Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Stimulation durale et test de von Frey périorbitaire chez la souris en tant que modèle préclinique de maux de tête

Published: July 29, 2021 doi: 10.3791/62867
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1School of Brain and Behavioral Sciences and Center for Advanced Pain Studies, University of Texas at Dallas

Summary

Le symptôme le plus notable de la migraine est une douleur intense à la tête, et on suppose que cela est médié par des neurones sensoriels innervant les méninges. Ici, nous présentons une méthode pour appliquer localement des substances à la dure-mère d’une manière peu invasive tout en utilisant l’hypersensibilité faciale comme sortie.

Abstract

On pense que les méninges crâniennes, composées de la dure-mère, de l’arachnoïde et de la pia mater, servent principalement des fonctions structurelles pour le système nerveux. Par exemple, ils protègent le cerveau du crâne et ancrent/organisent l’approvisionnement vasculaire et neuronal du cortex. Cependant, les méninges sont également impliquées dans des troubles du système nerveux tels que la migraine, où la douleur ressentie pendant une migraine est attribuée à une inflammation stérile locale et à l’activation ultérieure des afférences nociceptives locales. Parmi les couches dans les méninges, la dure-mère présente un intérêt particulier pour la physiopathologie des migraines. Il est très vascularisé, abrite des neurones nociceptifs locaux et abrite un large éventail de cellules résidentes telles que les cellules immunitaires. Des changements subtils dans le microenvironnement méningé local peuvent entraîner l’activation et la sensibilisation des nocicepteurs périvasculaires duraux, entraînant ainsi des douleurs migraineuses. Des études ont cherché à examiner comment les afférences durales sont activées / sensibilisées en utilisant soit l’électrophysiologie in vivo, des techniques d’imagerie ou des modèles comportementaux, mais ceux-ci nécessitent généralement des chirurgies très invasives. Ce protocole présente une méthode pour l’application relativement non invasive de composés sur la dure-mère chez la souris et une méthode appropriée pour mesurer la sensibilité tactile semblable à des maux de tête en utilisant des tests de von Frey périorbitaires après stimulation durale. Cette méthode maintient l’intégrité de la dure-mère et du crâne et réduit les effets de confusion des techniques invasives en injectant des substances à travers une canule modifiée de 0,65 mm à la jonction de sutures sagittales et lambdoïdes non fusionnées. Ce modèle préclinique permettra aux chercheurs d’étudier un large éventail de stimuli duraux et leur rôle dans la progression pathologique de la migraine, tels que l’activation des nocicepteurs, l’activation des cellules immunitaires, les changements vasculaires et les comportements douloureux, tout en maintenant des conditions sans blessure au crâne et aux méninges.

Introduction

La douleur migraineuse reste un problème de santé publique majeur dans le monde entier. L’Organisation mondiale de la santé la classe au sixième rang des maladies les plus répandues dans le monde, touchant un peu moins de 15 % de la population de la Terre1 et causant un fardeau socio-économique important à la société 2,3. Les options de traitement et leur efficacité ont été sous-optimales et ne procurent qu’un soulagement symptomatique et ne modifient pas de manière significative les événements physiopathologiques qui sous-tendent l’apparition demigraines 4,5. Le manque de succès du traitement est probablement dû au fait que la migraine est un trouble multifactoriel dont la pathologie est mal comprise, conduisant à un nombre limité de cibles thérapeutiques. La migraine est également difficile à capturer pleinement dans les modèles animaux, d’autant plus que le diagnostic de la migraine est fait sur la base de la communication verbale avec les patients qui décrivent leur expérience avec les caractéristiques de la migraine telles que l’aura, les maux de tête, la photophobie et l’allodynie. Néanmoins, il est important de noter que les progrès récents dans les traitements de la migraine surpassent actuellement les traitements pour de nombreuses affections neurologiques qui ont été bien validées par des modèles précliniques. Par exemple, les anticorps monoclonaux et les petites molécules qui ciblent le peptide lié au gène de la calcitonine, ou son récepteur, ont très bien réussi à améliorer la qualité de vie des personnes souffrant de migraine et peuvent potentiellement transformer la prise en charge clinique de la migraine. Bien qu’il y ait eu des progrès dans la compréhension de ce trouble, il reste encore beaucoup à élucider.

Sur la base de modèles animaux précliniques et d’études humaines, il est largement admis que les migraines sont initiées par l’activation aberrante de fibres nociceptives dans les méninges qui signalent à travers le trijumeau et les ganglions de la racine dorsale cervicale supérieure 6,7,8,9,10. Malgré cette théorie, de nombreuses études utilisent encore l’administration systémique de médicaments pour comprendre les mécanismes contributifs sous-jacents de la migraine. Bien que le dosage systémique des médicaments ait considérablement renforcé notre compréhension, ces résultats n’évaluent pas directement si les actions locales dans le tissu cible d’intérêt jouent un rôle dans la migraine. Inversement, plusieurs études ont adopté une approche pour stimuler la dure-mère; cependant, ces expériences nécessitent l’implantation de canules via une craniotomie invasive et des temps de récupération prolongés11,12. En raison de ces limitations, nous avons développé une approche mini-invasive pour stimuler localement la dure-mère où l’absence de craniotomie élimine la récupération post-chirurgicale et permet des tests immédiats chez les animaux éveillés 12,13,14. Ces injections sont réalisées sous anesthésie isoflurane légère et administrées à la jonction des sutures sagittales et lambdoïdes chez la souris.

