采用左前降支冠状动脉永久性结扎的小鼠心肌梗死模型

这种小鼠心肌梗死模型可用于在局部心肌组织和全身水平上监测从冠状动脉闭塞到晚期心力衰竭的病理过程。该方法适用于目前心脏生物学和心脏生理学中使用的任何检测手段，并且得益于小鼠遗传模型的极大多样性。

掌握足够的外科手术技能可能需要较长时间才能精通。该操作最好在经验丰富的研究人员指导下逐步学习。通过可视化演示这种小鼠模型，可以分享有助于手术操作的技巧，从而加快学习进程。

使用电动剃须刀快速剃除一只25至30克重的雄性C57-Black/6小鼠喉部及肋骨左侧区域的毛发。通过脚趾夹捏确认小鼠无反应。在动物眼睛上涂抹眼膏。

将小鼠仰卧置于加热垫上，并在头部下方放置一小块纱布，以避免眼睛过热。用胶带固定四肢。将5-0丝线缝合线环穿过上切牙下方，并将线环末端固定在加热垫上，以在插管期间保持口腔张开。

将脱毛膏涂抹于预先剃过的区域，用棉签轻轻按摩一分钟。用纱布去除多余的毛发和脱毛膏，并用数滴0.9%生理盐水溶液和纱布清洁暴露的皮肤。将无菌纱布块覆盖于剃过的喉部和胸部，然后用碘伏充分浸湿纱布。

将呼吸机设置为潮气量7 mL/kg，通气频率140次/分钟。将小鼠置于显微外科立体显微镜下。固定喉部中央的皮肤，沿尾头方向做0.5 cm切口，并分离唾液腺叶。

使用弯头镊子轻轻分离胸骨舌骨肌的筋膜，直至可见喉部和气管。然后用连接在弹性带上的牵开器固定切口边缘。接着，轻轻将舌头向侧方牵拉，用镊子将16号套管针的钝头内针插入气管。

通过喉部切口观察气管内的正确插管，并将套管连接至呼吸机。将浸有碘伏的无菌0.9%生理盐水纱布覆盖于切口处，以保持手术过程中组织湿润。然后将排气管插入水中。

气泡的存在表明插管成功。结扎左前降支冠状动脉（LAD）时，小心将小鼠移至右侧卧位，并在新体位下重新固定左前肢。辨认左胸小肌与胸大肌之间的分界线，并沿此线做一斜向的1厘米皮肤切口。

使用钝性解剖显微剪刀分离胸肌筋膜，避免切开组织，并使用连接在弹性带上的牵开器维持分离状态。将呼吸机设置为呼气末正压 3 cmH₂O。用钝性镊子在第三与第四肋骨之间的第三肋间隙处打开胸腔。

将两个牵开器分别插入肋骨两侧的肋骨笼中，使用弯头精细镊子小心去除心包膜，避免损伤心脏和肺部。找到左前降支（LAD），其表现为一条从左耳缘向心尖走行的浅表鲜红色线条。使用持针器将一根7-0丝线缝合线穿过左前降支下方，位置位于左心房下方2至3毫米处。

缓慢牵拉丝线，避免撕裂心肌组织，用三个结扎紧结扎线。结扎后，左心室左下部会立即变苍白。现在松开肋骨牵开器，用镊子夹住第三根肋骨，在第三和第四肋骨下方各穿两次6-0丝线缝合。

在开口处滴加三滴37摄氏度的0.9%生理盐水溶液，并关闭呼气排气管两到三个呼吸周期，以充分膨胀肺部。打两个结扎紧并固定缝线，然后松开牵开器以释放肌肉，帮助肌肉恢复至正常的解剖位置。随后用5-0缝合丝线缝合两针，并打两个结，关闭胸壁皮肤。

用5-0缝合丝线单针双结缝合喉部皮肤。操作结束后，移除四肢的胶带绑带，小心将动物转为俯卧位放置在压迫垫上，并在动物右侧放置压迫垫于加热垫上。经腹腔注射0.3毫升37摄氏度预温的5%葡萄糖溶液。

停止呼吸机。如果小鼠出现自主呼吸，需谨慎拔除插管。皮下注射每千克0.1毫克的丁丙诺啡。

将小鼠置于30摄氏度、通风并提供100%氧气的笼子中，持续至少一小时，并进行监测。术后前两天，为小鼠提供软质食物和自由摄取的水，必要时对动物进行保温。术后七天，缺血区域因缺乏脱氢酶而不被氯化三苯基四氮唑染色，而存活组织因含有脱氢酶而呈红色。

随后可在图像分析软件中将缺血区域计算为左心室白色区域所占的百分比。通过蛋白印迹法检测α-平滑肌肌动蛋白和SMAD2磷酸化水平，可分别作为心肌成纤维细胞和转化生长因子β信号通路激活的主要检测指标，用于确定梗死心脏心肌组织中纤维化的程度。此外，还可通过实时聚合酶链式反应分析转化生长因子β及其下游靶基因mRNA的表达水平，以评估心肌纤维化的情况。

心肌梗死后通常在第一周内即可观察到促炎信号通路的激活以及促炎基因的表达。同时也能检测到促炎基因和单核细胞/巨噬细胞标志物的 mRNA 表达。结扎高度将显著影响存活率，应根据不同品系或基因型进行调整，因为左前降支（LAD）的分支模式可能存在差异。

连接反应中的恒定条件是获得可重复结果的关键。该步骤可与任何分析方法联用，并可后续进行功能分析、组织固定、细胞培养或任何感兴趣的实验技术。