Name: 封闭胸冠状动脉闭塞/输液模型中的心肌梗塞后心力衰竭 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-04-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 35 s
Description: 了解利用哥廷根小型猪建立封闭胸心肌梗塞后心力衰竭模型的方法。该研究通过心脏磁共振成像评估心功能变化，为心血管疾病转化医学研究提供可靠的临床前动物模型。

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本研究由Quark Pharmaceuticals Inc.资助，S.A.和E.F.为该公司员工。本研究还得到了匈牙利国家研究、开发与创新办公室（NKFIA；NVKP-16-1-2016-0017国家心脏计划）以及匈牙利人力资源部高等教育机构卓越计划的支持，该计划隶属于塞梅尔魏斯大学治疗发展主题项目。GB.B.获得了EFOP-3.6.3-VEKOP-16-2017-00009项目和Gedeon Richter Plc.奖学金的支持。Z.G.获得了匈牙利科学院János Bolyai研究奖学金以及匈牙利人力资源部ÚNKP-19-4新国家优秀人才计划的支持。

13只健康且性成熟的雌性哥廷根小型猪（年龄在12至14个月之间）和10只健康且性未成熟的雌性长白猪（年龄在2至3个月之间）饲养在符合最新《实验动物护理与使用指南》（DHEW）及欧盟指南63/2010规定尺寸的猪舍中。动物均未进行绝育手术。动物房温度受控，动物维持12小时光照/12小时黑暗的昼夜循环，并保持无寄生虫环境。自由采食会导致哥廷根小型猪和长白猪明显体重增加，因此两种猪均采用限制性饲喂方案。哥廷根小型猪自进入动物设施起即开始限制性饲喂，并在整个研究期间持续执行。前2天按照《妥善照料Ellegaard哥廷根小型猪指南》（修订日期：2013年3月13日）每天两次给予Special Diet Services猪饲料，每餐每只动物180–220 g。第3天至第12天，动物饲喂50% Special Diet Services猪饲料和50%维持期小型猪饲料。从第14天起直至研究结束，动物饲喂维持期小型猪饲料。长白猪则根据PIC《断奶至出栏手册》（2008年和2013年版），每天两次给予妊娠母猪饲料，饲喂量为体重的1.5%。所有动物均单独投喂，监测摄食量以避免争食。进食困难的动物由饲养人员辅助单独饲喂。所有动物均可自由饮用自来水。哥廷根小型猪和长白猪心肌梗死后心力衰竭的实验方案见图1。
<img alt="图1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61901/61901fig1v2.jpg" /> 
图1. 长白猪与哥廷根小型猪心肌梗死后心力衰竭的实验方案 CMRI - 心脏磁共振成像 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61901/61901fig1v2large.jpg" target="_blank">请点击此处以查看此图的放大版本。</a>
1. 基线心脏磁共振成像（CMRI）
<ol>
	<li>在麻醉开始前至少 12 小时撤除动物的食物，但需保证其饮水以防止脱水。</li>
	<li>麻醉
	<ol>
		<li>通过颈区肌肉注射盐酸氯胺酮（12 mg/kg）、赛拉嗪（1 mg/kg）和阿托品（0.04 mg/kg）对动物进行麻醉诱导。</li>
		<li>测量动物的体重和体长。体表面积（BSA）的计算公式由 Itok 等人针对哥廷根小型猪提出（BSA [m2] = (7.98 × BW [kg]2/3)/100)17，以及由 Swindle 等人针对长白猪提出（BSA [m2] = (7.34 × BW [kg]0.656)/100)18。</li>
		<li>对动物进行气管插管，使用异氟烷（2% 异氟烷，2 L/min 氧气）维持麻醉。气管导管的尺寸取决于每只动物的个体解剖特征，通常在 6.0 至 7.5 mm 之间。</li>
		<li>使用 18 G 针头穿刺耳缘静脉，并开始&#160;输注 5% 葡萄糖林格液（1&#160;L/小时）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>心脏磁共振成像（CMRI）
	<ol>
		<li>将动物转移至 CMRI 设施，并静脉注射 0.4–0.5 mg/kg 苯磺顺阿曲库铵。苯磺顺阿曲库铵是一种非去极化型骨骼肌松弛剂，用于避免在 CMRI 测量期间出现呼吸伪影。开始正压通气（频率 16 次/分钟，潮气量 350 mL，正压 25–30&#160;mmHg）。</li>
		<li>将动物置于仰卧位。在胸部放置柔性线圈，并将 32 通道线圈置于 CMRI 床上。使用 1.5T 扫描仪、相控阵线圈和向量心电图（ECG）系统进行无对比剂心脏 MRI，以评估心脏功能和形态（射血分数（EF）、心输出量（CO）、心腔和室壁尺寸）。采用回顾性 ECG 门控稳态自由进动电影 MRI 技术，在心脏短轴和长轴视图中获取 cine MRI 图像，参数如下：回波时间 1.2 ms，重复时间 40 ms，翻转角 50 度，视野 300&#160;mm，层厚 8 mm，图像矩阵至少为 256×256。</li>
		<li>通过手动平面测量法对舒张末期（LVED 质量）和收缩末期（RVED 质量）的短轴 cine 图像进行勾画，定量分析左心室和右心室的舒张末期容积（LVEDV 和 RVEDV）及收缩末期容积（LVESV 和 RVESV）、每搏输出量（LVSV 和 RVSV）、射血分数（LVEF 和 RVEF）以及心室质量。在两腔心和四腔心 cine 图像上勾画左心房轮廓以定量左心房容积。将左心房容积按体表面积（BSA）进行校正，得到体表面积指数化的左心房容积（LAVi）。在定位图像上评估是否存在肺水肿。</li>
		<li>使用体表面积（BSA）和心输出量计算心脏指数（CI）。</li>
		<li>通过停止异氟烷给药来终止麻醉。当自主呼吸恢复后，拔除气管插管，移除静脉留置针，并将动物送回笼中。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 预用药、血管通路与冠状动脉闭塞
<ol>
	<li>预用药
	<ol>
		<li>手术前一天给予 500&#160;300 mg乙酰水杨酸和300 mg氯吡格雷口服。</li>
		<li>应用镇痛剂（美洛昔康，0.4 mg/kg 体重）和抗生素混合物（苄青霉素-普鲁卡因）&#160;(24.8&#160;mg/mL)，苄星青霉素（83.6 mg/mL），硫酸双氢链霉素（156.3&#160;毫克/毫升，3&#160;毫升/50&#160;kg&#160;身体&#160;通过在冠状动脉闭塞当天进行肌肉注射给予（体重）。</li>
		<li>重复执行第1.2.1-1.2.4节中描述的步骤。</li>
		<li>使用耳缘静脉套管进行补液和给药。在整个实验过程中，每30分钟通过耳缘静脉给予1 g硫酸镁，以预防室性心动过速（VT）和心室颤动（VF）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>血管通路
	<ol>
		<li>将动物置于手术台上，固定四肢，并使用楔形垫使其保持仰卧位不动。</li>
		<li>用聚维酮碘对手术部位进行消毒。手术部位位于缝匠肌与股薄肌之间的皮肤皱褶处。</li>
		<li>用剃刀去除手术部位的毛发。</li>
		<li>将体表心电图电极置于爱因托文三角。该三角由双侧前肢和左侧后肢构成，电极应放置于肢体上。</li>
		<li>开始正压通气（频率16次/分，潮气量350 mL，正压25–30 mmHg）。</li>
		<li>用手术巾隔离已消毒的手术区域。</li>
		<li>按照 K. S. Ettrup 等人所述的详细方法操作股部区域。19简而言之，在股薄肌与缝匠肌之间的皮肤做一纵行切口。分离皮下组织和筋膜。游离股动脉，并在其下方放置两根手术缝线以控制出血。</li>
