Risk Kelebek Esir Yayılımı Programları Yaşam Tarihi Bilgi ve Etkili Ex Situ Koruma Teknikleri geliştirmek için

Biology
 

Summary

Burada, 1) federal tehlike altındaki Miami mavi kelebek laboratuvar esir yayılımı(Cyclargus thomasi bethunebakeri),ve 2) olgunlaşmamış gelişim süresi ve larva stadia sayısı gibi temel yaşam öyküsü bilgileri değerlendirmek için protokoller salıyoruz. Her iki yöntem de diğer ex situ koruma programları ile kullanılmak üzere uyarlanabilir.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Daniels, J. C., Hill, G. M., Rossetti, K. A., Sanchez, S. J., Hornfeldt, J. A. At-Risk Butterfly Captive Propagation Programs to Enhance Life History Knowledge and Effective Ex Situ Conservation Techniques. J. Vis. Exp. (156), e60591, doi:10.3791/60591 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Risk altındaki kelebekler için ex situ en iyi uygulamalar bilgisinin geliştirilmesi başarılı koruma ve kurtarma programı sonuçları üretmek için önemlidir. Bu tür tutsak popülasyonlar üzerinde yapılan araştırmalar, hedef taksonun davranışı, yaşam geçmişi ve ekolojisi hakkındaki önemli bilgi boşluklarını gidermek için değerli veriler de sağlayabilir. Biz federal tehlike altındaki Cyclargus thomasi bethunebakeri diğer risk kelebek ex situ programları için bir model olarak kullanılabilir esir yayılması için bir protokol tarif, özellikle aile Lycaenidae. Ayrıca ex situ metodolojileri bilgilendirmek için yararlı olabilir yanı sıra diğer lepidopteralaboratuvar çalışmaları için uyarlanmış çeşitli yaşam öyküsü ölçümleri kayıt için basit ve basit bir protokol sağlar.

Introduction

Çalışmaların büyüyen bir liste kelebek popülasyonları1yaygın ve ciddi küresel düşüşler gösterir1 ,2,3,4,5. Bu risk altındaki türlerin büyük çoğunluğu içerir. Bu tür düşüşleri azaltmak için tasarlanmış koruma programları genellikle nüfus izleme, habitat yönetimi ve restorasyon, bilimsel araştırma, esiryayılma ve organizma translokasyonu 6 dahil olmak üzere stratejilerin bir karışımını kullanır. Sadece ABD ve kendi topraklarında, toplam 30 kelebek takson Tehlike Altındaki Türler Yasası (ESA) altında tehdit veya tehlike altında olarak listelenir, bunların 21 taslak veya nihai kurtarma planları onayladı sahip. Bu tür takson için, tanımlanan kurtarma stratejilerinin yarısından fazlası esir yayılımı önerir veya esir yayılımının7olarak değerlendirilmesi gerektiğini belirtir. Kelebekler için ex situ koruma çabalarının kullanımı son yıllarda önemli ölçüde büyüdü8,9, ve kurtarma çabalarına yardımcı olmak için kritik bir araç olma potansiyeline sahiptir10. Çok sayıda kurum, kuruluş ve ajans şu anda en az 11 ESA listelenen kelebek takson (yani, Cyclargus thomasi bethunebakeri, Euphydryas editha quino, Euphydryas editha taylori, ex situ çabaları ile ilgilidir, Heraclides aristodemus, Hesperia dacotae, Lycaeides melissa samuelis, Oarisma poweshiek, Pyrgus ruralis lagunae ve Speryeria zerene hippolyta)ve diğer bazı risk altındaki takson (örneğin, Callophrys irus, Euphydryas phaeton, Speyeria idalia, ve Eumaeus atala)11. Sağlam ve başarılı çabaların sayısına rağmen, programlar arasında ve koruma uygulayıcıları arasında fikir alışverişi, veri, etkili metodolojiler ve sonuçlar içeren düzenli iletişim eksikliği devam etmektedir. Bu tür bilgi paylaşımı, çabanın tekrarını en aza indirmeye yardımcı olduğu, genel en iyi uygulamaları geliştirdiği ve koruma etkisini artıracağı için önemlidir. Birkaç yayınlanan baş-başlangıç, esir yetiştirme, ıslah ıslahı, ya da hayvancılık protokolleri risk altındaki kelebek takson için hazır, ve bu genellikle yeterli anlatı detay ve / veya illüstrasyon lar yoksundur. Bunlar genellikle sınırlı adım adım talimatlar ve eşlik eden görüntüler ile çoğunlukla özet ayrıntıları sağlamak, çoğaltma zor veya diğer takson uygulama zor12,13,14,15değerlendirmek için yapma . Mevcut protokollerin çoğu bir şekilde sınırlıdır: bunlar sadece gri literatürde, ya da farklı ayrıntı düzeylerinde, yayın çağında veya sempozyum bildirilerinde bileşen parçaları olarak, ajans/funder raporları veya şirket içi kılavuzlar16,17,18,19,20,21,22,23,24.

En koruma programları için, esir yayılımı öncelikle yeniden giriş, takviye (yani, büyütme) ve giriş25,26kapsayan koruma translokasyon, desteklemek için yapılır. Bu tür faaliyetler, listelenen türlerin, alt türlerin veya popülasyonların yok olmasını önlemeye yardımcı olmak amacıyla genel kurtarma stratejisinin bir bileşeni olarak stratejik olarak uygulanması amaçlanmıştır. Ancak, bu tür ex situ programları hizmet edebilir birkaç diğer potansiyel rollerden biri olduğu unutulmamalıdır. Bunlar aynı zamanda bir sigorta (yani, refugia) nüfus, geçici organizma kurtarma, kurtarma ile ilgili araştırma ve / veya eğitim destekleyen ve koruma ile ilgili eğitim ve bilinçlendirme çabaları teşvik korumak içerebilir27,28. Ex situ programlarının tek bir tanımlanmış hedefi veya birkaç tane karışımı olup olmadığına bakılmaksızın, koruma uygulayıcıları mümkün olduğunda önemli bilgi boşluklarını doldurmak için veri toplama fırsatlarını en üst düzeye çıkarmalıdır. Risk altındaki taksonların büyük çoğunluğu genellikle önemli vahşi nüfus düşüşlerinden önce kötü incelenmiştir, çünkü bu özellikle önemlidir. Ortaya çıkan gelişmiş bilgi odak takson çeşitli davranışsal, ekolojik, ya da yaşam öyküsü yönleri elde etkili türlerin korunması ve yönetimi29ilerlemeye yardımcı olmak için hizmet verebilir.