Plusieurs approches ont été développées pour évaluer les réponses comportementales nociceptives chez les rongeurs15. Une allodynie cutanée a été rapportée chez environ 80 % des personnes souffrant de migraine16,17 et représente un critère d’évaluation translationnel potentiel pour une utilisation chez les rongeurs. Dans les modèles précliniques, l’application de filaments de von Frey à la région plantaire de la patte du rongeur a été utilisée pour évaluer les comportements de la douleur dans les modèles précliniques de migraine. La principale limite de cette approche est qu’elle ne teste pas la région céphalique. Le score de grimace faciale a été utilisé pour capturer les comportements de douleur chez les rongeurs en analysant les expressions faciales après l’induction de stimuli douloureux18,19. Cependant, ses limites comprennent uniquement la capture des réponses aux stimuli aigus et non des conditions de douleur chronique ouofaciale. Le toilettage du visage et la diminution de l’élevage sont également considérés comme des résultats des réponses comportementales dans les modèles précliniques de migraine20,21. Les limites du premier comprennent la difficulté à différencier les réponses à la douleur du toilettage de routine normal et d’autres sensations telles que les démangeaisons. Dans ce dernier cas, les comportements d’élevage diminuent généralement rapidement après l’introduction de rongeurs dans de nouveaux environnements. Bien que chacun de ces paramètres comportementaux soit précieux pour comprendre divers mécanismes qui contribuent aux conditions de douleur, il existe un besoin critique de modèles précliniques de troubles de la douleur tels que la migraine pour inclure des critères d’évaluation qui capturent spécifiquement les réponses d’hypersensibilité céphalique. L’évaluation de l’hypersensibilité tactile de la peau périorbitaire après une stimulation durale est une méthode qui peut fournir un meilleur aperçu des mécanismes contribuant aux migraines où les symptômes sensoriels sont principalement de nature céphalique. Ici, nous décrivons une méthode pour administrer des substances sur la dure-mère de souris comme un modèle préclinique de la migraine. Après l’application durale, nous présentons également une méthode détaillée pour tester l’hypersensibilité tactile périorbitaire à l’aide de filaments de von Frey calibrés appliqués dans la méthode Dixon up-down.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Toutes les procédures ont été menées avec l’approbation préalable du comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université du Texas à Dallas. Des souris ICR (CD-1) (30-35 g) et C57/BL6 (25-30 g) âgées de 6 à 8 semaines ont été utilisées dans cette étude.

1. Infuseur dural

  1. Créez les infuseurs/injecteurs de souris en modifiant une canule interne et un infuseur disponibles dans le commerce pour des injections unilatérales avec un capuchon en plastique de silice fondue non métallique réglable et inséré dans/s’étendant en dessous d’une canule guide de 28 G avec un diamètre intérieur (I.D.) de 0,18 mm et un diamètre extérieur (O.D.) de 0,35 mm (Figure 1A).
  2. Utilisez un étrier ou un autre appareil de mesure pour ajuster le capuchon en plastique de silice fondue de l’infuseur à une longueur de 0,6 mm; mesuré de l’extrémité de l’infuseur jusqu’au bord du capuchon en plastique de silice.
    1. Veillez à ne pas plier ou ternir l’infuseur lors du réglage du capuchon en plastique.
    2. Pour d’autres souches de souris qui n’ont pas été utilisées auparavant pour des injections durales, déterminez la longueur optimale de l’infuseur en réglant la longueur à 0,6 mm et en effectuant des injections pilotes avec de l’encre ou du colorant, en ajustant la longueur de l’infuseur jusqu’à ce qu’il soit observé que le colorant est uniquement dans la dure-mère et non sur le cerveau ou le crâne.
  3. Fixez l’extrémité longue (ou l’extrémité qui n’a pas été mesurée à 0,6 mm) de l’infuseur ajusté à un tube en plastique (tube de pompe, 2 butées, I.D. 0,19 mm, longueur 406 mm).
    1. Coupez le tube à une longueur minimale de 8 po pour vous assurer qu’il y a suffisamment de ligne pour contenir un volume de 5 μL.
    2. Assurez-vous que le tube recouvre la partie métallique et le haut du bouchon en plastique situé sur l’infuseur. Cela aidera à empêcher les bulles d’air de s’accumuler dans la ligne.
  4. Fixez l’autre extrémité du tube à un microsyringe en verre de 10 μL (étanche aux gaz; aiguille cimentée; 21 G avec une projection de 10 mm), encore une fois, en vous assurant d’avoir un joint étanche sur la partie métallique de la seringue (Figure 1A).
  5. Une fois la ligne connectée, remplissez la seringue avec 5 μL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS), de liquide interstitiel synthétique (SIF) ou d’autres véhicules de votre choix pour empêcher la formation de bulles d’air.
    1. Si des bulles d’air sont observées dans la ligne, inondez la ligne avec le véhicule jusqu’à ce que les bulles se soient dissipées.
      REMARQUE: Il peut être utile de remplir la seringue avec le véhicule avant de l’attacher à la ligne, puis de pousser le fluide à travers la ligne une fois connecté.
  6. Une fois que la ligne est remblayée avec 5 μL du véhicule et fonctionne efficacement, chargez 5 μL du médicament / solution dans la seringue Hamilton (l’encre ou le colorant peut être utilisé comme alternative au médicament / solution si vous apprenez ou pratiquez cette technique).
    1. S’assurer que toutes les solutions de véhicule administrées sur la dure-mère sont maintenues à un pH de 7,4 et mesurées à une osmolalité de 310. Cela réduit l’activation potentielle des canaux ioniques de détection acide et d’autres canaux osmosensibles dans la dure-mère.
  7. Le volume maximal testé chez la souris qui n’a pas provoqué de fuite dans le cerveau est d’environ 10 μL. Les effets comportementaux après les injections avec ce volume n’ont pas été testés. Pour cette raison, administrer seulement 5 μL de la solution sur la dure-mère.
    REMARQUE: Ces observations sont basées sur les souches / âges / poids de souris de souris âgées de 6 à 8 semaines CD1 / ICR.

2. Injections durales

  1. Une fois la seringue préparée et le médicament chargé, placez une souris à plat sur son abdomen et anesthésiez-la sous un bref isoflurane à 3% avec un débit d’oxygène de 0,5-1 L / min via nosecone.
    1. Une fois que la souris n’affiche plus de réflexe de pincement, ajustez l’anesthésie et maintenez-la à un isoflurane de 1,5%.
  2. Une fois anesthésié, appliquez une pommade ophtalmique stérile sur les yeux et rasez la tête de l’animal, puis désinfectez la peau avec de la povidone-iode et de l’éthanol. Après cela, mettez-vous dans une position propice à une injection réussie.
  3. Utilisez une main pour stabiliser la tête de l’animal et tenez l’infuseur avec l’autre main.
  4. Sondez soigneusement et localisez la jonction des sutures sagittale et lambdoïdale sur le crâne de la souris (Figure 1B, C).
    1. Pour localiser cette jonction discrète à travers la peau, utilisez les caractéristiques topographiques du crâne et sondez doucement l’emplacement général de la jonction avec l’infuseur.
    2. Vérifiez la position de la jonction en repositionnant l’infuseur le long du crâne et en détectant l’emplacement exact.
  5. Une fois que la suture est localisée et que l’infuseur est en place, remuez très lentement et doucement l’infuseur d’avant en arrière jusqu’à ce qu’il perce la peau et tombe dans la jonction jusqu’au bouchon en plastique.
    REMARQUE: Assurez-vous d’insérer toute la pointe de 0,6 mm de l’infuseur dans la jonction.
  6. Pour vérifier l’exactitude, utilisez de l’encre ou du colorant comme solution injectable et euthanasiez et décapitez la souris.
    1. Retirez la calotte crânienne pour visualiser le colorant dans la dure-mère (Figure 1C).
      REMARQUE: Le colorant ne doit pas être observé sur le cerveau ou à l’extérieur du crâne. De même, les souris de toute expérience doivent être vérifiées post mortem pour vérifier l’exactitude de l’injection ainsi que pour s’assurer que l’intégrité de la dure-mère n’a pas été endommagée.
  7. Après l’injection, retirez la souris de l’anesthésie, attendez qu’elle reprenne conscience, puis retournez dans sa cage ou placez-la dans une chambre d’essai pour commencer les tests souhaités.
    REMARQUE: Laissez la souris récupérer de l’anesthésie pendant au moins 30 minutes avant de faire des expériences comportementales.

3. Périorbital von Frey

  1. Commencez l’étude avec une cohorte d’environ 16 à 20 souris.
  2. Un jour avant l’accoutumance, manipulez chaque souris pendant au moins 5 minutes.
  3. Environ 24 heures après la manipulation, habituer les souris aux conditions de la salle d’essai et à l’appareil d’essai von Frey (Figure 2A).
    REMARQUE: L’appareil d’essai acrylique se compose de compartiments individuels avec des couvercles d’environ 3 po x 3,5 po x 5 po (L x H x P) et sont soutenus par des supports en aluminium reliés par un fil de treillis d’acier galvanisé carré de 0,25 G.
    1. Placez les souris à l’intérieur d’un gobelet en papier blanc de 4 oz placé horizontalement qui est inodore et ne contient pas de polythène ou de cire de paraffine.
      REMARQUE: Ces types de tasses sont préférés car ils réduisent les troubles gastro-intestinaux chez les souris s’ils sont ingérés (Figure 2B).
  4. Pendant que les animaux sont dans leurs chambres respectives, placez une pastille du régime chow normal dans la chambre individuelle de chaque souris pour calmer les animaux et éviter tout stress inutile pour les animaux. Faites-le pendant 3 jours avant tout test de comportement de von Frey.
    1. Assurez-vous que chaque fois que les souris sont dans la chambre, il y a accès à de la nourriture.
    2. Numérotez et affectez chaque animal au même espace dans le rack d’essai. Placez la souris dans la même tasse tous les jours de la période d’essai pour vous assurer que chaque animal s’acclimate à son environnement d’essai.
      REMARQUE: Les souris rongeront les tasses et les détruiront ensuite. Si cela se produit, remplacez la tasse et étiquetez-la avec le numéro de souris correspondant.
  5. Après les 3 premiers jours d’accoutumance, placez les souris dans leurs chambres individuelles.
    1. Laissez les animaux s’acclimater à la salle d’essai et aux chambres pendant au moins 1 h avant tout test von Frey pour permettre aux souris de se calmer et sont ensuite plus faciles à tester.
  6. Après l’acclimatation à la pièce le jour du test, retirez une souris alors qu’elle est encore dans sa tasse de sa chambre respective.
    1. Maintenez la tasse en position horizontale afin que la souris soit sur les pattes antérieures et les pattes postérieures pour aider à garder leur poids uniformément réparti.
      REMARQUE: Une répartition inégale du poids peut modifier les réponses des animaux et même empêcher les animaux de réagir.
  7. Placez la tasse avec la souris à l’intérieur sur la table sous le support de test sur le tampon absorbant.
  8. Pour les tests de von Frey périorbitaires, placez le filament von Frey de 0,07 g directement au centre du visage et entre les yeux.
  9. Appliquez suffisamment de pression sur le filament pour que les cheveux de von Frey se plient en une formation en forme de « C ».
    1. Maintenez le contact avec la région au moins 3 s mais pas plus de 5 s ou jusqu’à ce que la souris retire sa tête et glisse sur le filament avec sa patte.
      REMARQUE: Si le filament glisse ou si plus que la pointe du filament touche l’animal pendant l’essai, les réponses ne doivent pas être comptées. Ces réponses peuvent être en réponse à la brosse qui sont activées par différents mécanorécepteurs et peuvent donc ne pas refléter des résultats précis.
    2. Appliquer les filaments de von Frey selon la méthode Dixon « up-down »22,23.
      1. Dans un premier temps, appliquez le filament von Frey qui a un poids de 0,07 g. Le filament le plus bas possible et le filament le plus testé dans cette étude sont des filaments d’un poids de 0,008 g et 0,6 g, respectivement.
      2. Utilisez les filaments de poids 0,008 g, 0,02 g, 0,04 g, 0,07 g, 0,16 g, 0,4 g et 0,6 g pour effectuer ce test.
      3. Dans cette méthode, si un animal ne présente pas de réponse au filament, appliquez le filament du gramme de poids supérieur suivant.
      4. Si la souris répond à un filament, considérez que cette souris répond à ce filament. Si tel est le cas, appliquez le filament du gramme inférieur suivant.
      5. Répétez ce schéma jusqu’à ce que l’animal soit testé 4 fois après la réponse initiale ou qu’il soit déterminé que l’animal ne répond pas aux filaments testés dans le test.
        REMARQUE: S’abstenir d’appliquer toute pression supplémentaire provenant du bras ou du poignet. Une balance peut être utilisée pour pratiquer l’application du filament.

4. Test des seuils de retrait de base

  1. Avant d’être incluses dans une expérience, assurez-vous que les souris atteignent un seuil de retrait de base compris entre 0,5 et 0,6 g.
    1. Une souris atteint la ligne de base si elle ne répond pas à un filament testé dans la série mentionnée à l’étape 3.9.2.2 (0,07 g, 0,16 g, 0,4 g et 0,6 g).
  2. Testez les souris quotidiennement lors de l’établissement des seuils de sevrage de base.
    1. Les tests permettent aux animaux de s’acclimater aux conditions d’essai et à la pression des filaments von Frey.
    2. Si les souris sont toujours extrêmement hypersensibles après le troisième jour de test, essayez d’attendre 1 ou 2 jours avant de tester à nouveau.
      REMARQUE: Trop de temps entre les jours d’essai peut empêcher l’animal de s’adapter au poids du filament sur sa région périorbitaire, n’atteignant ainsi pas le seuil de sevrage ciblé.
  3. Testez les souris pendant environ 7 jours avant de déterminer quels animaux ne répondent pas aux critères d’inclusion pour une expérience.
    REMARQUE: Environ 70% des souris atteindront le niveau de base ciblé.
    1. Avant la stimulation durale, analysez les données de base pour exclure toute souris qui n’a pas atteint une valeur de base de 0,5 à 0,6 gramme ou plus.
    2. Après l’exclusion, allouez au hasard chaque souris restante à un groupe de test. Pour ce faire, dessinez dans une tasse ou écrivez un script sur une feuille de calcul pour randomiser les nombres dans un groupe.

5. Analyse des résultats de von Frey

  1. Une fois la série de réponses obtenue, déterminer le delta, la valeur k, le seuil de 50 % et le seuil de retrait en grammes selon les méthodesprécédemment publiées 24.
  2. Calculez le seuil de retrait à l’aide de cette formule WT = 10(x*F+B), où WT= seuil de retrait, F = seuil de retrait de patte calculé via la méthode de Chaplan, et B = régression linéaire de log (force de flexion) = x*Nombre de filament + B.
  3. Tracez les données sous forme de seuil de retrait de 50 % ou de seuil de retrait moyen en grammes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Cette méthode d’injection est utilisée pour administrer des stimuli sur la dure-mère de souris afin que des tests comportementaux ultérieurs puissent avoir lieu. Le résultat comportemental le plus courant mesuré avec ce modèle est l’hypersensibilité faciale cutanée évaluée via von Frey 12,13,14. Nous montrons ici comment ce modèle peut être utilisé pour évaluer les contributions potentielles spécifiques au sexe à la pathologie migraineuse (Figure 3).

Cette procédure a été utilisée pour examiner les effets de la prolactine durale (PRL) sur l’hypersensibilité faciale évoquée mécaniquement14 (Figure 3). Les résultats de cette étude ont démontré que les souris ICR femelles présentent des seuils de retrait facial significativement réduits en réponse à 5 μg de prolactine durale (Figure 3A). Une dose dix fois plus faible de 0,5 μg de prolactine (PRL) a également montré des réponses similaires à une dose élevée de PRL (Figure 3B).

Il a également été démontré que ces injections produisent des comportements spontanés liés à la douleur évalués par grimace. Dural 0,5 μg de PRL a provoqué une grimace significative chez les souris femelles (Figure 3C), démontrant ainsi un rôle clair pour la PRL durale dans les comportements féminins migraineux. Nous avons effectué des tests de grimace avant tous les tests avec des filaments von Frey.

Figure 1
Figure 1 : Infuseur dur et placement de l’injection. (A) Les injecteurs/infuseurs sont constitués d’une canule modifiée ajustée à une longueur d’environ 0,5 mm à 0,65 mm et fixée à une aiguille cimentée sur une seringue étanche aux gaz de 10 μL par l’intermédiaire d’un tube de tygon. (B) Vue aérienne de l’emplacement marqué du site d’injection sur la tête de la souris. (C) (Panneau de gauche) Diagramme de l’emplacement de l’injection durale. Le placement de l’injection se fait à la jonction des sutures lambdoïde et sagittale à environ 4,8 mm postérieur à bregma. (Panneau du milieu) Vue aérienne post-mortem d’un crâne de souris après injection durale de 5 μL de colorant d’injection bleu. (Panneau de droite) Séparation de la calotte de la souris du cerveau. Il n’y avait aucune fuite observable de colorant d’injection bleu sur le cerveau. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2: Chambres d’essai von Frey. (A) Chambre d’essai von Frey composée de 3,5 po x 3,5 dans des chambres acryliques individuelles avec couvercles placés sur un rack en treillis métallique. Ceux-ci sont reliés par des colonnes de 10 chambres organisées en 2 rangées. (B) Exemple de souris dans leurs tasses individuelles logées à l’intérieur des chambres d’essai von Frey. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : L’application durale de prolactine induit des réponses comportementales chez la souris. Les seuils de retrait mécanique ont été évalués après l’application durale de PRL (5 μg ou 0,5 μg) chez des souris femelles. (A) L’application de 5 μg de PRL (n = 7 PRL, n = 6 véhicules) a induit une hypersensibilité faciale par rapport au véhicule. (B) L’application de 0,5 μg de PRL (n = 5 PRL, n = 4 véhicules) a induit une hypersensibilité faciale de longue durée. (C) Grimace a également été évalué chez les mêmes souris traitées avec 0,5 μg de PRL à chaque point temporel. Ces souris ont présenté des scores de grimace significativement plus élevés que les souris traitées avec un véhicule. Statistiques : ANOVA bidirectionnelle suivie d’une analyse post-hoc de comparaison multiple de Bonferroni. Les données sont représentées comme des moyennes ± SEM. *p < 0,05, ****p < 0,0001. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Les changements inadaptés dans le système nociceptif local dans la dure-mère sont considérés comme un contributeur clé à la phase de maux de tête des crises de migraine malgré l’absence de lésion tissulaire25,26. Ici, l’étude présente une méthode par laquelle la stimulation mini-invasive de la dure-mère peut induire une hypersensibilité tactile faciale. Élucider les mécanismes et les événements impliqués dans l’activation des nocicepteurs duraux sans causer de dommages au crâne et aux tissus peut refléter plus précisément les mécanismes de la migraine dans un modèle préclinique.

La craniotomie et l’implantation de canules sont utilisées depuis longtemps pour évaluer les fonctions et les mécanismes qui contribuent à la douleurmigraineuse 11,12. Cependant, il a été rapporté qu’une craniotomie peut induire l’activation des mastocytes duraux et augmenter la perméabilité vasculaire piale chez les rongeurs27. Étant donné que l’activation des mastocytes dans la dure-mère est fortement impliquée dans la migraine 7,8,28,29, cette technique présente des mises en garde majeures qui peuvent fausser l’interprétation. L’administration de substances par la jonction des sutures sagittales et lambdoïdales diminue efficacement l’activation des nocicepteurs médiée par l’activation des mastocytes induite par la craniotomie. De plus, la stimulation durale non invasive ne nécessite pas de récupération post-chirurgicale et l’administration d’analgésiques qui peuvent modifier l’interprétation des résultats. L’application locale de substances sur la dure-mère permet aux chercheurs de se concentrer sur ce tissu cible spécifique, par opposition à l’administration systémique de médicaments où le site d’action n’est pas facilement déterminé 12,13,14. Bien que l’administration systémique de substances telles que la nitroglycérine et le peptide lié au gène de la calcitonine déclenche des attaques expérimentales chez l’homme similaires aux migraines, elles ne permettent pas d’évaluer l’emplacement d’action dans les modèles de rongeurs; des modèles plus ciblés spécifiques aux tissus offrent une approche alternative.

Cette technique décrite ici consiste à injecter une drogue ou une autre solution directement sur la dure-mère des méninges par la jonction où les sutures sagittales et lambdoïdales du crâne se rencontrent. Pour de meilleurs résultats, des souris ICR (CD-1) ou C57/BL6 âgées de 6 à 8 semaines doivent être utilisées pour ces expériences. Des souris plus jeunes peuvent être utilisées; cependant, l’utilisation de souris ICR (CD-1) âgées de plus de 8 semaines n’est pas recommandée car leurs sutures de plaque crânienne sont généralement complètement fusionnées à cet âge, ce qui rend impossible l’injection sans endommager le crâne. Il est également essentiel de prendre en compte le poids / la taille de chaque souris qui subira cette procédure. Il est recommandé que ces injections soient effectuées sur des animaux dont le poids est supérieur à 19 g, car le crâne est généralement très mince à des poids inférieurs et peut ne pas résister à la pression appliquée pendant l’injection. Il est important de noter qu’il existe également des facteurs susceptibles de contribuer à l’âge et au poids auxquels la fusion des plaques crâniennes se produit (p. ex., la composition du chow de laboratoire utilisé dans les installations animales). Par conséquent, les expérimentateurs peuvent avoir besoin de déterminer la plage d’âge / poids appropriée dans leurs propres conditions. Différentes tranches d’âge et poids d’animaux peuvent être nécessaires pour d’autres souches ou génotypes de souris, selon le moment où les plaques crâniennes fusionnent chez ces animaux, et peuvent également nécessiter une optimisation de l’injection elle-même.

Lors de l’apprentissage ou de la pratique de cette technique, il est fortement recommandé d’obtenir un niveau de confort en localisant la jonction de suture chez les souris euthanasiées. Il peut être préférable de pratiquer d’abord avec le cuir chevelu excisé ou pelé chez ces souris et d’avancer lentement pour localiser la jonction à travers la peau. Une fois l’emplacement précis établi, des encres et des colorants peuvent être injectés dans la dure-mère pour vérifier la précision de l’emplacement et la profondeur de l’injection. Cette technique a été développée et optimisée à l’aide de souris ICR (CD-1) (30-35 g) et de souris C57/BL6 (25-30 g). Une longueur d’infuseur de 0,5 à 0,6 mm est suffisante pour injecter une souris pesant entre 25 et 35 g. Cependant, la longueur de l’infuseur peut devoir être calibrée si vous injectez des souris qui diffèrent considérablement des souris utilisées pour optimiser cette technique. Par exemple, une souris de moins de 25 g entraînerait probablement l’utilisation d’un infuseur d’une longueur inférieure à 0,5 mm. Lors de la maîtrise de cette technique et lorsqu’elle est réalisée chez des souris adaptées à l’âge, le taux de réussite de cette injection peut être proche de 100%; cependant, les complications avec l’injection peuvent provenir de problèmes tels que la rupture du crâne due à l’application d’une trop grande force pour insérer l’infuseur ainsi que des saignements anormaux causés par l’endommagement des vaisseaux sanguins méningés.

Les altérations de la sensibilité tactile sont une mesure importante lors de l’évaluation des comportements de douleur chez les rongeurs. Nous démontrons ici l’utilisation des tests de von Frey périorbitaires pour évaluer ces comportements dans un modèle préclinique de migraine. Un avantage majeur de l’utilisation de cette technique dans les modèles de migraine est que nous pouvons évaluer l’hypersensibilité de la tête, qui a plus de pertinence que d’autres endroits non crâniens tels que les pattes. L’étape critique pour assurer des résultats reproductibles est de s’assurer que les souris sont complètement baselineées. Cela nécessitera un expérimentateur bien formé capable d’appliquer les filaments de von Frey avec précision. Il est probable qu’il faudra environ 7 jours pour qu’un animal atteigne la ligne de base. Cependant, il est possible que tous les animaux n’atteignent pas la base de référence ciblée. D’après notre expérience, après environ 7 jours de travail avec des souris, seulement 60% à 70% des animaux atteindront une base de référence de 0,6 g dans la région périorbitaire, mais cela dépend de la cohorte d’animaux. Ce moment doit être pris en compte avant de commencer une expérience pour s’assurer qu’un nombre suffisant est utilisé pour tenir compte de l’abandon scolaire et que les animaux ont l’âge approprié après la ligne de base pour utiliser cette méthode non invasive pour stimuler la dure-mère. Les étapes pour déterminer une base de référence sont décrites à la section 4 du protocole.

