Name: Isolierung und funktionale Analyse von Mitochondrien aus kultivierten Zellen und Maus-Gewebe (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 27 s
Description: Lernen Sie die Isolierung atmender Mitochondrien aus kultivierten Zellen und Maus-Gewebe mittels differentieller Zentrifugation. Diese Methode ermöglicht die Beurteilung des Membranpotenzials als Indikator für den Zellzustand.

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Diese Forschung wurde teilweise unterstützt durch das NSF-Stipendium CHE-1229562 (VDGM), das Office of Undergraduate Research an der Elon University, das Elon Chemistry Department und den Elon Lumen Prize (TL und TAD), das Elon College Fellows Program (JAC) und das Elon College Honors Program (TAD).

Alle Tierversuchen entsprach National Institutes of Health Leitlinien und wurden von der Wake Forest University Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. Brutpaare für SOD1G93A [B6SJL-TgN (SOD1-G93A) 1Gur] Maus-Modell wurden von The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) erhalten. Nicht-transgenen Wildtyp (WT) Frauen und Männer SOD1G93A [B6SJL-TgN (SOD1-G93A) 1Gur] wurden gezüchtet, um SOD1G93A Mäusen und nicht transgenen WT Geschwistern, die in den Experimenten verwendet wurden zu generieren. 1. Modelle zur Untersuchung <ol><li> Zellkultur <ol><li> Pflege der menschlichen embryonalen Nierenzellen (HEK-T293) Zellen in DMEM mit 10% hitzeinaktiviertem fötalem Rinderserum, 1% Penicillin-Streptomycin und 1% L-Glutamin ergänzt, bei 37 ° C in 5% CO 2. </li><li> Wachsen Zellen in T75-Flaschen und lassen Sie sie 90% Konfluenz erreichen. </li><li> Durchführung Zellteilung über Trypsinisierung (0,25% Trypsin-EDTA) für 3-5 Minuten bei 37 ° C in 5% CO 2 </sub&gt; Inaktivierung von Trypsin mit gleichen Volumen von Zellmedium und Zentrifugation der Zellen 5 min bei 700 × g bei 4 ° C. </li><li> Saugen Sie die Medien und Zellpellet in Kulturmedien. </li><li> Samenzellen in der entsprechenden Kolben oder der Platte 7 × 10 4 Zellen in einer T75-Flasche 48 Stunden vor der Behandlung Zytokin. Dies sollte bei der Behandlung zu geben ~ 70% Dichte. </li><li> Serum verhungern Zellen 24 h später durch Ansaugen der Medien und mit dem gleichen Volumen von Serum-freien Medien (DMEM, steril) ersetzen. </li><li> Bereiten TNF-α, IL1-β und IFN-γ aus lyophilisierten Pulvers mit ultrareinem Wasser bei Arbeitskonzentrationen von 5 pg / ul, 10 ng / &amp; mgr; l, und 10 ng / ul, jeweils und sie in die Vertiefungen / Kolben. </li><li> Treat Serum ausgehungert Zellen durch die Zugabe von solubilisiertem Cytokine direkt an den Zellkulturmedien der entsprechenden Kolben. Die Behandlungen bestanden aus einzelnen Cytokine, einen Cocktail aus allen 3 (bezeichnet als &quot;* 3&quot;) oder sterile Wasser als Kontrolle (als &quot;0&quot; bezeichnet). </li><li> Vor Beurteilung und Ernte inkubieren behandelten Zellen für 24, 48 oder 72 Std. </li></ol></li><li> Die Lebensfähigkeit der Zellen Bewertung <ol><li> Eine 5 mg / ml Lösung von 3- (4,5-Dimethylthiazol-2-yl) -2,5-diphenyltetrazoliumbromid (MTT) in 1x PBS. </li><li> Für 12-Well-Platten, fügen Sie 100 ul der MTT-Lösung in jede Vertiefung und leicht schwenken, um eine gleichmäßige Verteilung zu gewährleisten. </li><li> Platten für 15 min-1 h bei 37 ° C in 5% CO 2, und prüfen unter einem Mikroskop auf die Anwesenheit von Purpurfärbung. Wenn keine vorhanden ist lila, wirbeln wieder und erlauben Zellen in 5-Minuten-Intervallen inkubieren, bis