, важные аспекты иммунных клеток, самонаведения (включая хемотаксис и клеток распределения в рамках органа-мишени), а также клинической значимости и передачи полученных данных, мы взяли преимущество три ключевых характеристики: (1) анализ первичных клеток человека внутри живого организма мышиных; (2) при посредничестве папаин индукции воспаления легких; и (3) свет лист флуоресцентной микроскопии очищается легочной ткани.

Хотя функциональные исследования восприимчивую передают человека иммунные клетки в мышиных живого организма может быть ограничена в некоторых аспектах благодаря потенциально соответствующие несовместимости в рецептор лиганд взаимодействий между мышей и мужчин, Общая концепция гуманизированные мыши моделей была создана успешно, как важный экспериментальный инструмент в области трансляционной медицины в течение последних десятилетий24,,3233,34,35 . По сравнению с классической модели животных, исследования гуманизированные мышей предлагают преимущество непосредственно анализировать пациента производные иммунные клетки в сценарий в естественных условиях и, таким образом, чтобы определить функциональные изменения, типография в конкретной болезни32, , 36-37. Что касается актуальности потенциальных несоответствий между определенные рецепторы на поверхности человека иммунных клеток и их соответствующих мышиных лигандами или наоборот, бывший исследования уже показали, что человека CD4+ T клетки способны эффективно взаимодействовать с мышиных сцепления молекул MAdCAM-1 и VCAM-1, которые представляют важную лигандов для лимфоцитов при посредничестве Интегрин самонаведения32. Соответственно миграция intravascularly передаваемых иммунных клеток человека в мышиных кишки ткани могут успешно быть заблокирован в естественных условиях лечение с клинически используется α4β7 Интегрин антитела vedolizumab32. Однако, даже в случае конкретных рецептор лиганд взаимодействия отношение может показать полное несоответствие человека/Мурина, он предположительно можно будет преодолеть это ограничение, генной инженерии и, к примеру, трансгенных гиперэкспрессия соответствующих человека лиганд, фактор роста, цитокинов или рецепторов в мышиных организм33,35.

Как значительное влияние хронического воспаления на местных секрецию chemokines эндотелиальные экспрессии молекул адгезии и последующее накопление лимфоцитов была описана в многочисленных публикациях38,39 40 ,, выбор подходящей экспериментальной модели воспаления легких представляет собой критический шаг хотя установление выше описывается протокол и может быть адаптирован зависит от клинической контекста каждого индивидуального исследования. Здесь выбранного параметра воспаления легких аллергических папаин представляет хорошо описано Экспериментальная модель, которая основана на локально администрируемый хвоща протеазы папаин способность раздражать эпителия дыхательных путей и триггера последующие версии alarmins27,,4142. Интересно, что причиной развития астмы в людей как хорошо43известен случайное экспозиция папаин. Иждивенец на ингаляционные дозы папаин, подвергаются мышей шоу накопление врожденного и адаптивного иммунных клеток и повышенные уровни 2 типа цитокинов в легких27. В то время как дозы эскалации оказался результат в расширение нтус (классический гистологические явление ХОБЛ) и разрушение стенок кровеносных сосудов с последующим кровотечением, вмеру дозировки расписания отправился вместе с выдающихся легочная эозинофилия и таким образом передразнил гистологические важной особенностью человека астмы27. Поскольку наша цель состояла в том, чтобы использовать эту экспериментальную модель для создания воспалительных контекста для анализа легочной иммунных клеток самонаведения, мы тщательно пытались избежать папаин индуцированного повреждения кровеносных сосудов, которые в противном случае может привести к unphysiological кровоподтек иммунных клеток человека из-за нарушенной целостности эндотелия. Соответственно мы выбрали промежуточное дозе 50 мкг папаин на мышь в день в протоколе описаны выше. Хотя развитие папаин индуцированной воспаления дыхательных путей происходит также в отсутствии B и Т-лимфоцитов, легких, внедряясь в адаптивной иммунной клетки, как известно, значительно повлиять на ход болезни27,42. К примеру регулирующих Т-клетки могут быть определены как мощным регуляторы папаин индуцированной сократимость эозинофилия27. В перспективе, активное участие легочной лимфоцитов в патогенезе воспалительных папаин облученных мышей подразумевает, что выше описанных протокол может кроме позволяют анализировать функциональные возможности восприимчивую переведены и успешно накопленные легких человека иммунные клетки для модуляции патологии легких (например, через поток гранулярных приобретение Эозинофильный отсчетов в BAL). Кроме того дополнительно выполняемых интраназального введения отдельных болезни отношение человека chemokines просто до передачи внутрисосудистого клеток может позволяют проанализировать влияние этих гуморальных медиаторов на процесс легкого самонаведения различных человека иммунных клеток населения в обстановке в естественных условиях. Кроме того можно изучить эффект ингибиторов на процессе самонаведения легких и, впоследствии, на воспалительные легких патологии.