		<li>使用Seldinger技术，以6F-ACT穿刺鞘穿刺并插管股动脉20,21.</li>
		<li>将鞘固定在皮肤上。</li>
		<li>利用该动脉进行采血，以进一步开展生化分析。</li>
		<li>通过股动脉鞘管给予5000 IU肝素，以确保充分抗凝并在手术过程中预防血栓形成。在整个操作过程中，每隔60分钟追加给予2500 IU肝素。动物在整个干预过程中接受的肝素剂量约为370–440 IU/kg。</li>
		<li>将压力传感器连接至股动脉血管，以在手术过程中持续监测动脉血压。</li>
		<li>将压力记录系统置于每只动物心脏水平位置进行压力校准。排除气泡后，打开三通旋塞至与空气相通的方向，进行零压力校准。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>冠状动脉闭塞、再灌注及冠状动脉内药物给药
	<ol>
		<li>请注意，此操作应仅由经过培训的介入心脏病医师执行。通过股动脉鞘，引入导丝并将其送至主动脉弓，随后沿导丝送入5F指引导管。首先，将导丝轻柔地送至主动脉根部，避免造成创伤。使用较细的5F指引导管进行深插管，以避免显著阻塞血流。</li>
		<li>将X线透视仪置于前后位。</li>
		<li>连接注射器至导管后，回抽至少5 mL血液（相当于导管容积），确保导管内无血栓或气泡。</li>
		<li>将导管的外端连接至装有造影剂（碘比醇，1.1 mL/50 kg 体重）的注射器。</li>
		<li>注意保持注射器处于抬高位，以防止空气泡进入冠状动脉。</li>
		<li>进行基线血管造影时，分别进行插管，并选择性地向右冠状动脉和左主冠状动脉开口注入对比剂。更多技术细节请参阅导管插入术相关教科书20,21.</li>
		<li>在基线血管造影后进行BARI（Bypass Angioplasty Revascularization Investigation Myocardial Jeopardy Index，旁路血管成形术再血管化调查心肌危险指数）评分。根据特定标准，依据各终末动脉的长度和管径，对所有终末动脉（包括左前降支终末段、左回旋支、右冠状动脉，以及分支、对角支、钝缘支、后降支和后外侧支）进行评分22,230 表示血管尺寸几乎可以忽略不计。相反，3 表示一条大尺寸动脉，其长度达从心脏基底部至心尖距离的三分之二。不包括右心室边缘支和后降支的室间隔分支。
		<ol>
			<li>通过将梗死相关动脉的总分除以所有动脉的总分，计算最终的BARI评分（左心室风险区域的百分比）图2A- D) 提供左心室（LV）。选择左前降支（LAD）冠状动脉上的阻塞部位，以实现约25-30%的危险心肌区域，该范围通过BARI评分进行评估。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>将经皮冠状动脉腔内成形术（PTCA）导丝经由引导导管插入，在透视引导下将其置于预定闭塞部位的远端，并通过血管造影检查是否存在潜在并发症（如冠状动脉夹层、穿孔）。</li>
		<li>根据冠状动脉直径，通过视觉估计确定最佳球囊尺寸。</li>
		<li>将球囊导管（球囊直径2.5 mm，球囊长度12 mm）沿PTCA导丝送入，并推进至预定位置。</li>
		<li>用造影剂充盈球囊，并通过血管造影检查球囊导管的位置。</li>
		<li>在标称压力以下充气球囊（7-9&#160;通过调节球囊内的压力（单位：大气压），使球囊侧壁与血管壁之间形成轻柔接触。轻柔接触定义为球囊侧壁与血管壁之间的相互作用，足以阻断血流，但不会对血管壁造成损伤。</li>
		<li>通过血管造影观察造影剂流动停止，确认闭塞（TIMI 0）。保持导丝和球囊位置不变，将指引导管从冠状动脉开口回撤，以避免弥漫性心肌缺血。</li>
		<li>将器械用胶带固定于手术单上，以避免冠状动脉内球囊移位。</li>
		<li>记录并记录由ST段抬高引起的闭塞心电图征象。</li>
		<li>在整个过程中，密切监测生命体征，包括心率（HR）、血压、通过直肠探头测量的核心体温以及脉搏血氧饱和度。</li>
		<li>用加热装置覆盖动物以维持其核心体温。</li>
		<li>若出现无脉性室性心动过速或心室颤动，立即静脉推注1 g硫酸镁，并立即以每分钟100次的频率开始胸外按压。给予300 J直流电击除颤，同时静脉推注利多卡因2–4 mg/kg。对于心室停搏，给予1 mg肾上腺素静脉推注治疗。</li>
		<li>在冠状动脉闭塞期间，每30分钟检查一次球囊压力。若球囊压力下降超过0.5 bar，需将其调回初始值。</li>
		<li>在冠状动脉闭塞结束前进行血管造影，以确认球囊位置保持良好且闭塞部位远端无血流。</li>
		<li>经冠状动脉缓慢推注2500 IU肝素和1 g硫酸镁，以预防血栓形成和心律失常。</li>
		<li>在哥廷根小型猪中，于心肌缺血120分钟后通过球囊放气启动再灌注；在长白猪中，则于缺血90分钟后启动再灌注。</li>
		<li>移除已放气的球囊。</li>
		<li>通过冠状动脉造影确认再灌注成功，以显示冠状动脉血管远端的血流情况（TIMI 3级）。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 冠状动脉内药物给药
<ol>
	<li>为防止冠状动脉栓塞，先用生理盐水填充治疗性灌注微导管。</li>
	<li>将微导管沿PTCA导丝置入。</li>
	<li>推进并确认微导管位置，微导管尖端应置于闭塞水平。</li>
	<li>撤出PTCA导丝。</li>
	<li>将微导管连接至灌注泵，并在再灌注开始5分钟后启动冠状动脉内给药。</li>
	<li>给药结束后撤出微导管。</li>
	<li>进行对照血管造影，以评估对比剂的TIMI 3级血流，并排除干预是否导致空气栓塞或冠状动脉夹层。</li>
</ol>
4. 伤口闭合与术后护理
<ol>
	<li>移除动脉鞘，并在穿刺部位近端结扎股动脉。根据每日兽医观察评估，血管造影术后股动脉闭塞对猪的腿部功能无影响。</li>
	<li>使用连续缝合法关闭伤口，并涂抹抗菌涂层。</li>
	<li>通过撤除异氟烷终止麻醉。</li>
	<li>在恢复期间密切监测动物，术后前3天每12小时检查一次，之后每24小时检查一次直至研究结束。需特别关注进食和饮水行为、嗜睡、感染迹象、疼痛状况、体重变化、活动能力及整体健康状况。手术后，动物以小型货车分组装运至笼具中，以避免术后早期产生不必要的应激。</li>
</ol>
5. 心肌梗死后心脏磁共振成像及其评估
<ol>
	<li>麻醉
	<ol>
		<li>采用第 1.2.1–1.2.4 节中描述的麻醉方案。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>心脏磁共振成像（CMRI）
	<ol>
		<li>使用手动注射器以 4 mL/sec 的速率静脉推注 0.2 mmol/kg 的钆布醇对比剂。</li>
		<li>采用反转恢复准备的梯度回波序列获取延迟增强图像。在注射对比剂后 10 至 15 分钟获取短轴和长轴图像。</li>
		<li>评估
		<ol>
			<li>采用 MASS 7.6 分析软件进行盲法评估。</li>
			<li>在短轴电影图像上评估舒张末期节段性室壁厚度。</li>
			<li>在短轴延迟增强图像上测量瘢痕透壁性。</li>
			<li>通过在延迟对比增强图像上手动勾画信号强度高于远端非梗死心肌平均信号 5 个标准差（SD）以上的心肌区域，采用手动平面测量法量化心肌坏死范围。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. 统计学
<ol>
	<li>以均值 ± 标准误表示连续数据。</li>
	<li>使用重复测量单因素方差分析（Göttingen 小型猪）后接 Fisher's LSD 检验，以及配对 t 检验（长白猪）评估差异。两个品种之间的 BARI 评分采用非配对 t 检验比较，死亡率则采用卡方检验比较。</li>
	<li>使用 GraphPad Prism 进行数据评估。若 p&#60;0.05，则认为差异具有统计学显著性。</li>
</ol>

