Summary
En hurtig-deployerbare, off-rutenettet laboratorium er konstruert og bygd for ekstern, ressurs-begrenset globale innstillinger. Funksjonene og viktige sider ved logistisk forbedret, utvides, multifunksjonelle laboratorium modulene er utforsket. En sjekkliste for en grunnleggende laboratorium arbeidsflyt og en protokoll for en åndedretts viral diagnostisk test er utviklet og presenterte.
Abstract
En uptick i siste pandemier (Ebola, Zika, MERS, influensa, etc.) understreker behovet for en mer "kvikk,' koordinert respons som løser en rekke spørsmål fra transport, tilgang, fasiliteter, utstyr og kommunikasjon til leverandør trening. Vi har utviklet en innovativ, skalerbar, logistikk-utvidet, mobil, laboratorium anlegget for nødhjelp og epidemier i ressurs-begrenset globale innstillinger for å møte. Benytte en bakgrunn i klinisk operasjoner som et akademisk medisinsk senter, vi utviklet en hurtig-deployerbare, modulære BSL-2 og BSL-3 anlegg med brukervennlig programvare for sporing og håndtering av narkotika og forsyninger i fjerntliggende områder under epidemier og utbrudd. Her presenterer vi våre intermodal, mobil, utvides pakke laboratorium enheter. Utformingen av laboratoriet forenkler off-rutenettet bruk ved å minimere strømforbruket og la alternative vannkilder. Enhetens informasjon (IKT) kommunikasjonsplattform inneholder (i) brukervennlig tavle-basert dokumentasjon, (ii) forbedret sporing av pasienter og forsyninger, og (iii) integrert kommunikasjon på stedet med innebygd telehealth evner. Vi har utviklet en sjekkliste for en grunnleggende laboratorium arbeidsflyt og respiratoriske virus diagnose ved omvendt-transkripsjon polymerasekjedereaksjons (RT-PCR) er en protokoll for å sikre kvalitet i eksterne miljøer. Som beskrevet, kan denne nyskapende og omfattende tilnærming for levering av laboratoriet evne i ressurs-begrensede globale miljøer.
Introduction
Rask diagnostikk er et viktig instrument betimelig virusinfeksjon kontroll, spesielt hvis tidlig symptomer er utvisket til en rekke smitte sykdommer. Den siste Ebola utbruddet (2014-2015) i Vest-Afrika1,2, Zika virus epidemier (2015-2016) i Asia og Latin-Amerika3,4, fremveksten av Midtøsten åndedretts syndrom (MERS) coronavirus infeksjoner5,6, og uvanlig dødelig influensa (influensa) epidemier (2017-2018) i USA7,8 avdekket behovet for hurtig-deployerbare, laboratoriefasiliteter som en rekke avganger fra transport, tilgang, fasiliteter, utstyr og kommunikasjon.
Off-rutenett evne (autonome strøm og vann, etc.) er avgjørende i landlige, ressurs-begrenset globale innstillinger9,10,11. Vår erfaring i klinisk operasjoner og globale programmer ved Baylor College of Medicine ble brukt til å designe og bygge et container-baserte mobile laboratorium med funksjoner for enkel distribusjon, oppsett og multifunksjonelle bruken (BSL-2 og BSL-3). Bilder av dette allsidig, logistisk forbedret laboratorium er vist i figur 1.
Dette hurtig-deployerbare, laboratorium anlegget har en utvidbar design ligner på tidligere beskrevet beholder klinikken (den "Emergency Smart Pod")12,13,14, utviklet av Baylor College of Medicine og sponset av USAID. En pakket brukes (i transportmodus) har dimensjonene til 9 fot 9 tommer x 8 føtter x 8 føtter (figur 1A, B), og utvider til et område på 170 kvadrat feet (15.75 m2) (figur 1 c, D). Enheten kan distribueres av to til fire personer på mindre enn ti minutter.
Ekstern laboratoriet er bygd for en BSL-2 lab anlegg (figur 2A) med et eget, modulære, avtakbar, BSL-3 enhet (figur 2B) designet for arbeid med smittsomme stoffer som kan forårsake alvorlige eller potensielt dødelige sykdommer ved innånding 15. tilkobling av to laboratorium modulene gjør at optimalisering av eksperimentering arbeidsflyter, deling av ressurser og kostnadsbesparelser (Figur 2 C-E).
Modulene er lufttett og vanntett å skape en behagelig, energi effektiv mobile ly. Oppvarming, ventilasjon og air condition (HVAC) system brukes for sentralisert og temperatur-kontrollert. Generelt, minimerer utformingen av laboratoriet strømforbruket av sin egen alternative strømkilder som solcellepaneler og/eller en uavhengig elektrisk generator. Hver enhet inneholder en vask og eyewash stasjon, strøm og vann kontakter (Figur 3A-C). IKT-plattform gir en valgfri, tavle-basert (Android telefon/bord eller iPhone/iPad) dokumentasjon app for forsyning sporing og laboratoriet resultatet dokumentasjon (figur 3D) er utviklet i samarbeid med Baylors informasjon teknologi (IT) forskningsgruppen som er godt erfarne i å jobbe i fjerntliggende med begrenset tilkobling. Systemet kan fungere med cellular eller trådløse signaler, og tillater dokumentasjon uten tilkobling, med umiddelbar sikkerhetskopiering eller overføring til en sikker-sky basert server når tilkoblingen er gjenopprettet.
Laboratoriet har flere viktige infeksjonskontroll funksjoner, inkludert: (a) negative trykk luft flyt, (b) en hanskerommet eller biosikkerhet skap, (c) en helse risikostyring system: en bakteriedrepende ultrafiolett (UV-C) belysning med 4 hierarkier forsvarsminister bevist for å eliminere 99,7% av patogener at helse-relaterte infeksjoner. Anlegget er lett desinfiseres bruker hydrogenperoksid eller natriumhypokloritt (bleke) systemer for effektive dekontaminering. 16
Garanti for kvalitet laboratorium resultatene avhenger av en forpliktelse til å vurdere alle aspekter av helhet diagnostiske testprosessen. Her presenterer vi en sjekkliste for BSL-2 og BSL-3 laboratorium arbeidsflyten og en protokoll for rask respiratoriske virus diagnostisk test. Foreslåtte diagnostisering av sykdommer er avhengig av gjenkjenning av viral RNA eller DNA i prøven (nasal vask, blod, avføring, og urin, etc.) gjennom sanntids omvendt-transkripsjon polymerasekjedereaksjons (RT-PCR). Muligheten til å raskt beregne viral belastning i en prøve gjør PCR et effektivt verktøy for virussykdom screening17,18. Gjennomføringen av romanen, molekylær diagnostiske analyser lar utvidelse av diagnostiske evner for virus som Ebola19,20,21, influensa8,22og tuberkulose (TB )23.
Målet med dette arbeidet er å validere en roman modulære og deployerbar-laboratorium anlegg og gi en trening guide for laboratoriepersonell som arbeider i eksterne, lav-ressurs miljøer under en epidemi, naturkatastrofe eller andre nødhjelp situasjonen. Her presenterer vi en protokoll for åndedretts influensa diagnose i dette nyskapende, bærbare laboratoriet.
Protocol
1. installasjon
Merk: Bare 2-4 personer for å distribuere "Lego-like" laboratorium enheten. Optimalt, 4 personer skulle brukes til å distribuere, men det er mulig med bare 2.
- Bruke en gaffeltruck (figur 1A,B) eller andre passende løfte enhet håndtere beholderen. Bruk en gaffeltruck med minst sju tonn løftekapasitet for å håndtere to typer containere24.
- Sette opp en laboratorium enhet, Velg en oppdatering av ca 90 x 60 kvadrat fot (27,4 x 18.3 m2) på et flatt landskap å sikre uten hindringer hindre riktig oppsettet. Kontroller at webområdet har godt drenert jord å sikre området drenering det kan forårsake potensielle problemer med vann spre etter regn faller. Bruke begrunnelse som tidligere er utjevnet og som er vanskelig komprimerte jord en minimal kompresjons styrke 10 kN/dm2. Området bør tillate tilgang til utstyr som trengs for lossing enheten fra transport enheten og plass støtte utstyr nødvendig å utføre oppgaven.
- Plasser enheten eller enhetene i sin 'transportmodus' midt på valgt område og justere nivået. Hver enhet er utstyrt med fire utjevning knekter som tillater distribusjon på et område som har en maksimal grad av 6,5% (~ 4 grader). Minimum høyde for beholdere er ~ 6 inches å sikre at de gulvavløp og utslipp rør fungerer riktig. Går ikke utover knekt mer enn 12 inches. Fest støttebraketten armen av jack. Kontroller at beholderen er nivå ved å plassere en boble leveler i midten av hver nederste skinnen. Ikke Utvid enheten før den har blitt riktig posisjonert!
- Utvid enheten ved åpning panelene for full funksjonalitet. Først finne todelt støtte pole. Koble støtte stangen slik at høyden er nesten så høyt som beholder enheten. Pole lar brukeren åpne panelet og tåle vekten av takplate siden dørene er åpne. Det er en sikkerhet klipp som fungerer som en pin å holde panelene låst. Fjern sikkerhet klippet først, deretter løft og dra cam lock pin fra hullet. Plass pin bak spaken og ut av veien cam låsehendelen plassert på bunnen (ekspanderbare) sidene av beholderen.
- Løft taket tatt i betraktning at dette panelet har gass-Panel 1 struts og når panelet dørene er låst, struts vil frigi. Dette vil tillate brukeren å heve taket (Panel 1) bruke todelt støtte pole. Flytte støtte pole's tips under takplate midlertidig støtte det (figur 4A).
- Mens holde opp takplate med støtte dytt, finne sikringskjeden, plassert øverst til venstre side av beholderen. Med hjelp av 2-3 personer, nøye dra ned Panel 2 til sikringskjeden er rett, holde vekten av panelet 2 og har engasjert.
- Koble vinsj stroppen beltet til lug montere for hånd ved å bryte det rundt utsiden av gass spankulere. Merk Hvis det er ingen vinsj verktøy, det forrige trinnet kan gjennomføres manuelt med minst to personer på hver side av skjermen manuelt holder og senke den.
FORSIKTIG: Vekten av panelet er 260 lb!
- Sikre det er ingen personer eller varer innen panelet 2 og bruke vinsjen og bore, fortsette å senke panelet (figur 4B). Når panelet 2 er fullstendig senket, koble vinsj stropp og hjul det tilbake til vinsjen. Fjern vinsjen og plassere den på motsatt side av beholderen i forberedelse til bruk. Begge sider av enheten er identiske og følg de samme trinnene ovenfor for den andre siden av enheten.
- Komplett distribusjon av den første siden, komme ned til panelet (som er gulvet) og med minst to personer på hver side, manuelt løft Panel 3 oppover på plass som døren og foran veggen av siden (figur 4C). De to menneskene vil fortsatt holde Panel 3, mens den tredje personen fjerner støtte pole.
Advarsel: ingen skal være inne i enheten eller under tak til panelet 3 veggen er i stedet! - Fra innsiden av panelet 3, Finn to låsene og låse dem på plass med sikkerhet stroppen. Kontroller at svart tak panel gummi pakninger trekkes ansiktet innsiden av enhetene. Dette må gjøres for å forhindre regn og andre vanninntrengning i enheten.
- Fra innsiden av beholderen, låser du opp panelet 4. Når ulåst, presse ut panelet 4 (Figur 4 d) slik at det åpner som en dør svinger. Lås to sikkerhet låsene inni veggen. Låse opp panelet 5 Gjenta de samme trinnene for panelet 4. Sikre dette panelet med samme indre sikkerheten låsene. Når hele enheten interiøret er låst, trekk strekkfisk til gulvet og slutten veggene er tette.
- Når begge sider av beholderen trygt utvides, kontrollere kontaktene og gjør eventuelle nødvendige justeringer akkurat som har oppstått. Sjekk ly skal nivå ukentlig. Etter ekstreme værforhold (regn eller vind) kontrollere kontaktene på beholdere og justere deretter.
- Utvide beholderen andre connectable laboratorium modulene er planlagt for bruk (figur 5).
- Koble enheten til strømkilden og vannforsyning. En detaljerte instruksjoner om installasjon av en diesel generator koblet til enhetene gjennom en breaker boks kan finnes i henhold manuell24.
Merk: Ekstern laboratorium enheten er nå distribuert. Indre ikke sammenleggbar volumet av enheten kan lagre minimum av utstyr og laboratoriet forsyning nødvendig for bestemt diagnostiske tester. Installasjon av pressurization system for BSL-3 modul er beskrevet i detalj24 og krever ekstra kvalitetskontroll. 24
2. sjekkliste for personlig verneutstyr og grunnleggende laboratorium arbeidsflyt
Merk: En feil i den generelle sikkerheten og laboratorietesting kravet faser kan ugyldiggjøre resultatene av hele testing prosessen.
- Før forsøk på å angi installert laboratorium enheten, sikre at alle BSL-2 eller BSL-3 sikkerhetskrav regnskapsføres: dressing med riktig personell beskyttende utstyr (PPE), vaske hendene, iført hansker, og rensing arbeidsområder som er skal brukes.
- Følge sjekklisten i tabell 1 som inneholder sikkerhetskrav for personlig beskyttelse under testene i laboratoriet BSL-2 og modulen BSL-3 (det sammensatte hanskerommet rom - Undertrykk og PCR rom - positivt trykket).
- Dekontaminere alle arbeidsplass og leverer i laboratoriet. Hvis planlegger å bruke natriumhypokloritt løsning (0,5%), også kjent som flytende blekemiddel, til decontaminate arbeidsområde og forsyninger, også bruker 70% etanol for å rengjøre alle områder utsatt for bleke, som blekemiddel kan blandes med andre kjemikalier i arbeidsområdet til å opprette giftig røyk. Kast alle blekemidler produkter til egne utpekte søppelbøtten.
- Før du begynner å jobbe i laboratoriet enheten, bli kjent med sin ordning og layout. Strenge regler gjelder for prosessering prøver rommets hanskerommet (GB). GB rommet er negative trykket! For å operere en hanskerommet, sjekk produsentens instruksjoner. Flere kilder gi detaljert opplæring på hanskerommet operasjonen25.
Merk: Hensikten med denne analysen er å trekke ut og rense ribonukleinsyre (RNA) eller deoksyribonukleinsyre (DNA), hvis fra prøvene. Utdraget RNA/DNA vil bli testet av en sanntid RT PCR å oppdage tilstedeværelse eller fravær av målrettede viral patogener - influensa (INF).
3. rapid influensa virus diagnostikk av RT PCR i BSL-2 laboratorium anlegg
- Motta og registrere
- Bruk kontrollisten for PPE (se punkt 2). INF er en klasse 2 agent krever BSL-2 praksis. PPE passer for BSL-2 praksis er nødvendig. I tillegg Bruk vernebriller og håndjern ermet labfrakker å minimere berøres av huden.
- Ifølge Verdens helseorganisasjon (WHO) anbefalinger26, bruke sterilt Dacron eller rayon vattpinner med plast sjakter for prøvetaking fra luftveiene.
Merk: Bomull eller kalsium alginate vattpinner, eller vattpinner med tre pinner kan inneholde forbindelser som deaktivere enkelte virus og hemmer PCR testing26,27. - Som eksempel vattpinner tas fra pasienter, transportere dem til laboratoriet anlegget fra feltet eller klinikk. Overføre prøver via vinduet pass-through; Dette vinduet kan ikke åpnes fra begge sider.
- I vinduet pass-through spray rør som inneholder prøver med blekemiddel for 1 min etterfulgt av 70% etanol og tørke tørr for å gi tilstrekkelig dekontaminering før de kommer inn laboratorium enheten. Etter neddykking, lab tekniker innsiden av enheten åpnes vinduet pass-through og avhente eksemplar fra beholderen blekemiddel registreres. Vanligvis er den passerer prøven og personen utpakking prøven ikke det samme.
- Åpne vinduet pass-through og avhente det eksemplar er registrert. Tørke ned noen eksempler som var desinfiseres i blekemiddel og etanol. Tørke ned interiøret i vinduet pass-through med blekemiddel etterfulgt av 70% etanol løsning. Registrere et utvalg innen interaktiv tavle-systemet eller en bærbar. Identifisere et utvalg med følgende informasjon:
-Samling dato
-Utbruddet dato
-Pasientens alder og kjønn
-Prøven type (f.eks., nese vattpinne)
-Unike identifikatorer
-Annen relevant informasjon - Bruke strekkoder for merking rør. Legge til strekkode i hvert eksempel rør og fire tomme rør utpekt til å dele. Flytte prøvene å lufthull panseret. Skanne en strekkode på hver tube, og kontroller at riktig utvalg identifikasjonsinformasjonen vises på tavle-basert system eller bærbar PC skjermen. Hvis strekkoder ikke er tilgjengelig, kan du bruke en alkohol motstandsdyktig markør. Alltid merke ampullen, aldri cap som dette kan bli slått under håndtering! Fullføre registreringsprosessen.
- Prøve aliquot
- Når reagensglass har merket, kan du bruke en sertifisert klasse 2 biosikkerhet regjering å håndtere prøver og gjøre dele prøver. En aliquot kan brukes for umiddelbar testing og andre beholdt for henvisning hensikt eller retesting.
- Prøver kommer med nasal vattpinne spissen i viral transportmedium, hisse opp vattpinne spissen i medium for 30 s og presse den mot siden av ampullen. Deretter fjerne den fra medium og kast med en biologisk farlige avfall protokoll (riktig forkaste, autoklav eller henge i 1: 100 klor løsning).
Merk: Den minste mengden medium som skal lagres er 0,5 mL. Dermed kan en 3 mL prøve deles inn i seks dele (sub eksempler). Bruk 1 mL cryo-oppbevaring tube hver eksempel 0,5 mL for å gi ekstra volum for frosne medium. - Når du tar dele, bruk frisk sterile eller disponibel Pipetter for hver prøve og kaste seg i biologisk farlige avfall beholdere for å unngå kryss-kontaminering. Kontroller hver tube er tett forseglet og lukket.
- Bruke en aliquot per prøven for umiddelbar utvinning og lagre noen andre dele i fryseren (-80 ° c som det er en åndedretts prøven) for fremtidig bruk.
- Før han flyttet til arbeidsstedet, Rengjør alle arbeidsområdet overflater og utstyr med blekemiddel etterfulgt av 70% etanol løsning.
- Utvinning og rensing
- For å sikre kvalitet testing, flytte barcoded PCR prøve dele fra prøve-håndtering området til arbeidsstedet (BSL-2 sikkerhet regjering) utpekt for utvinning. Denne sikkerhet regjering har et separat sett med Pipetter for håndtering av prøven.
- Bruke viral RNA mini kit for utvinning av RNA prøver. Følg produsentens instruksjoner for rensing av viral RNA av spinner protocol. Klargjør master blandingen av antall eksempler som pakkes. Holde prøven og lyseringsbufferen buffer master mix ved romtemperatur.
- Forberede antall eksempler som pakkes. Merke det 1,5 mL mikro-sentrifuge rør med strekkode tall eller unik identifikator.
- Sett pipette 560 µL. bruke en ren pipette tips. Legge til 560 µL av lyseringsbuffer hver merket rør. Kast tips. Bruk en ren pipette tips. Legge til 140 µL av utvalget. Forkaste gamle og bruke en ren pipette tips. Gjenta med det andre eksemplet. Bruk en ren pipette tips. Legge til 140 µL buffer negativ kontroll rør. Lukk hver rør sikkert.
- Puls-vortex prøve aliquot 1 med lyseringsbuffer for 15 s. Gjenta med prøve aliquot 2 og kontroll røret. Mikro-sentrifuge hver smak for 5 s. Incubate prøver i 10 min ved romtemperatur.
- Etter 10 min med inkubering, nytt sentrifuge rør for å fjerne noen dråper fra innsiden av røret lokket. Legge til 560 µL av etanol løsning utvalg. Endre pipette spissen. Gjenta med noen gjenværende eller flere eksempler. Lukk hver eksempel rør sikkert og puls-vortex hver prøve for 15 s. mikro-sentrifuge prøvene for 5 s.
- Påfør blandingen til kolonnen spinn. Få ren 2 mL samling rør. Legge til spin kolonner, og merk dem etter prøvene. Overføre 630 µL av prøven til samsvarende kolonne, tilsvarende.
- Sikre caps og flytte til en sentrifuge. Jevnt distribuere eksemplene i sentrifuge. Sentrifuge 6000 × g for 1 min fjerne lyseringsbuffer. Tilbake til arbeidsstedet. Erstatte samling rør. Legg resterende lyseringsbuffer og gjenta trinnet sentrifugering. Kast den opprinnelige aliquot eksempel rør.
- Kast eluate og vask spinn kolonnen med to buffere. Bruke 500 µL av Buffer AW1. Gjenta med hver prøve. Sikre caps hver prøve og sentrifuger 6000 × g i 1 minutt. Gjenta med den andre Buffer AW2 og sentrifuge 20.000 × g i 3 minutter.
- Endelig elute RNA ved å legge til elueringsbufferen. Plasser kolonnen i en ren 1,5 mL tube, åpner kolonnen og legger 60 µL av Buffer AVE. ruge ved romtemperatur for 1 min og sentrifuge 6000 x g for 1 min. Prøvene er nå klar for PCR analyse.
- PCR forsterkning og oppdagelsen
- Utføre PCR forsterkning i et eget området for PCR. Utføre PCR forsterkning av viral målet bruker PCR-protokollen for ett steg fremgangsmåte i henhold til produsentens instruksjoner. Legg merke til at en master blanding er fremstilt med viral bestemt primere, sonder, 2 x RT PCR buffer og RT PCR enzym. Legge til master mix på platene eller rør og deretter Legg og bland individuelle eksempler (se avsnitt 4.4).
- Overføre platen PCR maskinen og kjøre i henhold til viral målet forsterkning vilkårene. Når prøver er lastes inn PCR instrumentet tar det ca 90 minutter å fullføre kjøre.
- Vedlikehold etter bruken
- Utføre regelmessig og periodisk vedlikehold etter bruken etter tabell 2.
4. rask influensa virus diagnostikk av RT PCR i BSL-3 laboratorium anlegg
Merk: BSL-3 tilfeller eksperimentelle protokollen vil forbli den samme, men sikkerhetstiltak vil prioriteres over noe annet. Før BSL-3 laboratoriet, se gjennom vinduet gjennomsiktig forsikre at negative trykket er opprettet i hanskerommet enheten. Det blir tydelig at negative trykket er opprettet når en rosa ball i en vegg er synlig.
- Motta og registrere
- Når negative trykket er etablert, åpne døren og angi enheten. Vasker hendene og fortsett med PPE. Bruk kontrollisten for PPE og arbeidsflyt BSL-3 (se punkt 2).
- Fortsette å sette på PPE i følgende rekkefølge: under hansker, kappe, skoovertrekk, maske, ansiktsskjerm, andre par hansker. Iført en full kjole som beskytter hele kroppen anbefales.
- Slå på maskinen og la press i hanskerommet å stabilisere. Bruk en blekemiddel spray løsning for å rense alle områder og leverer brukes innenfor og utenfor i hanskerommet. Kast blekemiddel avfallsprodukter i en blekemiddel bare beholder. Bruke 70% etanol løsning å rense ut noen områder av bleach er brukt.
- Overføre prøven via vinduet pass-through.
Merk: Før han ble droppet på passerer gjennom vinduet, desinfisere rør som inneholder prøver av submerging i et hypokloritt bad i 1-2 min. spesielt, spray prøver med en bleike løsning og la alene for minst 1 min og pass-through før du mottar dem innsiden av BSL-3-enheten. Personen bestått prøven og den som mottar, bør trekke ut utvalget i BSL-3 laboratorium ikke være det samme. - Motta prøvene innsiden av BSL-3 enheten og rengjør dem før du går videre til registrering og merking trinnene.
- Registrere et utvalg med interaktiv tavle-baserte systemet eller en bærbar PC. Identifisere et utvalg med følgende informasjon (se avsnitt 3.1.5).
- Bruke strekkoder for merking rør. Hvis strekkoder ikke er tilgjengelig, kan du bruke en alkohol motstandsdyktig markør.
Merk: Alltid merke ampullen, aldri cap som dette kan bli slått under håndtering!
- Prøve aliquot
- Når prøvene er registrert og rør har blitt merket, plassere prøvene i i sertifisert hanskerommet via luften låst skuffen å hente prøver fra inne i hanskerommet. Lukk døren. Åpne den andre døren gjennom i hanskerommet hente prøvene. Ikke åpne begge dører samtidig. Åpne og lukke hver dør i to forskjellige trinn for sikkerhetsregler. Slå på UV-C belysning.
- Når prøvene er trygt flyttet til hanskerommet interiøret, følger du fremgangsmåten beskrevet tidligere for å lage utvalg dele i en hanskerommet. En aliquot av prøven kan brukes for umiddelbar testing og andre beholdt for henvisning hensikt eller retesting. Prøver kommer med nasal vattpinne tips i viral transportmedium. Ta prøver og sette inn hvert hetteglass. Rør vattpinne spissen i medium for 30 s og presse den mot siden av ampullen før du fjerner den fra mediet og kaster det bruker en biologisk farlige avfall protokoll (riktig forkaste, autoklav eller henge i 1: 100 klor løsning).
Merk: Den minste mengden medium som skal lagres er 0,5 mL, bruk 1 mL hetteglass for dette formålet. Dermed kan en 3 mL prøve deles inn i seks dele (sub eksempler). - Bruke friske sterile eller disponibel Pipetter for hvert utvalg og kast dem som biologisk farlige avfall. Når prøvene er aliquoted, flytte eksemplene i lufttette beholdere. Lukk ampuller med beskyttelse og fjerne fra i hanskerommet.
- I boksen hanske lukke biohazard avfall posen og forberede en ny avfall bag å unngå kryss-kontaminering. Dekontaminere hanskerommet arbeidsområdet bruke blekemiddel for 5 min og 70% etanol løsning etterpå.
- Bruke en aliquot per prøven for umiddelbar analyse og lagre andre i fryseren ved-80 ° C som det er en åndedretts prøven. Etter dekontaminering beholde en aliquot for å teste, kan du flytte alle prøvene av hanskerommet for lagring i-80 ° C fryseren.
- Utvinning og rensing
- Etter dekontaminering, flytte barcoded eksempel dele nødvendig for PCR analyse fra prøven håndtering området inn i hanskerommet.
- I boksen hanske utføre alle lysis trinnene for utvinning prosedyren. Bruke viral RNA mini kit for utvinning av RNA prøver i henhold til produsentens instruksjoner. Følg de trinnvise instruksjonene for rensing av viral RNA av spin-protokollen i produsentens instruksjoner.
- Forberede antall eksempler som pakkes. Merke det 1,5 mL mikro sentrifuge rør med strekkode tall eller unik identifikator.
- Legge til 560 µL av lyseringsbuffer 140 µL av prøven og puls vortex. Inkuber minutter ved romtemperatur.
Merk: Inaktivering fremgangsmåten kan variere avhengig av BSL-3 patogen som blir utvunnet og i noen tilfeller videre inaktivering kan være nødvendig. - Etter lysis trinn, tett forsegle caps på hvert utvalg og plasser i trykkluft låst passasjen (hvis sentrifuge plasseres utenfor i hanskerommet). Overføre lysed prøvene til biosikkerhet kabinett for resten av prosedyren.
Merk: Prosedyren for utvinning og rensing av RNA kan fullføres i i hanskerommet eller i en hanskerommet etterfulgt av bio-sikkerhet regjering avhengig av BSL-3 patogen og protokollene som kreves. - Sørg for å decontaminate arbeidsområde og forsyninger i hanskerommet igjen med blekemiddel, og 70% etanol løsning å feilfri alle områder utsatt tidligere for å bleke.
- Følg trinnene i delen 3.3.6 - 3.3.10 for vask og rensing av den.
- Etter ekstraksjon, overføre prøvene til vinduet pass-through for PCR analyse.
- Etter prøver er fjernet og overført, sterilisering laboratorium arbeidsområdet utenfor boksen hanske i henhold til punkt 2.
- Før du fjerner PPE vente til luftsirkulasjon i enheten nådd trygt riktig antall sykluser før du begynner å fjerne PPE. Umiddelbart etter fjerning og avhending av alle PPE i PPE avfall beholder, fortsette å vaske hendene i laboratoriet med såpe og vann før du avslutter enheten, i henhold til punkt 2.
- PCR forsterkning og oppdagelsen
Merk: PCR forsterkning utføres i et separat utpekt for PCR og koblet med hanskerommet området via pass-through vindu. Arbeidsområdet og forsyninger må renses før en test.- Fjerne utdraget RNA prøvene fra pass-through.
- Utføre PCR forsterkning av viral målet med ettrinns PCR-protokollen. Forberede en master blanding viral bestemt primere, sonder, 2 x RT PCR buffer og RT PCR enzym. Bruk en 1,5 mL tube med følgende komponent for hver målrettet analysen: vann, primere og sonder, 2 x buffer og RT PCR enzym. Vortex og spin master mix.
- Aliquot master blandingen i hver av stripen rørene. Tilbake i PCR kit til lagring på anbefalt temperatur når master mix er utarbeidet.
- Legge til personlige prøvene i hver stripe rør med en separat tips mellom hver stripe rør. Spinne eksempel tallerken eller rør på 1500 rpm for 1 min. Prøvene er klar til å bli lastet inn sanntid PCR enheten.
- Overføre platen med eksempler på PCR-apparatet og kjøre maskinen i henhold til viral målet forsterkning vilkårene. Det tar ca 90 min å fullføre en løpe.
- Før samle resultatene og forlate laboratoriet, fjerne PPE og tilstrekkelig decontaminate hver arbeidsstasjon og forberedelser for neste diagnosetesten, ifølge del 2.
- Vedlikehold etter bruken
- Utføre regelmessig og periodisk vedlikehold etter bruken etter tabell 2.
Merk: Total diagnostiske tiden er ca 4 timer. Utvinning tid og PCR defineres gang kan variere avhengig av hvor mange eksempler, og den diagnostiske testen kan ta 4-5 timer eller mer, tilsvarende.
- Utføre regelmessig og periodisk vedlikehold etter bruken etter tabell 2.
Representative Results
Målet med denne studien er å vise at de foreslåtte BSL-2 og BSL-3 mobile laboratoriefasiliteter gir en tilstrekkelig miljø som tillater respiratoriske virus diagnostiske tester med representant resultater identisk tester utført i høykvalitets stasjonære laboratorier. Laboratoriefasiliteter er utformet for å overholde kravene test i yrkesmessig helse og sikkerhet (OHS). Så snart funksjonen ekstern laboratorium er distribuert (Figur 4) og alt utstyr og forsyninger er installert (figur 5), laboratorietester kan kjøres.
I henhold til laboratoriet passende standard operasjonsprosedyrer, PPE (labfrakker, beskyttende sko, hansker, avansert maske, vernebriller, etc.) for BSL-2 praksis er nødvendig. BSL-3 praksis er modulen PCR laboratorium av negative trykket utstyrt med en sertifisert hanskerommet. Laboratoriet enheter er oppgradert av eksterne pass-through Vinduer å beskytte personell ved trinn for eksempel mottak. Registreringsprosessen kan forenkles med tidligere utviklet tavle-basert program (figur 3D). Andre akseptabel programmer som kjøres på en bærbar PC kan brukes også.
Dette bestemte respiratoriske virus diagnostisk test kan utføres i tilkoblede laboratorium moduler å skille fremgangsmåten for den diagnostiske prosedyren i hensikt å unngå forurensning eller potensielle interferens mellom biokjemiske reagenser, som kan påvirke den testing resultater. For å maksimere kvaliteten på diagnosen, benytter rask diagnosetesten praksis (i) både grunnleggende laboratoriet BSL-2 og traversering koblet PCR rommet (del 3) eller (ii) GB og PCR rom forbundet med pass-through vinduet (del 4). Diagrammet av foreslåtte laboratorium arbeidsflyten er presentert på figur 6 og understreker personlig verneutstyr. Diagrammet anerkjenner viktigheten av angitte trinn for personell beskyttelse, spesielt hvis Laboratorieansatte i avsidesliggende områder er minimal trent.
Rask diagnosetest av influensa oppnås via RT PCR teknikken. Prosedyren inneholder fire hovedtrinn. Merk at enkelte arbeidsområder tildeles for hver fase i protokollen.
Det første trinnet er å få en prøve og sub deler den i flere dele. Dele deretter merket med strekkoder til å forbedre effektiviteten av datakontroll og lagret i fryseren for videre undersøkelser. Det andre trinnet er å deaktivere en prøve i lyseringsbuffer sentrifugering og oppvarming. Første og andre trinnene må utføres i biosikkerhet skap. Bruke personlige pipette apparater og utstyr. En PCR test foreslås utføres på PCR rommet, hvis tilgjengelig. Det tredje trinnet er dokumentasjon av resultater. Trinn fire er vedlikehold etter bruk, og påminnelse om personell beskyttelse på slutten av eksperimentet.
Hvis prøven er forventet å bli klassifisert som BSL-3 + (e.g.,Ebola, Zika, de store TB) funksjonen hanskerommet må brukes. I eksterne laboratoriet har GB rommet et eget pass-through vindu å motta eksemplarer og en bærbar PC eller tablett for eksempel registrering. Eksempelet aliquot og virus inaktivering må alle utføres i hanskerommet kammeret. UV-C belysning anbefales å unngå forurensning under prosedyren. Etter inaktivering av en prøve, ytterligere trinn for protokollen er lik den grunnleggende laboratorium BSL-2 og BSL-3 test og følger Sjekkliste del III (tabell 1, figur 6).
Figur 1. Laboratorium anlegget prototype. (A, B) Transportmodus; (C) distribuert modus: utenfor; (D) distribuert modus: interiør. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2 . Skjemaer. (A) grunnleggende laboratoriet BSL-2; (B) The BSL-3 modul inkluderer hanskerommet og PCR laboratorier, som har et felles pass-through vindu for beskyttet prøven overføring; (C) tilkoblet laboratoriefasiliteter (A) og (B) med delte verktøy. (D,E) Fotografier av tilkoblede enheter fra motsatt side. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3. (A) interiør av BSL-3 har (1) en pass-through vindu, en vask og (2) et eyewash stasjon på innløpet; (B) elektrisk strømkontakter, (C) vann koblinger. (D) tavle-basert programvare for forsyning sporing og laboratoriet resultat dokumentasjon. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 4 . Distribusjon av laboratoriet. Instruksjon for paneler utspiller seg på én side av enheten som vist (A-D). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 5 . Skjema for connectable laboratorium: (A) BSL-2 modul 1; (B) hanskerommet og PCR modul 2. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 6 . Flytskjema for en respiratoriske virus RT PCR diagnosetesten i funksjonen ekstern laboratorium. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
| Ekstern laboratorium BSL-2 | Ekstern laboratorium BSL-3 |
| Del I | Del I |
| i. lab tech å gå inn gjennom døren merket inngangen og sette på Laboratoriefrakk som henger på rack ved inngangsdøren. Åpne sko er forbudt, avansert maske og vernebriller oppfordres. | i. lab tech se på hanskerommet vindu fra utenfor enheten å sikre negative trykket er aktivert. (Pink Ball skal vises i enheten til å vise negative trykket fungerer). |
| II. Lab tech å vaske hendene i vasken, sette på engangs hansker og begynne med inntak av eksempler. | II. Hvis negative trykket fungerer, lab tech å angi bare døren og satte på Laboratoriefrakk som henger på rack ved inngangsdøren. Åpne sko er forbudt, avansert maske og vernebriller er ønskelig. |
| III. eksempler som var dyppet i hypokloritt bad før avbrytes pass-through vinduet sitter i passere for lab tech. | III. Lab tech å vaske hendene i vasken, satte engangshansker, PPE og begynne med inntak av eksempler. |
| IV. fikk prøve resepsjonen. | IV. prøver som tidligere var dyppet i hypokloritt bad før avbrytes på passerer gjennom vinduet sitter i passere for lab tech. |
| Del II | v. fikk prøve resepsjonen. |
| v. avhengig av diagnostiske prosedyren, prøver flyttet til biosikkerhet skap og inaktivert. | Del II |
| Vi. prøver prepped for mikroskopi, sentrifuger eller ROTs. | Vi. inaktivert i hanskerommet prøver. |
| VII. riktig diagnosetester kjøres. | VII. prøver henrettet nukleinsyre isolering. |
| VIII. Store eksemplarer i 4° C kjøleskap eller aktuelle fryser. | VIII. etter ekstraksjon, prøver flyttet til pass-through-vinduet. |
| Del III | IX. Lab tech inn gjennom inngangen i PCR side av enheten (positivt trykk). |
| IX. bruke vasken for flekker og vaske elementer. | x. Lab tech å sette på Laboratoriefrakk fra rack ved inngangen, vask hendene i vasken, sette på hansker. |
| x. Bruk laptop og counterpace for å utføre analyser og dokumentasjon. | Xi. få eksempler fra hanskerommet rom i pass-through-vinduet. |
| Xi. sterilisere utstyr ved å kjøre autoclave. | XII. Hvis nødvendig prøver prepped i laminær strømning kabinett. |
| XII. kast eventuelle biologisk farlige avfall i biohazard avfallsbeholderen. | XIII. riktig Diagnosetestene kjøres. |
| XIII. vask hendene i vasken. | XIV. lagre eksemplarer i 4° C kjøleskap eller aktuelle fryser. |
| XIV. henge Laboratoriefrakk opp på rack. | Del III |
| XV. Avslutt gjennom døren. | XV. Bruk vasken for flekker og vaske elementer. |
| XVI. bruke laptop og counterpace for å utføre analyser og dokumentasjon. | |
| XVII. overføre ampuller til pass-through vinduet PCR rommet og sterilisere utstyr ved å kjøre autoclave. | |
| XVIII. kast eventuelle biologisk farlige avfall i biohazard avfallsbeholderen. | |
| XIX. vask hendene i vasken. | |
| xx. Avslutt gjennom samme inngangsdøren. |
Tabell 1. Kontrolliste for PCR diagnostikk arbeidsflyten.
| Vedlikehold og kalibreringer | ||
| PCR sanntidssystemer | Månedlig | Utføre bakgrunn kalibreringer hver måned |
| 18 måneder | Utføre bakgrunn, romlige og fargestoff kalibreringer hver 18th måneder | |
| Sentrifuger | 1 år | Kalibrere for omdreininger per minutt og temperatur gjennom ekstern eller intern kalibrering tjenester |
| Hanskerommet | Daglig | Visuelt inspisere elementer, spesielt for skade til utsatte overflaten HEPA-filtre, hansker, o-ringer og slanger. Kontroller at duct klemmer er stramt og på plass. Utføre press lekkasjetest. Teste press alarmen. |
| 6 måneder | Endre hepafilter | |
| 1 år | Kalibrere systemet | |
| Autoklav | Ukentlig | Rengjøre vannbeholderen og stativer med ikke-slipende vaskemiddel |
| 3 måneder | Kalibrere timer og målere | |
| 1 år eller hver 50 kretsløpene | Inspisere, rengjør grundig, teste og kalibrere | |
| Kjøleskap og Freeezer | 6 måneder | Sjekk fan motor, fordamperen spoler, støvsuging kondenserende spoler og condensor filtre og skifte ut batteriene etter behov |
| 1 år | Kalibrere fryser gjennom intern eller ekstern kalibrering tjenester | |
Tabell 2. Sanntid PCR utstyr og vedlikehold.
| Obligatorisk | Anbefalt |
| Laboratoriefrakk, hansker, beskyttende sko | Laboratoriefrakk, beskyttende sko, hansker, masker, briller |
| Kjøleskap 4 ° C, fryser 20 ° C | Kjøleskap 4 ° C, fryser 20 ° C, fryser-80 ° C |
| Ett sett av automatiske pipetter | Tre sett med automatiske pipetter |
| Sentrifuger, shaker, thermocycler | Robot-system |
| RT PCR maskin, isbadet | RT PCR med temperaturkontroll, isfri kjøligere |
| Biohazard avfall poser | Autoclave å disponere biohazard avfall |
Tabell 3. Minimumskravene for RT PCR respiratoriske virus diagnostisk test BSL-2.
Discussion
Funksjonen ekstern laboratorium beskrevet ovenfor er logistisk orienterte, utvides, raskt deployerbare, multifunksjonelle og basert på menneske-sentrert design konsepter som har blitt rettet for å beskytte laboratorium personell og arbeidsområdet effektivitet. Detaljert protokollen for rask laboratorium oppsett og trygt respiratoriske virus aisolering og diagnose ble utviklet og presenterte.
For optimal utstyr skal fungere, må følgende opprettholdes i laboratoriet enheter: omgivelsestemperatur på 21 ± 2 ° C, tillatt temperatur på 5 til 40 ° C, fuktighet av 14 ± 5% RH, tillatt maksimum relativ fuktighet i 80% RH (uten kondens), og en høyde mellom 0 og 2000 meter over havet.
Energiforbruk er en av de viktigste parameterne for administrasjon av et off-rutenettet laboratorium. For kjernen laboratorieutstyr og kan makt-effektiv forskjellig 15-40%. gjennomsnittlig strømforbruk anslås imidlertid her for å levere en tjeneste. Den høyeste makt satsen (1500-2000 W) gjelder klimaanlegget, glovebox systemet, PCR maskinen og autoklav sterilisatoren. Vurderer 8 timer intensivt arbeid gjennomføring av protokollen og 16 timer kontrollen laboratory miljø, er daglige forbruket i laboratoriet enheter ca 36 kWh per dag for BSL-2, 43 kWh per dag for BSL-3 og 73 kWh per dag for den tilkoblede BSL-2/BSL-3 + fasiliteter. For en enkelt enhet, anbefaler vi gir en kilde til elektrisk kraft med kapasitet på kjører/kontinuerlig effekt ≥8 kW, bølge/Start drive ≥10 kW; for tilkoblede anlegget, kjører/kontinuerlig effekt ≥12 kW og bølge/Start drive ≥14 kW. Obs, i BSL-3 laboratorium anlegget, en sikkerhetskopien energikilde anbefales å unngå utilsiktet strømbrudd og garantere jevn arbeidet med hanskerommet og negative trykket systemet under en diagnostisk test.
En bensin drevet elektrisk generator er en kostnadseffektiv løsning for nødstilfelle energiforsyning. Anta at drivstoffeffektivitet av en bensin generator er ca 1,5 gallons per time på 100% Last. Deretter hvis det gjennomsnittlige daglige energiforbruket er 8 timer på 40% laste 16 timer med 10% belastning, laboratorium enheten BSL-2 eller BSL-3 krever 7-9 gallons av drivstoff per dag, tilsvarende og tilkoblede anlegget må ~ 15 gal/dag.
Ekstern laboratorium enhetene er utformet for å evner av off-rutenettet solenergi panel systemer. Solcellepaneler krever ikke ytterligere drivstoff og kan betjenes med høy produktivitet i tropiske og subtropiske områder av Afrika, Asia og Latin-Amerika på grunn av den høye solar bestråling. Foreløpig lar en enhet av en kommersielt tilgjengelig solcellepanel system en daglige strømforbruket til 44 kWh per dag.
Uavhengig av den valgte typen alternativ elektrisk energikilde, er skitne elektrisitet filtre sterkt anbefalt og preinstalled inne laboratoriefasiliteter å forbedre kvaliteten på strøm og beskytte laboratorieutstyr. Holde PCR systemet vekk fra sterk og uskjermet elektromagnetisk stråling fordi sterk elektromagnetisk stråling kan forstyrre riktig drift av enheten. Det er også viktig gjøre bruk PCR systemet nær sterke vibrasjoner kilder, for eksempel en sentrifuge eller pumpe fordi overdreven vibrasjon påvirker instrumentytelsen. Laboratoriumutstyr kan bare installeres i et miljø som nonconductive, forurensning, for eksempel støvpartikler eller flis. Kontroller rommet er fra noen åpninger som kan utvise partikler materiale på Maskinkomponenter.
Laboratoriet vannforbruk avhenger av antall diagnostiske tester kjører daglig og antall laboratorium teknikere arbeider i anlegget. Nuclease gratis vann er nødvendig for utarbeidelse av miksere under diagnostiske prosedyren inkludert utvinning og PCR test, og skal leveres på forhånd som andre forsyninger og kjemikalier. Minst 50 mL nuclease gratis vann er nødvendig for å kjøre en diagnosetest; et bestemt volum nuclease gratis vann avhenger av arbeidsmengde (dvs. på antall eksempler). Destillert vann er nødvendig for å kjøre autoklav sterilisatoren. Autoclave vannforbruk i en syklus er 160-180 mL; autoclave er anbefalt for daglig bruk. De fleste av plast (rør, pipette-spisser, etc.) er disponibel, men noen er gjenbrukbare og må vaskes (store beholdere, rack, etc.). Vanlig vann brukes for vask hendene mellom prosedyrer og minimal volumet er anslått til 15-20 L daglig. Må det pumpes for Trykk; sediment pre-filter system anbefales å beskytte vann apparater fra skadelige effekten av sedimenter og forbedre kvaliteten på rennende vann.
For kjølelager, minst én 5.1 kubikkfot kjøleskap (4 ° C) og en 4,9 kubikkfot (20 ° C til-30 ° C) fryseren må tørkeskap laboratorium lagre prøver / RNA.
Laboratoriet dekontaminering inneholder flere nivåer: rengjøring > antisepsis > desinfeksjon > sterilisering. Enkel rengjøring kan utføres med såpe og vann mens skrubbing med gloved hånd eller pensel. Antisepsis inkluderer vask med flytende antimikrobielle kjemiske for å hemme veksten og multiplikasjon av bakterier. Alkohol løsninger (70%) kan brukes som en antiseptisk væske. Desinfeksjon er anvendelsen av en flytende kjemisk å fjerne nesten alle sykdomsfremkallende mikroorganismer (unntatt bakteriell sporer) på arbeid overflater og utstyr. Kjemisk eksponeringstid, temperatur og konsentrasjonen av desinfeksjonsmiddel er viktig. Natriumhypokloritt løsning (0,5%) eller blekemiddel, er en effektiv desinfeksjonsmiddel i stor skala for overflate rensing og vann rensing. Ultrafiolett bakteriedrepende bestråling er en annen metode for desinfisering. En bakteriedrepende lampe gir UV-C lyset og fører til inaktivering av bakterier og virus. Sterilisering benytter en fysisk eller kjemiske fremgangsmåte å ødelegge hele mikrobiell liv - inkludert svært motstandsdyktig bakteriell sporer. Sterilisering kan utføres med en autoklav sterilisere.
Alle laboratoriet avfall må segregerte på generasjon. Sted solid, ikke-skarp, smittsomme avfall i lekkasjefri avfall poser merket som biohazard. Hvis generert avfall er skarp, må den plasseres i punkteringsfrie beholdere. Samle potensielt flytende avfall i riktig merket biohazard beholdere til væsker. Beholdere og poser skal ikke fylles mer enn 2/3 volumet. Salg av alle blekemidler produkter må være sortert i egne utpekte søppelbøtten. Laboratoriet avfall må håndteres forsiktig for å unngå å generere aerosoler og brudd på vesker/containere. Samling poser/hyller med biohazard avfall må være forseglet og eksterne overflater dekontaminert etter bruk med 0,5% natriumhypokloritt løsning. Sterilisere alle laboratoriet avfall i autoklav ved 121 ° C i 30 minutter før forbrenning. Se fungerende håndboken for riktig bruk av en autoklav. Hvis mulig, Legg til en kjemiske eller biologiske indikator autoclave å sikre riktig sterilisering. Alle autoklaveres faste og flytende avfall må merkes tydelig som sterilisert med innstillingen, dato, tid og operatør. Merket avfall må deretter plasseres i et sikkert separat før forbrenning.
Som forventet, avhenger arbeidsflyten av diagnosetesten sykdom og prøven. Hvis det er anbefalt for virus identifikasjon samle blodprøver (f.eks Ebola19), kan prøve dele lagres på 20 ° C i stedet for-80 ° C (nødvendig for respiratoriske virus). Det er alltid bedre å ta flere prøven når prøvetaking fra en pasient enn å dele prøver senere. Hvis mulig, for hver av må minst to tas i separate prøven rør. Prøver må være delt hvis flere prøvetaking ikke er mulig.
Hvis alternative prøver ikke kan lagres på riktig temperatur (f.eks ingen frysere er tilgjengelig), pensle skal lagres i ren (100%) etanol eller 99% rødsprit (metanol tilsetningsstoffer bare). I dette tilfellet må vattpinne spissen settes i ampuller med 1-2 mL av etanol. Merk at slike prøver passer bare for PCR. Vær også oppmerksom på at en veletablert analysen er nødvendig for hver bestemt virus diagnose8,23, og ukjente virus prøver må sendes til tildelte laboratorier for videre undersøkelser19,20, 21.
Obligatorisk og anbefalte krav til listen av laboratoriumutstyr for PCR respiratoriske virus-diagnosetester må gjenkjennes. Tabell 3 understreker grunnleggende og minimal avanserte (anbefales) utstyret og behov for RT PCR diagnostisk test. For BSL-3 praksis er ekstra negative trykket beskyttelse (f.eks hanskerommet) personell viktig og nødvendig.
Tilkoblede laboratorium modulene er å foretrekke å øke antall personell i laboratorietester og fremskynde tiden det tar for en enkelt test. Erstatte tidkrevende manuell RNA utvinning er mulig med automatisert qPCR (f.eks QiaCube). Mens dette instrumentet er tungvint (bredde 65 cm, lengde 62 cm, høyde 86 cm), det kan passe mobile laboratorium arbeidsområdet etter omorganisering av møbler i BSL-2 eller BSL-3.
Videre arbeidet vil bli fokusert på utvikling av augmented reality (AR) og virtual reality (VR) opplæring. AR/VR glass brukes til å gi en interaktiv plattform å undervise nødvendige ferdigheter for å bli en veltrent laboratorium arbeidstaker. Nyttige tips for å utføre noen av vanskelig, må prosedyrer laboratoriet diagnostiseringstestene inkluderes i programvare guide. Denne tilnærmingen til opplæring bør forbedre kvaliteten på diagnosetesten ytelse og administrasjon i eksterne laboratoriefasiliteter, spesielt eksternt og ressurser.
Disclosures
Baylor College of Medicine har en amerikansk midlertidig patentsøknad for Mobile klinikker (US Patent Application nr 15/523,126, # 620078924). Forfatterne erklærer at de har ingen konkurrerende økonomisk interesse.
Acknowledgments
Innholdet i denne artikkelen gjenspeiler ikke nødvendigvis synet eller retningslinjer for den oss Department for Health and Human Services eller institusjoner tilknyttet forfatterne. Denne forskningen ble støttet av Paul G. Allen Family Foundation "Enhanced null-effekt, Emergency Smart Pod". Vi verdsette dypt alle fruktbart diskusjoner og samarbeid med kolleger fra Baylor College of Medicine, GSS helse, NASA Johnson Space Center. Vi er oppriktig takknemlig til Thermo Fisher Scientifics og dets representanter for et lån på RT PCR-maskin, sentrifuger og automatiske pipetter å gjennomføre en respiratoriske virus diagnostisk test i eksterne laboratorium anlegget. Forfatterne er takknemlige til Marta Storl-Desmond og Sidney Stephen Sorrell for deres hjelp i manuskriptet forberedelse og musikkvideoer.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Autoclave Sterilizer 'BioClave' | Benchmark Scientific, Edison, NJ, USA | B4000-16 | 16 liter, Benchtop, Dims: 22x17.5x15.7 in, Fully automatic, Extremely Compact |
| Barcode Scanner | Zebra Technologies ZIH Corp., Lincolnshire, IL, USA | Symbol LS2208 | Handheld, lightweight |
| Breaker Box Panelboard Enclosure | Square D (Schneider Electric), France | MH62WP | NEMA 3R/5/12, Dims: 20 W x 62 H x 6-1/2 in. D, Electrical distribution board |
| Centrifuge - Microcentrifuge 17,000 x g | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 75002440 | Holds 24 x1.5 or 2 ml tubes, Dims: 8.9x9.6x13.8 in |
| Class II Biological Safety Cabinet | NuAire, Inc., Plymouth, MN, USA | NU-602-400 | 4 Ft. Class II Type A2 Cage Changing Biological Safety Cabinet, 12" Access Opening, HEPEX Pressure Duct |
| Class III Biological Safety Cabinet (Glove box) | Germfree Laboratories, Ormond Beach, FL, USA | Model #PGB-36, Serial #C-2937 | Glove box, Portable, 36", Class III BSC. Dims: 36x20x23.75 in, Includes 2 interior outlets |
| Cryo Coolers | VWR, Radnor, PA, USA | 414004-286 | 0.5 or 1.5 ml tube benchtop coolers |
| Freezer (30°C freezer) | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | Model ULT430A | To occupy 4.9 Cubic feet |
| Laminar Flow Cabinet | NuAire, Inc., Plymouth, MN, USA | NU-126-300 | 3 Ft. Vertical Laminar Airflow Cabinet, 8" Access Opening, HEPA filter supply, 99.99% |
| Mini Centrifuge | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 75004061 | Dims: 4.1x5.0x6.0 in |
| Pipettes automated | VWR, Radnor, PA, USA | 05-403-151 | Pipet 4-pack (2.5,10, 100 and 1,000μL volume) |
| Pipettes automated 'Finnpipette' | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4700880 | Pipet 4-pack (2, 20, 200 and 1,000μL volume), Advanced Volume Gearing(AVG), Ultra durable |
| Power Generator | Cummins Power Generation, Minneapolis, MN, USA | C60 D6 | 60 kW, 60 Hz, 1 Phase, 120/240V, Diesel |
| Refrigerator | BioMedical Solutions, Inc., Stafford, TX, USA | BSI-HC-UCFS-0504W | Standard Undercounter Refrigerators & Freezers |
| Refrigerator | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 05LRAETSA | To occupy 5.1 Cubic feet |
| RT-PCR machine 'Step-one plus' | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4376598 | Holds 96 samples, Dims: 9.7x16.8x20.2 in |
| Vortex Mix | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 88880017TS | Dims: 6.1x8.3x3.3 in |
| Chemicals | |||
| AgPath-ID One-Step RT-PCR Reagents | Applied Biosystems, Foster City, CA, USA | 4387391 | |
| Ethanol Koptec Pure 200 Proof | Decon Labs, Inc., King of Prussia, PA, USA | V1001 | |
| Nuclease-free Water | Ambion, Inc., Carlsbad, CA, USA | AM9906 | |
| QIAamp Viral RNA Mini Kit | Qiagen, Hilden, Germany | 52906 | |
| SuperScript III Platinum One-Step qRT- PCR Kit | Invitrogen, Carlsbad, CA, USA | 11732-088 | |
| Disposable | |||
| 1 mL cryogenic tubes | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 03-337-7X | |
| 1.5 mL tubes | VWR, Radnor, PA, USA | 10025-726 | |
| 10 µL Filter Tips | Neptune, VWR, Radnor, PA, USA | Neptune, BT10XLS3 | |
| 20 µL Filter Tips | Multimax, BioExpress, VWR, Radnor, PA, USA | MultiMax, P-3243-30X | |
| 200 µL Filter Tips | ART, Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | ART, 2770 | |
| 1000 µL Filter Tips | Phenix Research Products, Candler, NC, USA | TS-059BR | |
| AB custom probes | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | N/A | Custom probes |
| Combitips | Eppendorf, Hauppauge, NY, USA | 89232-972 | |
| Integrated DNA Technology (IDT) custom probes and primer | IDT | N/A | Custom probes |
| MicroAmp Fast Optical 96-Well Reaction Plate | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 490003-978 CS | |
| MicroAmp Fast Reaction Tubes (8 tubes/strip) | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4358293 | |
| MicroAmp Optical 8-Cap Strip | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4323032 | |
| MicroAmp Optical Adhesive Film | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA | 4311971 | |
| Supplies | |||
| Biohazard waste bags | VWR, Radnor, PA, USA | 14220-046 | 20.3 x 30.5 cm Biohazard bags |
| Gloves | Denville Scientific, Holliston, MA, USA | G4162-250 | Small, meduim or large Nitrile or latex gloves |
| Lab coat | N/A | N/A | Customizable |
| Masks | VWR, Radnor, PA, USA | 414004-663 | Advanced protection mask |
| Protective shoes | N/A | N/A | Customizable |
References
- World Health Organization (WHO) Ebola Response Team. Ebola virus disease in West Africa - the first 9 months of the epidemic and forward projections. New England Journal of Medicine. 371 (2), 1481-1495 (2014).
- World Health Organization (WHO). Media Center: Ebola Virus Disease Fact Sheet No. 103. , http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs103/en/ (2014).
- Fauci, A. S., Morens, D. M. Zika Virus in the Americas - yet another arbovirus threat. New England Journal of Medicine. 374 (7), 601-604 (2016).
- Campos, G. S., Bandeira, A. C., Sardi, S. I. Zika virus outbreak, Bahia, Brazil. Emerging Infectious Diseases. 21 (10), 1885-1886 (2015).
- Aly, M., Elrobh, M., Alzayer, M., Aljuhani, S., Balkhy, H. Occurrence of the Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus (MERS-CoV) across the Gulf Corporation Council countries: Four years update. PLoS ONE. 12 (10), e0183850 (2017).
- World Health Organization (WHO). Middle East respiratory syndrome coronavirus (MERS-CoV) - Oman. Media Center: Disease outbreak news. Mar 18. , http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs103/en (2018).
- Ducharme, J., Johnson, D. This flu map shows how the biggest influenza outbreak in years spread across the U.S. Time, Time Health: Public Health. , http://time.com/5108077/2018/ (2018).
- Gaglani, M., et al. Influenza vaccine effectiveness against 2009 pandemic influenza A(H1N1) virus differed by vaccine type during 2013-2014 in the United States. Journal of Infectious Diseases. 213 (10), 1546-1556 (2016).
- Gates, B. The next epidemic - lessons from Ebola. New England Journal of Medicine. 372 (15), 1381-1384 (2015).
- Mills, A. Health care systems in low- and middle-income countries. New England Journal of Medicine. 370 (15), 552-557 (2014).
- Wölfel, R., et al. Mobile diagnostics in outbreak response, not only for Ebola: a blueprint for a modular and robust field laboratory. Euro Surveillance. 20 (44), 30055 (2015).
- Connelly, S. Through innovation, education and collaboration, Baylor Global Initiatives seeks to transform health and patient care worldwide. TMC Pulse, Global Perspective. , http://www.tmcnews.org/2015/03/global-perspective/ (2015).
- Hersh, D. USAID funds Ebola 'smart pod' project. Federal Times. , https://www.federaltimes.com/govcon/2015/02/20/usaid-funds-ebola-smart-pod-project/ (2015).
- Waite, A. Emergency Smart Pods - Transforming Containers into Modern Medical Clinics. DipNote, U.S. Department of State Official Blog. , https://blogs.state.gov/stories/2018/04/02/en/emergency-smart-pods-transforming-containers-modern-medical-clinics (2018).
- Guide to US Department of Health and Human Services Regulations. , https://www.hhs.gov/ (2015).
- Center for Disease Control and Prevention (CDC). Website: Clean up after a Disaster. , https://www.cdc.gov/disasters/cleanup/index.html (2017).
- Flannery, B., et al. Enhanced genetic characterization of influenza A(H3N2) viruses and vaccine effectiveness by genetic group, 2014-2015. Journal of Infectious Diseases. 214 (7), 1010-1019 (2016).
- Spencer, S., et al. Factors associated with real-time RT-PCR cycle threshold values among medically attended influenza episodes. Journal of Medical Virology. 88 (4), 719-723 (2016).
- Cherpillod, P., et al. Ebola virus disease diagnosis by real-time RT-PCR: A comparative study of 11 different procedures. Journal of Clinical Virology. 77, 9-14 (2016).
- Dedkov, V. G., et al. Development and evaluation of a real-time RT-PCR assay for the detection of Ebola virus (Zaire) during an Ebola outbreak in Guinea in 2014-2015. Journal of Virological Methods. 228, 26-30 (2016).
- Cnops, L., et al. Developement, integration of a quantitative reverse-transcription polymerase chain reaction diagnostic test for Ebola virus on a molecular diagnostics platform. Journal of Infectious Diseases. 214 (3), S192 (2016).
- Keitel, W. A., et al. Rapid research response to the 2009 A(H1N1)pdm09 influenza pandemic (Revised). BMC Research Notes. 6, 177 (2013).
- Parsons, L. M., et al. Laboratory diagnosis of tuberculosis in resource-poor countries: challenges and opportunities. Clinical Microbiology Reviews. 24 (6), 314-350 (2011).
- Expandable Bicon Shelter. Commercial Manual. Sea Box. , Lab EPN-0019618, Glove EPN-0018924 (2019).
- Lab Safety. Operating the Glovebox. JoVE Science Education Database. , Cambridge, MA. (2018).
- World Health Organization (WHO). Collecting, preserving and shipping specimens for the diagnosis of avian influenza A(H5N1) virus infection. , http://www.who.int/ihr/publications/CDS_EPR_ARO_2006_1.pdf. (2006).
- Lorenz, T. C. Polymerase Chain Reaction: Basic Protocol Plus Troubleshooting and Optimization Strategies. Journal of Visualized Experiments. (63), e3998 (2012).