Особое преимущество здесь введен экспериментальной процедуры является точного отслеживания и локализации легкого проникновения иммунных клеток человека на high-end изображений качество света лист флуоресцентной микроскопии. Недавние исследования уже показали, что технику микроскопии флуоресцирования света лист представляет собой ценный экспериментальный инструмент для анализа кишечной иммунной клетки самонаведения в трансляционной IBD исследований и возможность преодолеть основные ограничения обычные иммунофлюоресценции микроскопии и потока цитометрии24,32. Хотя анализ основан на обычных микроскопии, обычно ограничиваются очень небольшой и потенциально не представитель области органа и потока цитометрии не принимать во внимание аспект организации ткани вообще, свет лист микроскопии флуоресцирования химически очищенной ткани позволяет глубина увеличение проникновения без крупных потерь резолюции и таким образом 3D-реконструкции участков довольно большой орган (вплоть до 1,5 х 1,5 см)24,28,-44. Конечно качество и достоверность приобретенных 3D реконструкций критически зависит от производительности очистки ткани. В параметре здесь описано, мы включили несколько принятых версии недавно опубликованного протокола на основе ИСРС ткани, очистка44. По сравнению с другими хорошо организованной стратегии для ткани на основе растворителя, очистка26,45,46, протокол на основе ИСРС сочетает в себе преимущества отличным очистки свойства, низкая токсичность используется Реагенты и умеренное время требование44. Как стандартные свет лист флуоресцентной микроскопии способность решить лучших тканевых структур как альвеолярного капилляров до сих пор ограничен даже под оптимальная очистка условий28, может как-то бывает трудно надежно дифференцировать между внутрисосудистого и уже extravasated иммунные клетки. Включение дополнительных стандарта на основе флуоресценции кровеносного сосуда пятнать в здесь описывается протокол наиболее вероятно не сможет полностью преодолеть это ограничение. Таким образом исследования с особым упором на поведение иммунные клетки в легких микроциркуляции или их диапедез может преференциально учитывать недавно опубликованных и очень элегантный протокол для прижизненной легких изображений на основе 2-Фотон микроскопия47. В этой экспериментальной обстановке, грудной окно был имплантирован в наркотизированных и вентилируемых мышей, через которые стабилизированный легких может контролироваться резонансного сканирования модуль 2-Фотон микроскопии, позволяя высоким разрешением изображений во всем дыхательного цикла по сохранившимся вентиляции и перфузии47,48. Эта технология успешно применяется в различных исследованиях и смог визуализировать например биогенеза внутрилегочного тромбоцитов и легких вход циркулирующих опухолевых клеток49,50. Однако, помимо требования о сложных инструментальных оборудования (например, системы вентиляции мыши) и необходимость обширных инвазивных манипуляций в живых животных (имплантация грудной окна и прижизненной микроскопии) основные ограничения Этот живой легких микроскопии системы является проникновение замкнутых z-axis. Поверхности изображений выполненных легких только позволяет анализировать Наружная 100 мкм subpleural легких тканей47,48. Зависит от научной контекста, может быть ценную возможность для реализации 2-Фотон микроскопии explanted легких как дополнительную процедуру в выше описанной протокол. Анализируя же легкого сначала 2-Фотон микроскопии и потом микроскопии флуоресцирования свет лист может представлять стратегию для получения количественных обзор распределения и локализации иммунных клеток человека в течение мышиных легких ( свет лист флуоресцентной микроскопии) и в то же время, получить более подробную информацию в сотовой или микрососудистой процессы (2-Фотон микроскопия). Действительно 2-Фотон микроскопии мышиных трахеи эксплантов представляет создан изображений инструмент для анализа поведения иммунных клеток в контексте экспериментально индуцированных легких воспаления51,52. Вместо того, чтобы визуализировать мелких легочных капилляров, успешного проникновения кровоподтек и легких тканей передаваемых человеческих клеток T в нашей экспериментальной модели также может быть доказано путем обнаружения дневно обозначенные клетки человека в BAL получателя животных через проточной цитометрии, как образцово изображен на рисунке 2E. В целом анализ клеточных отсека бал представляют устоявшихся метод для характеристики легочной иммунных клеток приток в контексте воспалительных заболеваний дыхательных31. Наконец еще одна стратегия гранулярных потока для количественной оценки кровоподтек восприимчивую передаваемых иммунных клеток в легочной ткани был описан Галкина et al. (2005)53 и потенциально может сочетаться с протокола описаны здесь. В исследовании, Галкина et al., одноразовой внутривенной инъекции конъюгированных флуоресценции анти CD8 антитела незадолго до резекция легких привели к исключительной и полной маркировки до переданы CD8+ T клетки в легких сосудистые отсека, а уже extravasated CD8+ T-клеток в пределах легкого интерстиция, оставалась незапятнанной. Последующий анализ в естественных условиях помечены легочной иммунных клеток были выполняемых потока cytometrically после переваривания ex vivo легких тканей53. Конечно процесс пищеварения ткани означает, что отменил анатомические разделение между интра - и внесосудистой легких отсек, и, таким образом, существует общий риск ложного маркировки интерстициальных иммунных клеток из-за утечки антитела между обеими средами. Этот риск может только быть уменьшиты, выполняя ткани пищеварение присутствии насыщения количество немеченого антитела53 или, потенциально, заменив анализ потока гранулярных микроскопии флуоресцирования свет лист, который делает возможным чтобы полностью избежать разрушения структуры ткани.

В резюме, здесь представлен сочетанием в естественных условиях самонаведения дневно обозначенные первичной иммунных клеток и последующих свет лист флуоресцентной микроскопии возможность надежно определить, количественно и локализовать человека иммунные клетки легких накапливается в экспериментально мыши модель воспаления легких.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

М.ф. Нейрат были служил советником для Pentax, Джулиани, MSD, Abbvie, Янссен, Такэда и Boehringer. Остальные авторы не раскрывают любого конфликта.

Acknowledgments

Авторы с благодарностью признаем, финансирование DFG совместных научно-исследовательских центров SFB 1181 и TRR 241. Оптических изображений центра Эрлангена (ОНИС) и в частности Ральф Палмисано, Филипп Tripal и Тина Fraaß (проект Z2 DFG CRC 1181) признал экспертов техническую поддержку для света лист флуоресценции микроскопических изображений.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Agarose NEEO Ultra Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany 2267.4
AlexaFlour594 anti-human CD45 antibody BioLegend, San Diego, USA 304060
Ammonium chloride Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany K2981
Cannula 21 G Becton, Dickinson and Company, Franklin Lakes, USA 301300
Cell proliferation dye eflour670 eBioscience Inc., San Diego, USA 65-0840-85
CD4 MicroBeads, human Miltenyi Biotech GmbH, Bergisch-Gladbach, Germany 130-045-101
EDTA (ethylenediaminetetraacetic acid) Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany 8043.1
Potassium-EDTA blood collection tube, 9 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 21066001
Ethly cinnamate (ECi) Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany 112372-100G
Ethanol ≥ 99.5% (EtOH) Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany 5054.3
FBS (fetal bovine serum) Good Forte PAN-Biotech GmbH, Aidenbach, Germany P40-47500
Filter 100 µm  VWR International Germany GmbH, Darmstadt, Germany 732-2758
Imaris Image Analysis Software 9.0.2 Bitplane AG, Zurich, Switzerland n.a.
ImspectorPro software Abberior Instruments GmbH, Göttingen, Germany n.a.
Ketamin  Inresa Arzneimittel GmbH, Freiburg, Germany 3617KET-V
LaVision UltraMicroscope II LaVision BioTec GmbH, Bielefeld, Germany n.a.
MACS MultiStand Miltenyi Biotech GmbH, Bergisch-Gladbach, Germany 130-042-303
Multifly cannula 20 G Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 851638035
30 G needle B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Hessen, Germany 9161502
Neubauer counting chamber neoLab Migge GmbH, Heidelberg, Germany C-1003
Pattex Glue Henkel AG & Co, Düsseldorf, Germany PSK1C
LS column Miltenyi Biotech GmbH, Bergisch-Gladbach, Germany 130-042-401
Lymphocyte Separation Media (Density 1,077 g/mL) anprotec AC-AF-0018
Papain Merck 1,071,440,025
PBS Dulbecco (phosphate buffered saline) Biochrom GmbH, Berlin, Germany L182-10
PerCP/Cy5.5 anti-human CD4 BioLegend, San Diego, USA 317428
PerCP/Cy5.5 mouse IgG2b, κ isotype Ctrl BioLegend, San Diego, USA 400337
PFA (paraformaldehyde) Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany 0335.1
Potassium hydrogen carbonate Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany P7481
Serological pipette 10 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 86.1254.001 
Syringe 1 mL B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Hessen, Germany 9166017V
Syringe 5 mL Becton, Dickinson and Company, Franklin Lakes, USA 260067
Syringe 20 mL Becton, Dickinson and Company, Franklin Lakes, USA 260069
Tube 1.5 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 72,706,400
Tube 2 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 72.695.400 
Tube 2 mL, brown Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 72,695,001
Tube 15 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 62.554.502 
Tube 50 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 62.547.254 
QuadroMACS Separator Miltenyi Biotech GmbH, Bergisch-Gladbach, Germany 130-090-976
Xylazin (Rompun 2%) Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany KPOBD32

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Medoff, B. D., Thomas, S. Y., Luster, A. D. T cell trafficking in allergic asthma: the ins and outs. Annual Review of Immunology. 26, 205-232 (2008).
  2. Baraldo, S., Lokar Oliani, K., Turato, G., Zuin, R., Saetta, M. The Role of Lymphocytes in the Pathogenesis of Asthma and COPD. Current Medicinal Chemistry. 14, (21), 2250-2256 (2007).
  3. Mikhak, Z., Strassner, J. P., Luster, A. D. Lung dendritic cells imprint T cell lung homing and promote lung immunity through the chemokine receptor CCR4. Journal of Experimental Medicine. 210, (9), 1855-1869 (2013).
  4. Thomas, S. Y., Banerji, A., Medoff, B. D., Lilly, C. M., Luster, A. D. Multiple chemokine receptors, including CCR6 and CXCR3, regulate antigen-induced T cell homing to the human asthmatic airway. Journal of Immunology. 179, (3), 1901-1912 (2007).
  5. Katchar, K., Eklund, A., Grunewald, J. Expression of Th1 markers by lung accumulated T cells in pulmonary sarcoidosis. Journal of Internal Medicine. 254, (6), 564-571 (2003).
  6. Wu, Z., et al. Mast cell FcepsilonRI-induced early growth response 2 regulates CC chemokine ligand 1-dependent CD4+ T cell migration. Journal of Immunology. 190, (9), 4500-4507 (2013).
  7. Hart, P. H. Regulation of the inflammatory response in asthma by mast cell products. Immunology, Cell Biology. 79, (2), 149-153 (2001).
  8. Bice, J. B., Leechawengwongs, E., Montanaro, A. Biologic targeted therapy in allergic asthma. Annals of Allergy & Asthma & Immunology. 112, (2), 108-115 (2014).
  9. Barnes, N., et al. A randomized, double-blind, placebo-controlled study of the CRTH2 antagonist OC000459 in moderate persistent asthma. Clinical & Experimental Allergy. 42, (1), 38-48 (2012).
  10. Medoff, B. D., et al. CD11b+ myeloid cells are the key mediators of Th2 cell homing into the airway in allergic inflammation. Journal of Immunology. 182, (1), 623-635 (2009).
  11. Oeser, K., Maxeiner, J., Symowski, C., Stassen, M., Voehringer, D. T. T cells are the critical source of IL-4/IL-13 in a mouse model of allergic asthma. Allergy. 70, (11), 1440-1449 (2015).
  12. Freeman, C. M., Curtis, J. L., Chensue, S. W. CC chemokine receptor 5 and CXC chemokine receptor 6 expression by lung CD8+ cells correlates with chronic obstructive pulmonary disease severity. The American Journal of Pathology. 171, (3), 767-776 (2007).
  13. Kallinich, T., et al. Chemokine-receptor expression on T cells in lung compartments of challenged asthmatic patients. Clinical & Experimental Allergy. 35, (1), 26-33 (2005).
  14. Vasakova, M., et al. Bronchoalveolar lavage fluid cellular characteristics, functional parameters and cytokine and chemokine levels in interstitial lung diseases. Scandinavian Journal of Immunology. 69, (3), 268-274 (2009).
  15. Campbell, J. J., et al. Expression of chemokine receptors by lung T cells from normal and asthmatic subjects. Journal of Immunology. 166, (4), 2842-2848 (2001).
  16. Halwani, R., et al. IL-17 Enhances Chemotaxis of Primary Human B Cells during Asthma. PLoS One. 9, (12), 114604 (2014).
  17. Agostini, C., et al. Cxcr3 and its ligand CXCL10 are expressed by inflammatory cells infiltrating lung allografts and mediate chemotaxis of T cells at sites of rejection. The American Journal of Pathology. 158, (5), 1703-1711 (2001).
  18. Ainslie, M. P., McNulty, C. A., Huynh, T., Symon, F. A., Wardlaw, A. J. Characterisation of adhesion receptors mediating lymphocyte adhesion to bronchial endothelium provides evidence for a distinct lung homing pathway. Thorax. 57, (12), 1054-1059 (2002).
  19. Radeke, H. H., Ludwig, R. J., Boehncke, W. H. Experimental approaches to lymphocyte migration in dermatology in vitro and in vivo. Experimental Dermatology. 14, (9), 641-666 (2005).
  20. Miles, A., Liaskou, E., Eksteen, B., Lalor, P. F., Adams, D. H. CCL25 and CCL28 promote alpha4 beta7-integrin-dependent adhesion of lymphocytes to MAdCAM-1 under shear flow. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 294, (5), 1257-1267 (2008).
  21. Zundler, S., et al. The alpha4beta1 Homing Pathway Is Essential for Ileal Homing of Crohn's Disease Effector T Cells In vivo. Inflammatory Bowel Diseases. 23, (3), 379-391 (2017).
  22. Verbist, K. C., Cole, C. J., Field, M. B., Klonowski, K. D. A role for IL-15 in the migration of effector CD8 T cells to the lung airways following influenza infection. Journal of Immunology. 186, (1), 174-182 (2011).
  23. Kopf, M., Abel, B., Gallimore, A., Carroll, M., Bachmann, M. F. Complement component C3 promotes T-cell priming and lung migration to control acute influenza virus infection. Nature Medicine. 8, (4), 373-378 (2002).
  24. Zundler, S., et al. Three-Dimensional Cross-Sectional Light-Sheet Microscopy Imaging of the Inflamed Mouse Gut. Gastroenterology. 153, (4), 898-900 (2017).
  25. Mzinza, D. T., et al. Application of light sheet microscopy for qualitative and quantitative analysis of bronchus-associated lymphoid tissue in mice. Cellular & Molecular Immunology. (2018).
  26. Erturk, A., Lafkas, D., Chalouni, C. Imaging cleared intact biological systems at a cellular level by 3DISCO. Journal of Visualized Experiments. (89), 51382 (2014).
  27. Morita, H., et al. An Interleukin-33-Mast Cell-Interleukin-2 Axis Suppresses Papain-Induced Allergic Inflammation by Promoting Regulatory T Cell Numbers. Immunity. 43, (1), 175-186 (2015).
  28. Mann, L., Klingberg, A., Gunzer, M., Hasenberg, M. Quantitative Visualization of Leukocyte Infiltrate in a Murine Model of Fulminant Myocarditis by Light Sheet Microscopy. Journal of Visualized Experiments. (123), 55450 (2017).
  29. Mercer, R. R., et al. Extrapulmonary transport of MWCNT following inhalation exposure. Particle and Fibre Toxicology. 10, 38 (2013).
  30. Minton, C., et al. Demonstration of microvessel networks and endothelial cell phenotypes in the normal murine lung. Journal of Nippon Medical School. 72, (6), 314-315 (2005).
  31. Van Hoecke, L., Job, E. R., Saelens, X., Roose, K. Bronchoalveolar Lavage of Murine Lungs to Analyze Inflammatory Cell Infiltration. Journal of Visualized Experiments. (123), 55398 (2017).
  32. Fischer, A., et al. Differential effects of alpha4beta7 and GPR15 on homing of effector and regulatory T cells from patients with UC to the inflamed gut in vivo. Gut. 65, (10), 1642-1664 (2016).
  33. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7, (2), 118-130 (2007).
  34. Brehm, M. A., Jouvet, N., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Humanized mice for the study of infectious diseases. Current Opinion in Immunology. 25, (4), 428-435 (2013).
  35. Wege, A. K. Humanized Mouse Models for the Preclinical Assessment of Cancer Immunotherapy. BioDrugs. (2018).
  36. Jespersen, H., et al. Clinical responses to adoptive T-cell transfer can be modeled in an autologous immune-humanized mouse model. Nature Communications. 8, (1), 707 (2017).
  37. Schloder, J., Berges, C., Luessi, F., Jonuleit, H. Dimethyl Fumarate Therapy Significantly Improves the Responsiveness of T Cells in Multiple Sclerosis Patients for Immunoregulation by Regulatory T Cells. International Journal of Molecular Sciences. 18, (2), (2017).
  38. Murdoch, C., Finn, A. Chemokine receptors and their role in inflammation and infectious diseases. Blood. 95, (10), 3032-3043 (2000).
  39. Rivera-Nieves, J., Gorfu, G., Ley, K. Leukocyte adhesion molecules in animal models of inflammatory bowel disease. Inflammatory Bowel Diseases. 14, (12), 1715-1735 (2008).
  40. Zundler, S., Neurath, M. F. Novel Insights into the Mechanisms of Gut Homing and Antiadhesion Therapies in Inflammatory Bowel Diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 23, (4), 617-627 (2017).
  41. Halim, T. Y., Krauss, R. H., Sun, A. C., Takei, F. Lung natural helper cells are a critical source of Th2 cell-type cytokines in protease allergen-induced airway inflammation. Immunity. 36, (3), 451-463 (2012).
  42. Kamijo, S., et al. IL-33-mediated innate response and adaptive immune cells contribute to maximum responses of protease allergen-induced allergic airway inflammation. Journal of Immunology. 190, (9), 4489-4499 (2013).
  43. Milne, J., Brand, S. Occupational asthma after inhalation of dust of the proteolytic enzyme, papain. British Journal of Industrial Medicine. 32, (4), 302-307 (1975).
  44. Klingberg, A., et al. Fully Automated Evaluation of Total Glomerular Number and Capillary Tuft Size in Nephritic Kidneys Using Lightsheet Microscopy. Journal of the American Society of Nephrology. 28, (2), 452-459 (2017).
  45. Ariel, P. A beginner's guide to tissue clearing. The International Journal of Biochemistry, Cell Biology. 84, 35-39 (2017).
  46. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162, (2), 246-257 (2015).
  47. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8, (1), 91-96 (2011).
  48. Looney, M. R., Bhattacharya, J. Live imaging of the lung. Annual Review of Physiology. 76, 431-445 (2014).
  49. Lefrancais, E., et al. The lung is a site of platelet biogenesis and a reservoir for haematopoietic progenitors. Nature. 544, (7648), 105-109 (2017).
  50. Headley, M. B., et al. Visualization of immediate immune responses to pioneer metastatic cells in the lung. Nature. 531, (7595), 513-517 (2016).
  51. Hammad, H., et al. House dust mite allergen induces asthma via Toll-like receptor 4 triggering of airway structural cells. Nature Medicine. 15, (4), 410-416 (2009).
  52. Bose, O., et al. Mast cells present protrusions into blood vessels upon tracheal allergen challenge in mice. PLoS One. 10, (3), 0118513 (2015).
  53. Galkina, E., et al. Preferential migration of effector CD8+ T cells into the interstitium of the normal lung. Journal of Clinical Investigation. 115, (12), 3473-3483 (2005).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics