Name: Glycopeptid-Capture für Zelloberflächen Proteomics (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-09T20:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 11 s
Description: Erfahren Sie die Glycopeptid-Capture-Methode zur Anreicherung niedrig abundanter Zelloberflächenproteine für Proteomics-Analysen. Diese Technik ermöglicht die Identifizierung und Quantifizierung von Membranproteinen mittels LC-MS.

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Diese Forschung wurde von der Startfonds der Simon-Fraser-Universität unterstützt.

Ein. Ernte-Membranen <ol><li> Hinzufügen hypotonischen Puffer (10 mM Tris-HCl, 10 mM KCl, 1,5 mM MgCl 2, pH 8,0) mit Proteaseinhibitorcocktail auf einen Zellpellet (~ 10 8 Zellen) und Inkubation für 15-30 min auf Eis. Lyse der Zellen, indem die Probe durch Spritzennadeln (5-10 Durchläufe) oder Homogenisieren der Probe von einem Dounce Homogenisator (15-30 Schläge). Verwenden Sie eine Zählkammer und Trypanblaufärbung um die Effizienz der Lyse zu überprüfen. </li><li> Erhalten Sie die mikrosomale Fraktion durch eine differenzielle Zentrifugation des Lysats bei 3.000 gx 15 min und dann bei 100.000 gx 2 Stunden. Die erste Zentrifugation erhält man ein Pellet, das die Kernfraktion und die anschließende Zentrifugation des Überstandes erzeugt ein zweites Pellet, welches die Mikrosomenfraktion, die die Plasmamembran als auch membrangebundene Organellen 8 enthält. Die endgültige Überstand ist die cytosolische Fraktion. Bewahren Sie die mikrosomalen Fraktionen in -80 ° C-Gefrierschrank für weitere analysist wie nachstehend angegeben. </li></ol> 2. Auflösen, denaturieren und Digest Membranproteine <ol><li> Löse den mikrosomalen Fraktion im Denaturierungspuffer (40 mM Tris, 10 mM EDTA, 10 mM TCEP, 0,5% Rapigest, pH 8) und dann inkubieren der Lösung auf 100 ° C für 10 min. </li><li> Kühlen der erhitzten Lösung auf Raumtemperatur abgekühlt, ultrahochreinen Harnstoffpulver in der Lösung auf 8 M Endkonzentration und Inkubation der Probe bei 37 ° C für 30 min. </li><li> Hinzufügen Iodacetamid Stammlösung zu der Probe auf 15 mM Endkonzentration, und Inkubieren der Lösung in der Dunkelheit für 30 min bei Raumtemperatur, um die freien Thiole in der Probe zu alkylieren. Hinzufügen DTT-Stammlösung zu der Probe auf 10 mM Endkonzentration der Lösung und Inkubation für weitere 10 min bei Raumtemperatur, um das überschüssige Iodacetamid stillen. </li><li> Verdünnt die erhaltene Lösung 10-fach mit 40 mM Tris-Puffer bei pH 8, und anschließend Trypsin hinzufügen, um die Probe bei einer 1:20-Verhältnis von trypsin zum Gesamtprotein. Aufrechterhaltung der Aufschlussreaktion in einem 37 ° C Ofen über Nacht, um sicherzustellen, wird die Reaktion beendet. </li><li> Beenden Sie die Verdauung durch Ansäuern der Probenlösung mit HCl, ein Zustand, bricht auch das Reinigungsmittel, dh Rapigest pH 1. Verschlechtern die Rapigest bei 37 ° C für 1 h, und entfernen Sie die entstandene Niederschlag durch Zentrifugieren. </li><li> Reinigen