Name: 警队复用单分子蛋白水解测量磁性镊子 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-25T11:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
Description: 了解利用磁性镊子研究机械负载对单分子蛋白水解切割的影响。该方法以胶原和基质金属蛋白酶为模型，通过实时监测磁珠脱落率测定蛋白水解动力学参数，为生物化学和生物物理学研究提供高通量、低成本的技术手段。

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本工作得到了科学界面伯勒斯威康职业奖（A.R.D.）、美国国立卫生研究院（NIH）院长新创新者奖计划 1-DP2-OD007078（A.R.D.）、小威廉·鲍斯斯坦福研究生奖学金（A.S.A.）以及斯坦福心血管研究所青年前博士生奖学金（J.C.）的支持。作者感谢詹姆斯·斯普迪奇（James Spudich）出借显微镜设备。

1. 流通池制备
<ol>
	<li>使用超声处理清洗盖玻片（#1.5，22×22 mm 和 22×40 mm，VWR）。
	<ol>
		<li>将盖玻片放入一个可容纳盖玻片并能放入超声仪的小型玻璃容器中（见步骤2）。</li>
		<li>向容器中加入异丙醇，并在浴式超声仪中超声处理20分钟。</li>
		<li>倒掉异丙醇，并用大量 Barnsted MilliQ 装置或类似设备制备的去离子水冲洗盖玻片。将容器注满水后再次超声处理20分钟。</li>
		<li>超声处理后，在无尘过滤空气流中干燥盖玻片。仅使用外观洁净（即无污迹）的盖玻片。</li>
		<li>用火焰轻轻灼烧盖玻片数秒，以去除残留的灰尘和水分：将盖玻片通过本生灯产生的气体火焰，注意避免因过热导致盖玻片变形。此步骤可去除表面残留污染物。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用双面胶带将两张盖玻片粘合在一起。裁剪胶带长度约3 cm，宽度约0.3 cm。将胶带粘在22×40 mm的盖玻片上，中间留出1.6 cm的通道。用移液器吸头轻轻按压盖玻片，确保胶带完全粘附。</li>
</ol>
2. 磁力镊子装置的设置与校准
<ol>
	<li>使用永磁稀土磁铁搭建磁镊系统，具体方法如前所述10,12. 采用一个带有一个直径为1 mm小孔的铝制L形支架，并将其安装在垂直z向位移器（Thorlabs）上，以调节光镊的高度。在小孔两侧的支架上各固定一块永磁稀土磁体，以形成磁镊阱图1).</li>
	<li>DNA 制备：使用在 5' 和 3' 末端分别用生物素和地高辛标记的 λ 噬菌体 DNA（IDT DNA，San Diego，CA）对磁力镊子进行校准。
	<ol>
		<li>混合 50 μL 4 nM λ-DNA 与 2 μL 40 nM 生物素标记的寡核苷酸并加热 60 °C 10分钟。然后在室温下缓慢冷却1小时。</li>
		<li>根据制造商说明书加入DNA连接酶，并在室温下连接3小时。</li>
		<li>添加 2 μL 加入400 nM的地高辛标记寡核苷酸，室温孵育45分钟。</li>
		<li>添加 1.5 μL 加入10 mM ATP，继续将地高辛标记的寡核苷酸连接至λ-DNA，反应3小时。</li>
		<li>使用 100 kDa 离心滤膜（Microcon Ultracell YM-100）去除过量的寡核苷酸和 DNA 连接酶。通过 TE 缓冲液进行总计 1000 倍体积的缓冲液置换，足以去除过量的寡核苷酸。注意：切勿使用过高的离心速度 &gt;500xG，因为它会导致DNA断裂。</li>
		<li>通过0.7%琼脂糖凝胶电泳检测DNA样品，以确保DNA未发生变性或剪切。</li>