Une limite aux tests de von Frey est qu’il peut être difficile de faire la distinction entre les réponses à la douleur et le toilettage / démangeaisons de routine. Pour aider à distinguer la douleur du toilettage, il est important de noter la durée de ce comportement. Habituellement, une réponse à la douleur est un balayage après l’application du filament, tandis que les comportements de toilettage ont tendance à être prolongés et peuvent durer de plusieurs secondes à quelques minutes. Si le comportement de toilettage/démangeaison ne peut pas être distingué d’une réponse hypersensible, il est préférable de ne pas l’enregistrer comme une réponse. De plus, un mauvais placement du filament (p. ex., glissement du filament) peut entraîner un toilettage prolongé de l’animal, ce qui rend difficile le test correct. Si cela se produit, l’expérimentateur doit attendre que le toilettage ait cessé et que la souris soit suffisamment calme pour tester. Continuez à partir du même filament utilisé avant le début du comportement de toilettage. Si la souris continue pendant de très longues périodes, replacez-la dans la chambre d’essai pendant environ 5 minutes. Une fois les 5 minutes écoulées, essayez à nouveau de tester la souris. Si ce comportement persiste sans résolution, les souris doivent être retirées de l’étude. Il est important de ne pas recommander de raser la fourrure sur le visage car il n’est pas clair si la peau de la souris conserve la même sensibilité après l’épilation, et le processus d’épilation (rasage, crèmes dépilatoires) peut également influencer la sensibilité de la peau.

Dans la plupart des situations, il est idéal pour administrer des substances sur la dure-mère pas plus de 24 heures après que la souris a atteint la ligne de base. Il est recommandé que les souris soient soumises à des tests de filament von Frey une fois par heure. Si possible, les tests toutes les deux heures donnent suffisamment de temps aux animaux pour se calmer après les tests. De plus, les expériences doivent être programmées de manière à ne pas interférer avec leurs schémas circadiens. Les altérations du rythme circadien chez la souris peuvent modifier les phénotypes comportementaux et finalement entraîner des résultats irreproductibles.

Les tests de von Frey périorbitaires peuvent être utilisés en combinaison avec d’autres tests comportementaux pour renforcer les conclusions expérimentales. L’échelle de grimace repose sur des expressions faciales spontanées chez les rongeurs plutôt que sur des réponses évoquées18,19. Cette méthode a une grande précision et fiabilité lors de l’évaluation et de la quantification des comportements de douleur aiguë et a été utilisée dans de nombreux modèles précliniques de migraine12,30. Lors de l’utilisation des tests de grimace et de von Frey périorbitaire, l’expérimentateur doit envisager de noter la grimace avant d’appliquer des filaments de von Frey à la région périorbitaire de la souris. Cela garantit que le comportement grimaçant est spontané et non évoqué par l’application de filament. L’hypersensibilité mécanique de Hindpaw peut également être utilisée en conjonction avec le test de von Frey périorbitaire. Contrairement au score grimace, il est préférable de tester l’hypersensibilité faciale avant d’évaluer l’hypersensibilité de la patte postérieure. Le test Hindpaw nécessite que la souris soit replacée dans la chambre sans la tasse une fois le test de von Frey périorbital terminé.

En conclusion, les tests de von Frey périorbitaires et la stimulation durale non invasive chez la souris ajoutent des options précieuses à la gamme actuelle de modèles précliniques de migraine. Lorsqu’elle est effectuée correctement, cette technique présente une approche raffinée pour générer un phénotype ressemblant à un mal de tête chez les rongeurs, car elle ne nécessite pas l’implantation chirurgicale d’une canule. Chez les rats, les canules sont sujettes à l’infection bactérienne, peuvent se boucher, tomber et nécessiter que chaque animal soit logé seul, créant un stress inutile pour l’animal. De plus, le protocole de stimulation durale peut facilement être modifié pour être utilisé avec plusieurs applications médicamenteuses. Les paradigmes de test de periorbital von Frey peuvent également être modifiés pour s’adapter au mieux aux spécifications expérimentales. De plus, le test de von Frey périorbitaire peut être utilisé dans d’autres troubles de la douleur orofaciale. Ces techniques sont un outil important pour aider à mieux comprendre les mécanismes sous-jacents complexes de la douleur migraineuse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Cette étude a été soutenue par les National Institutes of Health (NS104200 et NS072204 à GD).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
4 oz Hot Paper Cups Choice Paper Company 5004W https://www.webstaurantstore.com/choice-4-oz-white-poly-paper-hot-cup-case/5004W.html
Absorbent Underpads Fisherbrand 14-206-65 https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-absorbent-underpads-8/p-306048
C313I/SPC Internal 28 G cannula P1 Technologies (formerly Plastics One) 8IC313ISPCXC I.D. 18 mm, O.D. 35 mm
Gastight Model 1701 SN Syringes Hamilton 80008 https://www.hamiltoncompany.com/laboratory-products/syringes/80008
Ismatec Pump Tubing, 0.19 mm Cole-Palmer EW-96460-10 https://www.coleparmer.com/i/ismatec-pump-tubing-2-stop-tygon-s3-e-lab-0-19-mm-id-12-pk/9646010
Stand with chicken wire Custom The galvanized steel chicken wire dimensions are 0.25 in. x 19-gauge
Testing Rack with individual  Chambers Custom Each chamber should have a division between each mouse and lids to contain the mouse. The chambers should also be large enough to hold a 4 oz. paper cup.
von Frey Filaments Touch test/Stoelting 58011 https://www.stoeltingco.com/touch-test.html