Sie den Überstand, die Probe-Peptide enthält, die von einem C-18-Festphasenextraktion (SPE) Patrone und trocknen Sie die erhaltene Probe durch Speedvac. </li><li> Durchführen einer SDS-PAGE-Analyse von Proben vor und nach der Trypsin-Verdau, um die Effizienz der Verdauung zu bestätigen. </li></ol> 3. Glycopeptid-Capture- <ol><li> Man löst die gereinigten Peptide im Kopplungspuffer (100 mM Natriumacetat, pH 5,5). Hinzufügen Natriumperiodat in die Peptidlösung in einer Endkonzentration von 10 mM für 30 min im Dunkeln bei Raumtemperatur. Dadurch werden die cis-Diol-Gruppen in den Glycanen zu Aldehyden oxidieren, Welche die Glykane zu koppeln Harzes durch Hydrazid Chemie ermöglichen. Quenche die übermäßige Periodat durch Natriumsulfit bei einer Endkonzentration von 20 mM und pH 5 für 10 min bei Raumtemperatur. </li><li> Einführung Hydrazid-derivatisierten Harzes in die Peptidlösung in einem Verhältnis von 1:4 (Harz-Lösung) zu koppeln Glycopeptide zu dem Harz. Inkubieren der Reaktion bei 37 ° C für 1-2 Tage mit End-zu-End-Rotation für eine vollständige Kopplung. </li><li> Entfernen der nicht gebundenen Peptide durch Waschen des Harzes zweimal mit 1 ml von jeder der folgenden: DI-Wasser, 1,5 M NaCl, Methanol und 80% Acetonitril. Schließlich 3x Waschen des Harzes mit 1 ml 100 mM NH 4 HCO 3 bei pH 8, um den Puffer des Systems austauschen zu 100 mM NH 4 HCO 3. <ol><li> Sammle den Überstand und die Waschschritte für die Analyse von ungebundenen Peptiden (optional). </li></ol></li><li> Lösen der N-Glycopeptide vom Harz durch PNGase F in einer Inkubation über Nacht bei 37 ° C mitN-Ende-zu-Ende-Rotation. Sammeln Sie die freigesetzten Peptide durch Zentrifugation und einer 80% Acetonitril waschen. Trocknen Sie die erhaltene Lösung in der Speedvac für LC-MS-Analyse. </li></ol> 4. Weitere Fraktionierung (Optional) Zur weiteren Vereinfachung Probenkomplexität, Fraktionierung der N-Glycopeptiden. Beispielsweise abgeblasen, und der getrockneten Peptide in 10 mM Ammoniak-Formiat, 20% Acetonitril pH 3 und mit starken Kationenaustauscher (SCX) gereinigt, um die Peptide zu fraktionieren. Trocknen des erhaltenen Elutionsmittel und dann analysiert die erhaltenen Peptidfraktionen durch Umkehrphasen-LC-MS 8,17,18. 5. Reinigung der frei N-Glycopeptide (Optional) Wenn Bedenken erheben für die mögliche Kontamination der Peptide, wieder aufzulösen die getrockneten Peptide in 0,1% Ameisensäure und verwenden Sie einen MCX SPE-Säule, um die Peptide weiter zu reinigen, bevor Umkehrphasen-LC-MS-Analyse. <strong&gt; Hinweis: Datenbanksuchparameter. Bei der selektiven Spaltung von N-Glycopeptide aus dem Harz, wandelt die PNGase F-N-Glycan verknüpft Asparagin zu einer Asparaginsäure. Daher besteht ein 0,9840 Da Massenverschiebung der befreiten N-Glycopeptide. Diese Peptide genau zu identifizieren, muss diese Änderung der Suchparameter mit gemeinsamen Abänderungen wie der Carbamidomethylierung des Cystein und Oxidation der Methionin zugesetzt werden.