		<li>测定DNA浓度。建议使用Nanodrop紫外-可见分光光度计（Thermo Scientific），因为可用的样品体积可能非常小。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>按照第1节所述制备流动池。</li>
	<li>为了将DNA连接到流动池，加入抗地高辛抗体（羊IgG； 1 μg mL-1；Roche Bioscience，Manheim，德国），使其在玻璃表面贴附15分钟。</li>
	<li>通过加入 2 mg mL 的牛血清白蛋白（BSA）溶液，钝化流动池表面，防止 DNA 非特异性吸附。-1 含0.1% Tween-20 的1×PBS缓冲液中的BSA。室温孵育45分钟。</li>
	<li>重复步骤 2.5。</li>
	<li>加入50 pM的修饰λ-DNA，使其在盖玻片上结合15分钟。</li>
	<li>用1×PBS洗去多余的DNA。</li>
	<li>加入链霉亲和素包被的超顺磁性微珠（1 μm 珠粒 = 2 μg mL-1; 2.8 μm 珠粒 = 20 μg mL-1）并让它们与固定的DNA结合15分钟。</li>
	<li>用1×PBS洗去多余的珠子。</li>
	<li>磁力镊校准
	<ol>
		<li>将永久磁铁移至远离样品表面的位置（&gt;15 mm</li>
		<li>将制备好的流动池放置在显微镜下。</li>
		<li>将永磁体移至流式池上方的指定位置。</li>
		<li>通过聚焦远离两个玻璃表面的λ-DNA功能化微珠，选择焦平面。正确的焦平面应使目标微珠呈现明亮的中心。</li>
		<li>以80 Hz或更高的频率拍摄500帧微珠运动的视频。</li>
		<li>将磁铁逐渐靠近样品表面。当距离大于5 mm时，以1 mm为步长移动；当距离在1至5 mm之间时，以0.5 mm为步长移动；当距离小于1 mm时，以0.25 mm为步长移动。</li>
		<li>在每个新的磁体位置重复步骤 2.11.5 和 2.11.6。</li>
		<li>对每个数据集，使用二维高斯拟合追踪微珠的中心。</li>
		<li>利用布朗涨落通过以下公式计算力：</li>
	</ol>
	 <img alt="力平衡公式 F=kBT·L/⟨x²⟩ 示意图；统计力学，热涨落" src="/files/ftp_upload/3520/3520eq1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="公式 1"> 
	其中 kBT 是玻尔兹曼热能， L 是λ-DNA的长度，且 &lt;x2&gt; 是质心位置的方差。 
	<ol start="10">
		<li>通过功率谱洛伦兹拟合来验证力的计算准确性，以确定滚降频率。施加的力与滚降频率之间的关系由以下公式给出：</li>
	</ol>
	 <img alt="流体动力学方程，公式 F = 12π²μaf₀L，与流动阻力分析相关。" src="/files/ftp_upload/3520/3520eq2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="公式 2"> 
	其中 ƒ0 是滚降频率， a 为珠粒半径，且 μ 流体黏度12. </li>
</ol>
3. 流通池上胶原肽的固定
为了具体说明本方法的应用，我们描述了实验室近期的一项工作，该工作表征了一种三聚体胶原模型肽的蛋白水解过程。我们预计，这种通用方法可广泛应用于其他蛋白质和多核苷酸的研究。
<ol>
	<li>胶原模型肽由一个 N-末端6x His标签用于纯化，后接一个5x myc 标签，(GPP)10 为促进三螺旋结构的形成，胶原蛋白α1的第772-786位残基（GPQGIAGQRGVVGL）（构成MMP-1识别位点）、foldon序列（GSGYIPEAPRDGQAYVRKDGEWVLLSTFL）以及一个 C-末端KKCK，以促进与生物素马来酰亚胺的标记。Foldon来源于T4噬菌体纤维蛋白，当融合至胶原模型三聚体的任一端时，可稳定其结构 N- 或 C-末端13,14.</li>
	<li>胶原蛋白肽和MMP-1蛋白的表达与纯化参照先前所述方法进行4,15.</li>
	<li>加入抗-myc (15 μg mL-1) 加入流动池，在室温下孵育20分钟，使抗-myc 连接到流动池表面。</li>
	<li>使用 5 mg mL 的溶液对流动池进行钝化处理，以防止蛋白质的非特异性结合-1 BSA，方法同步骤 2.5 所述。</li>
	<li>加入150 pM胶原肽，使其通过抗体上的 myc 标记45分钟。</li>
	<li>用 PBS 缓冲液洗去多余的胶原蛋白。</li>
	<li>加入链霉亲和素包被的超顺磁性微珠（1 μm 珠粒 = 2 μg mL-1和 2.8 μm 珠子 = 20 μg mL-1）并使其与胶原分子结合45分钟。 1 μm 磁珠应使用 PBS 稀释至所需浓度。 3 μm 使用强磁铁将磁珠从溶液中分离，然后重悬于PBS中。此步骤需重复3次。我们注意到，该步骤对于获得 3 μm 微珠与固定于表面的胶原肽结合</li>
</ol>
4. 力量蛋白水解测定
<ol>
	<li>当流动池组装完成并载有胶原肽和磁珠后，在磁阱中以较低的约 1 pN 的力对流动池进行成像。根据我们的经验，有时会有一部分磁珠以非特异性方式弱吸附在表面。施加适度的力可确保这些磁珠被释放。</li>
	<li>向流动池中加入活化的酶。本实验中，MMP-1 通过添加 3.5 mM APMA（4-氨基苯基汞乙酸盐）进行预活化，并在 37 °C 下孵育 3 小时。活化效果通过 SDS-PAGE 验证。</li>
	<li>一旦将流动池重新放入磁力镊子装置中，立即记录覆盖多个视野的视频，通常可获得数百个附着的磁珠。此时间点记为 t = 0。</li>
	<li>在规律的时间间隔重复记录多个视野的过程（同时返回同一视野），直至所有磁珠脱落或不再观察到明显的蛋白水解现象。</li>
	<li>动力学数据分析
	<ol>
		<li>在不同时间点统计各个视野中的磁珠数量并取平均值。通过将每个时间点的平均磁珠数除以 t = 0 时的磁珠数进行归一化处理。这样可确保我们能够比较不同实验之间的蛋白水解速率，因为每次实验的磁珠绝对数量可能不同。</li>
		<li>将该比值对时间作图。本实验中，数据拟合为指数衰减加常数形式。</li>
	</ol>
	 <img alt="用于数学建模与分析的指数衰减公式，f(t)=ae^(-bt)+c。" src="/files/ftp_upload/3520/3520eq3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Equation 3"> 
	其中 ƒ(t) 表示附着磁珠的比例（或未被蛋白水解的胶原分子比例），t 为时间，a 为通过胶原连接臂附着的磁珠比例，b 为衰减速率常数，c 为非特异性附着的磁珠比例。 
	<ol start="3">
		<li>在不同作用力和 MMP-1 浓度下重复相同实验，以阐明力对 MMP-1 介导的胶原蛋白水解的影响。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 代表性结果
上述方案描述了一种利用磁镊（图1）研究力对酶促蛋白水解作用影响的新方法。我们通过测量布朗运动波动的幅度以及在不同磁铁位置下滚降频率的计算，对1 μm和3 μm的微珠进行了磁镊校准（图2）。在力依赖性蛋白水解实验中，实验装置基本相同，唯一的区别是将DNA替换为胶原蛋白（图3、图4）。可通过将归一化后剩余微珠数量对时间作图，以确定蛋白水解速率（图5），该过程可在不同酶浓度和施加力条件下重复进行。
<img alt="磁镊示意图，受力拉伸的λDNA，BSA包被表面，实验装置。" src="/files/ftp_upload/3520/3520fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图1"> 
图1. 磁阱校准过程示意图（未按比例绘制）。两块永磁性稀土磁体产生磁场，作用于超顺磁性微珠。通过上下移动磁体可调节施加的力。使用常规明场显微镜对微珠成像，光线穿过位于两磁体之间的针孔。 插图：使用40倍空气物镜拍摄的图像。清晰且呈圆形的光点对应于附着在盖玻片表面的微珠。失焦的物体为未附着的微珠。
<img alt="力-距离曲线，磁场对1.0 µm和2.8 µm颗粒的影响；数据分析结果。" src="/files/ftp_upload/3520/3520fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图2"> 
图2. 校准力随磁体与样品表面距离变化的关系图 1 μm (左侧）和 2.8 μm (右侧）珠。数据拟合至经验函数 <img alt="静力平衡方程；力 = a/(x² + bx + c)；物理学公式；数学分析" src="/files/ftp_upload/3520/3520eq4.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="方程4">，其中 x 是到磁体的距离。 a = 31.8, b= 5.61，且 c = 4.39 对于 1 μm 珠子和 a = 140, b = 3.10 且 c = 1.86 对于 3 μm 珠子。这些数值特定于我们所使用的仪器和实验几何构型，每台仪器都应单独校准。每个数据点的误差棒代表珠子间所施加力约10%的变异，该变异源于珠子尺寸的差异。所施加的力与珠子体积成正比，珠子体积相对于平均值的变异约为9%（根据制造商说明书）。
<img alt="磁性纳米棒阵列、静态平衡、示意图、外加磁场下排列的偶极子" src="/files/ftp_upload/3520/3520fig3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图3"> 
图3. 力蛋白水解实验装置示意图（未按比例绘制）。胶原蛋白模型三聚体通过myc/抗-myc偶联固定在盖玻片表面。包被链霉亲和素的超顺磁性微珠通过生物素-链霉亲和素连接与胶原蛋白三聚体结合。活化的MMP-1随时间推移切割胶原蛋白，导致微珠从表面脱落并移出焦平面。
<img alt="随时间推移（t0至tf）粒子扩散过程示意图。" src="/files/ftp_upload/3520/3520fig4.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图4"> 
图4. 蛋白水解随时间变化的示意图。该示意图显示了蛋白水解过程中随时间推移的样本视野。随着时间的推移，MMP-1切割胶原蛋白，磁珠脱离并在磁场作用下移出焦平面。
<img alt="胶原蛋白降解速率图；误差棒；时间（分钟）；胶原蛋白稳定性的动力学分析" src="/files/ftp_upload/3520/3520fig5.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图 5"> 
图 5. 蛋白水解速率依赖于施加的力16。图中显示了在 1.0 pN（3 μM MMP-1；黑色）、6.2 pN（3 μM MMP-1；红色）和 13 pN（0.2 μM MMP-1；洋红色）条件下采集的数据。蛋白水解速率（拟合参数）分别为：0.22 ± 0.02 min-1（1 pN）、0.46 ± 0.09 min-1（6.2 pN）和 2.08 ± 0.18 min-1（13 pN）。在长时间点（> 15 分钟）未发生蛋白水解的微珠比例在不同实验中均保持相对恒定，约为 ~0.25。误差棒表示反映每个时间点观测次数的泊松统计结果。每个时间点的 n 个微珠的误差为 n1/2。附着微珠比例的误差通过误差传递计算得出。1.0 pN 和 6.2 pN 实验使用 1 μm 微珠，13 pN 实验使用 2.8 μm 微珠。

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</ol>

未声明任何利益冲突。

本方案描述了一种经典单分子技术的创新应用。磁镊技术能够以较低成本实现中高通量的单分子检测。然而，与其他实验技术一样，该方法也存在一些挑战和潜在的陷阱。
磁镊技术的局限性
与光镊相比，磁镊装置的空间和时间分辨率较低。此外，此处所述的简单磁镊所产生的力为30皮牛或更小，明显低于原子力显微镜实验中常规可达到的力值。这一限制可能具有优势：磁镊非常适用于施加亚皮牛级别的力。
与光镊或原子力显微镜（AFM）不同，传统的磁镊（MT）无法对单个粒子进行操控，例如本文中的装置即是如此。光镊通常用于施加平行于盖玻片方向的力，而磁镊则最适合进行垂直方向的拉伸实验。电磁磁镊可克服这些局限性，但代价是系统复杂性增加。
镊子校准
布朗运动涨落法和功率谱分析法在力的标定中均存在一定的局限性。我们发现，布朗运动涨落法对相机模糊效应特别敏感。随着帧率的提高（曝光时间缩短），所计算出的力值会降低。在实际操作中...

<table><tbody><tr><td>显微盖玻片 #1.5 (22x22)</td><td>VWR</td><td>48366-067</td><td></td></tr><tr><td>显微盖玻片 #1.5 (22x40)</td><td>VWR</td><td>48393-048</td><td></td></tr><tr><td>λ DNA</td><td>Invitrogen</td><td>25250-010</td><td></td></tr><tr><td>T4 DNA 连接酶</td><td>Invitrogen</td><td>15224-041</td><td></td></tr><tr><td>Microcon Ultracel YM-100</td><td>Millipore</td><td>42413</td><td></td></tr><tr><td>抗地高辛</td><td>Roche Diagnostics</td><td>11-333-089-001</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma</td><td>P9416-100ML</td><td></td></tr><tr><td>抗-&lt;em&gt;myc&lt;/em&gt; 抗体</td><td>Invitrogen</td><td>46-0603</td><td></td></tr><tr><td>牛血清白蛋白</td><td>Sigma</td><td>B4287-5G</td><td></td></tr><tr><td>Dynabeads M-280 链霉亲和素</td><td>Invitrogen</td><td>658.01D</td><td></td></tr><tr><td>Dynabeads MyOne T1 链霉亲和素</td><td>Invitrogen</td><td>658.01D</td><td></td></tr><tr><td>对氨基苯基汞乙酸盐</td><td>Calbiochem</td><td>164610</td><td></td></tr><tr><td>生物素-马来酰亚胺</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B1267</td><td></td></tr><tr><td>生物素标记寡核苷酸</td><td>IDT DNA</td><td>定制合成</td><td></td></tr><tr><td>地高辛标记寡核苷酸</td><td>IDT DNA</td><td>定制合成</td><td></td></tr><tr><td>胶原蛋白肽基因</td><td>DNA 2.0</td><td>定制合成</td><td></td></tr><tr><td>MMP-1 cDNA</td><td>哈佛质粒数据库</td><td></td><td></td></tr><tr><td>z-位移器</td><td>Thorlabs</td><td>MTS50</td><td></td></tr><tr><td>位移器伺服控制器</td><td>Thorlabs</td><td>TDC001</td><td></td></tr></tbody></table>

使用磁镊进行多重单分子力促蛋白水解测量

Multiplexed Single-molecule Force Proteolysis Measurements Using Magnetic Tweezers

产生和感知机械力是细胞生理学中普遍存在的现象，与癌症转移1、动脉粥样硬化发生2以及伤口愈合3密切相关。在上述每种情况下，细胞既对其周围环境施加作用力，同时又通过酶促方式重塑细胞外基质（ECM）。因此，机械力对ECM的影响因其潜在的生物学和医学重要性而成为一个备受关注的研究领域4-7。
	单分子技术（如光镊8、原子力显微镜9和磁镊10,11）使研究人员能够通过对单个蛋白质施加力来探究酶在分子水平上的功能。在这些技术中，磁镊（MT）因其成本低、通量高而尤为突出。MT 施加的力范围约为 ~1–100 pN，可实现毫秒级的时间分辨率，这些特性非常适合在单分子水平上研究酶的作用机制12。本文报道了一种高度可并行的磁镊检测方法，用于研究力对单个蛋白质分子降解过程的影响。我们以基质金属蛋白酶 1（MMP-1）降解三聚体胶原肽为例进行说明；然而，该检测方法可轻松适用于研究其他底物和蛋白酶。

本文中，我们描述了使用磁力镊子以高度可并行的方式在单分子水平上研究力对酶促蛋白水解作用的影响。

力的产生与检测是细胞生理学中普遍存在的现象，与癌症转移1、动脉粥样硬化形成2等过程直接相关……

本实验的总体目标是以高度并行且经济高效的方式，研究机械负荷对单个蛋白质蛋白水解切割的影响。在本演示中，首先检测基质金属蛋白酶-1对胶原蛋白的切割作用：将胶原三螺旋分子固定在流动池的玻璃盖玻片上，随后将微米级磁珠连接至单个胶原分子。第二步是将流动池安装到磁镊装置中，并检查盖玻片表面非特异性结合的磁珠是否已被清除。接下来，将蛋白酶加入流动池中。最后一步是通过实时监测微珠的脱落来确定蛋白水解速率。通过在不同蛋白酶浓度和作用力条件下测量微珠脱落速率，可以利用极少量的底物和蛋白酶推导出标准的酶动力学参数。此外，该技术可提供有关机械力对蛋白水解速率以及底物蛋白在切割过程中伴随发生的结构变化的独特信息。与光学镊子轨迹和原子力显微镜等其他方法相比，该技术的主要优势在于通量高且成本效益好。尽管该方法能够揭示机械力对单个蛋白质蛋白水解切割的影响，但其所用仪器和技术也可广泛应用于多种生物物理问题的研究，包括力对蛋白质折叠和构象变化的影响。开始流动池制备，首先通过超声处理清洁盖玻片。将盖玻片放入一个可容纳它们且能适配超声仪的小型玻璃容器中。向容器中加入异丙醇，并在超声水浴仪中处理20分钟，随后弃去异丙醇，再用大量去离子水冲洗盖玻片。将容器中加满水，超声处理20分钟。超声处理后，在过滤的无尘气流中干燥盖玻片。检查盖玻片，仅使用无污迹的盖玻片。将盖玻片在本生灯产生的气体火焰中缓慢移动数秒，轻轻灼烧，以去除残留的灰尘和水分，注意避免因过热导致盖玻片变形。此步骤可清除表面残留污染物。接下来，使用双面透明胶带将两张盖玻片粘合在一起。首先将胶带剪成约三厘米长、0.3厘米宽，将其粘贴到一块22乘40毫米的盖玻片上，在中间留出1.6厘米的通道。用移液器吸头轻轻按压盖玻片，确保胶带已牢固粘附。磁镊装置由本实验室使用带有一个直径为1毫米小孔的铝制L型支架构建，并安装在垂直Z轴位移器上，以调节镊子的高度。在小孔两侧的支架上各固定一块永磁性稀土磁铁，以产生磁场梯度。对磁阱进行正确的校准对于本实验步骤至关重要。为了确保实验成功，我们采用本节所述的两种不同方法。为校准磁阱，需使用按照书面实验方案中所述、在5'端和3'端分别用生物素和地高辛标记的λ噬菌体DNA进行校准。为将DNA连接至流动池，首先用抗地高辛抗体溶液填充流动池，并让抗体在玻璃表面吸附15分钟。接下来，向流动池中加入牛血清白蛋白（BSA）溶液，以封闭其表面，防止DNA非特异性吸附。需要注意的是，在此封闭步骤及所有后续步骤中，加入流动池的试剂体积应至少为流动池体积的两倍。本演示中流动池体积为75 µL，将流动池在室温下孵育45分钟。重复此步骤后，加入 50 皮摩尔的功能化λ DNA，并使其在盖玻片上结合 15 分钟，随后用一份 XPBS 洗去多余的 DNA。最后，加入包被链霉亲和素的超顺磁性微珠，使其与固定的 DNA 结合 15 分钟。本实验中使用的是 2.8 微米的微珠。用一份 XPBS 洗去多余的磁珠。接着，通过将永磁体移至远离样品表面的位置，进行磁镊校准。然后将制备好的流动池放入显微镜中。将永磁体移至流动池上方的指定位置。通过聚焦远离两个玻璃表面的Lambda DNA功能化微珠来选择成像焦平面。正确的焦平面应使目标微珠呈现明亮的中心。以高于80赫兹的频率采集500帧微珠运动的视频。将磁铁逐步靠近样品表面，并在每个位置记录微珠运动的视频。当距离大于5毫米时，以1毫米为间隔移动；在1至5毫米范围内，也以1毫米为步进距离进行移动。对于小于1毫米的距离，以0.5毫米的步长移动；对于每组数据，使用二维高斯拟合追踪微珠的中心位置。根据书面实验步骤中所述，通过布朗运动涨落计算受力。通过功率谱Lian拟合验证受力计算的准确性。为了确定滚落频率，可在胶原蛋白肽与流动池结合之前，通过文本中提供的信息找到施加力与滚落频率之间的关系，并表达和纯化胶原蛋白肽及MMP-1蛋白。首先将抗Myc抗体溶液加入流动池中，在室温下孵育20分钟，使抗Myc抗体结合到流动池表面。随后使用5毫克/毫升的BSA对流动池进行封闭，以防止蛋白质的非特异性结合。加入150皮摩尔的胶原蛋白肽，使其通过Myc标签与抗体结合，孵育45分钟。加入2.8微米珠至流动池前，使用PBS缓冲液洗去多余的胶原蛋白。应使用强磁铁将珠子从链霉亲和素分裂及包被珠溶液中分离，然后重悬于PBS中。该过程应重复三次。此步骤对于使2.8微米珠与表面固定的胶原肽结合至关重要。接下来，加入链霉亲和素包被的超顺磁性珠，并使其与胶原分子结合45分钟。一旦流动池组装完成并含有胶原肽和磁珠，即可在磁阱中对流动池进行成像。在低作用力下，部分微珠有时结合较弱，以非特异性方式吸附在表面。施加适度的作用力可确保这些微珠被释放。将活化的酶加入流动池中。在此情况下，将 MMP-1 通过加入 3.5 毫摩尔的 PMA 进行预激活，并在 37°C 下孵育 3 小时。一旦将流动池重新放入磁力镊子装置中，立即记录覆盖几个视野的视频，通常可获得数百个附着的微珠。该测量对应时间为零点。重复在固定时间点记录多个视野的过程，直至所有微珠脱落或无法再观察到进一步的蛋白水解。磁镊针对1微米和2.8微米的微珠进行了校准。通过分析在强制蛋白水解实验中不同磁铁位置下观察到的布朗波动幅度，并计算滚降频率，可将剩余微珠的归一化数量随时间变化作图，从而确定蛋白水解速率。该过程可针对不同的酶浓度和作用力进行重复。蛋白水解速率依赖于施加的力。在 1 pN、6.2 pN 和 13 pN 的作用力下测定了蛋白水解速率。未发生蛋白酶解的微珠比例在超过15分钟时保持稳定，在不同实验中该值均约为0.25。在本研究中，该检测方法使我们能够测量基质金属蛋白酶-1（MMP-1）的催化效率随施加力的变化情况。通过数据分析，我们发现胶原蛋白三螺旋结构在发生蛋白水解之前必须先发生局部解旋。一旦掌握，该技术若操作正确，可在五到六小时内完成。需要注意的是，每个视野至少需要30至50个微珠，才能获得具有良好统计学意义的数据。切勿忘记，丙烯酰胺（PMA）可能具有极高危险性，在进行本实验时，应始终采取防护措施，如佩戴手套、实验服和面罩。观看本视频后，您应能充分理解如何利用磁镊技术测量外力对单个蛋白质蛋白水解切割的影响。磁镊是研究单分子生物物理实验的有力工具。该技术还可拓展应用于其他蛋白酶与底物的组合研究。此外，类似的技术也可用于研究蛋白质的结构动态，以及了解其他结合或修饰 RNA 和/或 DNA 的蛋白质。

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