Name: Reinigung und Visualisierung von Lipopolysaccharid aus Gram-negativen Bakterien durch heiße wäßrige-Phenol-Extraktion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-28T12:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 31 s
Description: Lernen Sie die heiße wässrige-Phenol-Extraktion zur LPS-Reinigung aus Gram-negativen Bakterien. Diese Methode ermöglicht SDS-PAGE-Analyse und Western-Blot-Visualisierung für immunologische Studien.

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Diese Arbeit wurde durch Mittel der National Institutes of Health und der Mukoviszidose-Stiftung unterstützt.

1. Vorbereitung der Bakterien für die LPS-Extraktion <ol><li> Starten Sie eine Übernachtkultur in 5 ml Luria Broth (LB), die mit Antibiotika bei Bedarf ergänzt. Kultur wachsen über Nacht (12-18 Stunden) in einem Schüttelinkubator bei 37 ° C und 200 Umdrehungen pro Minute. </li><li> Verdünnen Sie die Kultur im Verhältnis 1:10 mit LB und nehmen eine OD 600 Lektüre in einem Spektralphotometer. Basierend auf der OD 600 Lektüre, machen Sie eine 1,5 ml Suspension aus Ihrem Bakterien auf eine OD 600 von 0,5. </li><li> Pellet die Bakterien in einer Mikrozentrifuge bei 10.600 x g für 10 Minuten. Entfernen und den Überstand verwerfen. Das Pellet kann bei -20 ° C gelagert werden, wenn LPS nicht geht ist, sofort extrahiert werden. </li></ol> 2. Extraktion von LPS <ol><li> Zuerst bereiten 2x SDS-Puffer. Einen 50 ml Lösung von 4% β-Mercaptoethanol (BME), 4% SDS und 20% Glycerin in 0,1 M Tris-HCl, pH 6,8. Fügen Sie eine Prise Bromphenolblau, um die Lösung zu färben. Machen Sie einen 1x SDS-Puffer Lager durch Verdünnung von 2x Stock 1:1 in sterilem destilliertem H 2 O. Dies kann bei Raumtemperatur gelagert werden. </li><li> Machen Sie drei separate 10 mg / ml Lösung von DNase I, RNase-und Proteinase K in sterilem destilliertem H 2 O. </li><li> Resuspendieren pelletierten Bakterien aus Schritt 1.3 in 200 ul 1x SDS-Puffer. Sie sicher, dass das Pellet vollständig durch Pipettieren der Lösung langsam auf und ab resuspendiert. Nicht vortexen. </li><li> Kochen suspendierter Bakterien in einem Wasserbad für 15 Minuten. Lassen Sie die Lösung bei Raumtemperatur für 15 Minuten abkühlen. </li><li> 5 l der beiden DNase I und RNase-Lösungen in 2.2 vorbereitet. Inkubieren der Proben bei 37 ° C für 30 Minuten. * Dieser Schritt ist optional, es gibt minimale Unterschied in der Qualität von LPS zwischen Nuklease-behandelten und unbehandelten Proben. </li><li> In 10 ul der Proteinase K-Lösung in 2.2 vorbereitet. Inkubieren der Proben bei 59 ° C für 3 Stunden. Dieser Schritt kann über Nacht durchgeführt werden, wenn es Zeitdruck sind. </li><li> Zu jeder Probe add 200 pl eiskaltem Tris-gesättigtem Phenol (Wasser gesättigtem Phenol kann als Ersatz verwendet werden, wenn Tris-gesättigtem Phenol steht nicht zur Verfügung). Stellen Sie sicher, die Kappen an die Rohre dicht verschlossen sind, und Vortex jede Probe für etwa 5 bis 10 Sekunden. </li><li> Inkubieren der Proben bei 65 ° C für 15 Minuten, gelegentlich Vortexen. Nach Inkubation bei Raumtemperatur abkühlen lassen, dann fügen Sie 1 mL bei Raumtemperatur Diethylether zu jeder Probe und Vortex für 5 bis 10 Sekunden. Achten Sie darauf, Griff Äther in einem Abzug durchführen, da es flüchtig ist. </li><li> Zentrifugation der Proben bei 20.600 × g für 10 Minuten. Entfernen Sie vorsichtig die Proben aus der Zentrifuge und extrahieren Sie die untere blaue Schicht. Achten Sie darauf, die obere, klare Schicht zu vermeiden. Zurücklassung einer kleinen Menge des blauen Schicht ist bevorzugt, um eine Kontamination mit der oberen Schicht. </li><li> Extrahieren Sie erneut die Proben durch Wiederholen der Schritte von 2,7 bis 2,9. Zwei Extraktionen sind in der Regel ausreichend. Wenn die Proben bedeckt erscheinen, kann mehr sein Extraktionen performed. Zugabe von 200 ul 2x SDS-Puffer zu jedem der extrahierten Proben vor der Trennung durch SDS-PAGE. Die Proben können bei 8% -15% SDS-Polyacrylamid-Gelen laufen gelassen werden. Fünf bis fünfzehn ul von LPS unter Verwendung dieser Methode ist in der Regel ausreichend für die Visualisierung. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse LPS Proben wie oben hergestellt visualisiert werden kann durch direkte Färbung nach der Trennung auf SDS-PAGE unter Verwendung eines Standard-Silber-Färbung Protokoll oder ein im Handel erhältliches LPS-Färbekit. Alternativ kann LPS auf einem Polyacrylamidgel getrennt auf eine Nitrocellulosemembran übertragen werden und Western-Immunoblotting unter Verwendung LPS-spezifischen Anti-Seren. Aus diesem Protokoll verwendeten wir die Pro-Q Smaragd 300 Lipopolysaccharid Gel Stain Kit (Molecular Probes), und folgte den Anweisungen des Herstellers. Dargestellt in Abbildung 1 ist ein Pro-Q 300 Smaragd gefärbten 12% SDS-Polyacrylamidgel. Jede Spur enthält 15 ul LPS aus unterschiedlichen vorbereitetschiedenen Stämme von Burkholderia dolosa isoliert aus Sputum-Proben von Patienten mit zystischer Fibrose. Verschiedene Streifen LPS Leitermuster, reflektierende unterschiedlicher Zahlen O-Antigen sich wiederholenden Einheiten, die an Kernoligosaccharid ergeben sich unter Verwendung dieses Verfahrens, zum Beispiel, müssen die Proben in Spur 1 und 6 ähnliche Bandenmuster miteinander (Kasten in rot). <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3916/3916fig1.jpg" /> Abbildung 1. Pro-Q Smaragd 300 gebeizt LPS von Burkholderia dolosa klinischen Isolaten. LPS aus sieben B. dolosa Stämme aus einem Ausbruch bei Mukoviszidose-Patienten isoliert wurden, wie in diesem Protokoll beschrieben. Fünfzehn ul wurden auf einem 12% SDS-Polyacrylamid-Gel, und gefärbt mit Pro-Q Smaragd 300 getrennt, pro Anweisungen des Herstellers. LPS-Kern einen Pfeil gekennzeichnet, und LPS zu ähnlichen Bandenmuster von O-Antigen Wiederholungen sind in rot eingerahmt. M = Molekulargewichtsmarker.

<ol><li>Raetz, C. R., Whitfield, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipopolysaccharide+endotoxins%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Lipopolysaccharide endotoxins.</a> Annu. Rev. Biochem. 71, 635-700 (2002).</li>
<li>Valvano, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Export+of+O-specific+lipopolysaccharide%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Biosci%22%5BJournal%5D)">Export of O-specific lipopolysaccharide.</a> Front. Biosci. 8, 452-471 (2003).</li>
<li>Pier, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pseudomonas+aeruginosa+lipopolysaccharide%3A+a+major+virulence+factor%2C+initiator+of+inflammation+and+target+for+effective+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Med.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Pseudomonas aeruginosa lipopolysaccharide: a major virulence factor, initiator of inflammation and target for effective immunity.</a> Int. J. Med. Microbiol. 297, 277-295 (2007).</li>
<li>Freudenberg, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+lipopolysaccharide+susceptibility+in+the+innate+immune+response+to+Salmonella+typhimurium+infection%3A+LPS%2C+a+primary+target+for+recognition+of+Gram-negative+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Microbes+Infect%22%5BJournal%5D)">Role of lipopolysaccharide susceptibility in the innate immune response to Salmonella typhimurium infection: LPS, a primary target for recognition of Gram-negative bacteria.</a> Microbes Infect. 3, 1213-1222 (2001).</li>
<li>Jann, K., Jann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polysaccharide+antigens+of+Escherichia+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Polysaccharide antigens of Escherichia coli.</a> Rev. Infect. Dis. 9, Suppl 5. S517-S526 (1987).</li>
<li>McCallum, K. L., Schoenhals, G., Laakso, D., Clarke, B., Whitfield, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-molecular-weight+fraction+of+smooth+lipopolysaccharide+in+Klebsiella+serotype+O1%3AK20+contains+a+unique+O-antigen+epitope+and+determines+resistance+to+nonspecific+serum+killing%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Immun%22%5BJournal%5D)">A high-molecular-weight fraction of smooth lipopolysaccharide in Klebsiella serotype O1:K20 contains a unique O-antigen epitope and determines resistance to nonspecific serum killing.</a> Infect. Immun. 57, 3816-3822 (1989).</li>
<li>Hancock, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pseudomonas+aeruginosa+isolates+from+patients+with+cystic+fibrosis%3A+a+class+of+serum-sensitive%2C+nontypable+strains+deficient+in+lipopolysaccharide+O+side+chains%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Immun%22%5BJournal%5D)">Pseudomonas aeruginosa isolates from patients with cystic fibrosis: a class of serum-sensitive, nontypable strains deficient in lipopolysaccharide O side chains.</a> Infect. Immun. 42, 170-177 (1983).</li>
<li>Gupta, S. K., Masinick, S., Garrett, M., Hazlett, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pseudomonas+aeruginosa+lipopolysaccharide+binds+galectin-3+and+other+human+corneal+epithelial+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Immun%22%5BJournal%5D)">Pseudomonas aeruginosa lipopolysaccharide binds galectin-3 and other human corneal epithelial proteins.</a> Infect. Immun. 65, 2747-2753 (1997).</li>
<li>Hitchcock, P. J., Brown, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+heterogeneity+among+Salmonella+lipopolysaccharide+chemotypes+in+silver-stained+polyacrylamide+gels%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Morphological heterogeneity among Salmonella lipopolysaccharide chemotypes in silver-stained polyacrylamide gels.</a> J. Bacteriol. 154, 269-277 (1983).</li>
<li>Westphal, O., Jann, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+lipopolysaccharides%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Carbohyr.+Chem%22%5BJournal%5D)">Bacterial lipopolysaccharides.</a> Methods Carbohyr. Chem. 5, 83(1965).</li>
<li>Lieberman, T. D. Parallel bacterial evolution within multiple patients ties novel genes to pathogenesis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLieberman%2C+TD+%22Nat+Genet%22">Nat Genet</a>. , Forthcoming (2011).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Wir haben ein Verfahren zur Reinigung von LPS von anderen zellulären Komponenten, einschließlich Nukleinsäuren und Proteinen beschrieben. Diese Methode bietet eine hohe Qualität LPS, die in einer Reihe von verschiedenen Visualisierungsmethoden, einschließlich des Kohlenhydrat-Färbung der SDS-PAGE-Gelen, wie in 1 gezeigt ist, verwendet werden kann. Dieses Verfahren kann verwendet werden, um LPS aus einer Vielzahl von Stämmen Serotyp, unter Verwendung spezifischer Antiseren, oder um eine Verwandtschaft zwischen den Isolat...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> DNase I rekombinanten, RNase-frei </td><td> Roche </td><td> 04716728001 </td></tr><tr><td> RNase A </td><td> Roche </td><td> 10109169001 </td></tr><tr><td> Proteinase K </td><td> Fischer </td><td> BP1700 </td></tr><tr><td> Tris-gesättigtem Phenol </td><td> Fischer </td><td> BP1750-100 </td></tr><tr><td> Diethylether </td><td> Thomas Scientific </td><td> C313K31 </td></tr><tr><td> Pro-Q Smaragd 300 Lipopolysaccharid Gel Stain Kit </td><td> Molecular Probes </td><td> P20495 </td></tr></tbody></table>

reinigung und visualisierung von lipopolysaccharid aus gram-negativen bakterien durch heiße wäßrige-phenol-extraktion

Purification and Visualization of Lipopolysaccharide from Gram-negative Bacteria by Hot Aqueous-phenol Extraction

Lipopolysaccharid (LPS) ist ein wichtiger Bestandteil von Gram-negativen bakteriellen äußeren Membranen. Es ist eine dreigliedrige Molekül, das aus Lipid A, das in der äußeren Membran eingebettet ist, ein Kern-Oligosaccharid und Wiederholen der O-Antigen-Einheiten, die nach außen erstrecken sich von der Oberfläche der Zelle 1, 2. LPS ist ein Molekül, das immundominante wichtig für die Virulenz und Pathogenese vieler Bakterienarten, darunter Pseudomonas aeruginosa, Salmonella-Arten, und Escherichia coli 3-5, und Unterschiede in der LPS O-Antigen-Zusammensetzung bilden die Grundlage für die Serotypisierung der Stämme. LPS wird in Anlage beteiligten Zellen zu Beginn der Infektion Host und bietet Schutz vor Komplement-vermittelte Tötung; Stämme, die LPS fehlt, gedämpft werden kann für die Virulenz 6-8. Aus diesen Gründen ist es wichtig, LPS visualisieren, insbesondere aus klinischen Isolaten. Visualisierung von LPS Bandenmuster und Erkennung durch spezifische einntibodies können nützliche Werkzeuge sein, um Stamm-Linien zu identifizieren und verschiedenen Mutanten zu charakterisieren. In diesem Bericht beschreiben wir eine heiße wässrige Phenol-Verfahren zur Isolierung und Reinigung von LPS aus Gram-negativen bakteriellen Zellen. Dieses Protokoll ermöglicht die Extraktion von LPS von Nukleinsäuren und Proteinen, die mit Visualisierung von LPS, die mit kürzeren, weniger intensiv Extraktionsverfahren 9 erfolgt stören können. LPS diese Weise hergestellten durch Natriumdodecylsulfat (SDS)-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (PAGE) und gefärbt direkt unter Verwendung von Kohlenhydrat / Glykoprotein Flecken oder Standard-Silberfärbung Verfahren getrennt werden können. Viele Anti-Seren gegen LPS Antikörper enthalten, dass mit der äußeren Membran-Proteine ​​oder andere antigene Ziele, kann ein Hindernis für kreuzreagieren Reaktivität nach Western-Immunoblot-SDS-PAGE getrennt Zelllysat beobachtet. Protease-Behandlung von Zelllysat allein ist nicht immer ein wirksames Mittel zur Beseitigung dieserHintergrund der Nutzung dieser oder andere Visualisierungs-Methoden. Ferner kann umfangreiche Proteasebehandlung in einem Versuch, dieses Objekt zu entfernen, schlechter Qualität LPS, die nicht gut von einem der vorgenannten Verfahren gelöst führen. Aus diesen Gründen glauben wir, dass das folgende Protokoll, aus Westpahl Jann und 10 angepasst, ideal für die LPS-Extraktion ist.

Wir beschreiben ein modifiziertes heißen wässrigen-Phenolextraktion Verfahren zum Reinigen von Lipopolysaccharid (LPS) von Gram-negativen Bakterien. Sobald extrahiert wurden, kann die LPS anschließend durch SDS-PAGE analysiert und visualisiert werden durch direkte Färbung oder Western-Immunoblot-.

Reinigung und Visualisierung von Lipopolysaccharid aus Gram-negativen Bakterien durch heiße wäßrige-Phenol-Extraktion

Lipopolysaccharid (LPS) ist ein Hauptbestandteil der äußeren Membranen gramnegativer Bakterien. Es ist ein tripartites Molekül, das aus Lipid A besteht, welches ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, LPS aus gramnegativen Bakterien zu isolieren. Dazu wird zunächst eine Übernachtkultur von fünf Milliliter Bakterien in einem geeigneten Medium angezüchtet und die optische Dichte der Kultur bei 600 Nanometern auf 0,5 eingestellt. Anschließend werden die Bakterien durch Mikrozentrifugation pelletiert und die Zellen in einem Tris-Puffer, der SDS sowie Beam oder Captoethanol enthält, resuspendiert.Anschließend werden die Zelllysate erhitzt und mit Protease und Nuklease behandelt. Schließlich erfolgen zwei aufeinanderfolgende Extraktionen mit heißem wässrigem Phenol und Dyl-Ether, wobei vorsichtig die wässrige blaue Phase entfernt und aufbewahrt wird. Letztendlich können Ergebnisse erhalten werden, die Menge sowie Vorhandensein oder Fehlen von LPS und Bakterienstämmen sowie die Modalität der O-Antigen-Kettenlänge durch Trennung mittels SDS-Page und Western-Blot-Analysen mit LPS-spezifischen Antikörpern oder durch direkte Färbung der Polysaccharide im Gel zeigen.Der Vorteil dieser Technik im Vergleich zur Proteasebehandlung nach Hitchcock und Brown besteht darin, dass mit ihr reine LPS-Proben gewonnen werden können, die mittels SDS

purification-visualization-lipopolysaccharide-from-gram-negative

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Quelle: Armbruster, K. M., Meredith, T. C. Anreicherung bakterieller Lipoproteine und Präparation von N-terminalen Lipopeptiden zur Strukturbestimmung durch Massenspektrometrie. J. Vis. Exp. (2018)Dieses Video zeigt die Anreicherung von bakteriellen Lipoproteinen mit einem nichtionischen Detergens, das beim Erwärmen eine Phasentrennung erfährt. Durch sequentielle Temperaturverschiebungen und Zentrifugationsschritte werden Lipoproteine selektiv in die Detergenzphase aufgeteilt, während...

Anreicherung bakterieller Lipoproteine mittels nichtionischer Detergenzien-Phasentrennung

Quelle: Hu, Y. et al. Analyse der Wechselwirkungen zwischen Endobiotika und menschlicher Darmmikrobiota mittels In-vitro-Badefermentationssystemen. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video demonstriert den Einsatz der Dünnschichtchromatographie (TLC) zur Bewertung des Abbaus von Exopolysacchariden (EPS) durch die menschliche Kokalmikrobiota. EPS-Fragmente in Fermentationssupernatanten werden anhand von Größe und Polarität mittels TLC getrennt und dann nach kohlenhydratspezifischer Färbung als farbige...

Durchführung von Dünnschichtchromatographie zur Beurteilung des bakteriellen Exopolysaccharidabbaus

Dieses Video demonstriert die auf Dünnschichtchromatographie basierende Trennung von Mykolsäuren. Bei dieser Technik werden die verschiedenen Mykolsäuren – langkettige Lipide, die in der Zellwand von Mykobakterien vorkommen – anhand ihrer Polarität getrennt.

Dünnschichtchromatographie-basierte Trennung von Mykolsäurevarianten: Eine Methode zur Trennung von mykobakteriellen Zellwandlipiden anhand der Polarität

Isolierung und Charakterisierung der Lipid-A-Domäne von Lipopolysaccharid (LPS) von gramnegativen Bakterien gibt Einblick in Zelloberfläche basierend Mechanismen der Antibiotikaresistenz, bakterielle Überlebensrate und Fitness, und wie chemisch unterschiedlicher Lipid einer molekularen Spezies unterschiedlich modulieren Host angeborenen Immunantwort.

Isolierung und chemische Charakterisierung von Lipid A von gramnegativen Bakterien

Die bakterielle Zellwand besteht aus Peptidoglycan, einem makromolekularen Netzwerk von Zuckersträngen, die durch Peptide vernetzt sind. Ultra Performance Liquid Chromatography bietet eine hohe Auflösung und Durchsatz für neuartige Entdeckungen der Peptidoglykan-Zusammensetzung. Wir präsentieren ein Verfahren zur Isolierung von Zellwänden (Sacculi) und deren anschließender Vorbereitung auf die Analyse über UPLC.

Isolierung und Vorbereitung von bakteriellen Zellwänden für die Kompositionsanalyse durch Ultra Performance Liquid Chromatographie

Phospholipid-Fettsäuren liefern Informationen über die Struktur des Bodens mikrobiellen Gemeinschaften. Wir stellen Verfahren zur Extraktion aus Bodenproben mit einem einphasigen Gemisch von Chloroform, Fraktionierung des extrahierten Lipiden Festphasenextraktionssäulen verwendet und Methanolyse Fettsäuremethylester zu erzeugen, die durch Kapillar-Gaschromatographie analysiert.

Extraktion und Analyse von Microbial Phospholipidfettsäuren in Böden

Die Anreicherung von bakterielle Lipoproteine mit einem nichtionischen Tensid Phase Partitionierung Methode wird für die direkte Verwendung in TLR-Tests oder andere Anwendungen beschrieben. Weitere Schritte sind detailliert, um strukturelle Charakterisierung N-terminalen tryptic Lipopeptide Vorbereitung durch Massenspektrometrie.

Bereicherung der bakterielle Lipoproteine und Vorbereitung der N-terminalen Lipopeptide Strukturaufklärung durch Massenspektrometrie

Gramnegative Bakterien produzieren zwei räumlich getrennte Membranen. Die äußere Membran wird durch ein Periplasma und eine Peptidoglykanschicht von der inneren Membran abgetrennt. Die Fähigkeit, die beiden Doppelschichten dieser Mikroben zu isolieren, war entscheidend für das Verständnis ihrer Physiologie und Pathogenese.

Trennung der Zellhülle für gramnegative Bakterien in innere und äußere Membranfraktionen mit technischen Anpassungen für Acinetobacter baumannii

Dieses Protokoll umfasst eine detaillierte Analyse der Peptidoglykanzusammensetzung mittels Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie in Verbindung mit fortschrittlicher Merkmalsextraktion und bioinformatischer Analysesoftware.

Semi-quantitative Analyse von Peptidoglycan mittels Flüssigkeitschromatographie, Massenspektrometrie und Bioinformatik

Es wird ein Protokoll vorgestellt, um den Gesamtlipidgehalt der Zellwand einer Vielzahl von Mykobakterien zu extrahieren. Darüber hinaus werden Extraktions- und Analyseprotokolle der verschiedenen Arten von Mykolsäuren gezeigt. Ein dünnschichtchromatographisches Protokoll zur Überwachung dieser mykobakteriellen Verbindungen wird ebenfalls bereitgestellt.

Analyse der Lipidzusammensetzung von Mykobakterien mittels Dünnschichtchromatographie

Ganglioside sind Sialinsäure-tragende Glykosphingolipide, die im Gehirn besonders häufig vorkommen. Ihre amphipathische Natur erfordert organische/wässrige Extraktions- und Reinigungstechniken, um eine optimale Erholung und genaue Analysen zu gewährleisten. Dieser Artikel bietet einen Überblick über die analytische und präparative Gangliosidextraktion, -reinigung und -chromatographie-Analyse.

Gangliosidextraktion, -reinigung und -profilierung

Lernen Sie die heiße wässrige-Phenol-Extraktion zur LPS-Reinigung aus Gram-negativen Bakterien. Diese Methode ermöglicht SDS-PAGE-Analyse und Western-Blot-Visualisierung für immunologische Studien.

Reinigung und Visualisierung von Lipopolysaccharid aus Gram-negativen Bakterien durch heiße wäßrige-Phenol-Extraktion

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