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. GBD 2016 Disease and Injury Incidence and Prevalence Collaborators. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).
  2. Woldeamanuel, Y. W., Cowan, R. P. Migraine affects 1 in 10 people worldwide featuring recent rise: A systematic review and meta-analysis of community-based studies involving 6 million participants. Journal of the Neurological Sciences. 372, 307-315 (2017).
  3. Burch, R. C., Loder, S., Loder, E., Smitherman, T. A. The prevalence and burden of migraine and severe headache in the United States: updated statistics from government health surveillance studies. Headache. 55 (1), 21-34 (2015).
  4. Ashina, M. Migraine. New England Journal of Medicine. 383 (19), 1866-1876 (2020).
  5. Ashina, M., et al. Migraine: integrated approaches to clinical management and emerging treatments. Lancet. 397 (10283), 1505-1518 (2021).
  6. Jacobs, B., Dussor, G. Neurovascular contributions to migraine: Moving beyond vasodilation. Neuroscience. 338, 130-144 (2016).
  7. Koyuncu Irmak, D., Kilinc, E., Tore, F. Shared Fate of Meningeal Mast Cells and Sensory Neurons in Migraine. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 136 (2019).
  8. Levy, D. Migraine pain, meningeal inflammation, and mast cells. Current Pain and Headache Reports. 13 (3), 237-240 (2009).
  9. Levy, D., Labastida-Ramirez, A., MaassenVanDenBrink, A. Current understanding of meningeal and cerebral vascular function underlying migraine headache. Cephalalgia. 39 (13), 1606-1622 (2019).
  10. Phebus, L. A., Johnson, K. W. Dural inflammation model of migraine pain. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9, Unit 9.1 (2001).
  11. Fried, N. T., Maxwell, C. R., Elliott, M. B., Oshinsky, M. L. Region-specific disruption of the blood-brain barrier following repeated inflammatory dural stimulation in a rat model of chronic trigeminal allodynia. Cephalalgia. 38 (4), 674-689 (2018).
  12. Avona, A., et al. Dural calcitonin gene-related peptide produces female-specific responses in rodent migraine models. The Journal of Neuroscience. 39 (22), 4323-4331 (2019).
  13. Burgos-Vega, C. C., et al. Non-invasive dural stimulation in mice: A novel preclinical model of migraine. Cephalalgia. 39 (1), 123-134 (2019).
  14. Avona, A., et al. Meningeal CGRP-Prolactin interaction evokes female-specific migraine behavior. Annals of Neurology. 89 (6), 1129-1144 (2021).
  15. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284 (2017).
  16. Lipton, R. B., et al. Cutaneous allodynia in the migraine population. Annals of Neurology. 63 (2), 148-158 (2008).
  17. Goadsby, P. J. Migraine, allodynia, sensitisation and all of that. European Neurology. 53, Suppl 1 10-16 (2005).
  18. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nature Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  19. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 116, 480-493 (2020).
  20. Vuralli, D., Wattiez, A. S., Russo, A. F., Bolay, H. Behavioral and cognitive animal models in headache research. The Journal of Headache and Pain. 20 (1), 11 (2019).
  21. Mason, B. N., et al. Induction of migraine-like photophobic behavior in mice by both peripheral and central CGRP mechanisms. The journal of Neuroscience. 37 (1), 204-216 (2017).
  22. Dixon, W. J., Mood, A. M. A method for obtaining and analyzing sensitivity data. The Journal of the American Statistical Association. 43 (241), 109-126 (1948).
  23. Dixon, W. The up-and-down method for small samples. The Journal of the American Statistical Association. 60, (1965).
  24. Bonin, R. P., Bories, C., De Koninck, Y. A simplified up-down method (SUDO) for measuring mechanical nociception in rodents using von Frey filaments. Molecular Pain. 10, 26 (2014).
  25. Ramachandran, R. Neurogenic inflammation and its role in migraine. Seminars in Immunopathology. 40 (3), 301-314 (2018).
  26. Edvinsson, L., Haanes, K. A., Warfvinge, K. Does inflammation have a role in migraine. Nature Reviews Neurology. 15 (8), 483-490 (2019).
  27. Stokely, M. E., Orr, E. L. Acute effects of calvarial damage on dural mast cells, pial vascular permeability, and cerebral cortical histamine levels in rats and mice. Journal of Neurotrauma. 25 (1), 52-61 (2008).
  28. Theoharides, T. C., Donelan, J., Kandere-Grzybowska, K., Konstantinidou, A. The role of mast cells in migraine pathophysiology. Brain Research Reviews. 49 (1), 65-76 (2005).
  29. Conti, P., et al. Progression in migraine: Role of mast cells and pro-inflammatory and anti-inflammatory cytokines. European Journal of Pharmacology. 844, 87-94 (2019).
  30. Rea, B. J., et al. Peripherally administered calcitonin gene-related peptide induces spontaneous pain in mice: implications for migraine. Pain. 159 (11), 2306-2317 (2018).

Tags

Neurosciences Numéro 173 migraine dure-mère hypersensibilité faciale stimulation non invasive comportement
Stimulation durale et test de von Frey périorbitaire chez la souris en tant que modèle préclinique de maux de tête
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Mason, B. N., Avona, A., Lackovic,… More

Mason, B. N., Avona, A., Lackovic, J., Dussor, G. Dural Stimulation and Periorbital von Frey Testing in Mice As a Preclinical Model of Headache. J. Vis. Exp. (173), e62867, doi:10.3791/62867 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter