Summary
Nous présentons ici un modèle murin NORMALISÉ DH, induit par perforation de filament endovasculaire, combiné à l’imagerie par résonance magnétique (IRM) 24 h après l’opération pour assurer le bon site de saignement et exclure d’autres pathologies intracrâniennes pertinentes.
Abstract
Le modèle de perforation du filament endovasculaire pour imiter l’hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) est un modèle couramment utilisé - cependant, la technique peut entraîner un taux de mortalité élevé ainsi qu’un volume incontrôlable d’HSA et d’autres complications intracrâniennes telles que les accidents vasculaires cérébraux ou les hémorragies intracrâniennes. Dans ce protocole, un modèle murin normalisé d’HSA est présenté, induit par perforation de filament endovasculaire, combiné à l’imagerie par résonance magnétique (IRM) 24 h après l’opération pour assurer le bon site de saignement et exclure d’autres pathologies intracrâniennes pertinentes. En bref, les souris C57BL/6J sont anesthésiées avec une injection intrapéritonéale de kétamine/xylazine (70 mg/16 mg/kg de poids corporel) et placées en position couchée. Après l’incision du cou médian, l’artère carotide commune (ACC) et la bifurcation carotidienne sont exposées, et une suture en polypropylène monofilament non résorbable 5-0 est insérée de manière rétrograde dans l’artère carotide externe (ECA) et avancée dans l’artère carotide commune. Ensuite, le filament est invaginé dans l’artère carotide interne (ICA) et poussé vers l’avant pour perforer l’artère cérébrale antérieure (ACA). Après la récupération de la chirurgie, les souris subissent une IRM de 7,0 T 24 heures plus tard. Le volume des saignements peut être quantifié et classé par IRM postopératoire, ce qui permet à un groupe expérimental robuste d’HSA avec la possibilité d’effectuer d’autres analyses de sous-groupes en fonction de la quantité de sang.
Introduction
L’hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) est causée par la rupture d’un anévrisme intracrânien et constitue une urgence potentiellement mortelle, associée à une morbidité et une mortalité importantes, représentant environ 5% des accidents vasculaires cérébraux 1,2. Les patients atteints d’HSA présentent de graves maux de tête, un dysfonctionnement neurologique et une perturbation progressive de la conscience3. Environ 30% des patients atteints d’HSA meurent dans les 30 premiers jours suivant l’événement hémorragique initial4. Cliniquement, 50% des patients présentent une lésion cérébrale retardée (DBI) après une lésion cérébrale précoce. Le DBI se caractérise par une ischémie cérébrale retardée et des déficits neurologiques retardés. Des études actuelles ont montré que les effets synergiques de plusieurs facteurs différents entraînent la perte de la fonction neurologique, notamment la destruction de la barrière hémato-encéphalique, la contraction des petites artères, le dysfonctionnement microcirculatoire et la thrombose 5,6.
Un aspect unique de l’HSA est que la pathogenèse provient d’un emplacement extraparenchymateux mais conduit ensuite à des cascades néfastes à l’intérieur du parenchyme: la pathologie commence par l’accumulation de sang dans l’espace sous-arachnoïdien, déclenchant une multitude d’effets intraparenchymateux, tels que la neuroinflammation, l’apoptose des cellules neuronales et endothéliales, la dépolarisation de la propagation corticale et la formation d’œdème cérébral7, 8. L'
La recherche clinique est limitée par plusieurs facteurs, ce qui fait du modèle animal un élément essentiel pour imiter de manière cohérente et précise les changements pathologiques de la maladie. Différents protocoles modèles d’HSA ont été proposés, par exemple l’injection de sang autologue dans la cisterna magna (ACM). En outre, une méthode modifiée avec une double injection de sang autologue dans la citerne magna et la citerne de chiasme optique (APC) respectivement 9,10. Alors que l’injection de sang autologue est un moyen simple de simuler le processus pathologique de vasospasme et de réactions inflammatoires après une hémorragie sous-arachnoïdienne, l’augmentation suivante de la pression intracrânienne (PCI) est relativement lente et aucun changement notable dans la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique n’est induit11,12. Une autre méthode, le placement sanguin périartérien, habituellement utilisé dans les grands modèles d’HSA (p. ex., les singes et les chiens), consiste à placer du sang autologue anticoagulé ou des produits sanguins comparables autour du vaisseau. Les changements de diamètre de l’artère peuvent être observés au microscope, servant d’indicateur de vasospasme cérébral après SAH13.
Barry et coll. ont décrit pour la première fois un modèle de perforation endovasculaire en 1979 dans lequel l’artère basilaire est exposée après avoir enlevé le crâne; l’artère est ensuite perforée avec des microélectrodes de tungstène, à l’aide d’une technique stéréotaxique microscopique14. En 1995, Bederson et Veelken ont modifié le modèle Zea-Longa de l’ischémie cérébrale et établi la perforation endovasculaire, qui a été continuellement améliorée depuis15,16. Cette méthode est basée sur le fait que les souris et les humains partagent un réseau vasculaire intracrânien similaire, connu sous le nom de cercle de Willis.
Pour l’évaluation postopératoire et la notation de l’HSA dans le modèle murin, différentes approches ont été proposées. Sugawara et al. ont développé une échelle de notation qui est largement utilisée depuis 200817. Cette méthode évalue la gravité de l’HSA en fonction des changements morphologiques. Cependant, pour cette méthode, la morphologie du tissu cérébral de la souris doit être examinée en vision directe et, par conséquent, la souris doit être sacrifiée pour évaluation. De plus, plusieurs méthodes pour déterminer la gravité de l’HSA in vivo ont été établies. Les approches vont de la simple notation neurologique à la surveillance de la pression intracrânienne (PCI) en passant par diverses techniques d’imagerie radiologique. En outre, la classification par IRM a été démontrée comme un nouvel outil non invasif pour classer la gravité de l’HSA, en corrélation avec le score neurologique18,19.
Ici, un protocole pour un modèle d’HSA causée par une perforation endovasculaire est présenté, combiné à une IRM postopératoire. Dans le but d’établir un système pour objectiver la quantité de saignement dans un contexte in vivo , nous avons également développé un système de classement et de quantification du volume sanguin total basé sur une IRM pondérée en T2 à haute résolution de 7,0 T. Cette approche assure l’induction correcte de l’HSA et l’exclusion d’autres pathologies telles que les accidents vasculaires cérébraux, l’hydrocéphalie ou l’hémorragie intracérébrale (ICH) et les complications.
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Protocol
Les expériences ont été réalisées conformément aux directives et règlements établis par Landesamt fuer Gesundheit und Soziales (LaGeSo), Berlin, Allemagne (G0063/18). Dans cette étude, des souris mâles C57Bl/6J (âgées de 8 à 12 semaines) pesant 25 ± 0,286 g (moyenne ± m.a.) ont été utilisées.
1. Préparation des animaux
- Induire l’anesthésie en injectant de la kétamine (70 mg/kg) et de la xylazine (16 mg/kg) par voie intrapéritonéale. Maintenir une température corporelle normale, contribuant à l’induction rapide de l’anesthésie profonde. Testez la sédation adéquate avec un stimulus douloureux, comme un pincement des orteils, et vérifiez l’absence de réaction.
- Rasez soigneusement les poils du cou de la souris avec un rasoir, nettoyez-les avec de l’éthanol à 70% suivi de bétadine / chlorhexidine et appliquez 1% de lidocaïne sur la surface de la peau pour un contrôle local de la douleur.
- Placez la souris en position couchée. Utilisez du ruban adhésif pour fixer les membres et la queue, en étirant doucement la peau du cou du côté opposé de la chirurgie. Simultanément, élevez légèrement le cou.
- Utilisez une pommade ophtalmique (par exemple, 5% de dexpanthénol) pour prévenir la déshydratation des yeux pendant l’opération.
2. Induction de l’HSA
Figure 1: Images étape par étape de la technique chirurgicale. (A) Représentation de l’anatomie de l’artère carotide droite exposée: le CCA et sa bifurcation en ICA et ECA sont identifiés, ainsi que les petites branches de l’ECA (OA et STA). (B) La COUR est mobilisée à partir du tissu environnant et ligaturée avec deux sutures avant de le couper. Une troisième ligature doit être placée lâchement près de la bifurcation sans l’obstruer. (C) L’ICA et la CCA sont obstruées temporairement (avec ligature ou clips) pour éviter les saignements excessifs lorsque l’ECA est soigneusement incisée. (D) Le filament est inséré dans la Cour des comptes européenne et avancé dans la DCA. La ligature pré-arrangée doit être serrée avec soin afin qu’aucun épanchement sanguin ne se produise, mais que l’avancement du filament reste possible. (E) L’ICA et la CCA sont rouvertes, et le moignon de la CEA doit être ajusté à une direction crânienne. En poussant le filament ~9 mm vers l’avant dans l’ICA, la bifurcation ACA-MCA sera atteinte, et le récipient est ensuite perforé en poussant le filament ~3mm plus loin. (F) Le filament est retiré après avoir assuré une re-ligature temporelle de la DPA. La ligature préétablie de l’ECA est rapidement obstruée et le CCA est rouvert pour permettre la reperfusion. Abréviations : ACA = artère cérébrale antérieure, CCA = artère carotide commune, ECA = artère carotide externe, MCA = artère cérébrale moyenne, ICA = artère carotide interne, OA = artère occipitale, PPA = artère ptérygopalatine, STA = artère thyroïdienne supérieure. Barre d’échelle = 2 mm. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.
- Ouvrez la peau du cou avec un scalpel stérile, du menton au bord supérieur du sternum (1,5 cm), et séparez brutalement les glandes salivaires de leur tissu conjonctif environnant.
- Séparez le groupe musculaire le long d’un côté [dans ce cas, le côté droit] de la trachée, exposant la gaine de l’artère carotide commune (ACC) recouverte de vaisseaux sanguins nourrissants et de veinules. Le CCA et le nerf vagal sont situés à proximité l’un de l’autre.
- Dissocier le CCA et laisser un 8-0 libre suture de soie autour du CCA sans le ligaturer à l’avance. Faites attention à la protection du nerf vagal, car il est facilement endommagé (Figure 1A).
- Une triple bifurcation du CCA, de l’ICA et de l’ECA est visible le long du tiers postérieur inférieur de la diastase. Disséquer l’extrémité distale de l’ECA et ligaturer le vaisseau deux fois plus loin que possible.
- Débranchez l’ECA au milieu du segment ligaturé deux fois, créant ainsi un moignon de vaisseau.
- Préarrangez une ligature pour le filament autour du moignon ECA, ne le fermez pas avant une insertion réussie du filament.
- Utilisez une suture ou un micro-clip pour obstruer temporairement l’ICA et le CCA (Figure 1B).
- Faites une petite incision (environ la moitié du diamètre de l’ECA) dans l’ECA à l’aide de ciseaux microvasculaires. Insérez un filament de prolène 5-0 (ou 4-0) dans l’ECA et avancez-le dans le CCA.
- Fermez légèrement la ligature sur l’ECA tout en desserrant le micro-clip sur l’ICA et le CCA (Figure 1C).
- Tirez doucement sur le filament et ajustez le moignon ECA dans la direction crânienne, en invaginant le filament à travers la bifurcation dans l’ICA (Figure 1D).
- Pointez la pointe du filament médialement à un angle de ~30° par rapport à la ligne médiane trachéale et de ~30° par rapport au plan horizontal. Poussez le filament vers l’avant à l’intérieur de l’ICA. Après avoir atteint la bifurcation ACA-MCA, une résistance est rencontrée (~9 mm).
- Avancez le filament de 3 mm plus loin, en perforant l’ACA droit. Retirez rapidement le filament sur le moignon eca, ce qui permet au sang de circuler dans l’espace sous-arachnoïdien.
- Maintenez le filament dans cette position pendant environ 10 s (Figure 1E). La présence de tremblements musculaires, de miose ipsilatérale, de halètements, d’altération du rythme cardiaque et d’incontinence urinaire peuvent être des preuves de succès de la chirurgie.
- Fermez temporairement le CCA pour éviter une perte de sang excessive. Retirez le filament instantanément et ligaturez l’ECA avec la suture préarrangée. Rouvrez le CCA et permettez la reperfusion et l’épanchement supplémentaire du sang dans l’espace sous-arachnoïdien (Figure 1F).
- Après avoir vérifié s’il y a des fuites saignantes, désinfectez la peau entourant la plaie pour prévenir les infections cutanées postopératoires et suturez la plaie avec une suture en fibre de polyester 4-0 non résorbable.
- Placez la souris dans une boîte thermique jusqu’à ce que la conscience soit retrouvée. Attendez que l’animal soit complètement éveillé et assurez-vous qu’il a repris suffisamment de conscience pour maintenir la position couchée sternale. Ne retournez pas les animaux en compagnie d’autres souris jusqu’à ce qu’ils soient complètement rétablis.
- Administrer 200-300 mg / kg de paracétamol de poids corporel pour le soulagement de la douleur postopératoire.
- Vérifiez les souris tous les jours après la chirurgie.
3. Mesure IRM
- 24 heures après la chirurgie, effectuez une IRM à l’aide d’un scanner de rongeurs (Table des matériaux) et d’un résonateur de tête de souris dédié - ici, un résonateur de volume en quadrature d’émission / réception de 20 mm a été utilisé.
- Placez la souris sur une couverture d’eau chauffée pour assurer une température corporelle constante d’environ 37 ° C. Induire une anesthésie avec 2,5 % d’isoflurane dans un mélange O2/N2O (30 %/70 %) et maintenir avec 1,5-2 % d’isoflurane via un masque facial sous surveillance continue de la ventilation.
- Effectuez d’abord un balayage de référence rapide en acquérant 3 paquets de tranches orthogonales (Tri-Pilot-Multi, FLASH avec temps de répétition TR/temps d’écho TE = 200 ms/3 ms, 1 moyenne, angle de retournement FA = 30°, champ de vision FOV = 28 mm x 28 mm, matrice MTX = 256 x 256, épaisseur de tranche 1 mm, temps d’acquisition total TA = 30 s).
- Utilisez ensuite une séquence d’écho-spin turbo 2D pondérée T2 haute résolution pour l’imagerie (paramètres d’imagerie TR/TE = 5505 ms/36 ms, facteur RARE 8, 6 moyennes, 46 tranches axiales contiguës d’une épaisseur de tranche de 0,35 mm pour couvrir tout le cerveau, FOV = 25,6 mm x 25,6 mm, MTX = 256 x 256, TA = 13 min).
- Si le résultat n’est pas clair, utilisez une séquence d’écho de gradient T2* pondérée par respiration supplémentaire avec la même isodistance que le balayage T2w (FLASH 2D, TR/TE = 600 ms/6,3 ms, FA = 30°, 1 moyenne, 20 tranches axiales d’une épaisseur de 0,35 mm, FOV et MTX identiques à T2w, TA = 5-10 min selon la fréquence respiratoire).
- Transférez les données au format d’image DICOM et utilisez le logiciel ImageJ pour le classement SAH et la volumétrie des caillots sanguins. Les détails sur la quantification sont énumérés sous forme de guide étape par étape dans le matériel supplémentaire (figure supplémentaire 1).
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Representative Results
Mortalité
Pour cette étude, un total de 92 souris mâles C57Bl/6J âgées de 8 à 12 semaines ont été soumises à une opération de l’HSA; dans ceux-ci, nous avons observé un taux de mortalité global de 11,9 % (n = 12). La mortalité s’est produite exclusivement dans les 6 à 24 premières heures après la chirurgie, ce qui suggère que la mortalité périopératoire ainsi que les saignements d’HSA eux-mêmes sont les facteurs contributifs les plus probables.
Grade hémorragique de l’HSA
Au total, 50 souris ont reçu une IRM 24 heures après l’opération pour confirmer l’HSA et assurer la détection d’autres pathologies concomitantes, y compris l’AVC ischémique subaigu et l’hydrocéphalie. Les animaux restants ont été utilisés pour des scans antérieurs afin de sélectionner le moment adéquat pour l’IRM postopératoire. Parmi les 50 souris examinées à 24 h, n = 7 animaux qui ne présentaient pas d’HSA (saignement de grade 0) et n = 5 souris chez lesquelles un AVC et/ou un PCI (saignement de grade IV) supplémentaire a été détecté. Le grade hémorragique de l’HSA a été quantifié à partir d’IRM pondérées en T2 comme suit (Figure 2A,B) :
grade 0 : aucune HSA ou hémorragie identifiée (14 %)
grade I: épaisseur de hachure ≤0,80 mm (24 %)
grade II : épaisseur de HSA >0,8 et <1,6 mm (28 %)
grade III : épaisseur de LAH ≥1,6 mm (24 %)
grade IV : HSA avec ICH et/ou ACCIDENT VASCULAIRE CÉRÉBRAL (10 %).
Figure 2 : Système de classement de l’HSA avec le volume sanguin et les images IRM correspondants. (A) Sections axiales IRM pondérées en T2 représentant des images représentatives catégorisant le grade de l’HSA. Grade 0 : aucune HSA ou hémorragie identifiée (14 %); grade I: épaisseur saH ≤0,80 mm; grade II: épaisseur SAH >0,8 et <1,6 mm; grade III: épaisseur SAH ≥1,6 mm; grade IV : HSA avec ICH et/ou ACCIDENT VASCULAIRE CÉRÉBRAL. (B) Diagramme circulaire montrant la distribution de la teneur en HSA chez les souris expérimentales. (C,E) Volume de saignement de l’HSA calculé sur la base de la formule V = A1 + A2 + ... + Ax) · d, par laquelle la zone de saignement est déterminée via ImageJ sur chaque section de diapositive, et la somme de toutes les zones de saignement est multipliée par l’épaisseur de lame IRM correspondante. (D) Volume total de saignement de chaque grade d’HSA basé sur l’estimation du volume Kothari abc/2. Les valeurs sont exprimées en moyenne ± SEM. Abréviations: ICH = hémorragie intracérébrale, IRM = imagerie par résonance magnétique. Barre d’échelle = 5 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Volume de saignement
Pour le grade I-III, le volume des saignements a été quantifié par deux méthodes différentes :
Méthode A : Le volume total des saignements a été calculé sur la base de l’estimation du volume abc/2 par Kathari et coll., une modification de l’équation du volume ellipsoïde qui a été largement utilisée en milieu clinique pour estimer le volume de l’ICH (Figure 2D)20.
Méthode B: Le volume de saignement calculé de l’HSA a été estimé sur la base de la formule V = (A1 + A2 + ... + Ax) · d, par laquelle la zone de saignement a été déterminée via l’image J sur chaque section de diapositive et la somme de toutes les zones de saignement a été multipliée avec l’épaisseur de lame IRM correspondante (« Ai » correspond à la zone de saignement sur la tranche « i », « x » est le nombre total de tranches, « d » correspond à l’épaisseur de la tranche). Cette méthode a pris en compte l’irrégularité de la forme (Figure 2C,E). Comme on pouvait s’y attendre, la méthode B a montré une plus grande plage de valeurs dans chaque sous-groupe. Cependant, les deux méthodes ont montré une différence significative dans les grades de saignement correspondants qui étaient basés sur l’épaisseur axiale de l’HSA et sont décrits dans le paragraphe suivant. La figure supplémentaire 2 montre le volume d’HSA de tous les sous-groupes; on pouvait s’attendre à ce que le grade IV soit de nature hétérogène puisqu’il contenait également des PCI concomitants.
Analyse statistique et chiffres
Les données ont été analysées à l’aide de GraphPad Prism pour les analyses statistiques. Des analyses ANOVA unidirectionnelles ont été utilisées pour comparer plusieurs groupes. Les valeurs sont affichées comme des moyennes ± erreurs-types et les valeurs p de p < 0,05 ont été considérées comme statistiquement significatives. Les éléments de la figure 1 et de la figure 2 ont été composés à l’aide de BioRender.com.
Figure supplémentaire 1 : Guide étape par étape pour quantifier le volume des saignements avec ImageJ. Importez les images avec ImageJ et entrez « Strg + I » pour afficher les données dimensionnelles. Définissez ensuite l’échelle de l’image. Identifiez toutes les images dans lesquelles SAH peut être vu. Pour la méthode A, identifiez la tranche avec la plus grande zone de saignement et mesurez la longueur craniocaudale (=a) ainsi que la longueur médiolatérale (=b) des deux axes orthogonaux qui couvrent le volume ellipsoïde de l’HSA. La dimension ventrodorsale (=c) de la forme ellipsoïde peut être estimée en fonction de l’épaisseur de la tranche et du nombre de tranches sur lesquelles la SAH est vue [c = épaisseur de la tranche x nombre de tranches]. Calculez le volume en fonction de la formule :V= abc/2. Pour la méthode B, mesurez séparément les zones de saignement sur chaque tranche, puis calculez le volume en fonction de la formule: V = (A1 + A2 + ... + Ax) · d, par laquelle d= épaisseur de tranche. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Figure supplémentaire 2 : Volumes de saignement de tous les sous-groupes. (A) Volume de saignement (mm3) dans chaque sous-groupe selon la méthode A en utilisant la formule V= abc/2. (B) Volumes saignants (mm3) des sous-groupes correspondants selon la méthode B (formule V = (A1 + A2 + ... + Ax) · d; d= épaisseur de la tranche). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
En résumé, un modèle murin normalisé d’HSA induit par une opération de perforation de filament endovasculaire est présenté avec une invasion mineure, un temps opératoire court et des taux de mortalité acceptables. L’IRM est réalisée 24 heures après l’opération pour assurer le bon site de saignement et l’exclusion d’autres pathologies intracrâniennes pertinentes. De plus, nous avons classé différents grades de saignement de l’HSA et mesuré les volumes de saignement, ce qui a permis d’autres analyses de sous-groupes basées sur le grade de saignement.
Un positionnement adéquat de la souris affecte le succès de la perforation correcte. Le cou de la souris doit être légèrement étiré du côté opposé de l’opération, la tête étant légèrement surélevée. Cela expose la trifurcation et rend le chemin de ponction plus facilement accessible. Si l’avancement du filament échoue, il peut être utile de retirer légèrement le filament à la trifurcation et d’ajuster la position de la tête jusqu’à ce que l’avancement soit possible sans aucune résistance.
La protection des nerfs peropératoires est essentielle. Les perturbations du nerf vagal et du plexus cervical peuvent provoquer des changements dans les rythmes respiratoires et cardiaques, et certaines souris peuvent même mourir à cause d’arythmies malignes. Si ces symptômes se produisent, il est essentiel de suspendre la procédure pendant quelques minutes jusqu’à ce que la respiration et la fréquence cardiaque se stabilisent.
La réduction de la perte de sang peropératoire est essentielle pour améliorer la survie des souris. Sur la base de notre expérience, la ligature à double suture est mieux appliquée à proximité de l’ECA. Nous déconnectons l’ECA au milieu des deux ligatures pour empêcher le reflux sanguin du moignon distal de l’ECA. Lorsque le filament est inséré dans l’ECA, la suture préarrangée doit être ligaturée pour empêcher l’épanchement sanguin de l’incision. Il est essentiel de ne pas ligaturer le vaisseau trop étroitement car cela entrave l’avancement du filament.
Une profondeur appropriée d’insertion du filament est essentielle pour une induction réussie de l’HSA. En raison de l’âge des souris utilisées (8-12 semaines), nous insérons le filament ~ 9 mm à l’intérieur de l’ICA et nous nous arrêtons lorsque la résistance a été rencontrée, puis avancés ~ 3 mm plus loin pour la perforation. L’insertion du filament en une profondeur insuffisante pourrait entraîner une perforation insuffisante, ne causant pas de HSA, tandis qu’une insertion excessive pourrait entraîner une course et/ou un PCI (figure 3). Dans le même temps, l’anatomie et les structures vasculaires d’origine des souris doivent être préservées au mieux pendant l’opération. Par exemple, l’artère occipitale (OA) ou l’artère thyroïdienne supérieure (STA), et les vaisseaux sanguins nourrissants sur la gaine, doivent être conservés autant que possible.
Figure 3 : Anatomie du cerveau de la souris et images macroscopiques de l’HSA. (A) Anatomie vasculaire schématique de la souris montrant le site de perforation du filament. (B) Image macroscopique classique de l’induction réussie de l’HSA. Avant d’enlever le cerveau, une perfusion de 1x PBS a été effectuée. (C) Vue macroscopique de la souris dans laquelle le filament a été poussé trop profondément, provoquant l’ICH. Abréviations : ACA = artère cérébrale antérieure, ECA = artère carotide externe, CCA = artère carotide commune, ICA = artère carotide interne, ICH = hémorragie intracérébrale, L = gauche, MCA = artère cérébrale moyenne, PPA = artère ptérygopalatine, R = droite. Barre d’échelle = 3 mm. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.
Le modèle de perforation endovasculaire est un modèle animal couramment utilisé pour étudier l’HSA, mais les moyens d’assurer le degré de saignement et d’exclure d’autres pathologies telles que les accidents vasculaires cérébraux ou l’hémorragie intracérébrale ne sont pas suffisamment normalisés dans la littérature21. Comme tout modèle animal opératoire, le taux de réussite et la robustesse de l’induction de l’HSA dépendent de l’expérience du chirurgien.
Actuellement, le modèle de perforation endovasculaire est l’une des méthodes les plus populaires d’induction expérimentale de l’HSA chez la souris. Cette approche ne nécessite pas de craniotomie et ressemble avec précision aux processus qui se déroulent chez les humains souffrant d’ANÉvrismeSAH 22. Les avantages comprennent une imitation étroite de la physiopathologie après une HSA anévrismale, en ce qui concerne les réactions aiguës et retardées23. De plus, il a été démontré que les taux de mortalité dans ce modèle sont similaires à ceux des études cliniques chez les patients souffrant d’HSAanévrismale 23. Par rapport aux modèles d’injection sanguine, les changements dans la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique sont plus étroitement imités et des taux plus élevés de vasospasme sont obtenus dans la perforation du filament11,24. Les modèles d’injection de sang sont plus invasifs et présentent donc un risque plus élevé de lésions tissulaires que le modèle de perforation endovasculaire moins invasif. Néanmoins, il convient de noter qu’un avantage majeur des méthodes d’injection de sang est le volume sanguin facilement contrôlé23. La normalisation de la vitesse d’injection est importante à considérer car les modifications de l’ICP dépendent fortement de la vitesse d’injection23. En dehors de ces modèles classiques, la combinaison de l’injection d’élastase pour induire la formation d’anévrisme et l’hypertension par néphrectomie unilatérale, conduisant finalement à la rupture de l’anévrisme, constitue un modèle intéressant pour étudier l’hémorragie sous-arachnoïdienne dans un cadre plus physiopathologiquement réaliste25. L’intégration de telles techniques avec des souris génétiquement modifiées sera intéressante pour de futures études.
Les systèmes de classement SAH précédents pour le modèle de perforation de filament sont basés sur la quantité de sang sous-arachnoïdien visible dans différents segments du cerveau après que la souris a été sacrifiée17. Par conséquent, ces systèmes de classement ne permettent pas d’études à long terme lorsque le sang a déjà été résorbé au moment du sacrifice. En milieu clinique, l’HSA est classée en fonction de la présentation clinique ainsi que de l’épaisseur de l’HSA à l’imagerie, ce qui correspond au résultat clinique 1,26,27,28. Par conséquent, dans une tentative de classer la gravité du saignement de manière non invasive, nous avons ajouté un examen de suivi IRM standardisé pour noter l’HSA par radiographie, par lequel le classement était basé sur des échelles de classement humaines préexistantes, adaptant le système de classement d’un système de classement IRM précédemment publié chez les souris SAH par Egashira et al.18. Cette approche assure également la quantification du volume sanguin total et l’exclusion des animaux atteints d’autres pathologies intracrâniennes concomitantes (p. ex. accident vasculaire cérébral, PCI, hydrocéphalie). Certaines études ont proposé la pression intracrânienne (PCI), la perfusion cérébrale et la surveillance de la pression artérielle comme preuve d’une induction réussie de l’HSA, ce qui pourrait être un outil utile supplémentaire29. Les moyens indirects de classer la gravité de l’HSA et les dommages intraparenchymateux potentiels comprennent la combinaison des résultats cliniques avec la coloration histologique pour les marqueurs de mort cellulaire tels que p53, TUNEL ou caspase-3. Cependant, ces outils indirects tels que la surveillance ICP ainsi que neurologiques peuvent ne pas distinguer clairement d’autres pathologies telles que les accidents vasculaires cérébraux, les hémorragies intracrâniennes ou l’hydrocéphalie. Malgré les avantages du classement par IRM, il y a un inconvénient majeur de cette approche en ce qui concerne sa faisabilité: l’IRM n’est pas aussi largement disponible pour les laboratoires que d’autres méthodes. Cela limite l’introduction généralisée de systèmes de classement par IRM dans l’HSA expérimentale. Lorsqu’il est disponible, cependant, le système de notation IRM présenté ajoute un outil pour normaliser les modèles expérimentaux d’HSA, facilitant ainsi la reproductibilité et la comparabilité des expériences23. Dans cette étude, malgré les changements cliniques observés au cours de l’opération, il y avait toujours un taux de 14% de souris sans preuve d’HSA sur l’IRM postopératoire. Il est possible que les souris de ce sous-groupe aient souffert de microhémorragies, non détectables à l’IRM (similaires aux patients atteints d’HSA avec une tomodensitométrie négative mais la présence de xanthochromie dans la ponction lombaire). Ces souris ont été exclues de cette configuration expérimentale pour d’autres analyses. La raison technique de ces « saignements sans saignement » à l’IRM pourrait être une insertion insuffisante du filament, entraînant l’absence de perforation (p. ex., par un placement incorrect dans l’arthrose ou l’artère ptérygopalatine (AAE)). De plus, le vaisseau perforé avec succès peut se refermer après le retrait du filament, empêchant ainsi la SAH.
En résumé, un modèle standardisé pour l’HSA anévrismale expérimentale par perforation endovasculaire est présenté, combiné à une imagerie par résonance magnétique 24 heures après la chirurgie pour confirmer et classer le saignement et exclure d’autres pathologies intracrâniennes pertinentes.
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Disclosures
Pas de conflits d’intérêts
Acknowledgments
SL a été soutenu par le Chinese Scholarship Council. KT a été soutenu par la bourse BIH-MD de l’Institut de la santé de Berlin et de la Sonnenfeld-Stiftung. RX est soutenu par le programme de cliniciens-chercheurs DE LA Bosnie-Herzégovine, financé par la Charité-Universitätsmedizin Berlin et l’Institut de la santé de Berlin. Nous reconnaissons le soutien de la Fondation allemande pour la recherche (DFG) et du Fonds de publication en libre accès de la Charité - Universitätsmedizin Berlin.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Eye cream | Bayer | 815529836 | Bepanthen |
| Images analysis software | ImageJ | Bundled with Java 1.8.0_172 | |
| Ligation suture (5-0) | SMI | Silk black USP | |
| Light source for microscope | Zeiss | CL 6000 LED | |
| Ketamine | CP-pharma | 797-037 | 100 mg/mL |
| MRI | Bruker | Pharmascan 70/16 | 7 Tesla |
| MRI images acquired software | Bruker | Bruker Paravision 5.1 | |
| Paracetamol (40 mg/mL) | bene Arzneimittel | 4993736 | |
| Prolene filament (5-0) | Erhicon | EH7255 | |
| Razor | Wella | HS61 | |
| Surgical instrument (Fine Scissors) | FST | 14060-09 | |
| Surgical instrument (forceps#1) | AESCULAP | FM001R | |
| Surgical instrument (forceps#2) | AESCULAP | FD2855R | |
| Surgical instrument (forceps#3) | Hammacher | HCS 082-12 | |
| Surgical instrument (Needle holder) | FST | 91201-13 | |
| Surgical instrument (Vannas Spring Scissors) | FST | 15000-08 | |
| Surgical microscope | Zeiss | Stemi 2000 C | |
| Ventilation monitoring | Stony Brook | Small Animal Monitoring & Gating System | |
| Wounding suture(4-0) | Erhicon | CB84D | |
| Xylavet | CP-pharma | 797-062 | 20 mg/mL |
References
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