PF 是 Pharmahungary 集团的创始人兼首席执行官，该集团是一家由 R&amp;#38;D 公司

本文描述了一项详细的实验方案，重点介绍了在成年哥廷根小型猪闭胸模型中诱导急性心肌梗死（MI）以及评估心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）的关键步骤。我们还介绍了冠状动脉内给药方法、BARI评分，并报告了在可转化的心肌梗死后心力衰竭模型中左心室和右心室心脏形态与功能的变化。这是首次将哥廷根小型猪与长白猪在心肌梗死后心力衰竭方面的表现进行比较的特征性研究，结果表明，哥廷根小型猪模型所反映的心肌梗死后心力衰竭参数与人类具有可比性。我们得出结论：在追踪心肌梗死后心力衰竭发展过程方面，哥廷根小型猪模型优于长白猪模型。在大多数心血管药物和医疗器械开发项目进入临床试验前的概念验证研究中，具有临床相关性的心肌梗死后心力衰竭猪模型是必不可少的前提条件6,7,12。事实上，猪模型在解剖结构、生理特征和生化特性方面与人类高度相似，尤其在心肌梗死研究领域，由于缺乏侧支灌注，猪会形成透壁性梗死14。因此，猪模型可作为分析心脏保护疗法及其作用机制的有效模型24,25,26,27,28,29。
尽管两种品系猪的瘢痕大小、死亡率和BARI评分相同，但仅在哥廷根小型猪中观察到以左心室射血分数（LVEF）降低为特征的左心室功能障碍。本研究中，哥廷根小型猪的急性死亡率为15.4%，随访期间无死亡，后者与临床研究结果相当。事实上，一项针对10项随机临床试验的患者水平荟萃分析发现，心肌梗死后1年全因死亡率的Kaplan-Meier估计值低至2.2%30。本研究报道的瘢痕大小与临床试验结果具有可比性。Lonborg等和Stone等在存活的ST段抬高型心肌梗死患者中开展的临床试验显示，以左心室心肌质量百分比表示的中位瘢痕大小分别为9.5%和17.9%30,31。此外，本研究中的瘢痕大小与既往在哥廷根小型猪（12–25%）32,33,34,35,36,37 和长白猪（14–18%）38,39,40 中报道的结果一致。本研究中长白猪基线LVEF的结果与他人在大型猪中报道的数据相符13,41,42。这些大型猪的数值低于健康人类LVEF参考范围（58–61%）43，也低于哥廷根小型猪的基线（梗死前）LVEF值（55–73%）33,44,45。然而值得注意的是，大多数文献仅报告梗死后LVEF数据或LVEF的差值变化46,47,48,49,50。与本研究结果一致，既往研究通过45至90分钟左前降支（LAD）闭塞后实现再灌注，或通过永久性LAD闭塞诱导心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF），在4至6周随访后发现长白猪或约克夏猪的LVEF与基线（梗死前）相比无下降或仅有轻度下降51,52,53。然而，Schuleri等人比较了哥廷根小型猪与约克夏猪的形态功能参数，发现通过120至150分钟LAD闭塞-再灌注诱导心肌梗死后，两种品系猪在8周时LVEF均下降；但该研究未报告约克夏猪的基线LVEF值54。在另一项针对雌性Dalland长白猪的研究中，通过90分钟LAD闭塞诱导心肌梗死后不良重构，但4周随访后未报告LVEF55。与本研究结果相反，de Jong等的一项研究显示，在接受开胸LAD闭塞并进行12周随访的长白猪中，LVEF显著下降56。这种差异可能归因于更长的缺血时间（150分钟），导致更大的梗死面积（占左心室的23.4 ± 2.1%）。另有研究显示，在德国长白猪中，经闭胸方式对左回旋支（LCX）冠状动脉进行120分钟闭塞后，再灌注8周导致LVEF显著降低，提示心肌梗死部位的不同也可能影响整体左心室功能57。本研究结果与既往报道一致，即在长期随访后，哥廷根小型猪心肌梗死后心力衰竭模型中LVEF出现显著降低33,44,45。
哥廷根小型猪在心肌梗死（MI）后左心室射血分数（LVEF）的降低与临床数据一致，这些临床数据表明，急性心肌梗死（AMI）患者因心室重构而导致心脏功能障碍58。综上所述，由于哥廷根小型猪在梗死前LVEF、瘢痕大小、梗死后LVEF以及死亡率等方面均与人类相应参数相似，因此其更能模拟人类的病理状况。
本研究中，我们观察到哥廷根小型猪在六个月后左心室舒张末期（LVED）质量增加了8%&#160;，而长白猪在两个月后LVED质量增加更为显著，达97%。Schuleri等人在约克夏猪中也报道了类似数据，其在两个月后心脏重量增加了40%。相比之下，在其他针对哥廷根小型猪的闭胸式心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）实验中，并未观察到左心室质量的显著变化33,44。因此，两种品系之间在左心室射血分数（LVEF）上的差异可归因于长白猪心脏生长速率较快，从而导致心脏重构发生改变。
在临床环境中，除了左心室射血分数（LVEF）外，左心室容积还能为心肌梗死（post-MI）患者的长期预后和死亡率提供重要信息59。左心室收缩末期容积（LVESV）是急性心肌梗死（AMI）患者早期和晚期死亡率的主要决定因素60,61。本研究显示，通过心脏磁共振成像（CMRI）评估，两种品系猪的左心室容积均显著增加。在哥廷根小型猪中，心肌梗死后心室重构导致LVESV的增加幅度大于左心室舒张末期容积（LVEDV）；而在长白猪中，LVESV和LVEDV的增加程度相近。因此，哥廷根小型猪在梗死后3个月和6个月时左心室射血分数（LVEF）显著降低，而长白猪在梗死后2个月时LVEF并未显著下降。对于长白猪的结果需谨慎解读，因为其LVESV、LVEDV以及左心室每搏容积（LVSV，定义为LVEDV与LVESV之差）的增加更可能与心脏质量的显著增加有关。LVESV和LVEDV的增加与心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）患者的临床数据一致62,63,64。此外，临床研究将不良左心室重构定义为LVEDV增加15%或以上65,66，而本研究发现哥廷根小型猪在梗死后3个月LVEDV增加了28%，6个月时增加了42%，表明存在具有临床意义的不良重构。另外，本研究还显示左心房容积指数（LAVi）仅在哥廷根小型猪中增加，而在长白猪中未见增加。左心房容积增大是心力衰竭背景下的另一关键结构改变，也是心肌梗死后存活患者死亡和因心力衰竭住院的独立预测因子67。
在心肌梗死（MI）后心力衰竭（HF）模型中，右心室功能很少被研究。本研究发现，两种品系犬的右心室射血分数均有所升高。尽管右心室几乎未受心肌坏死累及，但两种品系的右心室射血分数（RVEF）均显著升高，提示存在右心室容量超负荷，从而反映左心室功能障碍。类似地，一项纳入2008例慢性收缩性心力衰竭患者的临床研究显示，其中733例患者（37%）属于右心室功能正常类别，其RVEF≥40%68。
综上所述，我们已证明，具有长期随访的成年哥廷根小型猪模型在心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）的功能和形态学参数方面与人类具有可比性。我们目前的数据还显示，长白猪由于体重和心脏重量迅速增加，无法进行长期随访，并且会干扰心肌梗死后心力衰竭的病理过程，因此不适合用于评估心肌梗死后心力衰竭。长白猪可能适用于评估急性心肌梗死的后果。本研究对长白猪和哥廷根小型猪的经胸心肌梗死模型进行了全面表征，将有助于选择最适合研究心肌梗死后心力衰竭的大型动物模型，并推动针对该病理状态的新型疗法的开发。
局限性
本实验仅在雌性猪中进行，因此在这些模型中不同性别的个体对心肌梗死后心力衰竭（HF）的潜在影响尚不明确69。心力衰竭的体征通过心脏磁共振成像（CMRI）进行评估，评估方法遵循近期关于心肌保护领域临床前研究严谨性与可重复性相关指南的建议12。然而，若采用更精准的CMRI成像平面角度定位以及更特异的成像序列，可能有助于更准确地评估左心房容积和肺水肿情况。尽管本研究未&#160;检测心肌梗死后心力衰竭的生物标志物及组织病理学表现，但这些模型适用于任何生物标志物的分析，因为已有血浆和组织样本可供使用。由于两个品种对缺血/再灌注损伤的易感性不同，本研究中选择了不同的冠状动脉阻塞持续时间，这虽然可能限制了两种模型之间的直接比较，但通过该方法我们实现了相似的梗死面积。两个品种的随访时间也不同，其中长白猪由于技术原因仅能实现2个月的随访，即因其体重迅速增加，这构成了长白猪模型的主要局限性。另一个局限性是缺乏多种危险因素和合并症，因此目前的大型动物模型在模拟临床实际情况方面并不完全充分，特别是在多种危险因素（包括合并症及其药物治疗）共存的情况下。然而，目前尚无已被确立并可用于常规研究的、具有多种合并症的大型动物模型。由于动物伦理问题以及研究成本高昂，这些大型动物模型无法进行以死亡率为终点的统计学效能分析。

