Name: Chirurgische Verfahren für eine Ratte Modell Teilweise Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 18 min 47 s
Description: Erfahren Sie die chirurgische Methode der partiellen Lebertransplantation bei Ratten mit arterieller Rekonstruktion. Dieses reproduzierbare Modell ermöglicht die Untersuchung von Transplantationsforschung und Leberfunktion.

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Die Autoren danken Pascal Paschenda und Mareike Schulz für ihre technische Unterstützung.

<ol><li>Puhl, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+viscosity+histidine-tryptophan-ketoglutarate+graft+flush+improves+subsequent+extended+cold+storage+in+University+of+Wisconsin+solution+in+an+extracorporeal+rat+liver+perfusion+and+rat+liver+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">Low viscosity histidine-tryptophan-ketoglutarate graft flush improves subsequent extended cold storage in University of Wisconsin solution in an extracorporeal rat liver perfusion and rat liver transplantation model.</a> Liver Transpl. 12, 1841-1849 (2006).</li>
<li>Yagi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Preservation+and+Microcirculation+with+POLYSOL+After+Partial+Liver+Transplantation+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Improved Preservation and Microcirculation with POLYSOL After Partial Liver Transplantation in Rats.</a> J Surg Res. 167, e375-e383 (2011).</li>
<li>Engemann, R., Ulrichs, K., Thiede, A., Muller-Ruchholtz, W., Hamelmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Value+of+a+physiological+liver+transplant+model+in+rats.+Induction+of+specific+graft+tolerance+in+a+fully+allogeneic+strain+combination%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Value of a physiological liver transplant model in rats. Induction of specific graft tolerance in a fully allogeneic strain combination.</a> Transplantation. 33, 566-568 (1982).</li>
<li>Sumimoto, R., Shinomiya, T., Yamaguchi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+hepatic+arterial+blood+flow+in+rats+with+liver+transplants.+Examination+of+donor+liver-derived+serum+class+I+MHC+antigen+in+rats+with+liver+transplants+with+or+without+hepatic+arterial+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Influence of hepatic arterial blood flow in rats with liver transplants. Examination of donor liver-derived serum class I MHC antigen in rats with liver transplants with or without hepatic arterial reconstruction.</a> Transplantation. 51, 1138-1139 (1991).</li>
<li>Chaland, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+with+hepatic+artery+anastomoses.+Hemodynamics+and+response+to+hemorrhage+in+conscious+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation with hepatic artery anastomoses. Hemodynamics and response to hemorrhage in conscious rats.</a> Transplantation. 49, 675-678 (1990).</li>
<li>Imamura, H., Rocheleau, B., Cote, J., Huet, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+consequence+of+rat+orthotopic+liver+transplantation+with+and+without+hepatic+arterial+reconstruction%3A+a+clinical%2C+pathological%2C+and+hemodynamic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Long-term consequence of rat orthotopic liver transplantation with and without hepatic arterial reconstruction: a clinical, pathological, and hemodynamic study.</a> Hepatology. 26, 198-205 (1997).</li>
<li>Zhong, Z., Theruvath, T. P., Currin, R. T., Waldmeier, P. C., Lemasters, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIM811%2C+a+mitochondrial+permeability+transition+inhibitor%2C+prevents+mitochondrial+depolarization+in+small-for-size+rat+liver+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">NIM811, a mitochondrial permeability transition inhibitor, prevents mitochondrial depolarization in small-for-size rat liver grafts.</a> Am. J. Transplant. 7, 1103-1111 (2007).</li>
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<li>Lee, S., Charters, A. C., Chandler, J. G., Orloff, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A technique for orthotopic liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 16, 664-669 (1973).</li>
<li>Lee, S., Charters, A. C. 3rd, Orloff, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+technic+for+orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Simplified technic for orthotopic liver transplantation in the rat.</a> Am. J. Surg. 130, 38-40 (1975).</li>
<li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat.+Technique+using+cuff+for+portal+vein+anastomosis+and+biliary+drainage%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage.</a> Transplantation. 28, 47-50 (1979).</li>
<li>Howden, B., Jablonski, P., Grossman, H., Marshall, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+the+hepatic+artery+in+rat+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">The importance of the hepatic artery in rat liver transplantation.</a> Transplantation. 47, 428-431 (1989).</li>
<li>Gao, W., Lemasters, J. J., Thurman, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+new+method+for+hepatic+rearterialization+in+rat+orthotopic+liver+transplantation.+Reduction+of+liver+injury+and+improvement+of+surgical+outcome+by+arterialization%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Development of a new method for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation. Reduction of liver injury and improvement of surgical outcome by arterialization.</a> Transplantation. 56, 19-24 (1993).</li>
<li>Zhao, D., Zimmermann, A., Wheatley, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphometry+of+the+liver+after+liver+transplantation+in+the+rat%3A+significance+of+an+intact+arterial+supply%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Morphometry of the liver after liver transplantation in the rat: significance of an intact arterial supply.</a> Hepatology. 17, 310-317 (1993).</li>
<li>Omura, T., Ascher, N. L., Emond, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty-percent+partial+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Fifty-percent partial liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 62, 292-293 (1996).</li>
<li>Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arterial+reconstruction+in+rat+liver+transplantation--development+of+a+new+tubing+technique+of+the+common+hepatic+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl.+Int%22%5BJournal%5D)">Arterial reconstruction in rat liver transplantation--development of a new tubing technique of the common hepatic artery.</a> Transpl. Int. 18, 56-64 (2005).</li>
<li>Reck, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+arterialization+on+hepatic+oxygen+supply%2C+tissue+energy+phosphates%2C+and+outcome+after+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Impact of arterialization on hepatic oxygen supply, tissue energy phosphates, and outcome after liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 62, 582-587 (1996).</li>
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<li>Steffen, R., Ferguson, D. M., Krom, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+for+orthotopic+rat+liver+transplantation+with+arterial+cuff+anastomosis+to+the+recipient+common+hepatic+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A new method for orthotopic rat liver transplantation with arterial cuff anastomosis to the recipient common hepatic artery.</a> Transplantation. 48, 166-168 (1989).</li>
<li>Knoop, M., Bachmann, S., Keck, H., Steffen, R., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experience+with+cuff+rearterialization+in+600+orthotopic+liver+grafts+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Surg%22%5BJournal%5D)">Experience with cuff rearterialization in 600 orthotopic liver grafts in the rat.</a> Am. J. Surg. 167, 360-363 (1994).</li>
<li>Hickman, R., Engelbrecht, G. H., Duminy, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+liver+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A technique for liver transplantation in the rat.</a> Transplantation. 48, 1080(1989).</li>
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<li>Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+partial+hepatectomies%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Rodent models of partial hepatectomies.</a> Liver Int. 28, 3-11 (2008).</li>
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</ol>

Wir haben keine widerstreitenden Interessen offen zu legen. Die Ratten werden unter spezifischen pathogenfreien Bedingungen nach den Richtlinien des Bundes für Laboratory Animal Science Associations (FELASA) untergebracht. Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit dem Recht der Bundesrepublik Deutschland über den Schutz von Tieren und &quot;Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren&quot; (National Institutes of Health Veröffentlichung Nr. 86-23, revidiert 1985) durchgeführt.

Das erste Modell der Ratte OLT wurde von Lee et al. 1973 9, bei der alle Behälter einschließlich der Leberarterie durch einen handgenähten Verfahren rekonstruiert und der extrakorporale portosystemischen Shunts verwendet wurde. Dieses Modell war technisch kompliziert und schwierig durchzuführen. Das nächste Modell war ein ohne arteriellen Rekonstruktion und der extrakorporalen Shunt, von den gleichen Autoren 10 in 1975 entwickelt. Anschließend im Jahr 1979 eingeführt, Kamada et al. Die Manschette Anastomosentechnik für das Modell ohne Leber rearterialization 11. Mit diesen Modifikationen wurde OLT bei Ratten mit einer verkürzten Zeit in anhepatischen Empfängers Operationen vereinfacht und wurde in großem Umfang als eine akzeptierte experimentellen Modell verwendet. Allerdings gab es erhebliche Kontroversen seitdem über die Bedeutung der Leber Arterialisierung bei Ratten OLT 8, weil die Arterialisierung war eine anspruchsvolle Aufgabe, aber did nicht beeinflussen das Überleben nach der Transplantation. Zahlreiche Studien auf hepatische Arterialisierung Verwendung verschiedener Techniken wurden Rekonstruktion 8, wie einem aortischen Segment-zu-Aorta Anastomose 3,9,17, eine Manschette Anastomosentechnik 18,19,20, eine teleskopierbare Technik 5, ein Stent-Technik 13 gemeldet, 16, und eine Hülse Anastomosentechnik 12,21-23. Während die Technik für Ratten-OLT ist noch nicht genormt heute hat sich das Modell arterialisierte zunehmend in seiner physiologischen Überlegenheit 8,12,13,14 begünstigt. Unter den oben erwähnten Techniken wurde eine Stent Technik, die einfach und schnell durchzuführen, war von Lehmann et al. 16 2005. Die Studie zeigte hervorragende Ergebnisse: keine Okklusion Rate wurde im rekonstruierten Leberarterie in 8 h, 24 h, und 6 Monate nach der Reperfusion beobachtet. Deshalb hat dieses Verfahren für Leber Arterialisierung. Wir Leistungma handgenähte Anastomose für den Wiederaufbau des SHVC und IHVC. Diese Methode stellt die Anastomosestelle mit einem optimalen physiologischen Zustands, der auf die reduzierte Inzidenz von Thrombosen 8 führt, und ist die beste Mikrochirurgie Simulation und Ausbildung für Chirurgen. Darüber hinaus können die Anastomose noch mit kurzen Stummel Gefäß möglich. Bezüglich der Anastomose IHVC, funktioniert diese Methode nicht erfordern eine lange IHVC auf dem Transplantat Seite im Vergleich mit der Manschette Anastomosentechnik. Daher wird, wenn der Spender Nierenvene seziert wird, um das Transplantat IHVC lang zu machen, ist diese Methode für die Transplantation von einem kleinen Transplantat, das eine lange IHVC, wie eine 30% Transplantat, das des rechten seitlichen und caudatus Lappen mit einem kurzen intrahepatischen besteht bedingt Hohlvene ohne SHVC 2. In Bezug auf die Techniken der Leberresektion bei Ratten, mehrere Verfahren bisher berichtet worden, die beiden wichtigsten Techniken sind die klassische Masse Ligatur-Technikund das Schiff-orientierte Technik 24. Wir führen die klassische Technik zur Ligatur 50% Leberresektion 15, sondern unter einem chirurgischen Mikroskop, das Verfahren feiner zu machen, und um eine Beschädigung der verbleibenden Lappen und Strukturen zu vermeiden. Wir beschrieben die repräsentative Ergebnisse aus den Empfänger-Ratten in unserem Modell, die Ratten überlebten während der 7-tägigen Beobachtungsperiode ohne offensichtliche Komplikationen. Das Modell kann für verschiedene Zwecke von Experimenten, indem Sie die verschiedenen Einstellungen, wie längerer Kühllagerung, verlängerte warme Ischämie, die Spende nach Herztod umfasst, und die Verwendung von kleineren Lebertransplantate oder Transplantate aus experimentellen Modellen von Leberschäden oder Erkrankungen verändert werden. Nach unserer Erfahrung gibt es drei entscheidende Faktoren im Laufe der Verfahren, die das Überleben nach der Transplantation, die zuverlässigste Parameter für die Ergebnisse der Ratte OLT beeinflussen können: die Menge des Blutverlustes, die Betriebszeit, espeziell Klemm Zeit der Pfortader und IHVC und die Angemessenheit der Rekonstruktion jedes Schiff, das könnte Stenose, Thrombose führen, oder Blutungen. In einer Einarbeitungszeit von diesem Modell konnten die meisten der Fehler wahrscheinlich auf diese Faktoren zurückzuführen sein. In diesem Video Artikel präsentieren wir Schritt-für-Schritt-Anleitungen für den chirurgischen Eingriffen für unsere Rattenmodell der teilweisen OLT mit arteriellen Rekonstruktion. Während ein Rattenmodell der OLT ist kompliziert und erfordert fortgeschrittene mikrochirurgische Fertigkeiten, bietet dieser Artikel viele praktische Informationen, die als eine gute Anleitung für die Ausbildung und das Erlernen von diesem Modell dienen soll. Lernen dieses Modell effizient ist besonders wichtig für die Verkürzung der Lernzeit, die Verringerung der Anzahl der Tiere und die Kosten für die Praxis benötigt wird, und später reproduzieren zuverlässige Ergebnisse in Experimenten. Dies steht im Einklang mit dem 3R-Konzept (Replacement, Reduction und Refinement) von Tierversuchen, die von Russell und Burch wurde postuliert,1959 25.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Operationsmikroskop </td><td> Leica </td><td> M651 </td><td></td></tr><tr><td> Lichtquelle </td><td> Schott </td><td> KL1500LCD </td><td></td></tr><tr><td> Wattestäbchen </td><td> NOBA Verbandmittel </td><td> 974202 </td><td></td></tr><tr><td> Mullkompressen (5x5 cm) </td><td> Fuhrmann </td><td> 10002 </td><td></td></tr><tr><td> Povidonjodlösung </td><td> Mundipharma </td><td> 6108022.00.01 </td><td></td></tr><tr><td> Ölbasis Lehm </td><td> Debika Unternehmen </td><td> 090148 </td><td></td></tr><tr><td> TachoSil </td><td> Takeda Pharmaceuticals International GmbH </td><td> EU/1/04/277/001-004</td><td> Angewandt auf resezierten Leberoberfläche </td></tr><tr><td> Skalpellklingen Nr. 11 </td><td> Pfm medical </td><td> 200130011 </td><td> Herstellung von Manschette und Stents </td></tr><tr><td> 14-Gauge-Katheter </td><td> B. Braun </td><td> 4268210S </td><td> Manschette für PV </td></tr><tr><td> 18-Gauge-Katheter </td><td> B. Braun </td><td> 4268130S </td><td> Perfusion über PV </td></tr><tr><td> 24-Gauge-Katheter </td><td> B. Braun </td><td> 4269071S </td><td> Stent für BD und HA </td></tr><tr><td> 4-0 Seidenfaden </td><td> Resorba </td><td> H3F </td><td> Leberresektion </td></tr><tr><td> 6-0 Seidenfaden </td><td> Resorba </td><td> H1F </td><td></td></tr><tr><td> 7-0 Prolene (Polypropylen) Nahtmaterial </td><td> Ethicon </td><td> 8701H </td><td> SHVC und IHVC </td></tr><tr><td> 4-0 Vicryl Naht </td><td> Ethicon </td><td> V304H </td><td> Bauchdeckenverschluss </td></tr><tr><td> 5-ml-Spritze </td><td> Terumo </td><td> SS + T05ES1 </td><td> Rückenkissen </td></tr><tr><td> Heizkissen </td><td> Thermo </td><td> 190 x 260 mm </td><td></td></tr><tr><td> Magnetic Fixateur Retraktionssystem </td><td> Fine Science Tools Inc. </td><td> 18200-01 18200-02 18200-03 18200-12 </td><td></td></tr><tr><td> Kaltwasserbecken </td><td> Huber </td><td> 740.000X </td><td> Graft Erhaltung </td></tr><tr><td> Bipolare Pinzette </td><td> Söring </td><td> MBC-200 </td><td></td></tr><tr><td> Mosquito Zange </td><td> BONIMED </td><td> 451-476-03 </td><td> Zwei Paare verwendet </td></tr><tr><td> Adson Mikropinzette </td><td> Dimeda </td><td> 10.176.12 </td><td></td></tr><tr><td> Curved micro Pinzette </td><td> AESCULAP </td><td> FD281R </td><td></td></tr><tr><td> Gerade Mikropinzette </td><td> Bonimed </td><td> 451-476-03 </td><td></td></tr><tr><td> Curved Mikro Scheren </td><td> Medicon </td><td> 05.15.83 </td><td></td></tr><tr><td> Gerade micro scissors </td><td> AESCULAP </td><td> FD12 </td><td> Mikrochirurgische </td></tr><tr><td> Schere </td><td> AESCULAP </td><td> BC211W </td><td></td></tr><tr><td> Micro Nadelhalter </td><td> AESCULAP </td><td> FD241R </td><td> Wiederaufbau </td></tr><tr><td> Bürgermeister-Hegar Nadelhalter </td><td> Mizuho Ikakogyo </td><td> 06-798-00 </td><td> Bauchdeckenverschluss </td></tr><tr><td> DeBakey Bulldog Klemme (gerade) </td><td> ULRICH </td><td> CV3054 </td><td></td></tr><tr><td> DeBakey Bulldog Klemme (gebogen) </td><td> CODMAN </td> &lt;td&gt; 37-1062 </td><td></td></tr><tr><td> Satinsky Klemme </td><td> Mizuhoika </td><td> 09-230-24 </td><td></td></tr><tr><td> Periphere arterielle Klemme </td><td> Teleflex Medical </td><td> 353494 </td><td> Empfänger SHVC </td></tr><tr><td> Micro Schiffes Klemme (Einweg) </td><td> AROSurgical Instruments Corporation </td><td> TKM-1-60 g </td><td> PV, Graft IHVC und Empfänger HA </td></tr><tr><td> Micro Schiffes Klemme (Metall) </td><td> Fine Science Tools Inc. </td><td> 18052-01 </td><td> Empfänger IHVC </td></tr><tr><td> Ringer-Laktat-Lösung </td><td> Fresenius Kabi </td><td> 6150917.00.00 </td><td></td></tr><tr><td> Normale Kochsalzlösung </td><td> DeltaSelect </td><td> 1299.99.99 </td><td></td></tr><tr><td> HTK-Lösung </td><td> Dr. Franz Köhler Chemie GmbH </td><td> 31268.00.00 </td><td> Konservierungslösung </td></tr><tr><td> Heparin-Natrium </td><td> Ratiopharm </td><td> 5394.02.00 </td><td> 500 IU vor graft Perfusion </td></tr><tr><td> 8,4% Natriumbicarbonat </td><td> Fresenius Kabi </td><td> 4399.97.99 </td><td> 0,5 ml nach Reperfusion </td></tr><tr><td> 5% Glucose-Lösung </td><td> B. Braun </td><td> 6714567.06.00 </td><td> 1,0 ml nach Reperfusion </td></tr><tr><td> Cefuroxim Natrium- </td><td> Fresenius Kabi </td><td> 38985.01.00 </td><td> Antibiotikum, 16 mg / kg </td></tr><tr><td> Buprenorphin </td><td> Essex Pharma </td><td> 997.00.00 </td><td> Schmerzmittel, 0,1 mg / kg </td></tr><tr><td> Intensive Care Unit Cage </td><td> Brinsea Products Ltd </td><td> Vetario S10 </td><td> Postoperative Pflege </td></tr></tbody></table>

chirurgische verfahren für eine ratte modell teilweise lebertransplantation mit arteriellen rekonstruktion

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Lebertransplantation (OLT) in Ratten mit einer ganzen oder teilweisen Graft ist ein unverzichtbares experimentelles Modell für die Transplantation Forschung, wie Studien über Graft Erhaltung und Ischämie-Reperfusion 1,2, Immunreaktionen 3,4, Hämodynamik 5,6 und kleine-for-size-Syndrom 7. Die Ratte OLT gehört zu den schwierigsten Tiermodellen in der experimentellen Chirurgie und verlangt fortgeschrittenen mikrochirurgischen Fähigkeiten, die eine lange Zeit zu lernen, zu nehmen. Folglich hat die Verwendung dieses Modells beschränkt. Da die Zuverlässigkeit und Reproduzierbarkeit der Ergebnisse Schlüsselkomponenten der Experimente, in denen solche komplexen Tiermodellen verwendet werden, ist es wesentlich für Chirurgen, die in Ratten OLT beteiligt sind, um in gut standardisiert und ausgeklügelten Verfahren für dieses Modell trainiert werden. Während verschiedene Techniken und Modifikationen OLT bei Ratten wurden 8 berichtet, seit das erste Modell war described. by Lee et al. 9 in 1973, die Beseitigung der arteriellen Rekonstruktion 10 und die Einführung der Manschette Anastomosentechnik durch Kamada et al. 11 waren ein großer Fortschritt in diesem Modell, weil sie die Rekonstruktion Verfahren vereinfacht in hohem Maße . In dem Modell durch Kamada et al. Wurde die hepatische rearterialization ebenfalls eliminiert. Da Ratten ohne arteriellen Flow nach Lebertransplantation überleben konnte, gab es erhebliche Kontroversen über den Wert der Leber Arterialisierung. Allerdings hat die physiologischen Überlegenheit der arterialisierte Formgebung zunehmend anerkannt, insbesondere hinsichtlich der Erhaltung der Gallengangssystems 8,12 und die Leber Integrität 8,13,14. In diesem Artikel präsentieren wir detaillierte chirurgische Eingriffe für eine Rattenmodell OLT mit arteriellen Rekonstruktion mit 50% partielle Transplantat nach ex vivo Leber Resektiontion. Die Rekonstruktionsverfahren für jedes Gefäßes und der Gallengang durch die folgenden Verfahren durchgeführt:; eine Manschette Technik für die Pfortader, ein 7-0 Polypropylen fortlaufende Naht zur supra-und infrahepatische Hohlvene und einem Stent Technik für die Leberarterie und der Gallengang.

Alle Empfänger-Ratten (n = 20) überlebten ohne offensichtliche Komplikationen bis geplanten Euthanasie für Blutabnahme bei 1, 3, 24 und 168 Stunden (7 Tage) nach Reperfusion Portal (n = 5 zu jedem Zeitpunkt). Die Blutproben wurden aus der IHVC durch eine direkte Punktion mit einer 27-Gauge-Nadel gesammelt. Nach der Zentrifugation bei 5340 × g für 10 min wurden die Serumproben gewonnen und analysiert für Alanin-Aminotransferase (ALT), die den Grad der Leberzellschaden nach Transplantation zu reflektieren. Der zeitliche Verlauf von Veränderungen im Serum-ALT-Spiegel ist in Abbildung 16 dargestellt. Die ALT-Spiegel erreichte einen Spitzenwert bei 24 Stunden (Mittelwert ± Standardabweichung: 212,6 ± 67,9 IU / L) und sank dann innerhalb der normalen Grenzen bei 168 hr (33,6 ± 6,8 IU / L). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig1.jpg" /> Abbildung 1. Manschette für die Pfortader (PV) aus einem 14-Gauge-Katheter und Stents für die Leberarterie (HA) und Gallenwege (BD) aus 24-Gauge-Katheter. <img alt="Abbildung 2" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/4376/4376fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig2.jpg" /> Abbildung 2. Schema der Entfernung der Leber aus dem Spender Ratte BD, Gallengang;. HA, Leberarterie; IHVC, infrahepatische Hohlvene; PV, Pfortader; SHVC, suprahepatische Hohlvene. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig3.jpg" /> Abbildung 3. Donor Betrieb. ein. Die Ratte wird auf einem Heizkissen mit einem magnetischen Fixateur Rückzieheinrichtung platziert. Das Abdomen wird durch eine Inzision mit bilateraler Verlängerungen geöffnet. B. Einsetzen des Stents in den Gallengang. C. Perfusion der Leber über die Pfortader. Abkürzungen sind zu erklärened in 2. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig4.jpg" /> Abbildung 4. Anbringung einer Manschette an die Pfortader. a, b. Die DeBakey Bulldog Klammer, die das Portal Venenstamm erfaßt wird über die Metallschale angeordnet. Der Becher wird in der Kunststoff-Kasten mit zerstoßenem Eis. C gefüllt montiert. Die Pfortader durch die Manschette gelegt wird. D. Die Wand der Pfortader über der Manschette mit dem Stumpf des Milzvene außerhalb der Manschette an der 7 umgestülpt Uhr-Stellung und eine Verlängerung der Manschette an der 12-Uhr-Position. E. Die Pfortader mit einer umlaufenden 6-0 Seidenfaden auf der Manschette befestigt ist. Die schwarzen Pfeile zeigen den Stumpf des lienalis. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig5.jpg" /> Abbildung 5. Ex vivoEinführen eines Stents in die Leberarterie. ein. Die Leber wird durch Klemmen beider Ränder der Membran befestigt und die Leberarterie geradeaus durch Halten des Gewindes für die Arterie ligiert gezogen. b. Die vordere Wand des kleinen Einschnitts auf der Leberarterie mit einer geraden Mikropinzette gehalten . c, d. Der Stent wird in die Leberarterie eingesteckt und mit einem 6-0 Seidenfaden. <img alt="Abbildung 6" fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4376/4376fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig6.jpg" /> Abbildung 6. Das Schema der ex vivo 50% Leberresektion. Lobes in grauer Farbe entfernt werden. ACL, anterior Lobus caudatus, PCL, posterior Lobus caudatus, LLL, linken seitlichen Lappen; LML, linken Teil des Mittellappen; RML, rechten Teil des Mittellappen; SRL, überlegene rechte seitliche Lappen; IRL, inferior rechten seitlichen Lappen. Abbildung 7. Ex vivo 50% Leberresektion. ein. Ligation des Stiels des hinteren Lappens caudatus. b. Ligation des Stiels des linken Teils des mittleren Lappens. c. Die Leber, bevor 50% Resektion. d. Die Leber nach 50% Resektion. <img alt="Abbildung 8" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig8.jpg" /> Abbildung 8. Ex vivo Plastik des suprahepatische Hohlvene. ein. Die Leber ist durch Klemmung beide Ränder der Membran mit den Mosquitoklemme fixiert. b. Bleiben Nähte mit 7-0 Polypropylen sind an beiden Ecken angebracht. <img alt="Abbildung 9" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/4376/4376fig9highres.jpg" src = &quot;/ files/ftp_upload/4376/4376fig9.jpg&quot; /&gt; Abbildung 9. Schema des Transplantats Implantation in den Empfänger Ratte. Die Rekonstruktionen sind für die supra-und infrahepatische Hohlvene (SHVC und IHVC) mit einem 7-0 fortlaufende Naht, die Pfortader (PV) durch eine Manschette Technik und der Leber durchgeführt Arterie (HA) und Gallenwege (BD) durch ein Stent-Technik. <img alt="Abbildung 10" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig10.jpg" /> Abbildung 10. Empfänger Operation bis zur Entfernung der nativen Leber. ein. Der Bauch wird durch einen Medianschnitt eröffnet. b. Die rechte Nebenniere Vene ligiert wird. c. Die native Leber herausgeschnitten wird. Abkürzungen sind in Abbildung 2 erläutert. <img alt="Abbildung 11" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig11.jpg" /> Abbildung 11. Anastomose der suprahePatic Hohlvene. a, b. Die periphere Gefäßklemme zur suprahepatische Hohlvene in einem Klumpen Ölbasis Lehm befestigt. Die Haltefäden an beiden Ecken sind mit leichten Zug gewartet superiolaterally um die Anastomose zu erweitern. C. Kontinuierliche intraluminale Naht der hintersten im Gange. D. Fortlaufende Naht der vorderen Reihe in progress. <img alt="Abbildung 12" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig12.jpg" /> Abbildung 12. Rekonstruktion der Pfortader. a, b. Die Mosquitoklemme Einspannen der Pfortader in der Öl-basierten Ton fest und zog in Richtung der Leber Hilus. cf. Einsetzen der Manschette in die Pfortader. <img alt="Abbildung 13" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig13.jpg" /> Abbildung 13. Rekonstruktion der Leberarterie. a, b. </stron<html> g&gt; Einfügen eines Stents in das Gefäß gemeinsame Leberarterie (CHA) an der Bifurkation der A. hepatica propria (PHA) und gastroduodenalen Arterie (GDA). <img alt="Abbildung 14" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig14.jpg" /> Abbildung 14. Anastomose des infrahepatische Hohlvene. ein. Die Haltefäden an beiden Ecken. b. fortlaufende Naht der hinteren Reihe. c. fortlaufende Naht der vorderen Reihe. d. Reperfusion des infrahepatische Hohlvene. Abkürzungen sind in Abbildung 2 erläutert. <img alt="Abbildung 15" src="/files/ftp_upload/4376/4376fig15.jpg" /> Abbildung 15. Alle Rekonstruktionsverfahren fertig sind. Abkürzungen sind in Abbildung 2 erläutert. <img alt="&lt;/ Html">&quot;Abbildung 16&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/4376/4376fig16.jpg&quot; /&gt; Abbildung 16 Postoperative Zeitverlauf der Veränderungen in Serum-Alanin-Aminotransferase (ALT) (n = 20, n = 5 zu jedem Zeitpunkt).. Die Daten werden als Mittelwerte mit Fehlerbalken, die Standardabweichungen zeigen, ausgedrückt. Die ALT-Spiegel erreichte einen Spitzenwert bei 24 h (212,6 ± 67,9 IU / L) und sank dann innerhalb der normalen Grenzen bei 168 hr (33,6 ± 6,8 IU / L).

Lebertransplantation bei Ratten ist ein unverzichtbares experimentelles Modell für die biomedizinische Forschung. Hier präsentieren wir unsere chirurgischen Verfahren zur orthotopen Ratten Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion mit 50% partielle Transplantat.

Chirurgische Verfahren für eine Ratte Modell Teilweise Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion

Die orthotope Lebertransplantation (OLT) bei Ratten unter Verwendung eines vollständigen oder teilweisen Transplantats ist ein unverzichtbares experimentelles Modell für die Transplantationsforschung, wie zum Beispiel ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine partielle orthotope Lebertransplantation bei Ratten als reproduzierbares experimentelles Modell für die Transplantationsforschung durchzuführen. Dies wird erreicht, indem zunächst die Leber aus der Spender-Ratte exzidiert wird. Der zweite Schritt ist die ex vivo-Präparation des Lebertransplantats, einschließlich einer 50 %igen Leberresektion.Anschließend wird die native Leber der Empfängerratte entfernt. Der letzte Schritt ist die Implantation des teilweisen Lebertransplantats in die Empfängerratte. Abschließend werden die Serumspiegel von Alaninaminotransferase gemessen, um die hepatzelluläre Schädigung des Lebertransplantats nach der Transplantation zu bewerten.Im Allgemeinen haben Personen, die neu in diesem Verfahren sind, aufgrund der Komplexität, die fortgeschrittene mikrochirurgische Fähigkeiten erfordert, Schwierigkeiten. Um dieses Verfahren zu beginnen, stellen Sie die anästhetisierte Spender-Ratte nach Bestätigung durch eine Zehenquetschung, dass das Tier vollständig anästhesiert ist, auf eine Heizplatte und fixieren Sie die Vorderbeine mit dem magnetischen Fixator-Retraktionssystem. Rasieren Sie das Fell aus dem gesamten Bauchbereich der Ratte und desinfizieren Sie die entsprechende Haut mit einer PVP-Jod-Lösung.Öffnen Sie den Bauchraum durch einen medianen Schnitt mit beidseitigen Erweiterungen. Legen Sie eine Fünf-Milliliter-Spritze unter den Rücken der Ratte, sodass die vena cava suprahepatica mit einer feinen Pinzette ventral angehoben wird; ziehen Sie den Vorgang in Richtung Kopf und setzen Sie die subkostalen Retraktoren ein, um das Operationsfeld freizulegen. Da während des Eingriffs häufig an den Retraktoren und der Fünf-Milliliter-Spritze manipuliert werden muss, werden keine chirurgischen Tücher um den Schnitt herum verwendet. Unter einem Operationsmikroskop mit 16-facher Vergrößerung arbeitet man das falciforme Ligament und das linke trianguläre Ligament wie eine Acht aus, durchtrennt die linke phrenische Vene und hebt die mediale und linke laterale Leberlappen mit einem feuchten Gazetupfer nach oben. Unter Verwendung von bipolaren Pinzetten die paraösophagealen Gefäße zwischen dem linken lateralen und dem anterioren koordinaten Lappen koagulieren und durchtrennen. Den Darm außerhalb des Abdomens nach links zur Seite der Ratte verlagern und mit einem feuchten Mulltupfer abdecken. Mit einem feuchten Tupfer abtupfen, den rechten Seitenlappen mit einem feuchten Gore-Tupfer nach oben reträhen.Isolieren Sie die infrahepatische Vena cava aus dem retroperitonealen Gewebe und ligieren Sie die rechte Nebennierenvene, die später kurz vor der Transplantatentnahme durchtrennt wird, um einen Stent in den Ductus choledochus einzubringen. Ligieren Sie zunächst den Ductus choledochus auf der Höhe der Abzweigung der Arteria gastroduodenalis. Führen Sie einen kleinen Schnitt in die vordere Wand des Ductus choledochus proximal zur ligierten Stelle ein, halten Sie dann mit der linken Hand die vordere Wand der Schnittstelle mit einer geraden Mikrozange fest und verwenden Sie mit der rechten Hand eine gebogene Mikrozange, um den Stent in den Ductus einzuführen. Sichern Sie den Stent mit einem Seidenfaden der Stärke 6-0.Belassen Sie ein abgeschnittenes Ende des Fadens an der Gallenwege in einer Länge von vier Millimetern, damit der Faden während der späteren Anastomose gehalten werden kann. Freilegen der Pfortader durch Ligatur und Durchtrennung der Venen der Leberläppchen und der Milzvene. Ligieren und durchtrennen Sie die Arteria gastroduodenalis. Isolieren Sie dann die Arteria hepatica communis vom Pankaskopf bis zu ihrer Wurzel. Drehen Sie die Leber mit Wattestäbchen nach rechts und dissezieren Sie das Bandgewebe um die Rückseite der Leber und der Speiseröhre herum, und zwar am Ende der Vorbereitungen. Zur Leberexzision entfernen Sie die Retraktoren, die Moskito-Forceps am Xiphoidprozess und die Fünf-Milliliter-Spritze unterhalb der Rückseite der Ratte.Bringen Sie die Därme in die Bauchhöhle zurück. Injizieren Sie 500 IE Heparin natrium in zwei Milliliter physiologischer Kochsalzlösung durch die Penisschlagader. Etwa drei Minuten später setzen Sie die Fünf-Milliliter-Spritze, die feine Pinzette und den Retraktor ein, um die Arteria hepatica communis proximal ihrer Wurzel zu ligieren.Halten Sie eines der abgeschnittenen Enden des Fadens für die A. hepatica communis bereit. Lange Zeit nach dem Abklemmen der vena cava infrarenalis. In der Nähe der Vena renalis dextra mit einer feinen Pinzette.Die Vena portae mit einer Einweg-Mikrogefä&szlig;klemme unterhalb des Stumpfes der Vena lienalis abklemmen. Die vordere Wand der Vena portae er&ouml;ffnen und einen 18-Gauge-Katheter in die Vena portae einf&uuml;hren. Die Leber *in situ* mit 60 Milliliter kalter Histidin-Tryptophan-Ketoglutarat-L&ouml;sung &uuml;ber die Vena portae perfundieren.Bei einem hydrostatischen Druck von 20 Zentimetern durchtrennte das Wasser sofort das Zwerchfell, die intrathorakale Vena cava und die vordere Wand der infrahepatischen Vena cava, um die Perfusionslösung aus der Leber auszuspülen. Klemmen Sie die infrahepatische Vena cava mit einer Mikrogefäszange direkt unterhalb der Leber ab. Entfernen Sie die Leber, indem Sie die infrahepatische Vena cava freilegen und durchtrennen.Die Pfortader, das Zwerchfell, die verbleibenden Bänder, die rechte Nebennierenvene und die A. hepatica communis. Legen Sie die entnommene Leber in kalte HTK-Lösung in einer Metallschale, die in einer mit zerstoßenem Eis gefüllten Plastikbox platziert ist. Die Verfahren am Lebertransplantat werden in der Metallschale durchgeführt, die mit eiskalter HTK-Lösung gefüllt ist, um eine Hülse an der Pfortader anzubringen. Klemmen Sie den Pfortaderstamm mit einer DeBakey-Bulldog-Klemme und platzieren Sie die Klemme in einer Brückenposition über der Schale.Führen Sie die Pfortader durch die Manschette und klemmen Sie die Arteria lienalis erneut zusammen mit der Verlängerung der Manschette in der 12-Uhr-Position. Stülpen Sie die Wand der Pfortader über die Manschette, um den Stumpf der Vena lienalis außerhalb der Manschette in der 7-Uhr-Position zu positionieren, und fixieren Sie die Pfortader mit einem Seidenfaden der Stärke 6-0, um einen Stent in die A. hepatica einzubringen. Fixieren Sie die Leber, indem Sie mit einer Pinzette beide Ränder des Zwerchfells abklemmen, und ziehen Sie die A. hepatica communis gerade, indem Sie den ligatierten Faden mit der DeBakey-Bulldog-Klemme halten, wobei gerade Mikroscheren verwendet werden. Führen Sie mit der linken Hand einen kleinen Schnitt in der vorderen Wand der A. hepatica communis durch.Halten Sie die vordere Wand des Schnittes mit einer geraden Mikrozange fest und führen Sie mit der rechten Hand einen Stent in die Arteria hepatica communis ein. Befestigen Sie den Stent mit einer Seidennaht der Stärke sechs Null mithilfe einer gebogenen Mikrozange und lassen Sie eines der abgeschnittenen Enden der Naht mit einer Länge von vier Millimetern stehen. Spülen Sie die Leber über den arteriellen Katheter mit fünf Millilitern kalter HTK-Lösung für die 50 %-Leberresektion aus.Zunächst wird der hintere Koordinatenlappen mit einer feinen Pinzette festgeklemmt, um ihn zu fixieren. Anschließend wird sein Stiel mit einem 4-0-Seidenfaden ligiert und der Lappen reseziert.Der vordere corate Lappen wird auf die gleiche Weise entfernt. Danach wird die Kunststoffbox um 90 Grad gedreht. Klemmen Sie den rechten Rand des Zwerchfells und den linken Teil des mittleren Lappens.Erstellen Sie einen kleinen Einschnitt an der oberen Grenze des Randes der bilateralen Anteile des medialen Lappens und entfernen Sie anschließend den linken Anteil nach der Ligatur. Nach der Ligatur des Stieles mit einer 4-0-Seidennaht wird der linke laterale Lappen entfernt; die resezierte Leberoberfläche wird sorgfältig mit bipolarer Pinzette kauterisiert. Die Lebermasse ist nun um etwa 50 % reduziert zur Plastik der suprahepatischen Vena cava.Zunächst fixieren Sie die Position der Leber, indem Sie beide Ränder des Zwerchfells mit einer feinen Pinzette klemmen. Anschließend beschneiden Sie die vordere Wand der suprahepatischen Vena cava, indem Sie das entsprechende Zwerchfell entfernen. Bringen Sie von außen nach innen je eine 7-0-Polypropylonnaht an beiden Ecken als Haltenähte für die spätere Anastomose an.Anschließend wird die hintere Wand der suprahepatischen Vena cava präpariert. Die Lebertransplantat wird bei vier Grad Celsius in HTK-Lösung im kalten Wasserbad aufbewahrt. Der Empfänger wird ähnlich wie beim Spender eingehend für die Operation vorbereitet und der Bauchraum durch eine mediane Laparotomie eröffnet.Legen Sie einen feuchten Tupfer auf die rechte Seite des Duodenums und des gesamten Darms. Um ein Operationsfeld um die infrahepatische Vena cava zu erhalten. Platzieren Sie die linke laterale und die mediale Leberlappen in der linken Subphrenikhöhle und ziehen Sie den rechten lateralen Leberlappen mit einem feuchten Tupfer nach oben.Isolieren Sie die infrahepatische Vena cava aus dem retroperitonealen Gewebe, ligieren und durchtrennen Sie die rechte Nebennierenvene mit feuchtem Mull und Wattestäbchen. Drehen Sie die Leber nach links und dissezieren Sie das Bandgewebe um die Hinterseite der Leber. Durchtrennen Sie den Ductus choledochus direkt unterhalb des Zweigs aus dem linken Leberlappen.Belassen Sie eines der durchtrennten Enden des Fadens für den Gallengang, der vier Millimeter lang ligiert wird. Ligieren und durchtrennen Sie die A. gastroduodenalis und die A. hepatica propria im Abstand von drei Millimetern zur Abzweigung von der A. hepatica communis, um eine weite Gefäßstruktur am Ende der A. hepatica communis zu erhalten. Klemmen Sie die infrahepatische Vena cava mit einer Metallmikrogefässklemme direkt oberhalb der rechten Nierenvene und die Vena portae auf Höhe ihrer Aufzweigung im Leberhilus mit einer Mosquitoklemme. Klemmen Sie die suprahepatische Vena cava zusammen mit dem Zwerchfell mithilfe einer peripheren Gefäßklemme und befestigen Sie die Klemme in einem Klumpen ölbasiertem Ton. Reduzieren Sie die Anästhesie mit Isofluran auf 0,4 Volumenprozent. Entfernen Sie die native Leber des Empfängers, indem Sie die suprahäpatische Vena cava am Übergang zwischen der suprahepatischen Vena cava und der Leber präparieren.Die Pfortader knapp oberhalb der Kieferspitze der Moskito-Klemme und die infrahepatische Vena cava leicht unterhalb des Mittelpunkts zwischen Leber und rechter Nierenvene. Platzieren Sie das Lebertransplantat orthotop. Die Rekonstruktion der Gefäße ist der schwierigste und wichtigste Teil dieses Verfahrens.Es muss sehr sorgfältig, aber schnell vorgegangen werden, um die Anastomose der suprahäpatischen Vena cava durch kontinuierliche Naht durchzuführen. Setzen Sie die Haltenaht an der suprahäpatischen Vena cava des Empfängers von innen nach außen mit der beigefügten 7-0-Polypropylen-Naht am rechten Winkel des Transplantats und verknoten Sie sie auf die gleiche Weise. Setzen Sie die zweite Haltenaht am linken Winkel an.Dies ist der Startstich einer Laufnaht. Um die Anastomose zu erweitern, fassen Sie die Nähte an beiden Ecken mit DeBakey-Clamps unter leichter lateraler Zugkraft nach oben an und halten Sie sie fest. Stechen Sie anschließend am linken Eckpunkt von außen nach innen nahe dem Knoten außerhalb durch die Wand auf der Graft-Seite und nähen Sie die hintere Nahtreihe der vena cava saphena intraluminal mit sieben bis acht Stichen bis zum rechten Eckpunkt.Legen Sie die ersten Nähte sorgfältig an, sodass die inneren Lumina sich an der rechten Ecke gegenüberliegen. Durchstechen Sie das Sieben-Null-Polypropylen durch das Gefäß von der Graft-Seite nach außen. Nähen Sie die vordere Reihe von außen von rechts nach links mit etwa 10 Stichen.Spülen Sie das Innere mit Ringer-Laktat-Lösung aus. Um Luftblasen zu entfernen, führen Sie den letzten Stich nahe der Haltenaht aus und verknoten Sie diese gemeinsam. Zur Rekonstruktion der Pfortader klemmen Sie die Pfortader mit einer Mikrogefässklemme ab und befestigen die Moskitoklemme in der Tonmasse. Schneiden Sie anschließend die vordere Wand der Pfortader direkt unterhalb der Backe der Moskitoklemme an.Spülen Sie das Innere der Empfänger-Pfortader und die Manschette mit Ringer-Laktat-Lösung. Führen Sie die Manschette in die Pfortader ein und fixieren Sie sie mit einem umlaufenden Seidenfaden (6-0). Schließlich wird die Leber reperfundiert.Entfernen Sie die Fünf-Milliliter-Spritze vom Hinterende der Ratte und erhöhen Sie die Konzentration von Isofluran auf 0,8 Volumenprozent für die Rekonstruktion der Leberarterie mittels Stent-Technik. Halten Sie zunächst den Faden der A. hepatica propria mit einer feinen Pinzette fest und fixieren Sie ihn in der Tonmasse. Danach klemmen Sie die gemeinsame Leberarterie des Empfängers ab.Erstellen Sie einen kleinen Einschnitt an der Gabelung der Y-Struktur am Ende der Arteria hepatica communis, um eine trichterförmige Öffnung zu bilden. Halten Sie das im Transplantat der Arteria hepatica communis platzierte Stent mit einer gebogenen Mikrozange fest. Schieben Sie das Stent in die Arteria hepatica communis des Empfängers und sichern Sie es mit einer Seidenfadenbindung (6-0), indem Sie ein Ende dieses Fadens zusammen mit dem vier Millimeter langen Faden am Transplantat der Arteria hepatica communis verknoten, sodass sich beide Arteriae hepaticae communes annähern und die Spannung an der Anastomosestelle verringert wird.Danach lösen Sie die Klemme am Infrahepatischen Vena-cava-Anastomosierungsabschnitt durch eine kontinuierliche Naht in gleicher Weise wie beim suprahepatischen Vena cava, verwenden jedoch mehr Stiche mit feineren Einstichen. Nach der Entklemmung erhöhen Sie die Anästhesiekonzentration auf 1,0 Volumenprozent für die Rekonstruktion des Gallengangs. Halten Sie den Faden des Empfänger-Gallengangs mit einer Moskito-Klemme fest und fixieren Sie ihn in der Lehmplatte.Führen Sie einen kleinen Schnitt im Gallengang auf der geeigneten Höhe durch, sodass der rekonstruierte Gallengang nicht zu lang wird. Setzen Sie die Stent ein und sichern Sie ihn mit einem Seidenfaden der Stärke sechs Null. Knoten Sie diesen Faden zusammen mit dem Faden am Transplantatgang.Nun sind alle Rekonstruktionsverfahren abgeschlossen. Schließen Sie die Bauchdeckeninzision durch fortlaufende 4-0-Vicryl-Nähte in Schichten. Unmittelbar nach der Operation behandeln Sie die Empfängerratte mit einer subkutanen Injektion von Sphero-Natrium und Buprenorphin in insgesamt 1,5 Milliliter physiologischer Kochsalzlösung.Lassen Sie die Ratte 60 Minuten lang in einem speziellen Käfig für die Intensivpflege mit Warmluft und Sauerstoffversorgung regenerieren, bevor sie in einen normalen Käfig zurückgebracht wird. Alle Empfängerratten überlebten bis zur geplanten Euthanasie zur Blutentnahme nach 1, 3, 24 und 168 Stunden nach der portalen Reperfusion. Die Serumproben wurden auf die Konzentration von Alanin-Aminotransferase analysiert, die das Ausmaß der hepatozellulären Schädigung der Lebertransplantate nach der Transplantation widerspiegelt.Wie in diesem Graft dargestellt, erreichten die LT-Spiegel nach 24 Stunden einen Höchstwert und gingen danach bis zu den normalen Werten nach 168 Stunden zurück. Nach diesem Video sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine teilweise Lebertransplantation bei Ratten als reproduzierbares experimentelles Modell für die Transplantationsforschung durchführt.

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