Burada, daha büyük bir koruma ve kurtarma programının bir parçası olarak federal tehlike altındaki Miami mavi kelebeği(Cyclargus thomasi bethunebakeri)(Ek Şekil 1) için geliştirilen esir yayılma protokolünü ayrıntılı olarak açıklıyoruz. Bu durumda, esir yayılma programı üç özel tanımlanmış rol hizmet vermektedir: 1) bir sigorta popülasyonu mevcut yabani nüfus kaybedilmeli, 2) kurtarma ve / veya yönetim bilgilendirmek yardımcı olabilir tanımlanmış ekolojik ve yaşam öyküsü bilgi boşlukları doldurmak için tasarlanmış bir araştırma popülasyonu, ve 3) takson tarihsel aralığı içinde sitelere koruma translokasyon için uygun organizmalar üretmek için. Ortaya çıkan protokol iyi incelenmiş ve kanıtlanmıştır, on yılı aşkın bir süredir kullanılmaktadır ve geliştirilmiştir. Sonuç olarak, açıklanan teknik ve metodolojilerin, özellikle Lycaenidae veya ilgili takson içeren diğer ex situ risk altındaki kelebek programlarına uygulanabilen veya kolayca uyarlanabilen uygulanabilir bir modeli temsil ettiğini düşünüyoruz. Açıklanan protokolün diğerlerinden daha üstün olduğunu önermesek de, üretkenliği, bakımı veya verimliliği artırmaya yardımcı olmak için bazı yöntemleri daha geniş anlamda uygulama fırsatları olduğunu düşünüyoruz. Bu bizim ıslahı çok sınırlı alan ile kapalı laboratuvar koşullarında yapılır gibi özellikle doğrudur, Euphydryas editha taylori ve Speryeria zerene hippolytaiçeren koruma programlarına benzer17,23. Çok sayıda diğer protokoller genellikle oviposition veya larva yetiştirme için saksı malzeme kullanmak, bazen yırtıcı kontrolü ile ilgili artan karmaşıklıklara yol açabilir, çevresel kontrol (yani, nem, sıcaklık), hayvancılık izleme, veri toplama, bitki haşere sorunları, ve alan birkaçisim 21,22. Son olarak, sunulan protokol tutsak Üreme yöntemleri özetliyor. Risk altındaki diğer pek çok kelebek koruma programı, bu farklılıkları yansıtan temsili protokollerle baş başını çalıştırma yı veya esir yetiştirmeyi içerir. Genellikle küçük olmakla birlikte, bunun diğer programların gözden geçirilmesi için mevcut bilgi havuzunu genişletmeye yardımcı olduğunu düşünüyoruz. Çoğu ex situ programları nadir ve genellikle kötü çalışılan takson kurtarma kolaylaştırmak için öncü çabaları temsil çünkü bu, önemlidir. Mevcut protokoller, değerli bilgiler sağlamaya, çabanın çoğaltılmasını azaltmaya ve yeniliği teşvik etmeye yardımcı olmak için mükemmel bir başlangıç noktası olarak hizmet verebilir. "Kelebek davranışları, yaşam öyküsü özellikleri ve ekolojik gereksinimleri n "program tesisleri, bütçeler, uygulayıcı uzmanlık sık sık belirgin farklılıklar ile birlikte" ve diğer doğal farklılıklar, tek bir metodoloji güven, hatta yakından ilgili takson için, geniş interspesifik çeşitlilik sayesinde genellikle sınırlayıcı ve yersiz30. Belirli takson veya programların ihtiyaçlarına uygun yeni protokolleri rafine etme veya geliştirme esnekliği başarı için gereklidir ve bu nedenle vurgulanmalıdır. Ayrıca larva yıldız sayısı, bireysel gelişim aşamalarının süresi, toplam gelişim süresi ve larva ve pupal uzunluğu dahil olmak üzere tutsak koşullar altında organizma gelişimi ölçümleri toplamak için laboratuvar teknikleri açıklar. Bu teknikler, lepidoptera'nın eski situ protokollerini geliştirmek veya alan verilerini bilgilendirmek için kullanılabilecek yaşam öyküsü çalışmaları için geniş uygulanabilirliğe sahiptir.

Protocol

1. Başarılı yetişkin kur ve miyeting güvence altına

  1. Başarılı klopsion ardından, güvenli bir içine canlı yetişkin kelebekler serbest, walk-in, bir sıcaklık kontrollü sera bulunan ekranlı uçuş kafesi(Ek Şekil 2).
    NOT: Genetik çizgilerin, stok kökeninin ayrılması veya organizmanın uzun ömürlülüğü, davranışı ile ilgili belirli veri toplama için belirli bireylerin belirlenmesi isteniyorsa, yetişkinler kanatların ventral yüzeyinde kalıcı mürekkep belirteçleri ile işaretlenebilir, Vb.
    1. Tam kafes boyutları değişebilir iken, yeterli nektar bitki malzeme ev yetişkin kelebeklerin yoğunluğunu desteklemek ve serbestçe durmak ve etrafında pivot bir insan için yer sağlamak için gerekli karşılamak için yeterli alan olduğundan emin olun.
    2. Sıcaklık düzenlemenin ötesinde, seranın sert hava koşullarına (örn. şiddetli yağmur, rüzgar) karşı korumayla birlikte ikinci bir çevreleme katmanı sağlayabilmesini sağlamak için güvenli olduğundan emin olun.
  2. Saksıne nektar bitkisi malzemesini kafesin iç kısmından en yüksek çiçek açan çiçeklere kadar en fazla 30 cm boşluk olmayacak şekilde yükseltin(Ek Şekil 2). Bu, mevcut nektar kaynaklarına en iyi erişimi sağlar, bol yetişkin tünekleri sunar ve gereksiz uçuş faaliyetlerini en aza indirir.
  3. Uçuş kafesinde bir saksı ev sahibi bitki yerleştirin. Bu, çiftleştirilmiş bir çift kaçırılsa bile ortaya çıkan yumurtaların toplanmasını sağlar.
  4. Tutarlı hava akışı sağlayın. Bu kur aktivitesi ve muvariyet başarısını artırır. Bir sera ortamında, üfleyiciler ve sabit montaj sirkülasyon fanlar en iyi havalandırma ve hava hareketini geliştirmeye yardımcı olmak için kullanılır. Kutu veya masa fanları gibi daha küçük taşınabilir havalandırma da kullanılabilir.
  5. Optimum yetişkin aktivitesini ve yetişkinlik başarısını teşvik etmek için 27 °C ile 32 °C arasındaki iç sera sıcaklığını koruyun. Kafesin içindeki sıcaklık izlenebilir bir bellek izleme termometresi kullanılarak izlenir.
  6. Bir el pompası, plastik tank püskürtücü veya bahçe hortumu kullanarak su ile düzenli olarak (yaklaşık her 2 saat) ekranlı uçuş kafesi sis.
  7. 50 dram berrak plastik snap kap şişe(Malzeme Tablosu)kullanarak ekranlı uçuş kafesinden tek tek çiftleme çiftlerini yavaşça toplayın, şişe başına bir ila iki çift yerleştirerek ve kapalı bir yetiştirme odasına veya laboratuvara ulaşım(Ek Şekil 3).

2. Yumurta üretimini maksimize etmek

  1. Oviposition odasını birleştirin.
    1. 12 ons düz beyaz kağıt bardak alın ve bir çırpıda bıçak programı bıçak kullanarak, birbirlerine karşısında fincan her iki tarafında iki yatay kesim yapmak. Her kesim jantın yaklaşık 1 cm altında olmalıdır.
    2. Yarısında tek bir pamuklu bez kesin ve pamuklu bez kısmı fincan iç doğru yaklaşık 2 cm uzanır, böylece kağıt fincan her iki tarafında iki yatay kesim içine her çubuk ucu ekleyin.
    3. Bir çırpıda bıçak programı bıçak kullanarak, kağıt fincan altında iki "X" kesim yapmak. Her diyagonal kesim yaklaşık 1 cm uzunluğunda olmalıdır.
    4. 9 ons plastik bardak alın ve musluk suyu yaklaşık 2 cm ile alt doldurun.
    5. Alttaki "X" kesiklerinden biri aracılığıyla sapı takarak, yaklaşık 15 cm uzunluğunda, terminal larva konak bitkisi büyümesini kağıt kabına yerleştirin. Yaklaşık 4-5 cm alt çıkıntı böylece kesim ile kök itin.
    6. Kağıt kabı ev sahibi malzemeyle plastik bardağa yerleştirin ve bitki sapınsuda olmasını sağlar.
    7. 1 ml'lik bir alt Q şırıngasını (0,45 mm x 16 mm) aromalı bir spor içeceğiyle doldurun ve kağıt bardakta her iki pamuklu bezi de doygunlayın. Bunlar yapay çiçek gibi davranır.
      NOT: Kavun ve meyve yumruk aromalı spor içeceği en iyi nektar alternatifini sunar.
    8. Her çiftleşme çifti ayrıldıktan sonra, 2-3 gravid dişileri birleştirilmiş fincan konfigürasyonuna (yani oviposition odasına) yerleştirin.
    9. Siyah tül (yaklaşık 15 cm x 15 cm) bir kesme kare parçası ile fincan kapağı ve kapağı etrafında bir lastik bant ile sabit(Ek Şekil 4). Siyah tül fincan içine en iyi görünürlük ve bazen tül üzerine döşenebilir herhangi bir yumurta kolay kimlik sağlar.
  2. Yetişkin kelebek aktivitesi ve oviposition teşvik edin.
    1. Bir laboratuvar tezgahı veya masaya her oviposition odası yerleştirin yaklaşık 19 cm altında bir 8.5 inç (21.59 cm) bir alüminyum reflektör muhafaza ile kelepçe ışığı 40 W akkor ampul(Ek Şekil 5).
      NOT: Akkor ışık yetişkin aktivitesi ni ve oviposition uyarmak için gerekli radyant ısı sağlar.
    2. Işıklara bitişik izlenebilir bir bellek izleme termometresi yerleştirin ve sıcaklık sensörünü doğrudan bir kelepçe ışığı altında bulunan bir oviposition haznesinin üzerine dayanacak şekilde çalıştırın.
      NOT: Hedef sıcaklık aralığı 27.5 °C-29 °C arasındadır.
    3. Dağıtılan toplam ovipositional oda sayısına bağlı olarak gerektiğinde tamamlayıcı kelepçe ışıkları ekleyin.
    4. Kelepçe ışıklarını iki çıkışlı (30 dk zamanlanmış aralıklarla programlanabilir) programlanabilir 15 Amp 24 h kapalı tak-in mekanik zamanlayıcıya takın.
    5. Kelepçe ışığını 30 dakika aralıklarla (yani, 30 dk açık, 30 dk kapalı tekrarlanabilir bir döngü) açmak için zamanlayıcıyı ayarlayın.
      NOT: Bu ışık döngüsü yetişkin kelebek aktivitesi ve oviposition kısa karanlık dinlenme süreleri ardından teşvik etmek için aydınlatma tekrarlanabilir süreler sağlayarak yumurta üretimini en üst düzeye çıkarmak için yardımcı olur.
    6. Her bardakta pamuklu bezleri, yaklaşık her 2-3 saat veya gerektiğinde plastik bir sprey şişesi kullanarak düzenli olarak su ile q şırınga ve sis ile aromalı spor içeceği ile yenileyin.
      NOT: Bu, kelebeklerin istenilen şekilde serbest beslenmelerini sağlamak için yeterli yapay nektar ve nem sağlar. Bu nedenle, yaşam, çiçeklenme bitki materyali kolayca kullanılamadığı laboratuvar koşullarında hem yetişkin uzun ömürlülüğünü hem de oviposition verimliliğini artırır.
    7. Bardakları düzenli olarak izleyin ve gerektiğinde ev sahibi tesisi taze kesimlerle değiştirin.
    8. Yumurtalar yumurtadan çıkmaya başladığında veya yumurtaların yoğunluğu yüksek olduğunda, dişileri taze konaklı yeni bir bardağa taşıyın ve yeni setlerle larva protokolüne başlayın.

3. Larva bakım ve bakımı

  1. Larvalar için bardak monte etmek için adımları 2.3-2.6 tekrarlayın.
  2. Yumurtalar yumurtadan çıkmaya başladığında, yumurta ve yenidoğan larvaları ile konak bitki malzemesini yeni monte edilmiş bir bardağa taşıyın, kökü alttaki ikinci "X" ile yerleştirerek bitki sapına suda olmasını ve yaprakların bitişik taze konak kesimine dokunmasını sağlar.
  3. Larvalar gençken (yenidoğan-2 instar), ev sahibi bitki materyalinin tazeliği ve küf veya aşırı frass varlığı için günlük larva kaplarını kontrol edin.
    NOT: Larvalar gençken ev sahibi malzemenin günlük olarak çıkarılması önerilmez, çünkü bu durum taze konak malzemesinin taşınması ve/veya gereksiz atıkların taşınması nedeniyle organizma yaralanmasına neden olabilir.
  4. Ev sahibi malzeme solmuşsa veya kötü durumdaysa, taze konak malzemesinin başka bir kesimini bardağa yerleştirin, böylece mevcut yeşilliklere dokunuyor ve larvaların kendi başlarına yeni konakçıya taşınmasına izin verin.
  5. Larvalar3 instar ulaştıktan sonra, kağıt bardak değiştirin ve taze konak malzeme günlük ekleyin.
  6. Larvaları eski ana malzemeden veya bardak yüzeyinden yeni bardaktaki taze konak malzemesine taşımak için küçük bir deve tüyü suluboya boya fırçası kullanın.
  7. Eski ana malzemeyi boş dikdörtgen plastik gıda saklama kabına yerleştirin.
  8. Günlük 3.5-3.7 adımlarını tekrarlayın ve larvalı tüm bardaklar işlenene kadar.
  9. Tamamlandığında, gıda depolama kabında bitki atık üstüne taze konak malzeme küçük bir miktar ekleyin ve gevşek üstüne bir kapak yerleştirin.
    NOT: Bu, herhangi bir larvanın günlük işleme sırasında gözden kaçırılmaması durumunda bir koruma görevi görmektedir, çünkü tesis atıklarının üzerine yeni konak malzemesi üzerine sürünerek giderilirler ve ertesi gün çıkarılabilirler.
  10. Optimum larva aktivitesi ve gelişimi için 25 °C-28 °C arasında laboratuvar sıcaklığıaltında bardakları muhafaza edin (Ek Şekil 6).
    NOT: İç mekan koşullarında optimum yetiştirme sıcaklıklarına ulaşmak için, bardakları 40 W akkor ampule sahip alüminyum reflektörlü kelepçe ışıklarının altına yerleştirmek genellikle gereklidir. Daha sonra sıcaklıklar izlenebilir bellek izleme termometresi ve optimum yetiştirme koşullarına ulaşacak şekilde ayarlanan ışık yüksekliği kullanılarak aktif olarak izlenebilir.

4. Yavru odasının oluşturulması

  1. Eşit büyüklükte 3,8 cm x 3,8 cm kareler halinde tek bir yüz oluklu kağıt rulo kesin.
  2. 2 ons net plastik porsiyon fincan içine bir kare yerleştirin.
  3. Bardağı berrak bir plastik bardak tepsisine yerleştirin(Ek Şekil 7).

5. Yavru larvaların hazırlanması

  1. Günlük koloni işleme sırasında pupate hazır olgun larvaları tanımlayın.
    NOT: Bu tür larvalar düzgün bir mat yeşilimsi-kahverengi dönecek, onların chevrons kaybetmek, ve sık sık ev sahibi dolaşmak.
  2. Yavaşça küçük bir deve saç suluboya fırça veya forceps ile her olgun larva kaldırmak ve her yavru odasına bir yerleştirin.
  3. Sıkıca yavru odası üzerinde net plastik kapak tutturun.
  4. 5.1-5.3 adımlarını tekrarlayın, yavrup hazır tüm larvalar gerektiğinde yeni plastik tepsiler ekleyerek yavru lama odalarına aktarılır(Ek Şekil 8).