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<li>Sun, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glycocapture-assisted+global+quantitative+proteomics+%28gagQP%29+reveals+multiorgan+responses+in+serum+toxicoproteome%5BTitle%5D)+AND+%22J+Proteome+Res%22%5BJournal%5D)">Glycocapture-assisted global quantitative proteomics (gagQP) reveals multiorgan responses in serum toxicoproteome.</a> J Proteome Res. 12, 2034-2044 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Hier stellen wir ein Glycopeptid-Capture-Strategie zur Profilierung Zelloberflächenproteine. Das Verfahren kann angewendet werden, um sekretierte Proteine, wie sie in Blut, wie auch in anderen Körperflüssigkeiten oder Zellkulturmedien zu studieren. Der Erfolg des Verfahrens beruht auf der vollständigen Verdau von Proben; Daher ist ein SDS-PAGE-Charakterisierung der Effizienz der Verdauung notwendig, insbesondere für die erste Zeitanalyse einer Probe. Eine vollständige Verdauung kann eine Her...

Zelloberflächen-Proteine ​​interagieren mit der extrazellulären Umgebung und leiten Signale von der Außenseite zur Innenseite der Zelle. Somit sind diese Proteine, einschließlich extrazellulären Matrixproteinen, spielen wichtige Rollen in allen Aspekten der Zellbiologie und der Physiologie von Proliferation, Wachstum, Migration, Differenzierung Alterung und so weiter. Oberflächenproteine ​​funktionieren durch die Interaktion mit anderen Zellen, Proteinen und kleinen Molekülen 03.01. Molekulare Charakterisierung von Zelloberflächenproteinen ist von großem Interesse, nicht nur für Biologen, sondern auch für die pharmazeutische Industrie, da mehr als 60% der Medikamente, Zelloberflächenproteine ​​4 ausgerichtet. Tandem-Massenspektrometrie (MS), mit seiner überlegenen Sensitivität, Genauigkeit und Durchsatz für die Identifizierung von Proteinen und Peptiden, wurde ein leistungsfähiges Werkzeug für die globale proteomische Studien 5,6. Doch stellen Oberflächenproteine ​​erhebliche Herausforderungen zu MS-basierte Proteomik, wiedie meisten Oberflächenproteine ​​gibt es in geringen Mengen und mit schweren Veränderungen. Die Membran-überspannenden Regionen der Oberflächenproteine ​​machen sie hydrophob ist; Dies ist insbesondere der Fall bei Multitransmembranproteine. Es ist daher schwierig, Membranproteine ​​in wässrigen Lösungen ohne Zuhilfenahme eines Detergens zu lösen; Jedoch ist die Verwendung von Waschmitteln in der Regel unterdrückt die Leistung der HPLC und MS 1,7,8 Proteinidentifikation. Daher Membranproteine ​​wurden schlecht in direkten LC-MS basierte Proteomik gekennzeichnet. Die Glykosylierung ist eine der wichtigsten und reichlich post-translationale Modifikationen, die sich in Zelloberflächenproteine ​​9. Die enorme Komplexität und Heterogenität der Glykane behindern Peptide &#39;MS-Signal 10. Dennoch haben mehrere proteomische Methoden dieses einzigartige Modifikation verwendet werden, um Oberflächenproteine ​​zu bereichern und die Zuckerreste von Proteinen vor der LC-MS-Analyse zu entfernen. Diese Methodes sind Lektin-basierte Affinitätseinfang 11 und Hydrazid-basierten oder Borsäure Chemie Capture 12 sowie hydrophile Trennungen 8,13. Die Entfernung der Glykane verwandelt Membranproteine, regelmäßige Proteine ​​und vereinfacht die MS Charakterisierung drastisch. Da Glykosylierung in sezernierte Proteine, die eine hohe Löslichkeit im Gegensatz zu Membranproteine ​​erfolgt auch, viele glycoproteomische Methoden für lösliche Proteine ​​optimiert und tendenziell niedrigere Glycopeptid Selektivität und Empfindlichkeit, wenn sie eingesetzt werden, um Proteine ​​8,14 Membran haben. Andere Verfahren bestehen auch zu bereichern, insbesondere Zelloberflächenproteine, wie z. B. jene, die Ultrazentrifugation 15 und Markierungsstrategien 16. Ein detaillierter Vergleich zwischen unserem Verfahren und anderen bestehenden Methoden zur Charakterisierung von Membranproteinen durchgeführt wurde kürzlich 17, und die Ergebnisse zeigten, daß unser Verfahren ebenso gut ausführen kann, wenn nichtbesser, als alle gegen Membran Proteomics Methoden, aber mit höheren Einfachheit. Um Forscher mit dieser Methode, die wir hier ausführlich ein allgemeines Protokoll. Diese Methode integriert mehrere Vorteile der bestehenden Glycoproteomikstrategie Strategien und ist speziell für Membran-Glykoproteine ​​entwickelt, doch die Methode funktioniert genauso gut für sekretierte Proteine. Die Merkmale dieses Verfahrens sind: 1) eine vollständige Solubilisierung von Membranproteinen, 2) eine Anreicherung von Glycopeptiden anstelle von Glykoproteinen, die potentielle sterische Behinderung zu vermeiden, wenn unter Verwendung eines festen Erfassungs Substrat, 3) die Verwendung von Hydrazid-Chemie, um kovalente Bindungen zwischen Form Glycopeptide und die Erfassung Substrat, so dass das gebundene Glycopeptide können stringente Waschungen für Hoch glycoselectivity tolerieren, und 4) die Fähigkeit, die gesamte Aufnahmevorgang in einem Rohr zur Probenverlust reduziert und verkürzt die Dauer Verfahren durchzuführen. Nach Durchführung dieses Verfahrens, um das Studium eine variableety von biologischen Proben, einschließlich Zellen und Geweben beobachteten wir eine hohe Selektivität (&gt; 90%) an Glycoproteine ​​8,17,18.

<table><tbody><tr><td>DTT</td><td>Sigma</td><td>646563</td><td></td></tr><tr><td>TCEP</td><td>Sigma</td><td>646547</td><td></td></tr><tr><td>Iodacetamid</td><td>Sigma</td><td>A3221</td><td></td></tr><tr><td>Rapigest SF</td><td>Wässer</td><td>186001860</td><td></td></tr><tr><td>Natriumperiodat</td><td>Sigma</td><td>311448</td><td></td></tr><tr><td>PNGase F</td><td>New England Biolabs</td><td>P0704S</td><td></td></tr><tr><td>Affi-Gel Hz Hydrazid-Gel</td><td>Bio-Rad</td><td>153-6047</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Worthington Biomedical</td><td>LS02115</td><td></td></tr><tr><td>Sep-Pak C-18 Patrone</td><td>Waters</td><td>WAT054955</td><td></td></tr><tr><td>Oasis MCX Patrone</td><td>Waters</td><td>186000252</td><td></td></tr><tr><td>Proteaseinhibitor Coctail</td><td>Sigma</td><td>P8340</td><td></td></tr><tr><td>Harnstoff</td><td>Amersco</td><td>568</td><td></td></tr><tr><td>Natriumsulfit</td><td>Caledon</td><td>8360-1</td><td></td></tr><tr><td>Invertase</td><td>Sigma</td><td>I0408</td><td></td></tr><tr><td>&alpha;-1 Trypsin</td><td>Sigma</td><td>F2006</td><td></td></tr><tr><td>Ribonulease B</td><td>Sigma</td><td>R7884</td><td></td></tr><tr><td>Avidin</td><td>Sigma</td><td>A9275</td><td></td></tr><tr><td>Ovalbumin</td><td>Sigma</td><td>A5503</td><td></td></tr><tr><td>Conalbumin</td><td>Sigma</td><td>C0755</td><td></td></tr></tbody></table>

glycopeptid-capture für zelloberflächen proteomics

Glycopeptide Capture for Cell Surface Proteomics

Zelloberflächenproteine, einschließlich extrazellulären Matrixproteinen, sich an allen wichtigen zellulären Prozessen und Funktionen, wie Wachstum, Differenzierung und Proliferation. Eine umfassende Charakterisierung dieser Proteine ​​bietet reichhaltige Informationen zur Entdeckung von Biomarkern, Zelltyp-Identifikation und Drogenzielauswahl, als auch helfen, unser Verständnis der Zellbiologie und Physiologie voraus. Oberflächenproteine ​​stellen jedoch erhebliche analytische Herausforderungen, die aufgrund ihrer inhärent niedrigen Fluss, hohe Hydrophobie und schwere post-translationale Modifikationen. Unter Ausnutzung der vorherrschenden Glykosylierung auf Oberflächenproteine, führen wir hier ein Hochdurchsatz-Glycopeptid-Capture-Ansatz, der die Vorteile von mehreren vorhandenen N-Glycoproteomikstrategie Mittel integriert. Unsere Methode kann die Glykopeptide von Oberflächenproteinen abgeleitet bereichern und entfernen ihre Glykane für einfache Proteomik mittels LC-MS. Die beschlossene N-glycoproteome umfasst die informationen von Protein Identität und Quantität sowie ihre Websites der Glykosylierung. Dieses Verfahren hat zu einer Reihe von Studien in Bereichen wie Krebs, Stammzellen und Arzneimitteltoxizität angewendet. Die Beschränkung des Verfahrens liegt in der geringen Häufigkeit von Oberflächenmembranproteinen, so dass eine relativ große Menge von Proben für die Analyse erforderlich im Vergleich zu Studien am cytosolischen Proteine ​​zentriert.

Ein repräsentatives Flussdiagramm des experimentellen Verfahrens ist in Fig. 1 zusammengefaßt. Die Etikettierung und weitere Fraktionierung Schritte sind optional und Details sind in einer Veröffentlichung 18 beschrieben. Eine weitere Möglichkeit ist die unveränderten Peptide, die nicht mit dem Harz reagieren zu analysieren. Die Vorteile des Analysierens der unmodifizierten Peptide umfassen die Identifizierung von potentiellen nicht-glykosylierte Peptide und Proteine, wie Claudinen in tight j...

Zelloberflächen-Proteine ​​sind biologisch wichtige und weithin glykosyliert. Wir stellen hier eine Glykopeptid-Capture-Ansatz für einfache LC-MS basierte Proteomanalysen löslich zu machen, zu bereichern, und deglycosylieren diese Proteine.

Glycopeptid-Capture für Zelloberflächen Proteomics

Cell surface proteins, including extracellular matrix proteins, participate in all major cellular processes and functions, such as growth, ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, membranassoziierte Zelloberflächenproteine mit geringer Abundanz anzureichern. Dies wird erreicht, indem membranassoziierte Proteine zunächst denaturiert und verdaut werden. Im zweiten Schritt werden die Glykane oxidiert und die glykosylierten Peptide an einer Harzoberfläche gebunden.Die nicht glykosylierten Peptide werden anschließend von dem Harz gewaschen. Der letzte Schritt besteht in der Freisetzung der N-gebundenen Glycopeptide vom Harz zur LC-MS-Analyse. Schließlich kann die identifizierte Peptidsequenz rückverfolgt und den Proteinen zugeordnet werden, um sie zu identifizieren und zu quantifizieren.Heute werde ich Ihnen demonstrieren, wie die Geico-Peptid-Capture-Methode funktioniert. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber den bisher verfügbaren Verfahren, wie beispielsweise der Glykoprotein-Capture-Methode, besteht darin, dass das Membranprotein zuerst verdaut wird und die Anreicherung des Glycopeptids in einem einzigen Ansatz durchgeführt werden kann. Der Einsatz dieser Technik kann sich auf die Entdeckung von Krankheitsbiomarkern erstrecken.Da das Gator-Protein in das Blut und andere Körperflüssigkeiten abgegeben werden kann und die im Blut zirkulierenden Glykoproteine, die spezifisch für den pathologischen Prozess sind, als prognostische und diagnostische Biomarker verwendet werden können. Bereiten Sie zunächst vier Milliliter hypotonisches Pufferlösung mit einem 1:100 verdünnten Proteaseinhibitorcocktail vor. Geben Sie ein Milliliter der hypotonischen Pufferlösung auf ein Zellpellet mit etwa 108 Zellen und inkubieren Sie die Mischung 15 bis 30 Minuten auf Eis. Überführen Sie die Zellen in ein zwei Milliliter fassendes Gefäß und lysieren Sie die Zellen, indem Sie die Probe fünf bis zehn Mal durch eine Spritze mit Nadel ziehen.Verwenden Sie dann einen H&auml;mocytometer und Trypanblau-F&auml;rbung. Um die Lyse-Effizienz zu &uuml;berpr&uuml;fen, mischen Sie ein Milliliter Lyssat mit drei Milliliter verbleibendem hypotonischem Puffer. Zentrifugieren Sie das R&ouml;hrchen bei 3000&times;g und vier Grad Celsius f&uuml;r 15 Minuten.Überführen Sie das Überstand-Superfluid in ein Ultrazentrifugenröhrchen und lagern Sie das Pellet in einem minus 80 Grad Celsius kalten Gefrierschrank. Zentrifugieren Sie das Ultrazentrifugenröhrchen bei 100.000 × g bei vier Grad Celsius für zwei Stunden. Lösen Sie danach den mikrosomalen Anteil in 200 µL Denaturierungspuffer auf und erhitzen Sie die Lösung anschließend 10 Minuten lang auf 100 Grad Celsius. Nachdem die erhitzte Lösung auf Raumtemperatur abgekühlt ist, wird hochreines Harnstoffpulver hinzugefügt, um eine endgültige Konzentration von acht Molaren zu erreichen, und die Probe wird 30 Minuten lang bei 37 Grad Celsius inkubiert. Nach der Inkubation wird eine 500 Millimolare Iodoacetamid-Stammlösung zur Probe gegeben, um eine Endkonzentration von 15 Millimolar zu erreichen.Anschließend die Lösung 30 Minuten bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubieren, um die freien Thiole in der Probe zu alkylieren. Danach eine einmolare DTT-Standardlösung zur Probe hinzufügen, um eine Endkonzentration von 10 Millimolar zu erreichen, und die Lösung weitere 10 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren. Um überschüssiges Iodoacetamid abzubrechen, die erhaltene Lösung zehnfach mit 40 Millimolar Tris-Puffer bei pH 8 verdünnen und anschließend Trypsin im Verhältnis von 1 zu 20 (Trypsin zu Gesamtproteinmenge) zur Probe geben.Bestimmen Sie die Menge an Gesamtprotein mithilfe des Bradford-Assays. Führen Sie die Verdauungsreaktion über Nacht in einem Ofen bei 37 Grad Celsius durch, um sicherzustellen, dass die Reaktion vollständig ist. Beenden Sie anschließend die Verdauung, indem Sie die Probelösung mit 10 Millimolar Salzsäure auf pH eins ansäuern, wodurch auch das Rapidest degradiert wird.Das Detergens wird dann bei 37 Grad Celsius eine Stunde lang in einem Inkubator am schnellsten abgebaut. Nach der Inkubation wird der entstandene Niederschlag durch Zentrifugation entfernt. Reinigen Sie die SUP-Lösung, die die Peptide enthält, mittels einer C18-Festphasen-Extraktions-Kartusche und trocknen Sie die erhaltene Probe im Vakuumtrockner.Führen Sie eine SDS-Page-Analyse der Proben vor und nach den Trips und der Verdauung durch, um die Verdauungseffizienz zu bestätigen. Lösen Sie die gereinigten Peptide zu diesem Zeitpunkt in 200 µL Kopplungspuffer auf. Nach Zugabe von Natriumpuriat zur Peptidlösung, um eine endgültige Konzentration von 10 mmol/L zu erreichen.Inkubieren Sie die Probe 30 Minuten lang im Dunkeln bei Raumtemperatur. Nach Beendigung der Inkubation quenchen Sie das überschüssige Prat mit Natriumsulfit, um eine Endkonzentration von 20 Millimolar und einen pH-Wert von fünf zu erreichen. Nach einer weiteren Inkubation von 10 Minuten bei Raumtemperatur geben Sie 200 Mikroliter Hydrocyt-Derivat-Harzlösung, vorab equilibriert mit Kopplungspuffer, zur Peptidlösung hinzu. Inkubieren Sie die Reaktion bei 37 Grad Celsius für ein bis zwei Tage unter End-zu-End-Rotation zur vollständigen Kopplung. Am Ende entfernen Sie die nicht gebundenen Peptide, indem Sie das Harz zweimal mit je einem Milliliter deionisiertem Wasser, einem Milliliter 1,5-molarer Natriumchloridlösung, einem Milliliter Methanol und einem Milliliter 80%iger Acetonitrillösung waschen.Als Nächstes sammeln Sie den Überstand und die Waschungen zur Analyse der nicht gebundenen Peptide. Lagern Sie die Proben bis zur Analyse bei minus 80 Grad Celsius. Anschließend waschen Sie das Harz dreimal mit einem Milliliter 100 Millimolar Ammoniumbicarbonat bei pH 8.Schließlich 300 µL Ammoniumbicarbonat in das Probenfläschchen geben, um die N-Glycopeptide von der Säule freizusetzen. PNGase F hinzufügen und die Probe bei 37 °C mit Drehung von Ende zu Ende inkubieren.Sammeln Sie anschließend die freigesetzten Peptide durch Zentrifugation und waschen Sie das Harz mit einem Milliliter 80%igem Acetonitril. Vereinigen Sie die Waschung mit der zuvor gesammelten. Trocknen Sie die erhaltene Lösung abschließend im Speed-Vakuum für die LC-MS-Analyse.Ein atypisches Glycopeptid-Spektrum, aufgenommen nach der Anreicherungsmethode, wird hier am erhaltenen Glycopeptid gezeigt. Der N-Glycan wurde entfernt und der angehängte Glycan durch PNGase F in eine Asparaginsäure umgewandelt. Daher kann das Spektrum leicht mit jedem proteomischen Suchalgorithmus gegen gängige Proteinsequenzdatenbanken durchsucht werden.Atypische LC-MS-Ergebnisse. Hier gezeigt ist das Ergebnis der erfassten N-Glycopeptide, bei dem mehr als 100 Glykoproteine aus einem einzigen LC-MS-Lauf eines zellulären mikrosomalen Bruchteils identifiziert werden können. Die Anreicherungsselektivität sowohl für Glykoproteine als auch für Glycopeptide liegt im Allgemeinen über 90 %. Eine erfolgreiche Analyse kann eine Anreicherungsselektivität von 95 % erreichen, wenn eine SCX-Säule und ein Stufengradient zur weiteren Fraktionierung verwendet werden. Die Proben vor der LC-MS-Analyse verdoppeln in der Regel die Anzahl der identifizierten Glykoproteine.Manchmal, wenn die Menge der gewonnenen Glycopeptide gering ist, können Verunreinigungen, die sich aus den Gefäßen anreichern, in der Endprobe beobachtet werden. Diese Kontaminationen können mittels einer MCX-Säule entfernt werden. Nachdem Sie dieses Video angesehen haben, hoffe ich, dass Sie nun ein gutes Verständnis dafür besitzen, wie unsere Glycopeptid-Anreicherungsmethoden zur Untersuchung von selbstständigen Membranproteinen eingesetzt werden können.Während Sie dieses Protokoll durchführen, ist es ebenfalls wichtig, Proben für jeden Schritt zur Fehlersuche beiseitezulegen. Das Volumen des Reagenz kann ebenfalls für Ihre spezifische Studie optimiert werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Lectin-konjugierten POROS Perlen wurden für die HPLC eingesetzt. Glycopeptid-Normen diente als positive und negative Kontrollen. MARS-14 aufgebraucht wurde trypsinverdauten Humanplasma chromatographiert und Flow-Through-(FT) und gebundenen Fraktionen für ESI-LC-MS/MS Analysen gesammelt. Glykopeptide wurden in der gebundenen Fraktion angereichert, um FT verglichen.

A Lectin HPLC-Methode zur selektiven glykosylierte Peptide aus komplexen biologischen Proben Enrich

Der allgegenwärtige Botenstoff c-di-GMP steuert das Wachstum und Verhalten vieler Bakterien. Wir haben eine neuartige, auf der Capture Compound-Massenspektrometrie basierende Technologie entwickelt, um c-di-GMP-bindende Proteine in praktisch jeder Bakterienspezies biochemisch zu identifizieren und zu charakterisieren.

Capture Compound Mass Spectrometry - Ein leistungsfähiges Tool zum Identifizieren Novel c-di-GMP Effektorproteinen

Es wurde ein Hochdurchsatzprotokoll für die kombinierte Proteomik- und Glykomik-Aufreinigung und die LC-MS/MS-Quantifizierung im Plasma entwickelt. Die Deamidierungsanalyse von N-verknüpften Glykosylierungsmotiven war spezifisch für deglykosylierte Stellen. Eine genaue Quantifizierung der N-Glykane wurde durch die Kopplung der filtergestützten N-Glykan-Trennung an die Individualitätsnormalisierung bei der Markierung mit der Glykanhydrazid-Tag-Strategie erreicht.

Eine quantitative Glycomics und Proteomics Kombinierte Reinigungsstrategie

Hier beschreiben wir Protokolle Säugerzellen durch Solid-State-Fräsen bei einer kryogenen Temperatur zu stören, um einen Zellextrakt aus der resultierenden Zelle Pulver produzieren, und Proteinkomplexe von Interesse durch Affinitätseinfangen auf Antikörper-gekoppelten Mikrometer-Maßstab paramagnetischen Perlen zu isolieren.

Protein Complex Affinity Capture von Cryomilled Mammalian Cells

Dieses Papier beschreibt eine Methodik kardiovaskuläre Gewebeproben für die MS-Analyse herzustellen, das für (1) die Analyse der Proteinzusammensetzung ECM ermöglicht, (2) die Identifizierung von Glykosylierungsstellen, und (3) der Zusammensetzungs Charakterisierung von Glycan Formen. Diese Methodik kann mit geringfügigen Modifikationen angewandt wird, zum Studium des ECM in anderen Geweben.

Glycoproteomics der extrazellulären Matrix: eine Methode zur Intact Glycopeptidthioestern Analyse unter Verwendung von Massenspektrometrie

Wir präsentieren eine Methode zur Reinigung, Detektion und Identifizierung von diGly Peptiden, die aus ubiquitinierten Proteinen aus komplexen biologischen Proben stammen. Die vorgestellte Methode ist reproduzierbar, robust und übertrifft die veröffentlichten Methoden in Bezug auf den Grad der Tiefe der Ubiquitinom-Analyse.

Nachweis von Protein-Ubiquitinationsstellen durch Peptidanreicherung und Massenspektrometrie

Die offene Suche ermöglicht die Identifizierung von Glykopeptiden, die mit bisher unbekannten Glykanzusammensetzungen verziert sind. In diesem Artikel wird ein optimierter Ansatz für die Durchführung einer offenen Suche und anschließende Glykan-fokussierte Glykopeptidsuche für Bakterienproben unter Verwendung von Acinetobacter baumannii als Modell vorgestellt.

Die Anwendung offener suchbasierter Ansätze zur Identifizierung von Acinetobacter baumannii O-verknüpften Glykopeptiden

Posttranslationale Modifikationen (PTMs) verändern Proteinstrukturen und -funktionen. Methoden zur gleichzeitigen Anreicherung mehrerer PTM-Typen können die Abdeckung in Analysen maximieren. Wir präsentieren ein Protokoll mit dual-funktioneller Ti(IV)-immobilisierter Metallaffinitätschromatographie, gefolgt von Massenspektrometrie zur gleichzeitigen Anreicherung und Analyse der Protein-N-Glykosylierung und Phosphorylierung in Pankreasgeweben.

Eine Spin-Tip-Anreicherungsstrategie zur simultanen Analyse von N-Glykopeptiden und Phosphopeptiden aus menschlichem Bauchspeicheldrüsengewebe

Es wird ein Protokoll zur Bestimmung von Biomarkern mit geringer Abundanz aus getrockneten Serumproben vorgestellt, das am Beispiel des Biomarkers Progastrin-freisetzendes Peptid (ProGRP) veranschaulicht wird. Antikörperbeschichtete magnetische Beads werden zur selektiven Aufreinigung und Anreicherung eines proteotypischen ProGRP-Peptids verwendet. Das eingefangene Peptid wird anschließend mittels Flüssigchromatographie-Tandem-Massenspektrometrie analysiert.

Microsampling in der gezielten Massenspektrometrie-basierten Proteinanalyse von Proteinen mit geringer Abundanz

Hier beschreiben wir einen Proteomik-Workflow zur Charakterisierung des Zelloberflächenproteoms verschiedener Zelltypen. Dieser Arbeitsablauf umfasst die Anreicherung von Proteinen auf der Zelloberfläche, die anschließende Probenvorbereitung, die Analyse mit einer LC-MS/MS-Plattform und die Datenverarbeitung mit spezieller Software.

"Cell Surface Capture"-Workflow zur markierungsfreien Quantifizierung des Zelloberflächenproteoms

Dieses Protokoll beschreibt die Glykomics-gesteuerte Glykoproteomics-Methode, eine integrierte Omics-Technologie, die umfassende Einblicke in das heterogene Glykoproteom in komplexen Tumormikroumgebungen bietet, die für ein besseres Verständnis der Glykobiologie von Krebserkrankungen erforderlich sind.

Glykomics-gesteuerte Glykoproteomik ermöglicht eine umfassende Profilierung des Glykoproteoms in komplexen Tumormikroumgebungen 

Erfahren Sie die Glycopeptid-Capture-Methode zur Anreicherung niedrig abundanter Zelloberflächenproteine für Proteomics-Analysen. Diese Technik ermöglicht die Identifizierung und Quantifizierung von Membranproteinen mittels LC-MS.

Glycopeptid-Capture für Zelloberflächen Proteomics

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