尽管急性心肌梗死（MI）的死亡率不断下降，但心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）的发生率却未随时间发生改变1。心力衰竭（HF）是MI患者死亡最有力的预测因素之一2。迄今为止，再灌注治疗是唯一可用于限制心肌梗死面积并降低后续心力衰竭风险的治疗手段3,4,5。然而，HF及其他并发症可能作为再灌注损伤的后果而发生；因此，除了及时再灌注外，仍迫切需要开发具有心脏保护作用的治疗策略6,7,8。已有大量在大型动物模型中有效的 cardioprotective 疗法被报道，但仅在一项小型临床试验中，远程缺血预处理（RIC）似乎改善了post-MI HF患者的临床结局9。然而，这一关于RIC疗效的令人鼓舞的结果在一项于欧洲33个中心开展的单盲、随机对照试验（CONDI-2/ERIC-PPCI）中受到质疑，该研究针对ST段抬高型心肌梗死（STEMI）患者，结果显示RIC未能改善临床结局10。临床前研究数据转化失败的潜在原因，可能是使用了临床相关性较低的、次优的post-MI HF动物模型11。
猪模型的心血管（病理）形态学和（病理）生理学特征与人类情况相似，因此在转化心血管研究中被广泛使用并得到认可12,13,14。用于心血管研究的猪品种属于高度多样的家猪（Sus scrofa domestica）物种，该物种包含在体型、外观和遗传背景上存在差异的猪种15,16。尽管猪的心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）已被广泛研究，但目前尚无研究旨在表征和比较心肌梗死（MI）对长白猪与哥廷根小型猪心肌梗死后心力衰竭结局的影响。长白猪的快速生长效应可能影响心脏结构与功能的评估结果；然而，生长受限的哥廷根小型猪可能克服这一问题，因而可作为评估心肌梗死后心力衰竭长期随访的可行模型。此外，有关心血管保护领域临床前研究严谨性与可重复性的指南推荐使用心脏磁共振成像（CMRI）作为在猪模型中测量心室功能的具有临床相关性的方法12。
为了分析猪在心肌梗死（MI）后心力衰竭（HF）研究领域的科学关注度，我们在PubMed数据库中进行了文献检索，检索式如下：&#34;(pig OR swine OR porcine OR sus-scrofa OR minipig OR mini-pig OR miniature-pig OR miniature-swine) AND (infarct* OR ischem* OR ischaem* OR reperfus*) AND (heart OR cardi* OR myocard*) AND (LAD OR left-anterior* OR LCX OR left-circumflex OR RCA) AND (heart-failure OR lvef OR ejection-fraction OR infarct-size OR infarction-size)&#34;。结果发现，猪的心肌缺血/再灌注模型常用于心肌梗死及梗死后心力衰竭的研究，但在425篇相关研究中，仅17%（71篇）使用了小型猪，7%（30篇）使用了哥廷根小型猪。仅有约1%（425篇中5篇）的研究采用了哥廷根小型猪，并结合具有临床相关性的长期随访方案（1–9个月再灌注）以及心脏磁共振成像（CMRI）来评估心脏功能。临床相关性研究数量较少，凸显了基础研究与临床试验之间存在的转化鸿沟。因此，亟需对闭胸式心肌梗死后心力衰竭模型在哥廷根小型猪和长白猪中进行系统性表征，并在长期随访过程中通过CMRI反复评估左右心室功能与解剖结构的变化。本研究旨在聚焦两种心肌梗死后心力衰竭模型的技术可行性与临床相关性，建立标准化且可重复的实验方案，为评估心肌保护类药物和/或医疗器械疗法提供可靠的研究基础。
目前这项研究是文献中首次利用成年哥廷根小型猪建立具有临床相关性的心肌梗死后心力衰竭模型，并将其形态学及心脏左右心室功能参数与青少年长白猪进行比较。

<table><tbody><tr><td>特殊饮食服务猪饲料&amp;nbsp;</td><td>SDS, Witham, 英格兰, 匈牙利经销商: Akronom Kft.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>小型猪维持饲料&amp;nbsp;</td><td>编号 9023, Altromin</td><td></td><td></td></tr><tr><td>妊娠母猪饲料</td><td>Bonafarm-B&amp;aacute;bolna Takarm&amp;aacute;ny Plc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>盐酸氯胺酮</td><td>Richter Pharma AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>Medicus Partner</td><td></td><td></td></tr><tr><td>阿托品</td><td>Egis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>气管插管&amp;nbsp;</td><td>Portex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Abbot</td><td></td><td></td></tr><tr><td>麻醉机</td><td>Dr&amp;auml;ger Julian</td><td></td><td></td></tr><tr><td>18 G 针头</td><td>Anhul Kangda 医疗用品有限公司</td><td></td><td></td></tr><tr><td>林格氏液中含 5% 葡萄糖</td><td>B Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>苯磺酸阿曲库铵</td><td>GSK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>心脏磁共振成像设备</td><td>西门子医疗有限公司（Siemens Healthineers Medical GmbH）</td><td></td><td></td></tr><tr><td>乙酰水杨酸</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>氯吡格雷</td><td>Zentiva</td><td></td><td></td></tr><tr><td>美洛昔康（Meloxidyl）</td><td>Ceva</td><td></td><td></td></tr><tr><td>抗生素混合制剂（Tardomyocel）复合物 III</td><td>Norbrook</td><td></td><td></td></tr><tr><td>耳静脉套管</td><td>B Braun Melsungen AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>硫酸镁</td><td>W&amp;ouml;rwag Pharma GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>聚维酮碘</td><td>Egis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>心电图电极</td><td>Leonhard Lang GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6F-ACT 导引器</td><td>St Jude Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>肝素</td><td>TEVA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>动脉压传感器及监测系统</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>导丝</td><td>&amp;nbsp;PT&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;MS Boston Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5F 指引导管</td><td>Medtronic Launcher, 5F</td><td></td><td></td></tr><tr><td>荧光透视仪，C 形臂</td><td>西门子医疗有限公司（Siemens Medical GmbH）</td><td></td><td></td></tr><tr><td>碘比醇（Xenetix）</td><td>Guerbet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>球囊导管</td><td>Boston Scientific, EMERGE, 2.5mm x 12mm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>加热装置</td><td>3M</td><td></td><td></td></tr><tr><td>直肠探头</td><td>Vatner Kft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>脉搏血氧仪</td><td>Comen 医疗</td><td></td><td></td></tr><tr><td>肾上腺素</td><td>Richter Gedeon Rt.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>利多卡因</td><td>EGIS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>微导管</td><td>Caravel ASAHI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>除颤器</td><td>GE Marquette Responder 1100</td><td></td><td></td></tr><tr><td>灌注泵&amp;nbsp;</td><td>TSE system</td><td></td><td></td></tr><tr><td>抗菌涂层</td><td>Friedrich Huber aeronova GmbH&amp;Co</td><td></td><td></td></tr><tr><td>钆布醇</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MASS 7.6 分析软件</td><td>Medis 医学影像软件公司，莱顿</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

闭胸冠状动脉闭塞/再灌注模型中哥廷根小型猪与长白猪心肌梗死后心力衰竭研究

Post-Myocardial Infarction Heart Failure in Closed-chest Coronary Occlusion/Reperfusion Model in G&#246;ttingen Minipigs and Landrace Pigs

心力衰竭的发生是急性心肌梗死（MI）存活患者长期死亡率最强的预测因素。目前在预防和治疗心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）方面仍存在未被满足的临床需求。在药物和医疗器械开发进入临床试验前的概念验证最终研究中，具有临床相关性的猪心肌梗死后心力衰竭模型是必不可少的前提条件。
本研究旨在建立一种成年哥廷根小型猪心肌梗死（MI）后心力衰竭（HF）的闭胸动物模型，并进行长期随访，包括系列心脏磁共振成像（CMRI），同时将其与常用的长白猪模型进行比较。
通过球囊阻塞哥廷根小型猪左前降支冠状动脉120分钟、长白猪90分钟以诱导心肌梗死，随后进行再灌注。采用心脏磁共振成像（CMRI）评估两种猪种在基线时的心脏形态和功能，以及哥廷根小型猪在3个月和6个月时、长白猪在2个月时的心脏变化。
两种品系的瘢痕大小相似，但心肌梗死仅导致哥廷根小型猪的左心室射血分数（LVEF）显著降低，而长白猪未表现出LVEF的下降。尽管右心室（RV）瘢痕面积可忽略不计，两个品系的右心室射血分数均有所增加。与长白猪在2个月时左心室舒张末期（LVED）质量显著增加相反，哥廷根小型猪仅在6个月时表现出LVED质量的轻微增加。
总之，这是首次对哥廷根小型猪与长白猪在心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）方面的特征进行比较研究，结果表明哥廷根小型猪模型在反映心肌梗死后心力衰竭参数方面与人类病理特征具有可比性。我们得出结论：在研究心肌梗死后心力衰竭发展过程时，哥廷根小型猪模型优于长白猪模型。

死亡率
在13只接受心肌梗死手术的哥廷根小型猪中，有2只动物死亡（死亡率为15.4%），其中1只在缺血期间因不可逆性室性心动过速（VT）死亡，另1只在再灌注期间因停搏死亡。在哥廷根小型猪中，有1只动物在心肌缺血期间成功复苏。长白猪的死亡率为0%，10只动物全部存活，其中2只因缺血期间发生心室颤动（VF）而需要复苏。两种品系之间的死亡率差异无统计学意义。
两种犬种的心肌瘢痕大小具有可比性
为了评估心肌梗死（MI）后心肌瘢痕的程度，进行了心脏磁共振成像（CMRI）。在随访第2个月的长白猪以及随访第3和第6个月的哥廷根小型猪中，两种品系的瘢痕大小和BARI评分具有可比性（图2E、F）。长白猪在2个月时的瘢痕大小与BARI评分的比值（0.55 ± 0.1），与哥廷根小型猪在3个月和6个月时的比值（分别为0.75 ± 0.12 和 0.57 ± 0.08）相比，未观察到显著差异。两种品系的心脏瘢痕均位于心肌的前壁、前间隔、间隔、前心尖和心尖节段。侧壁受累仅见于哥廷根小型猪。右心室梗死程度轻微，在11只存活的哥廷根小型猪中仅累及1只，在10只长白猪中也仅累及1只（2.11 ± 2.11 vs. 0.97 ± 0.97）。
在随访期间，长白猪的左心室质量增加更为显著
心脏生长速率通过心脏磁共振成像（CMRI）进行测量。在哥廷根小型猪中，左心室舒张末期（LVED）质量在6个月时仅适度增加了8%（图3A）。相比之下，在长白猪中，LVED质量在2个月时几乎增加了100%（图3B）。
仅在哥廷根小型猪中观察到左心室射血分数下降
左心室射血分数（LVEF）是评估左心室收缩功能最常用的参数，本研究通过心脏磁共振成像（CMRI）进行测量。在小型猪中，心肌梗死（MI）导致术后3个月和6个月时LVEF显著降低（图4A）。而在长白猪中，术后2个月LVEF未发生明显变化（图4B）。
心肌梗死后，两种猪的左心室收缩末期容积（LVESV）和左心室舒张末期容积（LVEDV）均显著增加（表1）。哥廷根小型猪在梗死后3个月和6个月时，LVESV分别增加了69%和80%；长白猪在2个月时LVESV增加了80%。哥廷根小型猪的LVEDV在3个月和6个月时分别增加了28%和42%，而长白猪在2个月时增加了82%。长白猪的左心室每搏输出量（LVSV）在2个月内增加了85%，而哥廷根小型猪的LVSV即使在6个月时也未出现显著增加。
左心房容积经体表面积校正后仅在哥廷根小型猪中增加，但两种品系在心肌梗死后均出现肺水肿
为了进一步评估心力衰竭（HF）的征象，我们测量了左心房容积指数（LAVi），即左心房容积按体表面积进行校正。在哥廷根小型猪中，经过6个月后LAVi增加了34%（图5A），而在长白猪中经过2个月后LAVi未发生显著变化（图5B）。代表性图像显示了左心房轮廓的描记过程（图5C-D）。此外，通过心脏磁共振成像（CMRI）的定位图像评估肺水肿的存在与否（图5E）。由于心脏失代偿，两种品系猪均出现了肺水肿。11只哥廷根小型猪中有10只，10只长白猪中有9只表现出明显的肺水肿征象。
在随访期间，长白猪的体重增加更为显著
在哥廷根小型猪中，3个月后体重增长仅为8%，6个月后为30%（图6A），而2个月大时，长白猪的心脏重量增加伴随着体重几乎增长了100%（图6B).
哥廷根小型猪与长白猪在心脏功能参数的变化趋势上存在差异
冠状动脉闭塞导致哥廷根小型猪的平均动脉压（MAP）几乎显著下降（57.9 &#177; 3.98 mmHg 与 49.89 &#177; 1.24 mmHg），而在长白猪中显著降低（65.4） &#177; 5.97 mmHg 与 45.47 &#177; 4.79* mmHg），与基线（梗死前）值相比。
CI 是评估心脏功能的可靠指标，其将左心室心输出量（CO）与体表面积（BSA）相关联。在哥廷根小型猪中，CI 未&#160;在测定的时间点发生改变（图7A），而在长白猪中，心脏指数有增加的趋势（图7B).
与基线值相比，哥廷根小型猪在心肌梗死（MI）后3个月（增加20%）和6个月（增加22%）的心率（HR）显著升高（表2）。
相比之下，长白猪的心率在随访期间未&#160;发生显著变化。哥廷根小型猪的心输出量仅在随访6个月时显著增加了32%，而长白猪在随访2个月时心输出量已增加76%，这是由于左心室每搏输出量显著增加所致（表2）。在两个品种中，体表面积（BSA）在各测量时间点均显著增加（表2）。哥廷根小型猪在随访3个月和6个月时BSA分别增加了4%和19%，而长白猪在随访2个月时BSA增加了54%。
在哥廷根小型猪和长白猪中均观察到右心室形态功能参数的增加
心肌梗死不仅影响左心室功能，还导致两种猪的右心室射血分数（RVEF）显著升高（通过心脏磁共振成像CMRI测量）（图8），尽管其右心室瘢痕面积可忽略不计。右心室舒张末期质量（RVED）仅在兰德瑞斯猪中增加（表3）。
在随访期间，所有品种猪的RVESV均未发生改变。RVEDV仅在长白猪中显著增加了37%（表3）。哥廷根小型猪的RVSV仅在6个月后显著增加了23%，而在长白猪中，RVSV在2个月时即出现显著的80%增长。
<img alt="图2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61901/61901fig2.jpg" /> 
图2基于BARI（Bypass Angioplasty Revascularization Investigation Myocardial Jeopardy Index）评分（A-D）对风险心肌的估测。 将梗死相关动脉的总值除以三支冠状动脉总值之和，即右冠状动脉（RCA）、左回旋冠状动脉（LCX）和左前降支冠状动脉（LAD）。通过心脏磁共振成像测量的哥廷根小型猪和长白猪左心室瘢痕大小E）。瘢痕大小表示为舒张末期梗死质量与左心室质量的比值（LVED）。冠状动脉闭塞前测定的哥廷根小型猪和长白猪的BARI评分F). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61901/61901fig2large.jpg" target="_blank">请点击此处以查看此图的放大版本。</a>
<img alt="图3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61901/61901fig3.jpg" /> 
图3.通过心脏磁共振成像测量的哥廷根小型猪（A）和长白猪（B）的左心室舒张末期（LVED）质量（g）。*p&#60;0.05，与相应基线值比较（哥廷根小型猪采用重复测量单因素方差分析，随后进行Fisher's LSD检验；长白猪采用配对t检验）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61901/61901fig3large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="图4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61901/61901fig4.jpg" /> 
图4. 通过心脏磁共振成像测量的哥廷根小型猪（A）和长白猪（B）的左心室（LV）射血分数（%）。 p*&#60;0.05 对比相应基线值（哥廷根小型猪采用重复测量单因素方差分析，随后进行Fisher's LSD检验；长白猪采用配对t检验）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61901/61901fig4large.jpg" target="_blank">请点击此处以查看此图的放大版本。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td rowspan="2">测量参数</td>
			<td colspan="3">哥廷根小型猪</td>
			<td colspan="2">长白猪</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>基线</td>
			<td>3个月</td>
			<td>6个月</td>
			<td>基线</td>
			<td>2个月</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LVESV [ml]&#160;</td>
			<td>25.77 ± 1.73</td>
			<td>43.65 ± 4.53*</td>
			<td>46.28 ± 4.35*</td>
			<td>54.59 ± 2.00</td>
			<td>98.26 ± 8.60*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LVEDV [ml]&#160;</td>
			<td>55.49 ± 3.14</td>
			<td>71.08 ± 5.25*</td>
			<td>78.81 ± 5.46*</td>
			<td>93.99 ± 3.85</td>
			<td>171.20 ± 11.50*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LVSV [ml]&#160;</td>
			<td>29.71 ± 1.65</td>
			<td>27.44 ± 1.97</td>
			<td>32.52 ± 2.37</td>
			<td>39.40 ± 3.05</td>
			<td>72.94 ± 3.99*</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1. 大白猪和哥廷根小型猪在各测量时间点的左心室收缩末期容积（LVESV）、左心室舒张末期容积（LVEDV）以及左心室每搏输出量（LVSV）。*p&#60;0.05 与相应基线值比较（哥廷根小型猪采用重复测量单因素方差分析，随后进行Fisher's LSD检验；大白猪采用配对t检验）。
<img alt="图5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61901/61901fig5.jpg" /> 
图5.&#160;左心房容积指数（LAVi），单位为 mL/m²2 在哥廷根小型猪（A）和长白猪（B）中通过心脏磁共振成像测量。 左心房容积的代表性图像，在双腔（C）和四腔（D）电影图像上进行描记。白色箭头显示代表性定位图像（E）上存在肺水肿。*p&#60;0.05 对比相应基线值（哥廷根小型猪和长白猪的配对t检验）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61901/61901fig5large.jpg" target="_blank">请点击此处以查看此图的放大版本。</a>
<img alt="图6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61901/61901fig6v2.jpg" /> 
图6体重&#160;（千克）哥廷根小型猪（A）和长白猪（B）。 p*&#60;0.05 对比相应基线值（哥廷根小型猪采用重复测量单因素方差分析，随后进行Fisher's LSD检验；长白猪采用配对t检验）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61901/61901fig6v2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<img alt="图7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61901/61901fig7.jpg" /> 
图7. 哥廷根小型猪（A）和长白猪（B）的左心室（LV）心脏指数（L/min/m2）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61901/61901fig7large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td rowspan="2">测量参数</td>
			<td colspan="3">哥廷根小型猪</td>
			<td colspan="2">长白猪</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>基线</td>
			<td>3个月</td>
			<td>6个月</td>
			<td>基线</td>
			<td>2个月</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HR [1/min]&#160;</td>
			<td>79.64 ± 4.03</td>
			<td>95.55 ± 5.34*</td>
			<td>97.00 ± 4.46*</td>
			<td>93.44 ± 2.73</td>
			<td>88.00 ± 2.52</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO [L/min]&#160;</td>
			<td>2.37 ± 0.16</td>
			<td>2.58 ± 0.20</td>
			<td>3.12 ± 0.24*</td>
			<td>3.65 ± 0.25</td>
			<td>6.41 ± 0.39*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA [m2]&#160;</td>
			<td>0.70 ± 0.01</td>
			<td>0.73 ± 0.01*</td>
			<td>0.83 ± 0.03*&#160;</td>
			<td>&#160;0.70 ± 0.01</td>
			<td>1.08 ± 0.03*&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表2. 哥廷根小型猪的心率（HR）、心输出量（CO）和体表面积（BSA）&#160;和长白猪。 p*&#60;0.05 对比相应基线值（哥廷根小型猪采用重复测量单因素方差分析，随后进行Fisher's LSD检验；长白猪采用配对t检验）。
<img alt="图8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61901/61901fig8.jpg" /> 
图8A：哥廷根小型猪的右心室（RV）射血分数（%）；B：长白猪的右心室（RV）射血分数（%）。 *p&#60;0.05 与相应基线比较（采用重复测量单因素方差分析，随后进行 Fisher's LSD 检验，用于哥廷根小型猪；长白猪采用配对 t 检验）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61901/61901fig8large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td rowspan="2">测量参数</td>
			<td colspan="3">哥廷根小型猪</td>
			<td colspan="2">长白猪</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>基线</td>
			<td>3个月</td>
			<td>6个月</td>
			<td>基线</td>
			<td>2个月</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RVED 质量 [g]&#160;</td>
			<td>8.64 ± 0.68</td>
			<td>8.98 ± 0.76</td>
			<td>7.94 ± 0.77</td>
			<td>16.49 ± 0.90</td>
			<td>23.61 ± 1.40*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RVESV [ml]&#160;</td>
			<td>18.27 ± 1.47</td>
			<td>16.91 ± 1.80</td>
			<td>14.57 ± 1.02</td>
			<td>43.59 ± 3.68</td>
			<td>42.65 ± 2.37</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RVEDV [ml]</td>
			<td>44.16 ± 2.61</td>
			<td>42.14 ± 2.83</td>
			<td>46.27 ± 3.45</td>
			<td>83.03 ± 3.42</td>
			<td>113.72 ± 5.12*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RVSV [ml]</td>
			<td>25.82 ± 1.72</td>
			<td>25.25 ± 1.67</td>
			<td>31.71 ± 2.99*</td>
			<td>39.44 ± 3.52</td>
			<td>71.06 ± 3.38*</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表3. 哥廷根小型猪和长白猪的右心室舒张末期质量（RVED）、右心室收缩末期容积（RVESV）、右心室舒张末期容积（RVEDV）以及右心室每搏输出量（RVSV）。*p&#60;0.05，与相应基线值比较（哥廷根小型猪采用重复测量单因素方差分析，随后进行Fisher's LSD检验；长白猪采用配对t检验）。

本研究的总体目标是介绍在闭胸成年哥廷根小型猪中诱导心肌梗死（MI）以及心肌梗死后心力衰竭（post-MI HF）的技术，并将哥廷根小型猪的心肌梗死后心力衰竭模型与长白猪进行比较表征。

心力衰竭的发生是预测急性心肌梗死（MI）存活患者长期死亡率的最强指标。存在一种……

本研究的总体目标是介绍在闭胸成年哥廷根小型猪中诱导心肌梗死及心肌梗死后心力衰竭的技术。我们还旨在对小型猪和兰德拉斯猪中心肌梗死后诱导的心力衰竭模型进行表征。首先，在研究开始时评估心肌功能和形态，于心肌梗死诱导前一日进行基线心脏磁共振成像检查。随后通过球囊阻塞左前降支冠状动脉管腔诱导心肌梗死。球囊放气后，恢复心肌血流再灌注，并通过微导管经冠状动脉给予药物治疗，本例中为 thecal。心肌梗死将导致猪发生心力衰竭。通过心脏磁共振成像在哥廷根小型猪中于急性心肌梗死后3个月和6个月、长白猪中于2个月时评估其慢性形态功能学后果。长白猪在再灌注2个月后终止实验，哥廷根小型猪在再灌注8个月后终止实验。通过开发新的心肌保护疗法，有望进一步改善心肌梗死后心力衰竭的临床预后。迄今为止，许多在临床前动物模型中有效的 cardioprotective 疗法在临床转化中因多种原因未能成功。一个来自匈牙利的团队，联合学术界及其他合作伙伴，提供广泛创新的临床前研究与开发服务，主要聚焦但不限于心血管疾病领域的新药和医疗器械，例如心肌梗死和心力衰竭。此外，我们正在内部自主研发多种 cardioprotective 技术。因此，心脏保护疗法在临床开发中的失败，至少部分可归因于小型动物心肌梗死模型的转化价值较低。具有较高转化价值的大动物模型对于心脏保护疗法的成功开发至关重要。与啮齿类动物和长白猪作为大动物模型进行心脏保护疗法的临床试验相比，这些动物的心脏功能结局评估最多只能持续一到两个月。使用其他小型猪可使我们实施长达数月的更完整观察期，从而更好地模拟临床情况。在麻醉和体重测量后，进行心脏磁共振成像，以评估基线心脏形态，如心腔和心壁尺寸，以及心脏功能，如射血分数和心输出量。通过颈区肌肉注射盐酸氯胺酮和赛拉嗪，对动物实施麻醉。使用静脉留置针进行食物替代和药物给药，以预防或治疗室性心律失常。手术室准备就绪后，将动物置于手术台上。固定四肢，并使用楔形垫固定动物，使其保持仰卧位。使用聚维酮碘对手术部位进行消毒。本例中的手术部位位于缝匠肌与股薄肌之间的皮肤皱褶处。使用剃刀去除手术部位的毛发。将体表心电图电极置于爱因托文三角位置。设置麻醉机并开始正压通气。使用手术巾隔离已消毒的手术区域。暴露股部区域，在缝匠肌与股薄肌之间沿纵轴做皮肤切口。分离皮下组织和筋膜。游离股动脉。在股动脉下方放置两根外科缝线以控制出血。穿刺股动脉。采用塞丁格技术进行股动脉插管。将鞘管固定于皮肤。利用动脉进行采血，以供进一步的生化分析。通过股动脉鞘管给予5,000 IU肝素，以确保充分抗凝，并在手术过程中预防血栓形成。将压力传感器连接至股动脉血管，以在手术过程中持续监测动脉血压。为进行压力校准，需将压力记录系统置于每只动物心脏水平位置。排除气泡后，当三通旋塞阀打开通向空气时，进行零压力校准。动物修复后，通过股动脉鞘将导丝插入并推进至主动脉弓，再沿导丝引入引导导管，从而实现左前降支冠状动脉的管腔内闭塞以诱导心肌梗死。将X线透视设备置于前后位后，确保导管内无血栓或气泡，通过抽吸至少五毫升血液（相当于导管及连接导管的注射器的容积）来冲洗导管。将导管的另一端连接至装有造影剂的注射器。注意保持注射器处于高位，以防止空气气泡进入冠状动脉。通过对比剂选择性地充盈右冠状动脉和左冠状动脉，进行基线血管造影。在基线血管造影后进行BARI评分，最终可据此估算处于风险中的心肌组织百分比。将经皮冠状动脉腔内成形术导丝插入引导导管，将其置于预定闭塞部位的远端。通过血管造影检查PTCA导丝的位置。通过目测评估，根据冠状动脉直径确定最佳球囊尺寸。将球囊导管沿PTCA导丝置入，并推进至预定位置。通过血管造影检查球囊导管的位置。充盈球囊，并通过观察造影剂流动停止来确认完全闭塞。将器械用胶带固定在手术单上，以防止冠状动脉内球囊移位。记录并存档由ST段抬高所显示的心电图闭塞征象。使用加热装置覆盖动物以维持核心体温。若出现室性心律失常，应遵循文中所述方案进行处理。在冠状动脉闭塞的两小时内，每30分钟检查一次球囊压力。如果球囊压力下降超过0.5 bar，则将其重新调整至初始值。在冠状动脉闭塞结束前立即进行对照血管造影，以确认球囊位置保持不变且闭塞部位远端无血流。冠状动脉内缓慢推注2,500 IU肝素和1克硫酸镁，以预防血栓形成和心律失常。通过球囊放气启动再灌注。移除已放气的球囊。通过冠状动脉造影确认完全再灌注成功，以显示冠状动脉远端的血流情况。在心肌再灌注开始后，准备进行冠状动脉内药物给药。为防止冠状动脉栓塞，先用生理盐水填充治疗用灌注微导管。将微导管沿PTCA导丝送入。推进并确认微导管的位置。微导管头端应置于闭塞水平处。移除PTCA导丝。将微导管连接至灌注泵，开始冠状动脉内给药。给药结束后，撤出微导管并进行对照血管造影，以排除干预操作导致空气栓塞或冠状动脉夹层的可能性。移除动脉鞘，并在穿刺部位近端结扎股动脉。使用连续缝合法关闭伤口。涂抹抗菌涂层。通过撤除异氟烷终止麻醉。在哥廷根小型猪中，急性心肌梗死后的心脏形态与功能慢性改变通过心脏磁共振成像在术后三个月和六个月进行评估；在长白猪中则于术后两个月进行评估。两种品系间的死亡率差异无统计学意义。两种品系之间的心脏瘢痕大小和BARI评分具有可比性。在基线期和随访期间，左心室舒张末期质量在两种品系之间存在差异。哥廷根小型猪的左心室舒张末期质量在六个月时仅轻度增加。相比之下，长白猪在两个月时左心室舒张末期质量增加了近100%。心肌梗死导致小型猪在三个月和六个月时射血分数显著下降。然而，长白猪在两个月后射血分数未发生改变。两种品系在射血分数上的差异可归因于长白猪心脏生长速率较快，从而导致心脏重构发生改变。长白猪在两个月时心重增加的同时，体重几乎增加了100%；而哥廷根小型猪在三个月后体重仅增加8%，六个月后增加30%。为了进一步评估心力衰竭的征象，我们测量了按体表面积校正的左心房容积（LAVi）。在哥廷根小型猪中，经过六个月后LAVi增加了34%，而在长白猪中经过两个月后未发生显著变化。通过心脏磁共振成像（MRI）的定位图像评估肺水肿的存在与否。由于心功能失代偿，两种品系猪均出现了肺水肿。在哥廷根小型猪中，各测量时间点的心脏指数未显示显著变化；而在长白猪中，心脏指数几乎出现显著性升高。心肌梗死不仅影响左心室功能，还导致两种品系猪的右心室射血分数显著升高。我们已证明，理想的哥廷根小型猪模型在心肌梗死后心力衰竭的功能性和形态学参数方面与人类具有可比性。该模型可行、可重复，且具有转化价值，可用于评估急性与慢性心肌梗死及其后续并发症治疗措施的有效性。我们还展示了使用微导管对冠状动脉进行局部药物递送的方法。对长白猪和小型猪的闭胸心肌梗死模型进行全面表征，将有助于选择最适合的大型动物模型，以开发针对梗死后心力衰竭的新型疗法。

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医学

封闭胸冠状动脉闭塞/输液模型中的心肌梗塞后心力衰竭

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缺血性心力衰竭的基因转导在临床前模型中的研究

手术创伤会诱发炎症反应。已知细胞因子和内源性配体可调节缺血再灌注后的心肌梗死面积。本文介绍一种改良的闭胸小鼠缺血再灌注模型，通过悬挂重物的方式减少开胸手术的影响。...

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本方案描述了利用左前降支动脉（LAD）90分钟闭胸冠状动脉球囊阻塞并随后进行再灌注的方法，建立猪心肌梗死（MI）模型。此外，还介绍了多种结局参数的检测方案，包括心脏功能、血流动力学、微血管阻力和梗死面积。...

猪心肌梗死及功能结局评估

可靠且准确的结局评估是将临床前治疗方法转化为临床治疗的关键。本文介绍了如何在猪急性心肌梗死模型中评估三种具有临床相关性的主要心脏功能和损伤结局指标。...

急性心肌梗死猪模型中的主要结局评估

本文展示了一种标准化急性心肌梗死猪模型采样流程的实验方案，旨在提高该模型在理解心肌缺血/再灌注损伤病理生理机制方面的转化价值，并用于测试新型候选药物。...

通过标准化组织与血液采样流程优化闭胸式猪心肌梗死模型

本方案介绍了一种慢性单支血管缺血的大型动物手术模型，该模型可导致区域性功能异常但不形成梗死，即所谓的冬眠心肌。在建立慢性缺血状态后，动物接受非体外循环的左乳内动脉-前降支冠状动脉旁路移植术，以实现缺血组织的血运重建。...

非体外循环冠状动脉旁路移植术治疗慢性心肌缺血的猪外科模型

本文介绍了一种在豚鼠模型中诱导左心室冷冻损伤，随后植入来源于人诱导多能干细胞心肌细胞的心肌补片的实验方案。...

在豚鼠模型心肌损伤后植入人诱导多能干细胞来源的心肌补片

我们旨在建立一种通过左回旋支动脉阻塞和快速起搏诱导心力衰竭的猪模型，以评估干细胞心肌内移植在细胞治疗中的效果和安全性。...

建立用于干细胞治疗的猪心肌梗死后心力衰竭模型

本文介绍了一种用于获取健康和病理状态下大型哺乳动物完整心脏的高分辨率显微计算机断层扫描图像的实验方案，该方法采用胶原选择性对比增强技术。...

用于慢性疾病大型哺乳动物心脏模型的对比增强微型计算机断层扫描成像的组织制备技术

本方案详细描述了通过降主动脉缩窄建立射血分数保留型心力衰竭小型猪模型的逐步操作流程。同时介绍了该疾病模型的心脏形态学、组织学及心功能评估方法。...

一种西藏小型猪射血分数保留型心力衰竭的手术模型

经胸超声心动图是评估心脏骤停猪模型复苏后左心室功能障碍及结构改变的首选诊断方法。...

经胸超声心动图评估猪急性心肌梗死和心脏骤停复苏后左心室功能障碍

了解利用哥廷根小型猪建立封闭胸心肌梗塞后心力衰竭模型的方法。该研究通过心脏磁共振成像评估心功能变化，为心血管疾病转化医学研究提供可靠的临床前动物模型。

闭胸冠状动脉闭塞/再灌注模型中哥廷根小型猪与长白猪心肌梗死后心力衰竭研究

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