6. Pupa bakımı

  1. Her bir yavru oda tepsisi için, ilk yavrulama tarihini ve gerekli diğer ilgili bilgileri (örn. genetik hat, deneysel deneme, vb.) kaydedin.
  2. Tepsileri laboratuvar içinde güvenli bir yerde tarih ve yere göre düzenleyin (Ek Şekil 8).
  3. Yetişkin klopsiyon için günlük monitör tepsileri.
    NOT: Sıcaklık gibi laboratuvar koşulları gelişim süresini güçlü bir şekilde etkileyecektir.
  4. Erişkin klopasyondan önce (genellikle ilk yavrulamadan sonraki 10 gün içinde), kapakları tek tek yavru odalarından çıkarın ve tepsiyi 34,29 cm x 34,29 cm x 60,96 cm katlanabilir örgü açılır kafese yerleştirin (Ek Şekil 9).
    NOT: Oluklu kağıt karelerin olukları içinde güvenli bir şekilde bağlanmış pupalar başarılı yetişkin klozyonu kolaylaştırır (Ek Şekil 10).
  5. Sonraki esir nesil için adım 1.1'den tüm protokolü yineleyin.

7. Olgunlaşmamış aşamaların gelişim süresini ve stadia sayısını değerlendirmek

  1. Tek bir larvayı bir kesme mikroskobunun altına yerleştirin. Organizmanın yaralanmasını önlemek için larvaları dikkatlice hareket ettirmek ve izole etmek için küçük bir deve tüyü suluboya boya fırçası kullanın.
  2. Boya fırçasının tek bir saçını toksik olmayan parlak boyaya batırın(Malzeme Tablosu),ve larvanın arkasına (dorsum) dikkatlice küçük bir damla boya koyun. Larvanın arka plan rengi ve desen renginden göze çarpan bir boya rengi kullanın (Ek Şekil 11). Larva nın başına boya yerleştirmekten kaçının.
  3. Boya kurur sonra (yaklaşık 30 s kadar), taze terminal konak malzeme yaklaşık 1-3 küçük yaprakları içeren kendi 2 ons net plastik porsiyon fincan her bir larva yerleştirin ve fincan ve kapak üzerinde benzersiz bir tanımlayıcı yazmak(Ek Şekil 12).
  4. Her larvayı her gün dikkatlice kontrol edin. Yaprakları çıkarın ve beyaz yüzeye ayarlayın. Bardak, açık kapak inceleyin ve larva eksüle (dökme deriler) ve / veya baş kapsülvarlığı için bir diseksiyon mikroskop altında yaprakları inceleyin.
  5. Bir larva eksüresi bulunursa, bardaktan çıkarın ve ilgili fincan numarası ve tarih ile etiketlenmiş bir mikrosantrifüj tüp yerleştirin (aşağıdaki adımlar 8.1-8.6. bakınız).
  6. Her molt ve kayıt molt tarihleri sonra larvaları yeniden boya.
  7. Dijital kaliperler kullanarak her larva günlük toplam vücut uzunluğu (son karın segmentine baş) ölçün. Üç ölçüm alın ve tarih ve saatile birlikte üç ünün ortalamasını kaydedin. Erken instar larvaları için, doğru ölçümleri sağlamak için ölçüm yaparken büyüteç veya diseksiyon kapsamı kullanılmalıdır.
  8. Larvayı ilgili plastik porsiyon kabına geri döndürün.
  9. Gerektiği gibi taze ana malzeme ekleyin ve tüm frass ve eski ana enkaz kaldırın. Kalıp fincan bulunursa, atın ve yeni bir fincan kullanın. Yeni fincana doğru benzersiz tanımlayıcı numarasını yazın.
  10. Tüm larvalar son yıldızlarına ulaşana ve hazırlık aşamasına başlayana kadar 7.5-7.9 adımlarını tekrarlayın. Larvalar beslenmeyi bıraktığında, düzgün bir mat yeşilimsi-kahverengi rengi açın, chevronlarını kaybedin ve genellikle konaktan uzaklaşın, onları rahatsız etmeyi en aza indirin.
  11. Fincana küçük bir parça oluklu kağıt yerleştirin (bkz. adım 4.1).
  12. Her larva tamamen pupated sonra, yukarıdaki adım 7.8 olarak toplam uzunluğu ölçmek ve yavru tarihini kaydedin. Bu her bireyin son molt olacaktır.
  13. Pupa günlük kontrol ve kayıt klosion tarih ve cinsiyet her çıkan yetişkin kelebek.
  14. Dijital kaliperler kullanarak her kelebeğin kanat akoru uzunluğunu ölçün. Kelebekler hafifçe ölçüm için forseps ile tutulabilir. Kelebek kolayca ölçmek için çok aktif ise, geçici olarak 30 s veya daha az bir buzdolabına yerleştirin ve tekrar deneyin.

8. Larva eksülelerini toplama

  1. Bir larva eksülezi gözlendiğinde, bir mikrosantrifüj tüpünü 0.2 μl gliserinle doldurun. Kapağın üst kısmını ve yan tarafını larva numarası, molt tarihi ve baş kapsülü (H.C.) ile etiketlayın.
    NOT: Bazı lepidopteran larvalarının larvaları düzenli olarak eksülyalarını tüketirler ancak baş kapsülü kaolmalıdır.
  2. Larva exuvia ve açık bir plastik porsiyon fincan kapağı na bağlı kafa kapsülü yerleştirin ve etanol damla bir çift koyun.
  3. Bir diseksiyon mikroskop altında larva eksüle inceleyin net bir plastik kısmı fincan kapağına yerleştirerek ve üzerine etanol birkaç damla koyarak. Larva kafa kapsülü zaten eksüle ayrılırsa, sivri entomolojik forceps ucuna gliserin bir damla yerleştirin ve yavaşça gliserin baş kapsül dokunun. Kafa kapsülünü ilişkili mikrosantrifüj tüpüne yerleştirin.
  4. Baş kapsülü hala larva eksülene bağlıysa, baş kapsülü larva eksüleğinden ayırmak için sivri büşreler ve böcek iğnesi kullanın.
  5. Bir kez ayrılır, baş kapsül almak için gliserin tekniğini kullanın. Çok fazla etanol varsa, bazı kaldırmak için küçük bir kağıt havlu kullanabilirsiniz, ama yanlışlıkla baş kapsülü kaldırmak için dikkatli olun.
  6. Baş kapsülü gliserin dolu etiketli bir şişeye yerleştirin ve kapağı sıkıca kapatın.

Representative Results

Cyclargus thomasi bethunebakeri'nin Şubat 2003'ten Aralık 2010'a ve Kasım 2016'dan günümüze kadar kurtarılmasını hedefleyen iki ayrı koruma girişimi boyunca, bu protokol 51.052 canlı organizmayı başarıyla üretmek için kullanılmıştır. Haziran 2018 ile Haziran 2019 arasında toplam tutsak nüfus verimliliğinin bir yıllık özet görüntüsüne dayanarak, 13 nesil boyunca ayda 782,00 ± 118,93 organizmayı temsil eden toplam 10.166 canlı organizma üretildi. Benzer şekilde, laboratuvar koşullarında kadın başına ortalama yumurta üretimi 114,00 ± 26,12 (n = 12)31idi. Ortaya çıkan önemli organizma verimliliği abd'de en büyük ex situ çabaları arasında bu program sırada, euphydryas editha taylori ile birlikte, Speyeria zerene hippolyta, ve Lycaeides melissa samuelis24. Bu üretkenliğin bir kısmı, kelebeğin sürekli kuluçkaya yattığı ve yaklaşık her 4-6 haftada bir bir nesil ürettiği gerçeğine bağlanabilir. Diğer koruma ıslah programlarının çoğunluğu univoltin veya bivoltin olan takson içerir. Bununla birlikte, Speyeria spp. gibi son derece fecund takson içeren programlar için bile, yıllık bazda koruma translokasyon için üretilen canlı organizmaların toplam sayısı nadiren birkaç bin32aşıyor. Bu doğrultuda, esir nüfusumuz, en iyi laboratuvar ıslahı ve hayvancılık uygulamalarını iyileştirmek için önemli olan çok sayıda önemli veri açığı(Şekil 1)hakkında yönlendirilmiş araştırma ve kapsamlı veri toplamanın yanı sıra kurtarma ve yönetim kararlarının bilgilendirilmesine yardımcı olmuştur.

Yenidoğan larvasından erişkinlere ortalama toplam gelişim süresi 28.63 gün idi(Tablo 1). Larvaların çoğunda dört mol vardı(Şekil 2, Şekil 3),ancak iki sinin beş molt, birinin de altı moltü vardı. Tüm larva instars ın toplam ortalama uzunluğu 5.97 mm, larvalar dördüncü ve prepupal yaşam evrelerinde en büyük idi(Tablo 1). Sadece 30'dan fazla gözleme sahip değişkenler dahil edildiğinde, en kısa süre ilk yıldız ve hazırlık aşamalarında, en uzun süre ise pupa olarak harcanmıştır(Tablo 1, Şekil 2). Dişiler genellikle tüm olgunlaşmamış evrelerde erkeklere göre daha hızlı gelişmiştir, ancak bu önemli bir etki yaratmamıştır (p = 0.625). İstatistiksel analizler RStudio Sürüm 1.1.463 (R Core Team 2016)33kullanılarak yapılmıştır. Ortalama erişkin kanat akoru uzunluğu 12.64 mm(Tablo 2)idi ve cinsiyetler arasında anlamlı bir fark vardı (p = 0.047). İki taraflı t-testi cinsiyetler arasındaki kanat akoru farkını değerlendirmek için yapıldı. Doğrusal regresyon modeli ve her yaşam evresinin ortalama uzunluğu için kademeli regresyon pupal uzunluğuyetişkin kanat akor uzunluğu için en iyi belirleyici olduğunu gösterdi(Tablo 3, Tablo 4). Geliştirme süresi için regresyon modelleri, ikinci ve dördüncü yıldızlarda harcanan gün sayısının ve toplam gün sayısının yetişkin kanat akoru uzunluğu için en iyi belirleyiciler olduğunu, ancak dördüncü instardaki gün sayısının önemli olduğunu göstermiştir(Tablo 5, Tablo 6). Değişkenler sürekli olduğundan, her yaşam evresinin gelişim süresi ve her yaşam evresinin uzunluğu için iki doğrusal regresyon modeli çalıştırıldı ve bağımlı değişken olarak yetişkin kanat akoru uzunluğu vardı. Yetişkin kanat akor uzunluğunun en iyi belirleyicilerini belirlemek için her iki regresyon modelinde de adım adım regresyon lar yapıldı.

Supplementary Figure 1
Ek Şekil 1: Yetişkin Cyclargus thomasi bethunebackeripinned örnekleri . (A) Yetişkin erkek, dorsal (sol), ventral (sağ). (B) Yetişkin kadın, dorsal (sol), ventral (sağ). Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 2
Ek Şekil 2: Sıcaklık kontrollü serada bulunan ekranlı uçuş kafesi. (A) İç saksı yetişkin nektar bitkileri ve tek bir saksı larva konak bitki gösterir. (B) Metal raflar, kafesin iç kısmından en yüksek çiçek açan çiçeklere kadar en fazla 30 cm boşluk olmayacak şekilde saksıne nektar bitkilerinin yükseltilmesine yardımcı olur. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 3
Ek Şekil 3: Copula yetişkin çiftleri toplamak için prosedür. (A) Yetişkin Cyclargus thomasi bethunebakeri çiftleme ekranlı uçuş kafesi içinde (kadın, sağ ve erkek, sol). (B) Uçuş kafesinden snap kap şişelerinde toplanan çiftleme çiftleri laboratuvara getirilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 4
Ek Şekil 4: Ovipozisyon odasının montajı için prosedür. (A) Terminal ana malzeme ve pamuklu bezile iki bardak sistemi. (B) A 1 ml alt Q şırınga (0.45 mm x 16 mm) aromalı spor içecek kağıt bardak pamuk bezleri doyatan. (C) Siyah tül ile güvence altına alınmıştır gravid kadın konut Bardaklar. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 5
Ek Şekil 5: Yumurta üretimini maksimize etmek için laboratuvar kurulumu. (A) 40 W akkor ampul ile bir kelepçe ışığı altında bir laboratuvar tezgahı üzerine yerleştirilen oviposition odaları. (B) İzlenebilir bir bellek izleme termometresi, ısı sensörü doğrudan bir kelepçe ışığı altında bulunan bir oviposition odasının üzerine dinlenmiş olan ışıklara bitişik yerleştirilir. (C) 1 ml'lik alt Q şırınga ve pamuklu bezlerin gün boyunca düzenli olarak yenilenmesini kolaylaştırmak için oviposition odalarının bitişiğine yerleştirilen aromalı spor içeceği tutan küçük bir beher. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 6
Ek Şekil 6: Larva bakımı ve bakımı için laboratuvar kurulumu. (A) Her taze terminal ana malzeme ve larva içeren iki fincan sistemi. (B) Bardaklarda sıcaklık, 40 W akkor ampullü havai kelepçe Lambaları ile optimum larva aktivitesi ve gelişimi için 25 °C-28 °C arasında korunur. (C) Sıcaklığı izlemek için doğrudan bir bardağa yerleştirilen sıcaklık sensörüne sahip izlenebilir bellek izleme termometresi kullanılır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 7
Ek Şekil 7: Hazırlanan yavru odaları. (A) Berrak plastik bardak tepsileri üzerinde yer alan bireysel plastik porsiyon bardak. (B) Oluklu kağıt kare her plastik porsiyon fincan yerleştirilir. (C) Tek bir olgun larva pupate için her hazırlanan plastik porsiyon fincan yerleştirilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 8
Ek Şekil 8: Yavru ve pupal bakımı için larva hazırlanması. (A) Olgun larva oluklu kağıt üzerinde pupate hazır. Bu bir üniforma mat yeşilimsi-kahverengi ve herhangi bir chevrons kaybetti. (B) Yavru odaları beslenen larvalar ile bardak bitişik olgun larva almaya hazır. Kapaklı tüm yavru odaları pupate hazırlanıyor larvalar ev. (C) Pupa ile yavru odaları. (D) Tarihe göre düzenlenmiş ve laboratuvar koşullarında muhafaza edilen pupa lı yavru odaların bankaları. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 9
Ek Şekil 9: Laboratuvar ortaya çıkış kafesi. (A) İşgal edilmiş yavru odaları barındıran katlanabilir örgü açılır yetiştirme kafesi. (B) Başarılı yetişkin klopsiyonunu kolaylaştırmak için tüm yavru odaların kapakları çıkarılır. (C) Tüm elde edilen canlı yetişkin kelebekler başarılı çiftleşme sağlamak için ekranlı uçuş kafesi içine serbest bırakılacaktır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 10
Ek Şekil 10: Yetişkin erkek kelebek başarıyla oluklu kağıt kare üzerinde pupa eclosing. (A) Yetişkin pupa dan eclosing. (B) Yetişkin tamamen pupal kasa kaldırıldı. (C) Yetişkin kanatlarını genişletmek için konumlandırılmış. (D) Yetişkin kanatlarını genişletiyor. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 11
Ek Şekil 11: Toksik olmayan parlak boya ile işaretlenmiş beşinci instar larvası. (A)Larvayı başarıyla işaretlemek için bir boya fırçası kullanılarak dorsumun üzerine küçük bir damla zıt kırmızı, toksik olmayan parlak boya yerleştirilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Supplementary Figure 12
Ek Şekil 12: Yaşam öyküsü çalışması için yetiştirme kurulumu. (A) Benzersiz etiketli 2 ons açık plastik porsiyon bardak. (B) Her fincanda tek bir larva ayrıştırılır. (C) Tüm larvalar yenidoğandan yetişkin kelebeğe kadar tüm gelişim evrelerinde ayrı ayrı izlenir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 1
Şekil 1: Sıcaklık (°C) ile sıcaklık kontrollü bir serada bulunan, ekranlı uçuş kafesi içinde, başaküle kayıtlı çiftlerin sayısı. Sıcaklık, başarılı bir eşleştirme olayının ilk 2 dakikası içinde kaydedildi (n = 411). Elde edilen veriler, ortalama daki üretkenliği ve sonuçta genel olarak esir yayılma verimliliğini en üst düzeye çıkarmak için kontrollü çevre koşullarının iyileştirilmesine yardımcı olmak için kullanılmıştır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 2
Şekil 2: Her olgunlaşmamış yaşam evresinin ortalama gelişim süresi (gün sayısı). (A) Çubuklar her grubun ortalamasını gösterir ve hata çubukları her grup için üst ve alt standart sapma değerlerini temsil eder. (B) Koyu mavi çubuklar dişileri, açık mavi çubuklar ise erkekleri temsil eder. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 3
Şekil 3: Yaşam öyküsü protokolü kullanılarak bireysel #25 toplanan kafa kapsülleri. Baş kapsülleri Johnathan Bremer tarafından bir otomontaj sistemi kullanılarak fotoğraflandı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Yaşam aşaması Ortalama gövde uzunluğu (mm) Std. Hata (uzunluk) Ortalama geliştirme süresi (num. gün) Std. Hatası (dev. time)
I. Yıldız 1.69478261 (n=23) 0.02152643 2.90625 (n=32) 0.08229783
Instar II 2.77248958 (n=32) 0.04302826 3.375 (n=32) 0.16649857
Iii. Instar 5.45751042 (n=32) 0.12120829 3.5 (n=32) 0.20080483
Instar IV 10.2369688 (n=32) 0.23653991 3.875 (n=32) 0.18917265
Instar V 8.7625 (n=2) 2.6125 1.5 (n=2) 0.5
Instar VI 10.2666667 (n=1) Na 3 (n=1) Na
Pre-pupa 11.0858333 (n=24) 0.23948251 2.9375 (n=32) 0.21504641
Pupa 9.0316129 (n=31) 0.12106792 11.6578947 (n=38) 0.3272288

Tablo 1: Her yaşam evresinin ortalama uzunluk ve gelişim süresi. Her değişken için standart hata ve parantez içinde örnek boyutu dahildir.

Yaşam aşaması Ortalama kanat akoru uzunluğu (mm) Std. Hatası
Yetişkin 12.63895 (n=38) 0.1365516
Bayan 12.960 (n=13) 0.1465588
Erkek 12.472 (n=25) 0.1863205

Tablo 2: Yetişkin kelebekler için ortalama forewing kanat akor uzunluğu. Kadınlar, erkekler ve tüm yetişkinler (her iki cins kombine) için anlamına gelir içerir.

LM Model 1 Std. Tahmin hatası t değeri p değeri
Kesişme 1.9179 3.128 0.0046 **
Avg. uzunluk ikinci instar 0.6822 -1.11 0.278
Avg. uzunluğu üçüncü instar 0.2928 0.476 0.6381
Avg. uzunluk dördüncü instar 0.1373 -0.57 0.5739
Avg. uzunluğu pupa 0.246 3.957 0.0005 ***
p < 0.001; ** p < 0.01; * p < 0.05.

Tablo 3: Doğrusal regresyon modeli (LM Model 1) için katsayılar tablosu, her yaşam evresinin ortalama uzunluğu (n > 30 analize dahil) ve yetişkin kanat akor uzunluğu arasındaki ilişkiyi değerlendirmek için. Bağımlı değişken: yetişkin kanat akoru uzunluğu (mm).

Katsayı -ları Std. Tahmin hatası t değeri Pr (>|t|)
Kesişme 1.7091 3.031 0.0053 **
Avg. uzunluğu pupa 0.1878 4.414 0.0002 ***

Tablo 4: Adım adım regresyon (Stepwise 1). Bağımlı değişken: yetişkin kanat akoru uzunluğu (mm).

LM Model 2 Std. Tahmin hatası t değeri p değeri
Kesişme 1.1888 12.643 4.21e-12 ***
Num. gün ilk instar 0.3486 0.937 0.3583
Num. gün ikinci instar 0.2603 -0.686 0.4993
Num. gün üçüncü instar 0.2281 1.028 0.3141
Num. gün dördüncü instar 0.2048 2.378 0.0257 *
Num. gün pre-pupa 0.222 1.133 0.2686
Num. gün pupa 0.2495 0.616 0.5435
Toplam num. gün 0.1913 -1.454 0.1589
p < 0.001; ** p < 0.01; * p < 0.05.

Tablo 5: Gelişim süresi ile yetişkin kanat akoru uzunluğu arasındaki ilişkiyi değerlendirmek için doğrusal regresyon modeli (LM Model 2) için katsayılar tablosu. Bağımlı değişken: yetişkin kanat akoru uzunluğu (mm).

Katsayı -ları Std. Tahmin hatası t değeri p değeri
Kesişme 0.89304 16.314 7.86e-16 ***
Num. gün ikinci instar 0.17974 -1.809 0,0811
Num. gün dördüncü instar 0.16917 2.075 0.0473 *
Toplam num. gün 0.04184 -1.787 0,0848
p < 0.001; ** p < 0.01; * p < 0.05; p &l & 0,1

Tablo 6: Geliştirme süresi için adım adım regresyon (Stepwise 2). Bağımlı değişken: yetişkin kanat akoru uzunluğu (mm).

Discussion

Burada, risk altındaki kelebeklerin seri üretimi için bu kanıtlanmış ex situ koruma ıslah protokolünün etkinliğini ve temel davranışsal, yaşam öyküsü veya ekolojik veri boşluklarını gidermeye yardımcı olmak için bilimsel araştırmalara nasıl uyarlanabileceğini gösteriyoruz. Ortalama toplam gelişim süresinin (yumurtadan yetişkine) daha iyi anlaşılması, her yaşam evresinde ortalama süre ve örneğin, ortalama üreme için en uygun sıcaklık, protokolün geliştirilmesine ve genel programın başarısının artırılmasına yardımcı olmak için kullanılmıştır. Mevcut protokollerin büyük çoğunluğu sadece organizma yetiştiriciliği yöntemlerini ayrıntılarıyla anlatır ve eski situ yöntemlerini bilgilendirmek ve potansiyel olarak uyarlamak için veri toplama, bilimsel araştırma veya bu tür sonuçların kullanımını tartışmaz.

Bu protokol günlük organizma yetiştiriciliği gerektirir. Organizma sağlığı ve üretkenliği, temiz yetiştirme koşulları, aşırı kalabalık organizma eksikliği ve yüksek kaliteli larva konak bitki materyalinin kullanılabilirliği ile en üst düzeye çıkar. Çoğunlukla, tek kullanımlık yetiştirme malzemeleri ve kaplar (örneğin, kağıt ve plastik bardak) kullanmak ve genellikle düzenli olarak değiştirin, genellikle günlük, ve malzeme yeniden asla. Bu hem uygun maliyetlidir hem de malzemelerin daha fazla emek yoğun sanitasyon ihtiyacını en aza indirir. Ancak entomolojik forsepsler, suluboya boya fırçaları ve küçük açılır uçuş kafesleri gibi yaygın olarak kullanılan aletlerin yanı sıra masa üstü ve laboratuvar tezgahı üstleri gibi tüm yetiştirme yüzeyleri %5 çamaşır suyu çözeltisi kullanılarak düzenli olarak dezenfekte edilmektedir. Sanitasyon tam programı son derece kullanım sıklığı, organizma fenolojisi ve diğer değişkenlere bağlıdır ve her ex situ programının özel ihtiyaçlarına göre uyarlanmalıdır. Ayrıca beyaz kasap kağıt tüm yetiştirme yüzeyleri kapsayacak şekilde yararlı olduğunu bulabilirsiniz. Bu ucuz, kolayca dağıtılabilir temiz substrat sağlar, ve beyaz arka plan rengi herhangi bir sokak organizmaların görülmesini kolaylaştırır. Günlük hayvancılık için, tüm laboratuvar personeli kontaminasyonu en aza indirmek ve bitki veya organizma işleme kaynaklanan herhangi bir potansiyel cilt tahrişine karşı personel korumak için her zaman tek kullanımlık laboratuvar muayene eldivengiymek gerekir. Herhangi bir laboratuvar personeli topikal pire tedavileri gerektiren ev hayvanları varsa bu özellikle önemlidir. Hatta az miktarda aktif madde kalıntısı bile esir çiftlik hayvanları için tehlikeli olabilir.

Ayrıca, dikkat organizmanın aşırı kalabalık en aza indirmek için alınmalıdır. Larvaların aşırı kalabalık hızla azaltılmış organizma sağlığı ve hatta bazı takvalarda yamyamlık yol açabilir, özellikle Lycaenidae. Larvaların düzenli olarak ayrıştırılması, yetiştirme kapları içindeki sayıları azaltmak ve/veya protokolün yaşam öyküsü bölümünde açıklandığı gibi bireysel larvaları izole etmek gerekebilir. Konteyner başına ideal sayılar, belirli takson ve mevcut bütçe, laboratuvar tesisleri ve toplam hayvancılık personeli sayısı gibi çeşitli ex situ programı kısıtlamalarına bağlı olarak önemli ölçüde değişebilir. Benzer şekilde, kaplar arasındaki organizma hareketinin potansiyelini en aza indirmek için larvaları barındıran bardaklar arasında yeterli boşluk bırakmanızı öneririz. Son olarak, daha büyük tutsak popülasyonlar için, bir veya daha fazla laboratuvar tesisi arasında stok ayırmak şiddetle tavsiye edilir. Bu koruma stratejisi, hastalık veya diğer öngörülemeyen etkiler nedeniyle tüm nüfusun yıkıcı kaybını en aza indirmeye yardımcı olabilir.

Larva ev sahibi bitki kalitesi ve kullanılabilirliği hayvancılık üretimini yönlendirir ve hem larva gelişim oranlarını hem de genel nüfus sağlığını güçlü bir şekilde etkiler. Yine de, yayınlanan çok az rapor veya çalışma bu sahne arkası gereksinimini vurgular veya en iyi kreş uygulamalarını tartışır. Başarılı ex situ programı planlaması yeterli tesis miktarları, üretim ve bakım için hesap gerekir. Birçok larva da gerektirir veya belirli bitki parçaları tercih (örneğin, terminal yeni büyüme, çiçek tomurcukları ve çiçek, meyve, vb), uygun bitki fenolojisi sağlamak için etkili evreleme gereklidir.

Ek hususlar uygun demografik ve genetik yönetimi ve esaret herhangi bir potansiyel olumsuz etkilerinin en aza inme içerir. Genetik bir yönetim planı nın geliştirilmesini öneriyoruz. Bu, düzenli olarak yeni genetik materyal infüzyonu dahil etmek, çeşitliliği en üst düzeye çıkarmak ve yakın üremeyi önlemek, anahtar organizma fitness değişkenlerini periyodik olarak değerlendirmek ve genetikleri bir düzeyde izleyerek, günümüze kadar gelen popülasyonların karşılaştırılmasını sağlamak ve tutsak stok sağlığını kontrol etmek için stratejiler içerebilir. Esir bireylerin özelliklerinin kurucu popülasyonlardan bireylerle periyodik olarak karşılaştırılması da34,35garanti dir.

Bu protokoller kanıtlanmış en iyi uygulamaları temsil eder. Yöntemlerimizi doğrudan uygulayabilen veya kendi çalışmalarına adapte edebilen ve risk altındaki kelebek veya böcek koruma ve kurtarma programlarına doğrudan uygulayabilen veya uyarlayabilen çeşitli araştırmacılar ve koruma uygulayıcıları için yararlı olmalıdırlar. Belirli özetlenen esir ıslah protokolü büyük olasılıkla diğer Lycaenidae, ilgili takson veya daha küçük boyutlu takson odaklı programlar için geçerlidir. Bununla birlikte, başarılı kur ve çiftleşme, yapay nektar ile yetişkin bakımı, yontmayı maksimize etme ve genel larva bakımı gibi çok sayıda bileşen daha geniş bir şekilde uygulanabilir veya daha geniş bir diziye uyarlanabilir. takson. Daha önce de belirtildiği gibi, protokol esnekliği vurgulanmalıdır, diğer yerleşik metodolojilere erişim değerli içgörü ve adaptasyon ve yenilik için uygun bir çıkış noktası sağlamaya yardımcı olabilir. Larva gelişim süresi ve larva stadia sayısı gibi çeşitli yaşam öyküsü özelliklerini değerlendirmek için sunulan yöntemler, diğer koruma ıslah programlarına ve risk altındaki taksonaya geniş uygulanabilirliğe sahiptir. Başkalarını, mümkün olduğunda önemli ekolojik veri açıklarını gidermeye ve incelenmiş protokolleri ve program sonuçlarını yayınlamaya yardımcı olmaya teşvik ediyoruz.

Disclosures

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Acknowledgments

Bu çalışma, ABD Balık ve Yaban Hayatı Servisi'nin Koruma Kurtarma Girişimi (F17AP00467) ve Disney Koruma Fonu'ndan gelen hibelerle desteklenmiştir. Ek destek Florida Doğal Tarih Müzesi ve Florida Üniversitesi Entomoloji ve Nematoloji Bölümü tarafından sağlanmıştır.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
12 oz plain white paper cups (Karat) Lollicup C-KC16
15-Amp 2-Outlet Mechanical Residential Plug-in Countdown Lighting Timer Lowes UTTNI2423
1ml sub-Q syringes (0.45 mm x 16 mm) Fisher Scientific 14-829-10F
2 oz clear plastic portion cup lids Party City #791091
2 oz Clear Plastic Portion Cups Party City #791088
34.29 cm x 34.29 cm x 60.96 cm collapsible mesh popup rearing cage Bioquip 1466BV
8.5" 1-Watt Incandescent Clamped Work Light Lowes PTC301L
Adoric Electronic Digital Caliper Amazon.com B07QX2SK2F
Big Kid's Choice Arts & Crafts Brush Set-12/Pkg, assorted sizes Walmart #10965135
Clear Plastic Cup Tray Frontier Scientific Services AG_9040
Fisher Scientific traceable memory monitoring thermometer Fisher Scientific 15-077-8D
Forceps, Straight Points, Swiss Style #4, Stainless BioQuip 4531
Humco Glycerin 6 oz Walmart #303951037966
Luminous Paint Kit, Blue, Red, Yellow, 4 Dram Bioquip 1166A
Melon flavored Gatorade Fierce Thirst Quencher or fruit punch flavored Gatorade Thirst Quencher sports drink Walmart #568456137
Neoteck Digital 2 in 1 Hygrometer-Thermometer Amazon.com NTK026
Olympus 0.6 ml Microtubes, Clear, Polypropylene, Nonsterile Amazon.com 24-272C
Plastic Tank Sprayer Lowes #5318
Q-tips Cotton swabs Walmart #551398298
Rectangular plastic tupperware container with lid (Rubbermaid) Walmart #554320171
Showgard 903 Stamp Tongs, 4 5/8 inch Spade Tip Amazon.com #787793151378
Single face corrugated paper roll Amazon.com BXSF12
Snap blade utility knife OLFA #5023
Solo 9 oz plastic cups Solo SQ950
Thorton Plastics 50 dram clear plastic snap cap vial (6.25 oz.) Thorton Plastics #50
Tulle Spool 9 inch x 150 feet - Black Jo Ann Fabrics #16029696
Zep 32 oz Plastic Spray Bottle Lowes HDPRO36

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Thomas, J. A. Butterfly communities under threat. Science. 352, (6296), 216-218 (2016).
  2. Swengel, S. R., Schlicht, D., Olsen, F., Swengel, A. B. Declines of prairie butterflies in the Midwestern USA. Journal of Insect Conservation. 15, (1-2), 327-339 (2011).
  3. Habel, J. C., et al. Butterfly community shifts over two centuries. Conservation Biology. 30, (4), 754-762 (2016).
  4. Gilburn, A. S., et al. Are neonicotinoid insecticides driving declines of widespread butterflies? Peer J. 3, e1402 (2015).
  5. Sánchez-Bayo, F., Wyckhuys, K. A. G. Worldwide decline of the entomofauna: A review of its drivers. Biological Conservation. 232, 8-27 (2019).
  6. Daniels, J. C., Magdich, M., Tolson, P. Butterfly recovery planning: Determining how to contribute. Butterfly Conservation in North America: Efforts to Help Save Our Charismatic Microfauna. Daniels, J. C. Springer Science+Business Media B.V. New York. 1-21 (2015).
  7. U.S. Fish and Wildlife Service. Environmental Conservation Online System. Listed Animals. https://ecos.fws.gov/ecp (2019).
  8. Schultz, C. B., Russell, C., Wynn, L. Restoration, reintroduction and captive propagation efforts for at-risk butterflies: a review. Israel Journal of Ecology and Evolution. 54, 41-61 (2008).
  9. Grow, S., Allard, R., Luke, D. The role of AZA-accredited zoos and aquariums in butterfly conservation. Butterfly Conservation in North America: Efforts to Help Save Our Charismatic Microfauna. Daniels, J. C. Springer Science+Business Media B.V. New York. 23-34 (2015).
  10. Crone, E. E., Pickering, D., Schultz, C. B. Can captive rearing promote recovery of endangered butterflies? An assessment in the face of uncertainty. Biological Conservation. 139, 103-112 (2007).
  11. Sanchez, S. J., Daniels, J. C. The butterfly conservation initiative: Developing a new conservation vision through compound eyes. News of the Lepidopterists' Society. 49, (3), 75-77 (2007).
  12. Wardlaw, J. C., Elmes, G. W., Thomas, J. A. Techniques for studying Maculinea butterflies: I. Rearing Maculinea caterpillars with Myrmica ants in the laboratory. Journal of Insect Conservation. 2, (1), 79-84 (1998).
  13. Mattooni, R., Longcore, T., Krenova, Z., Lipman, A. Mass rearing the endangered Palos Verdes blue butterfly (Glaucopsyche lygdamus palosverdesensis:Lycaenidae). Journal of Research on the Lepidoptera. 37, 55-67 (1998).
  14. Pearce-Kelly, P., et al. The captive rearing of threatened Orthoptera: a comparison of the conservation potential and practical considerations of two species' breeding programmes at the Zoological Society of London. Journal of Insect Conservation. 2, (3-4), 201-210 (1998).
  15. Wells, C. N., Edwards, L., Hawkins, R., Smith, L., Tonkyn, D. A rearing method for Agrynnis (Speyeria) diana (Lepidoptera: Nymphalidae) that avoids diapause. Psyche. 1-6 (2011).
  16. Grosboll, D. N. Captive Rearing the Endangered Mardon Skipper (Polites mardon) and Taylor's Checkerspot (Euphydryas editha taylori) Butterflies: Initial Results (Lepidoptera, Nymphalidae). Proceedings of the species at risk, pathways to recovery conference. Species at Risk Pathways to Recovery Conference Organizing Committee. Victoria. 1-6 (2004).
  17. Barclay, E., Arnold, M., Andersen, M., Shepherdson, D. Husbandry manual: Taylor's checkerspot (Euphydryas editha taylori). 1st edition, Oregon Zoo. Portland, Oregon. (2009).
  18. Johnson, J., et al. Captive Rearing of the Laguna Mountains Skipper (Pyrgus ruralis laguanae): Final Report. (2010).
  19. Linders, M. Captive rearing and translocation of Taylor's checkerspot in South Puget Sound: 2011-2012. 2012 Annual Progress Report to the ACUB Technical Review Committee. (2012).
  20. Linders, M., Lewis, K. Captive rearing and translocation of Taylor's checkerspot butterfly (Euphydryas editha taylori.): South Puget Sound, Washington, 2012–2013. 2013 Annual Report to the US Fish and Wildlife Service (Cooperative Agreement F12ACI00835), Joint Base Lewis-McChord Fish and Wildlife Program and JBLM-ACUB Technical Review Committee. (2013).
  21. Department of Conservation and Research, Toledo Zoo. Propagation Handbook for the Karner Blue Butterfly Lycaeides melissa samuelis. Fourth edition, (2006).
  22. Johnson, J. J., et al. Captive Rearing of Lange's Metalmark Butterfly, 2011-2015. United States Fish and Wildlife Service, CVPIA Habitat Restoration Program (F11AP00168). (2016).
  23. Andersen, M. J., et al. Oregon Silverspot Butterfly Husbandry Manual. Oregon Zoo. Portland, Oregon. (2010).
  24. Washington Department of Fish and Wildlife. Threatened and Endangered Wildlife in Washington: 2012 Annual Report. Listing and Recovery Section, Wildlife Program, Washington Department of Fish and Wildlife. Olympia. (2013).
  25. McGowan, P. J. K., Traylor-Holzer, K., Leus, K. IUCN guidelines for determining how ex situ management should be used in species conservation. Conservation Letters. 10, (3), 361-366 (2017).
  26. Pearce-Kelly, P., et al. The conservation value of insect breeding programmes: Rationale, evaluation tools and example programme case studies. Insect Conservation Biology: Proceedings of the Royal Entomological Society's 23nd Symposium. Stuart, A. J. A., New, T. R., Lewis, O. T., et al. 57-75 (2007).
  27. U.S. Fish and Wildlife Service. Policy Regarding Controlled Propagation of Species Listed Under the Endangered Species Act. United States Federal Register. 65, (183), 56916-56922 (2000).
  28. IUCN/SSC. Guidelines on the use of ex situ management for species conservation. Version 2.0. IUCN Species Survival Commission. Gland, Switzerland. (2014).
  29. Sutherland, W. J., Pullin, A. S., Dolman, P. M., Knight, T. M. The need for evidence-based conservation. Trends in Ecology & Evolution. 19, (6), 305-308 (2004).
  30. Daniels, J. C., Nordmeyer, C., Runquist, E. Improving standards for at-risk butterfly translocations. Diversity. 10, 67 (2018).
  31. Saarinen, E. V. Population genetics of the endangered Miami blue butterfly Cyclargus thomasi bethunebakeri.: implications for conservation. University of Florida. Gainesville. (2009).
  32. Becker, T. Propagation and repatriation of the regal fritillary butterfly. http://titag.org/2016/2016papers/beckerregal.pdf (2019).
  33. R Core Team. R A Language and Environment for Statistical Computing. R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. (2016).
  34. Schultz, C. B., Dzurisin, J. D., Russell, C. Captive rearing of Puget blue butterflies (Icaricia icarioides blackmorei) and implications for conservation. Journal of Insect Conservation. 13, (3), 309-313 (2009).
  35. Frankham, R., Loebel, D. A. Modeling problems in conservation genetics using captive Drosophila populations: Rapid genetic adaptation to captivity. Zoo Biology. 11, (5), 333-342 (1992).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics