Name: Die Trennung der Spermatogenese Zelltypen Mit STA-PUT Velocity Sedimentation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-09T21:20:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Erfahren Sie die STA-PUT-Geschwindigkeitssedimentation zur Trennung von Spermatogenese-Zelltypen aus Mäusetestes. Diese Methode ermöglicht die Isolierung spezifischer Zellpopulationen mit hoher Reinheit für die Reproduktionsbiologie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde vom NIH Zuschüsse GM055360 zu SLB und U54HD068157 zu RGM unterstützt. JMB wurde von der T32 Genetik Ausbildungsförderung an der Universität von Pennsylvania (GM008216) unterstützt.

Die STA-PUT-Protokoll in drei Stufen: 1) aus dem Gerät und Reagenzien Set, 2) Herstellung der Zellsuspension aus ganzen Hoden, und 3) für Zellen, Sedimentation und Fraktionssammlung. Wenn von einem Team von zwei Forschern durchgeführt wird, nimmt das Protokoll 8 Stunden im Durchschnitt. 1. Einrichten der STA-PUT-Apparat (Abbildung 1) *** STA-PUT-Geräte sollten im 4 ° C großen Kühlschrank oder einem kühlen Raum, der auch einen Fraktionssammler aufnehmen kann gestellt werden, wenn das Verfahren der Sammlung wird bevorzugt. <ol><li> In der Nacht vor (oder zumindest ein paar Stunden vor) Sie das Verfahren durchzuführen, waschen alle Geräte (vor allem die Glaswaren und Schläuche) und sterilisieren mit 70% Ethanol. Lassen Sie Geräte vollständig trocknen, bevor die Montage der Vorrichtung, wie in Abbildung 1 dargestellt. </li><li> Befestigen Sie die beiden L 2 Zylindern (1B und C) und die Zelle Laderaum ( <strong&gt; 1A) auf der oberen Plattform und verbinden alle mit zwei kleinen Schlauchstücke mit Schlauchschellen. Klemmen Sie alle Röhren geschlossen. Verschließen Sie den Auslauf auf der rechten höchstens 2 L Zylinder. </li><li> Setzen Sie einen kleinen Rührstab in der Zelle Ladekammer (Abbildung 1A) und eine größere Rührstab in der am weitesten links L 2 Zylinder (1B), die die 2% BSA enthalten wird. </li><li> Legen Sie die 2 L Sedimentation Kammer auf der Plattform (1D). Legen Sie die Metallprall (1F) direkt auf die Öffnung in der Unterseite der Sedimentation Kammer (1D). Dies ist kritisch, da die Ablenkplatte verhindert Verwirbelung der Flüssigkeit und der Zerstörung der Zell Gradienten während Fraktionssammlung. Setzen Sie den Deckel auf der Oberseite der Kammer Sedimentation. </li><li> Nach der Anwendung einer sehr kleinen Menge von Vakuumfett auf den Schliff des Dreiwegehahn (Fig. 1G), spannen das Sperrventil zum Boden des SEdimentation Kammer, welche die Glasschliffe der Hahn und der Sedimentation Kammer. </li><li> Verbinden des Mobilladekammer (1A) auf der rechten Auslass des Absperrventils mit Schlauch. Schließen Sie den Wasserhahn. </li><li> Befestigen Sie die Zellfraktionierung Schlauch an der linken Ausgang der Hahn. Die Fraktionierung Schlauch umfasst eine Rohrstück mit einer Glaspasteurpipette mit dem offenen Ende verbunden ist. Ein Stück der kleineren Bohrungsschlauch ist mit dem schmalen Ende der Glaspipette befestigt. Der schmale Pipetten die Strömung der Zellsuspension während Fraktion sammeln. Klemmen Sie dieses kleine Rohr ganz unten. </li><li> Herstellung von 2 L Krebs (1x) puffern den Tag des Experiments (Tabelle 1). Dann bereiten 550 ml 2% BSA in 1x Krebs, 550 ml 4% BSA in 1x Krebs, und 50 ml 0,5% BSA in 1x Krebs. Filtern und zu kühlen, diese Lösungen auf 4 ° C </li><li> Gießen Sie die 4% BSA-Lösung in die richtige L 2 Zylinder (1C) und der 2% BSALösung in der linken Zylinder L 2 (Fig. 1B). Stellen Sie sicher, es gibt keine großen Blasen in der Rohrleitung, die diese Zylinder verbindet. </li><li> Gießen Sie Krebs-Puffer in die Zelle Ladekammer und füllen Sie den Schlauch Anschluss dieses Kammer mit der Sedimentation Kammer, um sicherzustellen, gibt es keine großen Luftblasen, da diese das Gefälle zu stören. Quetschen oder schnippte den Schlauch hilft sanft um die Blasen zu entfernen. Sicherzustellen, dass alle von dem Krebs-Puffer ist in dem Rohr und in der Zellkammer. </li><li> Lassen Sie eine kleine Menge von Krebs-Puffer in die Sedimentation Kammer strömen und dann abtropfen lassen fast alle den Puffer in die Zelle Fraktionierung Schlauch, um die Röhre zu füllen und entfernen Sie alle großen Blasen. </li><li> Setzen Sie den Fraktionssammler direkt unter der Sedimentation Kammer. Stellen Sie sicher, dass alle Bruchrohre vorhanden sind und mit Plastikfolie abgedeckt, um eine Kontamination zu verhindern. </li></ol> 2. Trenn spermatogenen Zellen aus Voll Hoden <ol&gt; <li> Dissect Hoden ab ca. 12 erwachsenen Mäusen (vorzugsweise mindestens acht Wochen alt) und in Krebs-Puffer bei Raumtemperatur zu waschen Sie die Gefährdungs ​​Material. Dieses Protokoll demonstriert beinhaltet die Verwendung von Labormäusen und wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Universität von Pennsylvania Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss ausgeführt. </li><li> In 45 mg Kollagenase zu 50 ml Krebs-Puffer in einem konischen Rohr rechts, bevor Sie beabsichtigen, die Samenkanälchen hinzufügen. Ermöglichen diese Lösung zu erwärmen auf 33 ° C für wenige Minuten. Split gleichmäßig in zwei 50 ml konischen Röhrchen. </li><li> Entkapseln die Hoden in einer separaten Platte mit 8 ml Krebs-Puffer, das Verwerfen der Tunica albuginea und Lösen der Samenkanälchen. Die Tunica albuginea ist die dünne Membran, die die Samenleiter umgibt. Die Röhrchen sollten leicht lösen sich von der Tunica albuginea. Um dies zu tun, einen Einschnitt in der Tunica albuginea, halten Sie diese Membran mit einem pair der Zange, und drücken Sie die Tubuli aus und weg von der Membran mit einer anderen Pinzette. </li><li> 4 ml Krebs-Puffer, die die Tubuli zu jeder konischen Röhrchen mit 25 ml Kollagenase-Lösung und Inkubation unter Schütteln bei 33 ° C für 10 min. Am Ende sollten die Tubuli ein &quot;Spaghetti-like&quot; Aussehen haben. </li><li> Lassen Sie die Röhrchen für ca. 5 Min. auf den Boden des Röhrchens zu begleichen. Gießen Sie den Überstand und waschen 2x in 25 ml Krebs-Puffer (bei Raumtemperatur), so dass die Röhrchen auf den Boden der Röhre jedes Mal zu begleichen. Lassen ~ 5 ml Krebs-Puffer in jedes Röhrchen. </li><li> Beim Waschen, fügen Sie 30 mg Trypsin zu 50 ml Krebs-Puffer in einem Falcon-Röhrchen rechts, bevor Sie beabsichtigen, die Samenkanälchen hinzufügen. Ermöglichen diese Lösung zu erwärmen auf 33 ° C für wenige Minuten. Split gleichmäßig in zwei 50 ml konischen Röhrchen. </li><li> 25 ml Trypsin-Lösung zu jedem der beiden Rohre, die die Tubuli. In 3 ug DNAse (1 μg/10ml) in jedes Röhrchen zu Zelle verhinderns aus verklumpen. Inkubiere unter Schütteln bei 33 ° C für 10 min. </li><li> Verwenden Sie eine breite Bohrung Pipette, um die Lösung, die die Tubuli agitieren, in und aus dem Pipettieren sie ca. 10x. Die Lösung sollte beginnen, mehr wie eine Einzelzellsuspension zu suchen. </li><li> Inkubiere unter Schütteln bei 33 ° C für weitere 10 min. Verwenden Sie eine breite Bohrung Pipette, um die Tubuli in eine Einzelzellsuspension zu zerstreuen, in und aus dem Pipettieren sie ca. 25x. Wenn Sie immer noch eine Menge von Tubuli oder Zellklumpen, zerstreuen mehr mit der Pipette und / oder fügen Sie eine weitere 3 ug DNAse zu jedem Rohr (Doppelausgangskonzentration). </li><li> Filtern der Einzelzellsuspension durch ein 100 &amp;mgr; m-Mesh-Zellsieb (eine für jedes Rohr von 30 ml Zellsuspension). Vereinige die Zellsuspensionen und zählen die Gesamtzahl der Zellen (sollte zwischen 7-8 × 10 8 Zellen). *** VERBOTEN MEHR ALS 800 Millionen Zellen auf der Steigung. </li><li> Basierend auf der Zellzahl in Schritt 2.10 erhalten, das Pellet appropriate Volumen von gefilterten Zellen bei 450 rcf für 5 Minuten und wäscht mit 30 ml Krebs-Puffer. Wiederholen. 22 *** Normalerweise Hoden wird mehr als 800 Millionen Zellen ergeben, aber nicht mehr als diese Anzahl von Zellen zu laden. </li><li> Die Zellen vorsichtig in 25 ml 0,5% BSA enthält, zwischen 2,5 und 5 ug DNAse (je nach dem Grad der Zell-Verklumpungen) ohne Blasen. Stellen Sie sicher, dass die Zellen, die nicht verklumpen. Filtern Sie die Einzelzellsuspension durch ein 100 um Maschen Zellsieb. Die Zellen sind nun bereit, zu laden. Gut mischen vor dem Laden durch Umdrehen des Röhrchens ein paar mal. </li></ol> 3. Handy laden und Sedimentation <ol><li> Sicherstellen, dass der Hahn geschlossen ist, aber in der Lage, durch die Flüssigkeit aus der Zellkammer (1A) in die Absetzkammer (1D) fließt. </li><li> Schalten Sie beide Rührstab Platten auf einer niedrigen Einstellung (ca. 70 min), damit die Rührstäbe, um kontinuierlich zu bewegen, aber langsam. </li><li> Gießen Sie die Zellsuspension in die Zellkammer (Abbildung 1A), und öffnen Sie den Wasserhahn, so dass die Zellen fließen langsam in die Sedimentation Kammer bei einer Rate von 10 ml / min (1D). Schließen Sie den Wasserhahn. Durchflussmenge kann durch Markieren Volumen Abständen auf der Sedimentation Kammer bestimmt werden. </li><li> Pour 5 ml 0,5% BSA-Lösung in die Zellkammer anschließen und in der Sedimentationskammer mit einer Rate von 10 ml / min. Schließen Sie den Wasserhahn. Dieser Schritt wird die Zellen aus der Zellkammer waschen. Wiederholen 4x. </li><li> Vorbereitung der Gradient: Öffnen der Klammern zwischen der Zellkammer (1A) und zwei 2 l Zylinder (1B und C), und beginnt, die Flüssigkeit in der Absetzkammer mit einer Rate von 40 ml / min (Fig. 1D) Drain sofort. Die Durchflussmenge so dauert es ca. 20-30 Minuten, bis die BSA-Gradienten in der Sedimentationskammer laden. Eine dünne Schicht von Zellen ungestört oben auf die LiegeBSA-Gradienten sichtbar sein soll. Nachdem die meisten der BSA geladen ist, schließen Sie den Wasserhahn und schalten Sie ihn in die Position, dass die Flüssigkeit aus der Sedimentation Kammer in die Fraktionierung Rohr ablaufen wird. </li><li> Schalten Sie die Platten für Aufsehen. </li><li> Lassen Sie die Zellen für eine Stunde und 45 Minuten sedimentieren. Bitte nicht stören DAS GERÄT während dieser Zeit. Jede mechanische Bewegung könnte den Verlauf zu stören. </li></ol> 4. Fraktionierung und Analyse der Fraktionen *** Wie Sie die folgenden Schritte durchführen, achten Sie darauf, um den Verlauf zu stören. Wenn die BSA-Gradienten gestört ist, wird das Verfahren nicht funktionieren! <ol><li> Sobald die Zellen sedimentiert, langsam abfließen 50 ml von der Sedimentation Kammer in eine 50 ml konischen Röhrchen und beiseite stellen. Diese Fraktion enthält in der Regel unerwünschte Zellklumpen und Trümmer. </li><li> Befestigen Sie die Rohrbruchteil auf die Fraktion Sammler. *** Es ist auch möglich, um die Fraktionen mit der Hand zu sammeln, wenn ein Bruch collector ist nicht verfügbar. </li><li> Sammeln Fraktionen: Die Durchflussrate mit dem Hahn, so dass 10 ml (Füllung ein Sammelrohr) wird alle 45 Sekunden gesammelt. </li><li> Verschließen Sie die Fraktionssammelrohre und Spin für 5 min bei 450 rcf bei 4 ° C Überstand abgießen vorsichtig resuspendieren Zellen im verbleibenden Flüssigkeit und Zellen auf Eis halten. </li><li> Nachdem alle Fraktionen gesammelt werden, mikroskopisch analysieren die Fraktionen für die verschiedenen Zellpopulationen. Verschiedene Zelltypen können auf der Grundlage der Zellgröße und Zellkernmorphologie 8,15 unterscheiden. Fig. 2 zeigt &quot;repräsentative Ergebnisse&quot; für die drei gepoolten Fraktionen, die (a) und somatische Zellen und meiotische Spermatogonien angereichert sind, (b) runden Spermatiden und (c) verlängert und Brenn Spermatiden. <ul><li> Typ A Spermatogonien sind 12-14 um ca. im Durchmesser und haben runde Kerne, die homogen in der Chromatin-Zusammensetzung sind. </li><li> Typ B Spermatogonien sind 8-9 um ca. Durchmesser und haben round Kerne, die dichter Heterochromatin an der Kernperipherie zu zeigen. </li><li> Pre-Leptotän Spermatozyten sind 7.5-8.2μm ca. Durchmesser von weniger als Cytoplasma Typ B-Spermatogonien und haben Kerne, die ähnlich denen in Typ B-Spermatogonien aussehen. </li><li> Leptotän primären Spermatozyten sind um ca. 10.08. Durchmesser und haben Kerne, die ähnlich denen der vorge Leptotän Spermatozyten aussehen, scheinen aber dichter Chromatin in der Kernmembran zu erhalten. </li><li> Zygotän primären Spermatozyten sind ca. 10-12 um. Durchmesser und haben Kerne, die ähnlich denjenigen der primären Spermatozyten Leptotän aussehen. </li><li> Pachytän Spermatozyten sind überall um ca. 12-18. im Durchmesser und bestehen aus einer dünnen Rand Zytoplasma rund um einen großen Zellkern. Mehr Klumpen von dichten Chromatins im Zellkern zu erkennen. </li><li> Runden Spermatiden sind ca. 10 um. Durchmesser und einen runden Kern mit einem dicht Färbung Chromozentrum in der Mitte. </li><li> RestKörper ~ 6,5 &amp;mgr; m im Durchmesser, sind rund, und keinen Kern. </li><li> Dehnen und Brenn Spermatiden sind ähnlich groß wie runden Spermatiden, aber haben eine einzigartige, sichelförmigen Kern. </li></ul><ol><li> Beginnen Sie mit der Fraktion 15 und alle fünf Fraktionen bis zu 85 zu analysieren. Normalerweise werden Fraktionen unter 15 gemischt und zu klumpig sein und Fraktionen über 85 werden nur wenige bis gar keine brauchbare Zellen enthalten. </li><li> Um eine Fraktion zu analysieren, nehmen 5UL von Flüssigkeit aus dem Fraktionssammelrohr (einmal Zellen nach Zentrifugation resuspendiert wurde) und in den 5 ul 8% Formaldehyd in Krebs-Puffer. Ermöglichen die fixierten Zellen bei Raumtemperatur für fünf Minuten sitzen. </li><li> Hinzufügen von 5 ul 0,1% Triton und DAPI (5 μ / ml Krebs-Puffer) zu den fixierten Zellen. Lassen Sie die Zellen bei Raumtemperatur 5 min stehen lassen. </li><li> Platz 10 ul der resultierenden Lösung auf eine Folie, Deckel mit einem Deckglas und Analyse mit einem Fluoreszenzmikroskop, um die Reinheit jeder Fraktion zu bestimmen. </li><li> Kombinieren Fraktionen, die in Größe und Kernmorphologie sind (siehe &quot;Repräsentative Ergebnisse&quot;), um die folgenden Populationen von Zellen zu schaffen: Meiose und somatischen diploiden Zellen, runden Spermatiden, und Kondensations / Verlängern Spermatiden. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Wistuba, J., Stukenborg, J., Luetjens, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammalian+Spermatogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Funct.+Dev.+Embryol%22%5BJournal%5D)">Mammalian Spermatogenesis.</a> Funct. Dev. Embryol. 1, 99-117 (2007).</li>
<li>Hess, R. A., Cooke, P. S., Hofmann, M. C., Murphy, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanistic+insights+into+the+regulation+of+the+spermatogonial+stem+cell+niche%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Cycle%22%5BJournal%5D)">Mechanistic insights into the regulation of the spermatogonial stem cell niche.</a> Cell Cycle. 5, 1164-1170 (2006).</li>
<li>Dores, C., Alpaugh, W., Dobrinski, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+in+vitro+culture+to+in+vivo+models+to+study+testis+development+and+spermatogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tissue+Res%22%5BJournal%5D)">From in vitro culture to in vivo models to study testis development and spermatogenesis.</a> Cell Tissue Res. 349, 691-702 (2012).</li>
<li>Hayashi, K., Ohta, H., Kurimoto, K., Aramaki, S., Saitou, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reconstitution+of+the+mouse+germ+cell+specification+pathway+in+culture+by+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Reconstitution of the mouse germ cell specification pathway in culture by pluripotent stem cells.</a> Cell. 146, 519-532 (2011).</li>
<li>Easley, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+differentiation+of+human+pluripotent+stem+cells+into+haploid+spermatogenic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Direct differentiation of human pluripotent stem cells into haploid spermatogenic cells.</a> Cell Rep. 2, 440-446 (2012).</li>
<li>Bellve, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification%2C+culture%2C+and+fractionation+of+spermatogenic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Purification, culture, and fractionation of spermatogenic cells.</a> Methods Enzymol. 225, 84-113 (1993).</li>
<li>Meistrich, M. L., Bruce, W. R., Clermont, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+composition+of+fractions+of+mouse+testis+cells+following+velocity+sedimentation+separation%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Cellular composition of fractions of mouse testis cells following velocity sedimentation separation.</a> Exp. Cell Res. 79, 213-227 (1973).</li>
<li>Romrell, L. J., Bellve, A. R., Fawcett, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separation+of+mouse+spermatogenic+cells+by+sedimentation+velocity.+A+morphological+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Separation of mouse spermatogenic cells by sedimentation velocity. A morphological characterization.</a> Dev. Biol. 49, 119-131 (1976).</li>
<li>Miller, R. G., Phillips, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separation+of+cells+by+velocity+sedimentation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Separation of cells by velocity sedimentation.</a> J. Cell Physiol. 73, 191-201 (1969).</li>
<li>Bastos, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometric+characterization+of+viable+meiotic+and+postmeiotic+cells+by+Hoechst+33342+in+mouse+spermatogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">Flow cytometric characterization of viable meiotic and postmeiotic cells by Hoechst 33342 in mouse spermatogenesis.</a> Cytometry A. 65, 40-49 (2005).</li>
<li>Getun, I. V., Torres, B., Bois, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry+purification+of+mouse+meiotic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry purification of mouse meiotic cells.</a> J. Vis. Exp. (50), e2602(2011).</li>
<li>Grabske, R. J., Lake, S., Gledhill, B. L., Meistrich, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Centrifugal+elutriation%3A+separation+of+spermatogenic+cells+on+the+basis+of+sedimentation+velocity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Centrifugal elutriation: separation of spermatogenic cells on the basis of sedimentation velocity.</a> J. Cell Physiol. 86, 177-189 (1975).</li>
<li>Meistrich, M. L., Trostle, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separation+of+mouse+testis+cells+by+equilibrium+density+centrifugation+in+renografin+gradients%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Separation of mouse testis cells by equilibrium density centrifugation in renografin gradients.</a> Exp. Cell Res. 92, 231-244 (1975).</li>
<li>Gassei, K., Ehmcke, J., Schlatt, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+enrichment+of+undifferentiated+GFR+alpha+1%2B+spermatogonia+from+immature+rat+testis+by+magnetic+activated+cell+sorting%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tissue+Res%22%5BJournal%5D)">Efficient enrichment of undifferentiated GFR alpha 1+ spermatogonia from immature rat testis by magnetic activated cell sorting.</a> Cell Tissue Res. 337, 177-183 (2009).</li>
<li>Bellve, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spermatogenic+cells+of+the+prepuberal+mouse.+Isolation+and+morphological+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Spermatogenic cells of the prepuberal mouse. Isolation and morphological characterization.</a> J. Cell Biol. 74, 68-85 (1977).</li>
<li>Handel, M. A., Schimenti, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetics+of+mammalian+meiosis%3A+regulation%2C+dynamics+and+impact+on+fertility%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Genet%22%5BJournal%5D)">Genetics of mammalian meiosis: regulation, dynamics and impact on fertility.</a> Nat. Rev. Genet. 11, 124-136 (2010).</li>
<li>Zhao, M., Shirley, C. R., Mounsey, S., Meistrich, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nucleoprotein+transitions+during+spermiogenesis+in+mice+with+transition+nuclear+protein+Tnp1+and+Tnp2+mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Reprod%22%5BJournal%5D)">Nucleoprotein transitions during spermiogenesis in mice with transition nuclear protein Tnp1 and Tnp2 mutations.</a> Biol. Reprod. 71, 1016-1025 (2004).</li>
<li>Manku, G., Mazer, M., Culty, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+testicular+gonocytes+isolation+and+processing+for+immunocytochemical+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Neonatal testicular gonocytes isolation and processing for immunocytochemical analysis.</a> Methods Mol. Biol. 825, 17-29 (2012).</li>
<li>Dehnugara, T., Dhar, S., Rao, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vitro%2C+short-term+culture+method+for+mammalian+haploid+round+spermatids+amenable+for+molecular+manipulation%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Reprod.+Dev%22%5BJournal%5D)">An in vitro, short-term culture method for mammalian haploid round spermatids amenable for molecular manipulation.</a> Mol. Reprod. Dev. 79, 19-30 (1002).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren. Dieses Protokoll demonstriert beinhaltet die Verwendung von Labormäusen und wurde in Übereinstimmung mit den einschlägigen Richtlinien, Vorschriften und Aufsichtsbehörden ausgeführt. Tiere in diesem Protokoll verwendet werden, unter der Leitung und Genehmigung von der Universität von Pennsylvania Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC Protokoll # 804284) gehalten.

Diejenigen, die Spermatogenese studieren verlassen sich auf Tiermodelle für die Spermatogenese Zellproben, wie eine zuverlässige Zellkultursystem noch nicht zur Erzeugung spermatogenen alle Zelltypen 3 existieren. Obwohl spermatogenen Zellen leicht aus ganzen Hoden gesammelt, führt nur eine gemischte Bevölkerung. Dies stellt ein Problem für diejenigen, die auf bestimmte Subtypen dieser Zellen, wie meiotischen Zellen, runden Spermatiden, und Kondensations Spermatiden studieren möchten. Drei verschiedene Method...

Säugetier Spermatogenese ist ein komplexer Prozess, der Differenzierung in den Samenkanälchen der Hoden ein in mehreren Stufen erfolgt. Kurz gesagt, wie Stammzellen-Spermatogonien, die in der Nähe des Epithels der Samenkanälchen Kluft wohnen und differenzieren sich in Spermatozyten, die dann meiotischen Teilungen zu unterziehen. Nach Abschluss der Meiose ist die resultierenden haploiden Zellen oder runden Spermatiden, Spermiogenese unterziehen, eine Differenzierung, die den Abbau von Zytoplasma und Verdichtung der Kern beinhaltet. Spermatiden schrittweise ein Flagellum und Dehnung und Kondensation des Kerns unterzogen, wodurch verlängert und dann Kondensieren Spermatiden sind. Die Endprodukte sind Spermatozoen, die in das Lumen des Tubulus und schließlich in den Nebenhoden, wo sie weiter reifen freigesetzt. Da der Prozess der Spermatogenese sieht spezielle hormonelle und Molekularbedingungendie Hoden, eine zuverlässige in vitro-Kultursystem für den gesamten Prozess der Spermatogenese wurde noch nicht entwickelt worden ist 2,3. Kultur Methoden für die Erstellung von &quot;Ur-Keimzellen-ähnlichen Zellen&quot; und haploid, &quot;rund Spermatide-ähnliche Zellen&quot; aus Stammzellen entwickelt worden, aber diese Methoden sind noch nicht in der Lage, eine große Anzahl dieser Zellen zu erzeugen und nicht zu später spermatogenen Zelle erzeugen 4,5 Typen. Glücklicherweise unterscheiden sich die Spermatogenese Zelltypen deutlich in der Größe, die für eine aus ganzen Hoden mit einer Flüssigkeit Gradienten getrennt werden, erhalten Einzelzellsuspension ermöglicht. Die STA-PUT-Methode, hier gezeigt, verwendet einen linearen Gradienten BSA und einfache Sedimentation spermatogenen Zellen zu trennen, basierend auf Größe und Masse 9.6. Die STA-PUT-Methode hat mehrere Vorteile gegenüber den anderen beiden am häufigsten verwendeten Methoden, um spermatogenen Zelltypen zu trennen: FACS und Elutriation 10-13. Die STA-PUT Gerät erfordert only mehrere Stücke von Glaswaren spezialisiert in einem kalten Raum oder großer Kühlschrank montiert. Somit ist es weniger teuer als die Verwendung eines Zellsortierer oder eine Elutriator. Die STA-PUT Verfahren ergibt höhere Mengen an Zellen pro Zelltyp und Testis, als durch FACS in einer vergleichbaren Zeitspanne sortiert werden, wobei die Reinheit jeder Zellpopulation ist nicht so hoch wie die mit FACS-11 erhalten. Zellsortierung Verwendung magnetische Kügelchen (magnetisch aktivierten Zellsortierung, MACS) wurde kürzlich erfolgreich für die Anreicherung von Spermatogonien aus einer gemischten Zellpopulation Hoden beschäftigt, aber es ist derzeit für die Trennung Spermatozyten oder Spermatiden aufgrund mangelnder Kenntnisse der entsprechenden Oberfläche Marker 14 ungeeignet ist. Ein zusätzlicher Vorteil der STA-PUT Verfahren über FACS oder MACS ist die Fähigkeit, lebensfähige Zellen für die nachfolgende Kultur zu isolieren, weil im Gegensatz zu den meisten FACS Protokolle sie keine DNA oder andere Arten der Färbung erforderlich. Für Studien, die l erfordernarge Ausbeuten der Spermatogenese Zelltypen bei ~ 90% Reinheit, ist der STA-PUT eine ideale Methode.

<table><tbody><tr><td>BSA</td><td>Affymetrix/USB</td><td>10857 100MG</td><td>Alternate kann verwendet werden.</td></tr><tr><td>0,5 %, 2 % und 4 % BSA-Lösungen</td><td>Lösen Sie 0,25 g, 11 g bzw. 22 g in einem Gesamtvolumen von 50 ml, 550 ml bzw. 550 ml 1x KREBS.</td><td>Wird noch zum Tag des STA-PUT-Verfahrens gemacht. Filter sterilisieren.</td><td></td></tr><tr><td>KREBS (10x)</td><td>3,26 g KH2PO4 + 139,5 g NaCl +5,89 g MgSO4/7H20 + 40 g Dextrose + 3,78 g CaCl2/2H20 + 7,12 g KCl, mit ddH20</td><td>Autoklav/Filter auf 2 L bringen und bei 4 lagern; C für mehrere Monate zu halten.</td><td></td></tr><tr><td>KREBS (1x)</td><td>4,24 g NaHCO3 in 100 ml ddH20 auflösen. 200 ml 10x KREBS zugeben. Mit ddH20 auf 2 L bringen.</td><td>Wird noch zum Tag des STA-PUT-Verfahrens gemacht. Filter sterilisieren.</td><td></td></tr><tr><td>Kollagenase</td><td>Sigma</td><td>C9891-1G</td><td> </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DNAse</td><td>Sigma</td><td>DNEP-5MG</td><td> </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Sigma</td><td>T9201-1G</td><td> </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Präferenz des Forschers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton-X100</td><td>Präferenz des Forschers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Formaldehyd (~37%)</td><td>Präferenz des Forschers</td><td></td><td></td></tr><tr><td> </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>TABELLE 2: AUSRÜSTUNG</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ausrüstung</td><td>Firmenkatalog</td><td>#</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Komplettes STA-PUT Gerät</td><td>ProScience Glass Shop</td><td>STA-PUT (bei diesem Verfahren wird die Standard-Sedimentationskammer verwendet: Kat. Nr. 56700-500)</td><td>Enthält alle Glaswaren und Geräte für das Gerät. Alternative Glaswaren sind für die Durchführung von STA-PUT mit kleineren Zellzahlen erhältlich.</td></tr><tr><td>10 &mu; m Maschenfilter</td><td>Fisherbrand</td><td>22363549</td><td> </td></tr><tr><td>Maus-Sezierwerkzeuge</td><td>Präferenz des Forschers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>14 ml Sammelröhrchen mit rundem Boden und Kappen</td><td>Präferenz des Forschers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Benötigt ca. 100 Röhrchen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fraktionssammler</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>Modell: Frac-920, Produktcode: 18-1177-40</td><td>Alternative kann verwendet werden.</td></tr><tr><td>Objektträger, Deckglas</td><td>Präferenz des Forschers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Licht-/Fluoreszenzmikroskop</td><td>Präferenz des Forschers</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

die trennung der spermatogenese zelltypen mit sta-put velocity sedimentation

Separation of Spermatogenic Cell Types Using STA-PUT Velocity Sedimentation

Säugetier Spermatogenese ist ein komplexer Prozess, der Differenzierung in den Samenkanälchen der Hoden in mehreren Stufen erfolgt. Derzeit gibt es keine zuverlässigen Zellkultursystem, das für die Spermatogenese in vitro Differenzierung, und die meisten biologischen Untersuchungen der Spermatogenese Zellen benötigen Ernte Gewebe aus Tiermodellen, wie Maus und Ratte. Da die Hoden enthält zahlreiche Zelltypen - sowohl nicht-Spermatogenese (Leydig, Sertoli, myeloische und Epithelzellen) und Spermatogenese (Spermatogonien, Spermatozyten, runde Spermatiden, Brenn Spermatiden und Spermatozoen) - Studien über die biologischen Mechanismen der Spermatogenese beteiligt erfordern die Isolation und Anreicherung dieser verschiedenen Zelltypen. Die STA-PUT Verfahren ermöglicht die Trennung einer heterogenen Population von Zellen - in diesem Fall aus den Hoden - durch einen linearen Gradienten BSA. Einzelne Zelltypen mit unterschiedlichen sedimentieren Sedimentationsgeschwindigkeit nach cell Größe und Fraktionen für verschiedene Zelltypen angereichert können gesammelt und in weitere Analysen genutzt werden. Während der STA-PUT Verfahren nicht in hochreiner Fraktionen von Zelltypen, wie z. B. mit bestimmten Zellsortierverfahren erreicht werden ergeben, liefert es eine wesentlich höhere Ausbeute an Gesamtzellen in jeder Fraktion (~ 1 × 10 8 Zellen / Spermatogenese Zelltyp aus einer Anfangspopulation von 7-8 x 10 8 Zellen). Diese hohe Ausbeute Methode erfordert nur Glaswaren spezialisiert und kann in jeder kalten Raum oder großer Kühlschrank durchgeführt werden, so dass es eine ideale Methode für Labors, die nur begrenzten Zugang zu spezialisierten Geräten wie einem Fluoreszenz-aktivierten Zellsortierer (FACS) oder Elutriator haben.

Die ideale Ergebnis der STA-PUT Verfahren ist ein recht bemerkbar Trennung von Zellen aus den Hoden, basierend auf Zellgröße und Dichte. Während Zellen aus dem Hoden isoliert werden durch die BSA-Gradienten sedimentieren, können mehrere verschiedene Bands von Zellen beobachtet werden. Irgendwelche Klumpen von Zellen dazu neigen, auf den Boden des Gradienten sinken und wird nicht verunreinigen die anderen Fraktionen. Ein wenig weiter oben in der Steigung wird die große somatischen und meiotischen Zellen sein. Weiter oben...

Die STA-PUT Verfahren ermöglicht die Trennung der verschiedenen Populationen von Zellen spermatogenic basierend auf Größe und Dichte.

Die Trennung der Spermatogenese Zelltypen Mit STA-PUT Velocity Sedimentation

Mammalian spermatogenesis is a complex  differentiation process that occurs in several stages in the seminiferous  tubules of the testes. Currently, there ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die verschiedenen im Hoden vorkommenden Zelltypen voneinander zu trennen. Zunächst wird eine gemischte Population von Zellen aus der Maus gewonnen. Danach werden die Zellen und der BSA-Gradient in die Stay-Put-Vorrichtung eingebracht.Lassen Sie nun die Zellen durch den BSA-Gradienten sedimentieren. Sammeln Sie anschließend die Fraktionen ein und kombinieren Sie sie basierend auf der Zellzusammensetzung. Letztendlich wird die Geschwindigkeits-Sedimentation mit dem „Stay-Put“-Verfahren verwendet, um verschiedene Zelltypen aus den Hoden anhand von Unterschieden in Größe und Dichte zu trennen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie FACS besteht darin, dass man große Mengen unterschiedlicher Zelltypen mit recht hoher Reinheit unter Verwendung einfacher Glasgeräte und der Schwerkraft isolieren kann. Sichern Sie die beiden Zwei-Liter-Zylinder und die Zellbeladekammer auf der oberen Plattform und verbinden Sie alle mithilfe zweier kurzer Schläuche mit Schlauchklemmen. Klemmen Sie alle Schläuche geschlossen und verschließen Sie den Auslauf des rechten Zwei-Liter-Zylinders. Legen Sie einen kleinen Rührstab in die Zellbeladungskammer und einen größeren Rührstab in den linken zweiliterigen Zylinder. Stellen Sie dann die zweiliterige Sedimentationskammer auf das Podest. Positionieren Sie die Metallleiste direkt auf der Öffnung im Boden der Sedimentationskammer, um ein Wirbeln der Flüssigkeit und eine Störung des Zellgradienten während der Fraktionssammlung zu verhindern.Setzen Sie nun den Deckel auf die Sedimentationskammer. Tragen Sie eine sehr geringe Menge Vakuumfett auf das Kugelgelenk des Dreihahn-Ventils auf. Befestigen Sie anschließend das Ventil mit einer Klammer am Boden der Sedimentationskammer, wobei die Kugelgelenke des Ventils und der Sedimentationskammer miteinander verbunden werden.Als Nächstes verbinden Sie die Zellladekammer über Schläuche mit dem rechten Auslass des Hähns. Schließen Sie den Hahn, anschließend befestigen Sie das Fraktionierungsschläuchchen für Zellen am linken Auslass des Hähns und klemmen das kleine Röhrchen ganz unten ab. Geben Sie die 2%ige BSA-Lösung in den linken Zwei-Liter-Zylinder. Geben Sie die 4 %ige BSA-Lösung in den rechten Zwei-Liter-Zylinder. Stellen Sie sicher, dass sich keine großen Blasen in dem Schlauch befinden, der diese Zylinder verbindet. Geben Sie Krebs-Puffer in die Zellbeladekammer und füllen Sie den die Kammer mit der Sedimentationskammer verbindenden Schlauch. Überprüfen Sie, ob keine großen Blasen vorhanden sind, die das Gradienten stören könnten. Falls erforderlich, drücken oder klopfen Sie vorsichtig auf die Schläuche, um die Blasen zu entfernen. Stellen Sie sicher, dass sich der gesamte Crebs im Rohr und nicht in der Zellkammer befindet.Lassen Sie eine kleine Menge Krebs-Puffer in die Sedimentationskammer laufen. Danach wird fast der gesamte Puffer in das Zellfraktionierungsröhrchen abgelassen. Um das Röhrchen zu füllen und eventuelle große Luftblasen zu entfernen, stellen Sie den Fraktionssammler direkt unter die Sedimentationskammer.Überprüfen Sie, dass alle Fraktionssammelröhrchen an ihrem Platz sind, und decken Sie sie mit Plastikfolie ab, um Kontaminationen zu vermeiden. Entfernen Sie die Kapsel der Hoden in einer separaten Schale, die acht Milliliter Krebs-Lösung enthält. Machen Sie mit einer Pinzette einen Schnitt in die dünne Membran, die die Samenkanälchen umgibt.Halten Sie die Membran nun mit einem weiteren Paar Pinzetten. Drücken Sie die Tubuli aus der Membran heraus und entfernen Sie sie von dieser. Überführen Sie vier Milliliter Krebs-Lösung mit den Tubuli in jeden konischen Kolben, der 25 Milliliter Kollagenase-Lösung enthält.Schütteln Sie bei 33 Grad Celsius für 10 Minuten, bis die Tubuli ein nudelartiges Aussehen entwickeln. Danach lassen Sie die Tubuli fünf Minuten lang auf den Boden des Gefäßes absinken. Gießen Sie die Überstände ab und waschen Sie zweimal mit 25 Milliliter Krebs bei Raumtemperatur, wobei Sie jedes Mal erneut die Tubuli auf den Boden des Gefäßes absinken lassen.Lassen Sie etwa fünf Milliliter Krebs in jedem Reagenzglas. Nach der Inkubation der Tubuli mit Trypsin verwenden Sie eine Pipette mit großer Öffnung, um die Lösung mit den Tubuli zu durchmischen.Pipettieren Sie die Probe etwa 10-mal auf und ab. Die Lösung sollte zunehmend einer Einzelzell-Suspension ähneln. Filtern Sie nun jede 30-Milliliter-Einzelzell-Suspension durch einen Zellfilter mit 100-Mikron-Maschennetz.Nachdem die Zellsuspensionen kombiniert wurden, die Gesamtanzahl der Zellen zählen. Sicherstellen, dass der Hahn so positioniert ist, dass der Durchfluss aus der Zellkammer in die Sedimentationskammer gelenkt wird. Beide Rührplatten auf eine niedrige Stufe schalten.Geben Sie dann die Zellsuspension in die Zellkammer. Öffnen Sie den Hahn, damit die Zellen langsam mit einer Geschwindigkeit von 10 Milliliter pro Minute in die Sedimentationskammer fließen. Schließen Sie anschließend den Hahn, um die Zellen aus der Zellkammer auszuwaschen.Geben Sie fünf Milliliter der 0,5 %igen BSA-Lösung hinein und lassen Sie diese mit einer Geschwindigkeit von 10 Millilitern pro Minute in die Sedimentationskammer ablaufen. Schließen Sie den Hahn und wiederholen Sie die BSA-Waschung noch viermal. Öffnen Sie nun die Klemmen zwischen der Zellkammer und den beiden Zwei-Liter-Zylindern, um die Flüssigkeit unverzüglich mit einer Geschwindigkeit von 40 Millilitern pro Minute in die Sedimentationskammer ablaufen zu lassen. Stellen Sie die Durchflussgeschwindigkeit so ein, dass das Einfüllen des BSA-Gradienten in die Sedimentationskammer etwa 20 bis 30 Minuten dauert.Beobachten Sie eine dünne, ungestörte Zellschicht, die auf der BSA-Gradienten liegt. Sobald der größte Teil des BSA aufgeladen ist, schließen Sie den Hahn und drehen Sie ihn in die Position, die es ermöglicht, dass Flüssigkeit aus der Sedimentationskammer in das Fraktionierungsrohr abfließen kann. Schalten Sie nun die Rührplatten aus und lassen Sie die Zellen eine Stunde und 45 Minuten lang sedimentieren. Nachdem die Sedimentation abgeschlossen ist, befestigen Sie das Fraktionierrohr am Fraktionensammler. Stellen Sie die Durchflussgeschwindigkeit mit dem Hahn so ein, dass alle 45 Sekunden 10 Milliliter pro Sammelrohr gesammelt werden. Sobald alle Fraktionen gesammelt sind, analysieren Sie diese mikroskopisch auf unterschiedliche Zellpopulationen hin.Unterschiedliche Zelltypen können anhand der Zellgröße und der Kernmorphismus unterschieden werden, um die Reinheit jeder Fraktion zu bestimmen. Übertragen Sie 10 Mikroliter DPI-gefärbte Zellen auf einen Objektträger. Legen Sie einen Deckglaser auf und analysieren Sie mit einem Fluoreszenzmikroskop.Ziehen Sie Fraktionen mit ähnlicher Größe und nuklearer Morphologie, um Zellpopulationen zu erzeugen. Eine typische Aufbereitung von etwa 22 Testes. Mit diesem Stay-Put-Verfahren erhält man etwa 10 hoch acht Zellen.Metagene Zelltyp-Fraktionen können schnell mithilfe einer Kombination aus Licht- und Fluoreszenzmikroskopie analysiert werden. Myotische, spermatogoniale und somatische diploide Zellen sind die größten Zellen, die in den Hoden vorkommen, und enthalten große Kerne, die mit DAPI relativ homogen anfärben. Runde Spermatiden sind kleinere Zellen mit kleineren, runden Kernen, in der Regel mit einem intensiv färbenden Chromozentrum. Condensierende, längliche Spermatiden sind kleine Zellen mit halbmondförmigen Kernen.Nachdem die Zellfraktionen vereinigt wurden, kann die Reinheit weitergehend durch eine Western-Blot-Analyse der Zelllysate bestimmt werden. Häufige Marker für myotische Zellen sind die Proteine des Synaptonemalkomplex-Eins. Häufige Marker für kondensierende Spermatiden sind Übergangsproteine oder Protamine.Wenn man die Technik einmal beherrscht, kann sie nach ihrer Entwicklung in sieben Stunden durchgeführt werden, sofern sie ordnungsgemäß ausgeführt wird. Diese Technik ebnete den Weg für Forscher im Bereich der Spermatogenese, zelluläre Prozesse in verschiedenen Zelltypen aus den Hoden zu untersuchen.

separation-spermatogenic-cell-types-using-sta-put-velocity

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Eine effiziente Methode, um hochreine lebensfähig meiotischen Fraktionen aus Maus Hoden zu erhalten, ist beschrieben, die vereint ein raffiniertes Zelle Dissoziation Protokoll mit fluoreszierenden activated cell sorting (FACS). Diese Methode nutzt die Unterschiede in der DNA-Gehalt und nukleare Dichte der diskreten meiotischen Fraktionen.

Durchflusszytometrie Reinigung der Maus meiotischen Zellen

Dieses Video zeigt die Isolierung von Sertoli-Zellen aus Samenkanälchen der Maus, einer Komponente der Hoden. Enzymatischer Verdau und wiederholtes Waschen fördern die Freisetzung von Sertoli-Zellen in die Lösung, die zur Proliferation und zum Wachstum weiter kultiviert werden kann.

Isolierung immunregulatorischer Sertoli-Zellen aus Samenmagentubuli der Maus

Ein neuartiges Protokoll für die mechanische Aufbereitung von Hoden Zellsuspensionen von Nagetier Material, die Vermeidung Enzyme und Reinigungsmittel, beschrieben. Das Verfahren ist sehr einfach, schnell, reproduzierbar und macht gute Qualität Zellsuspensionen, die sich für Durchfluss Sortier-und RNA-Extraktion sind.

Einfache und effiziente Technik zur Herstellung von Hodenkrebs Zellsuspensionen

Wir beschreiben eine Sortierstrategie für Mausspermatiden mittels Durchflusszytometrie. Die Spermatiden werden in vier hochreine Populationen eingeteilt, darunter runde (Spermiogenese-Schritte 1-9), früh-elongierende (Spermiogenese-Schritte 10-12), spät-elongierende (Spermiogenese-Schritte 13-14) und längliche Spermatiden (Spermiogenese-Schritte 15-16). DNA-Färbung, Größe und Granulosität werden als Selektionsparameter verwendet.

Schritt spezifische Sortierung der Maus Spermatiden durch Durchflusszytometrie

Meiose ist der Entwicklungsprozess durch den Gameten durch eine einzelne Runde der DNA-Replikation und zwei aufeinanderfolgenden Runden Chromosom Segregation gebildet werden. Säugetier-Meiose kann untersucht werden, durch die Verwendung einer Technik um meiotische Chromosomen breitet sich vorzubereiten. Hier zeigen wir einen Weg der Vorbereitung der Oberfläche verbreitet Kerne aus Maus Spermatozyten.

Vorbereitung der meiotischen Chromosom erstreckt sich von Maus Spermatozyten

Diese Arbeit beschreibt die Standardisierung eines Verfahrens, um gereinigte Keimzellpopulationen aus Hodengewebe verschiedener Säugetierarten zu erhalten. Es ist ein einfaches Protokoll, das mechanische Hodendissoziation, Färbung mit Hoechst-33342 und Propidiumjodid und FACS-Sortierung kombiniert, mit breiten Anwendungen in vergleichenden Studien der männlichen Fortpflanzungsbiologie.

Ein standardisierter Ansatz für Multispezies Reinigung von männlichen männlichen Keimzellen durch mechanische Gewebedissoziation und Durchflusszytometrie

Diese Röhrchen-Squash-Technik soll rasch zytologischen Merkmale entwickeln Maus Spermatozyten unter Beibehaltung der zellulären Integrität zu beurteilen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von allen Stufen der Spermatogenese und neben anderen biochemischen und molekularen biologischen Ansätze zur Erforschung der Maus Meiose leicht umgesetzt werden kann.

Eine Seminiferous Röhrchen-Squash-Technik für die zytologische Analyse der Spermatogenese mit dem Maus-Modell

In diesem Beitrag wollen wir die Leistung der Dichte-Gradienten-Zentrifugierung-Technik und deren Anwendung in Sperma-Physiologie-Forschung beschreiben.

Spermiengewinnung differenzielle Qualität mit Dichte-Gradienten-Zentrifugierung

Präsentiert hier ist ein Protokoll zur Anreicherung von Pachyten-Spermatozyten, runden Spermaatien und lästigen Spermaatiden aus erwachsenen Maushoden mit einem diskontinuierlichen Rinderserum-Albumin-Dichtegradienten mit Standard-Laborgeräten.

Anreicherung von Pachyten-Spermatozyten und Spermatien aus Maushoden mit Standard-Laborgeräten

Hier präsentieren wir eine einfache und effiziente Methode, um lebende meiotische und postmeiotische Keimzellen von erwachsenen Maushoden zu isolieren. Mit einem zytotoxischen, violett-erregten DNA-Bindungsfarbstoff und fluoreszenzaktivierter Zellsortierung kann man hoch angereicherte spermatogene Zellpopulationen für viele nachgelagerte Anwendungen isolieren.

Isolierung von murinen Spermatogenic Cells mit einem violett-erregten Zellpermeable DNA Binding Dye

Hier stellen wir eine Methode zur Durchführung der runden Spermatideninjektion (ROSI) bei Mäusen vor, eine Technik mit vielversprechenden klinischen Anwendungen und Nutzen für die Untersuchung der Mechanismen, die der Embryonalentwicklung zugrunde liegen.

Runde Maus-Spermatiden-Injektion

Erfahren Sie die STA-PUT-Geschwindigkeitssedimentation zur Trennung von Spermatogenese-Zelltypen aus Mäusetestes. Diese Methode ermöglicht die Isolierung spezifischer Zellpopulationen mit hoher Reinheit für die Reproduktionsbiologie.

Die Trennung der Spermatogenese Zelltypen Mit STA-PUT Velocity Sedimentation

Weitere Videos entdecken