甲状腺未分化癌的原位小鼠模型

该程序的总体目标是证明将人间变性、甲状腺癌或 TC 细胞手术放置到甲状腺中，以建立原位异种移植小鼠模型。这是通过首先培养和收获 TC 细胞来实现的。准备小鼠手术后，通过颈部两个连续的纵向切口暴露甲状腺，并将 A TC 细胞缓慢注射到右侧甲状腺中。

最后一步是用缝合线闭合切口，让老鼠恢复。最终，对切除组织标本的组织学检查用于显示各种条件下的肿瘤生长和侵袭。与现有方法（如皮下异种移植）相比，该技术的主要优点是，原位移植将 TC 细胞置于其生物生态位中，并紧密复制发生在人类身上的疾病进展和病理学。

这种方法可以帮助回答关键问题，例如确定甲状腺癌侵袭性的生物学机制。通过在细胞收获前一天使用完整的 RPMI 1640 补充培养基在 6 孔培养板中培养人 A TC 细胞系 TJ 11 T 来开始此过程，此时细胞为 70% 至 80% 汇合解冻，在 4 摄氏度下加入 0.01 毫升主要凝胶。一旦细胞沉淀，一旦细胞达到 80% 至 90% 汇合，使用胰蛋白酶收获细胞，吸出培养基，并为每收获 6 孔板将细胞重悬于 2 毫升补充的 RPMI 1640 培养基中。

接下来，通过将细胞悬液与 0.4% Triam 蓝染料一比一混合来确定细胞密度，使用 TC 10 自动细胞计数仪确定细胞密度。计算每只小鼠注射 500， 000 个细胞所需的细胞悬液体积。通过计算计划植入数量的两倍，确保有足够的细胞可用于植入。

将所需体积的细胞悬液转移到 15 mL 锥形管中。接下来，在室温下以 200 Gs 离心 4 分钟。然后吸出培养基，并以每毫升 1 亿个细胞的浓度重悬于补充了 RPMI 1640 的完全培养基中。

接下来，将细胞转移至 1.6 mL 试管中。加入一体积的 matri 凝胶，缓慢移入和移出，轻轻混匀。将细胞悬液放在冰上，直到需要为止。

首先，用 70% 乙醇擦拭所有表面，对手术区域进行消毒，包括解剖范围和周围区域。然后通过打开加热灯并放下无菌垫来准备恢复区域。麻醉小鼠并准备手术，首先将小鼠的颈部区域从下颌线剃到胸骨顶部，然后向外剃到每只手臂。

接下来，通过交替使用洗必泰浸泡的 gau 方块和乙醇，将手术区域拧干 3 次。然后最后一次用 Betadine 浸泡的纱布。还要轻轻涂抹眼药膏以防止眼睛干燥。

此时，检查踏板反射以确保鼠标得到充分镇静。然后将小鼠背靠放在一次性无菌场屏障上。在解剖镜下，用布胶带将鼠标固定到位。

接下来，彻底擦洗双手和指甲，以无菌方式戴上无菌手术手套，打开手术包并布置器械。最后，在小鼠身上放上无菌窗帘，只让手术部位暴露在外。首先使用无菌一次性手术刀沿喉咙中线做一个 1 到 1.5 厘米的纵向切口。

不要偏离中线，因为这会增加划伤或切断大动脉的机会。在气管周围的带状肌肉上做第二个切口。然后将切开的肌肉的右侧拉到一边，露出右侧甲状腺。

让助手交接注射器。使用 31 号胰岛素注射器将其缓慢注射到右甲状腺中。然后轻轻取下针头，用六嗅尼龙单丝缝合材料将肌肉层缝合在一起，采用间断缝合方式。

最后，术后以相同的方式将皮肤缝合在一起。直接在切口部位涂抹一层三联抗生素软膏。让鼠标在灯下恢复背侧斜躺。

一旦老鼠可以在没有帮助的情况下达到胸骨卧位，就可以将其与其他老鼠一起放回笼子里。手术后一周内每天检查小鼠的切口部位和整体健康状况。然后每周检查一次。

如果老鼠在任何时候表现出健康状况下降的迹象，则应对其进行安乐死并收集其组织。一旦小鼠达到预定的术后时间点，用氯胺酮和甲苯噻嗪麻醉，并用缓冲液缓慢灌注动物，然后用固定剂，然后收获组织并处理它们进行组织学。此处显示了来自未注射的对照动物的甲状腺和气管，血红素和伊红染色滤泡显示出紧密而松散的关联，并且基本上具有圆形形态。

相比之下，接受原位注射 500， 000 A TC 细胞的小鼠在注射后 4 周表现出癌细胞显着浸润到甲状腺中。侵袭细胞的性质显示特征性的梭形细胞和具有嗜酸性粒细胞质和大细胞核的中等至巨型细胞。由于甲状腺体积小且使用注射给药，可能会出现意外结果，例如在甲状腺之外但不包括甲状腺的肿瘤肿块。

这是由于细胞被排出时针头穿过甲状腺 偶尔，可以检测到没有肿瘤生长的小鼠，无论是肉眼还是组织学都不是如此。没有可检测的肿瘤发展是由于细胞悬液从注射部位排入邻近组织和空腔而引起的 一旦掌握，该技术可以在 20 分钟内完成。看完这个视频后，您应该对如何生成自己的甲状腺间变性癌原位模型有很好的了解。

通过手术进入甲状腺并注射培养的 C 细胞。