lila beobachtet. Die Menge an Zeit, die notwendig ist, indem jeder Untersuchenden bestimmt werden. </li><li> Mit einem Wiederholungspipette 700 ul der MTT Lösungsmittel (4 mM HCl und 0,1% NP40 in Isopropanol) in jede Vertiefung und Rock die Platte (n) bei Raumtemperatur für 5-10 Minuten, oder bis alle lila Farbe hatten die Zellen links . Wenn lilaFarbe nicht aus den Zellen kommen, fügen Sie zusätzliche 200 ul des Lösungsmittels und weiter zu wirbeln. </li><li> Für die Analyse nehmen 100 ul aus jeder Vertiefung und in einen 96-Lochplatte und auf einem Plattenlesegerät mit 570 nm und einer Referenzwellenlänge von 630 nm, 595 nm jedoch auch so lange akzeptabel, da Messwerte werden auf konsistente Einstellungen übernommen. </li></ol></li><li> Tiermodell der ALS <ol><li> Alle Tierversuchen entsprach National Institutes of Health Leitlinien und wurden von der Wake Forest University Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. Brutpaare für SOD1G93A [B6SJL-TgN (SOD1-G93A) 1Gur] Maus-Modell wurden von The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) erhalten. Nicht-transgenen Wildtyp (WT) Frauen und Männer SOD1G93A [B6SJL-TgN (SOD1-G93A) 1Gur] wurden gezüchtet, um SOD1G93A Mäusen und nicht transgenen WT Geschwistern, die in den Experimenten verwendet wurden zu generieren. </li><li> Führen Sie die Genotypisierung mit Standard Primer gegen mutierte SOD1 25. </li></ol></li></ol> 2. Isolierung von Mitochondrien HINWEIS: Es ist wichtig, schnell zu arbeiten und alles auf Eis zu halten während des gesamten Verfahrens. <ol><li> Vorbereitung der mitochondrialen Isolierungspuffer (MIB), Rückenmark Isolierungspuffer (SC MIB) und experimentellen Puffer (EB) <ol><li> Die folgenden Stammlösungen vorbereitet vor der Zeit für MIB und EB. </li><li> Auffüllen auf 1 M Tris / MOPS durch Lösen 12,1 g Tris-Base in 70 ml H 2 O. In trockenen MOPS pH 7,4 erhalten. Stellen Sie die Lautstärke auf 100 ml endgültig. Filter zu sterilisieren und bei 4 ° C. </li><li> Auffüllen auf 1 M Kphos durch Mischen von 80,2 ml der K 2 HPO 4 und 19,8 ml KH 2 PO 4. Lagerung bei Raumtemperatur. </li><li> Make 0,2 M EGTA / Tris durch Zugabe von 3,8 g von EGTA zu 10 ml H 2 O. 1 M Tris / MOPS bis gelöst, ~ 30-40 ml. Passen Sie bis 50 ml, Sterilfilter und bei Raumtemperatur lagern. Man beachte, dass der pH-Wert wird ~ 6,7. </li><li> Stellen Sie 1 M Glutamat, indem 10 ml1 M Lösung von Glutaminsäure. Filter zu sterilisieren und zu speichern 4 ° C. </li><li> Auffüllen auf 1 M Malate, indem 10 ml einer 1 M Lösung von Äpfelsäure. Hinzufügen Tris / MOPS 50 mM. Filter zu sterilisieren und bei 4 ° C. </li><li> Make MIB in einer Konzentration von 200 mM Saccharose, 10 mM Tris / MOPS, pH 7,4, und 1 mM EGTA / Tris. Filter zu sterilisieren und bei 4 ° C. </li><li> Make SC MIB in einer Konzentration von 250 mM Saccharose, 20 mM HEPES-KOH, pH 7,5, 10 mM KCl, 1,5 mM MgCl 2, 1 mM EDTA, 1 mM EGTA, 1 mM DTT und Proteaseinhibitor-Cocktail. </li><li> Make EB in einer Konzentration von 125 mM KCl, 10 mM Tris / MOPS, pH 7,4, 5 mM Glutamat, 2,5 mM Malat, 1 mM K-Phosphat, pH 7,4, und 10 mM EGTA / Tris. Filter zu sterilisieren und bei 4 ° C. </li></ol></li><li> Ausrüstung Vorbereitung vor der Ernten der Zellen. <ol><li> Spülen Sie ein kleines Glasgefäß und Homogenisierung Stößel dreimal mit sterilem Wasser und setzen auf Eis. </li><li> Gather notwendigen Gegenstände wie ein Standard-Bohrmaschine, Zell scraPersonen, 1,5 ml, 15 ml und 50 ml-Röhrchen und Lösungen. </li></ol></li><li> Mitochondrien Isolation <ol><li> Kultivierten Zellen <ol><li> Für jeden Probentyp, verwenden Sie zwei T175-Flaschen von Zellen. </li><li> Sicherzustellen, dass die Zelle in ~ 90% konfluent und Verwendung in Kontrollversuchen oder Platte und zu behandeln, wie oben in Schritt 1.2 beschrieben. </li><li> Auf der Tischplatte, absaugen Medien und waschen Sie die anhaftenden Zellen zweimal mit 15 ml 1x PBS jeder Zeit. </li><li> Saugt den Puffer und schaben Kolben die anhaftenden Zellen vom Boden des Kolbens zu entfernen. </li><li> 15 ml 1x PBS in jeden Kolben, Wirbel, und übertragen auf einzelne 15 ml konische Röhrchen und auf Eis. </li><li> Sobald Kratzen wird, Zentrifuge die Röhrchen für 5 Minuten bei 700 × g, 4 ° C durchgeführt unter Verwendung einer Tischzentrifuge mit einem Schwingbecher-Rotor. </li><li> Aspirat Ständen und Resuspendieren jedes Pellet in 1 ml MIB. </li><li> Kombinieren Sie beide Suspensionen und Transfer zu einem kleinen Glasgefäß zur Homogenisierung. </li><li> Fügen MIBzu dem Behälter, bis Puffer erreicht die erste Zeile. Homogenisieren Zellen mit den Stößel auf einen Bohrer bei mittlerer Geschwindigkeit für drei Durchgänge verbunden ist. Sicherzustellen, dass der Behälter auf Eis während diesem Schritt nicht die Stößel über der Flüssigkeit zu entfernen und um eine konstante Geschwindigkeit mit kontinuierlichen Durchläufen zu verwenden. </li><li> Übertragen der homogenisierten Lösung zu einem 50 ml konischen Röhrchen. </li><li> Zeichnen Sie die Lösung in eine 3-ml-Spritze mit einer 18-Gauge-1 ½-Zoll-Nadel und vertreiben sie zurück in die konische Röhrchen auf Eis mit einer 27 G ½-Zoll-Nadel. Kümmern, um die Lösung an der Innenwand des Rohrs auszustoßen, um diese Kraft für Zellmembran Unterbrechungen zu nutzen. </li><li> Wiederholen der Spritzenschritte für insgesamt fünfmal. </li><li> Wird die Lösung in einem 15 ml konischen Röhrchen und zentrifugiere für 5 Minuten bei 600 × g, 4 ° C in einer Tischzentrifuge mit einem Schwingbecher-Rotor. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig den Überstand und verteilt auf drei 1,5-ml-Röhrchen. HINWEIS: Mitochondria sind in dem Überstand nach dieser ersten Niedergeschwindigkeits Spin, während Zellmembranen und aufgebrochene Zellen pelletiert werden. </li><li> Zentrifugenröhrchen in einem Festwinkelrotor bei 10.000 × g, 4 ° C für 5 min. </li><li> Saugen Sie die Überstände und kombinieren Sie die Pellets in 100 ul MIB und sofort auf Eis legen. HINWEIS: Mitochondrien sind im Pellet nach dieser Hochgeschwindigkeits-Spin. Mitochondrien werden in der Regel behalten ihre Membranpotential für ~ 2-3 Ionen Eis nach der Isolierung und stabilsten als konzentrierte Stammlösung in MIB. </li></ol></li><li> Mitochondrien isoliert von Mausgewebe <ol><li> Betäuben die Maus nach IACUC Protokoll. Legen Sie einen Verdampfer bei 5,0% auf die Anästhesie zu induzieren. Bestätigt, dass das Tier durch einen Mangel an Reflex Fuß Prise oder Blinkreflex betäubt, wenn das Auge nähert oder mit einem Wattestäbchen erschlossen. Halten Sie die Maus unter Narkose für den gesamten chirurgischen Eingriff, indem der Verdampfer zwischen 1,5% und 2,0%. </li><li> Excise die Leber und des Rückenmarks von jedem Tier und Ort separat in eiskaltem 1x PBS - / -, um wegspülen kein Blut. </li><li> Für die Leber, übertragen das Gewebe zu einer Wiegeschale auf Eis und hacken in feine Stücke mit einer frischen Rasierklinge für 1 min. </li><li> Fügen Sie Gewebe und geeigneten Puffer (MIB für Leber oder SC MIB für das Rückenmark) von der Behälterpuffer bis die erste Zeile erreicht. Homogenisieren Gewebe mit dem Stößel mit der Hand für fünf Durchgängen. Sicherzustellen, dass der Behälter auf Eis während diesem Schritt nicht die Stößel über der Flüssigkeit zu entfernen und um eine konstante Geschwindigkeit mit kontinuierlichen Durchläufen zu verwenden. </li><li> Übertragen Sie die Homogenate zu reinigen 15 ml Tuben. </li><li> Zentrifugenröhrchen in einem Festwinkelrotor bei 750 × g, 4 ° C für 10 min. </li><li> Speichern Sie die Überstände in saubere Rohre und legen Sie sie auf Eis. HINWEIS: Die Mitochondrien befinden sich im Überstand nach dieser ersten Niedergeschwindigkeits Spin, während Zellmembranen und aufgebrochene Zellen pelletiert werden. </li><li> Re-suspendieren die Rückenmarks Pellets in 500 ul SC MIB. </li><li> Re-homogenisieren je dreimal, nur Befüllen des Behälters zur Hälfte mit SC MIB diesmal. </li><li> Übertragen Sie die neue Homogenat in ein frisches Röhrchen. </li><li> Zentrifuge die in einem Festwinkelrotor bei 750 × g, 4 ° C für 10 min. </li><li> Kombinieren dieser neuen Überstände, die mehr Mitochondrien enthalten, wobei der erste Überstand von jeder Probe. </li><li> Zentrifugenröhrchen in einem Festwinkelrotor bei 10.000 × g, 4 ° C für 5 min. </li><li> Saugen Sie die Überstände und Resuspendieren der Leber Pellets in 500 ul MIB und der Rückenmarks Pellets in 50 ul SC MIB und sofort auf Eis legen. HINWEIS: Mitochondrien sind im Pellet nach dieser Hochgeschwindigkeits-Spin. Mitochondrien werden in der Regel behalten ihre Membranpotential für ~ 2-3 Ionen Eis nach der Isolierung und stabilsten als konzentrierte Stammlösung in MIB. </li><li> Durchführen einer Proteinkonzentration Assay, um die Konzentration von Mitochondrien in Lösung zu schätzen. Befolgen Sie die Anweisungens für die Verwendung eines kommerziellen Protein Assay Kit oder ähnliche Verfahren 26. Typische Konzentrationen von Mitochondrien sind: 2 T175-Flaschen Ausbeuten ~ 2 mg / ml, 1 Mausleber ~ 3-5 mg / ml und 1 Rückenmark der Maus ~ 1-3 mg / ml. </li></ol></li></ol></li><li> Cytochrom-c-Assay mit einem F &amp; E-Ratte / Maus Cytochrom c Quantikine ELISA Kit (aus dem Protokoll des Herstellers angepasst). <ol><li> Unmittelbar vor der Einrichtung der Reaktionen, verdünnte Mitochondrien zu 0,5 mg / ml Arbeitskonzentration mit EB und zu verteilen verdünnt Mitochondrien in 1,5-ml-Röhrchen für die Reaktionen (in der Regel 30 bis 50 &amp; mgr; l der Mitochondrien pro Röhrchen). </li><li> Fügen Sie entweder EB oder DMSO, bei 1% des Gesamtvolumens, dem verwässerten Mitochondrien und bebrüten die Reaktionen auf der Tischplatte für 7-10 min. Diese Reaktionen sind bei Raumtemperatur für bis zu 30 Minuten stabil ist, wenn ein längerer Zeitraum erforderlich ist. </li><li> Pellet Mitochondrien durch Zentrifugation in einem Festwinkelrotor bei 10.000 × g, 4 ° C für 5 min und sorgfältigely trennen Sie den Überstand und legen Sie jeweils in einem separaten 1,5 ml-Röhrchen. HINWEIS: Die Schläuche können entweder bei -20 ° C für die spätere Analyse eingefroren oder sofort verwendet werden. </li><li> Bestimmen Freisetzung von Cytochrom c durch ein Vergleichen der Konzentration an Cytochrom c im Pellet und der Überstand 27. <ol><li> Vorbereitung der Proben, die durch Solubilisierung der Pellets in dem ursprünglichen Volumen der Reaktion mit 0,5% TX-100 in 1 × PBS. </li><li> Für jede Probe wurden 2 Vertiefungen Vorbereitung auf die ELISA-Platte, eines für die jetzt solubilisierten Pellets und einer für den Überstand aus der Reaktion durch Zugabe von 100 ul von Cytochrom c-Konjugat (verwenden gerade aus Flasche) plus 100 ul 0,5% Tx- 100 in 1x PBS, und dann alle der Pellets oder Überstandsprobe. </li><li> Vortexen Sie vorsichtig die Platte eine niedrige Einstellung (Stufe 2-4) für 20 Sekunden zu mischen, abdecken und inkubieren für 1 h, 37 ° C. </li><li> Anschließend waschen Sie die Platte viermal mit Waschpuffer nach dem HerAnweisungen Witwer. Entfernen Sie das überschüssige Lösung durch Antippen der Brunnen auf Papiertuch. </li><li> Als Nächstes fügen Sie 150 ul von 1: 1 A + B Entwicklerlösung in jede Vertiefung und inkubieren Sie die Platte für 20 bis 30 min im Dunkeln bei Raumtemperatur. </li><li> Schließlich, fügen Sie 50 ul Stopplösung in jede Vertiefung geben und nehmen Absorptionswerte bei 540 nm mit einem Mikroplatten-Reader. Berechnen der Menge an Cytochrom c-Freisetzung durch den Vergleich der Menge an Cytochrom c in der Pellet vs. Stand für jede Reaktion. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. Bewertung der Mitochondrien (Dys) Funktion <ol><li> Unmittelbar vor Reaktionen eingerichtet sind, zu verdünnen Mitochondrien zu 0,5 mg / ml Arbeitskonzentration mit EB und in 1,5 ml Röhrchen für Reaktionen gelegt (in der Regel 30 bis 50 &amp; mgr; l der Mitochondrien pro Röhrchen verwendet wird). </li><li> Mitochondriale Behandlungen <ol><li> In geeigneten Behandlungen (EB Kontrolle, 1 uM FCCP mit 50 nM Valinomycin gemischt, 10 uM Rotenon, 5 &amp; mgr; M Oligomycin, 2 mM KCN oder 200 uM ADP, Endkonzentrationen) Reaktionen bei 1/10 trennen th des Gesamtvolumens des verdünnten Mitochondrien. Die Reaktionen auf der Bank oben inkubieren 7 min. HINWEIS: Vorsicht beim Umgang mit diesen Stoffen als versehentlicher Einnahme oder Absorption durch die Haut schädlich sein könnte entnommen werden. </li><li> Verdünne TMRE, in sterilem Wasser in einer Arbeitskonzentration von 100 &amp; mgr; M und bei -20 ° C gelagert, bis 2 &amp; mgr; M und fügen ein Volumen gleich der mitochondrialen Reaktionsvolumen. </li><li> Die Reaktionen auf der Bank oben inkubieren 7 min. </li><li> Pellet Mitochondrien durch Zentrifugation in einem Festwinkelrotor bei 10.000 × g, 4 ° C für 5 min. </li><li> Laden Sie die Hälfte der überstehenden Volumen jeder Probe auf eine 396-Well-Platte und lesen Fluoreszenz. HINWEIS: Anregungs- und Emissionswellenlängen des TMRE sollte nach den Anweisungen des Herstellers mit dem Volumen und Platte, die verwendet werden soll optimiert werdenAssays. Mit einem Standard-384-Well-schwarze Platte mit 25 ul von 1 uM TMRE (endgültige Reaktionskonzentration) das stärkste Signal erhalten wurde unter Verwendung von Anregungs- / Emissionswellenlängen &#160; 485 nm / 535 nm. </li><li> Berechnen der Wand Differenz in der Fluoreszenz zwischen Kontrolle (EB) und jede Behandlung durch Dividieren der relativen Fluoreszenzwert (RFU) aus dem Plattenleser für die Versuchsprobe von der RFU von der Kontrollprobe erhalten. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Behandlung von HEK-293T-Zellen, die mit rekombinanten Cytokinen verursacht moderate Mengen von Zelltod über 48 h (Figur 1). Die Menge an Zelltod, der durch TNF-alpha-Behandlung induziert wird, ist ähnlich wie die zuvor beschriebenen Studien 30 und die Lebensfähigkeit der Zellen sinkt nach gleichzeitiger Verabreichung von mehreren Cytokinen, die größer als summativen Mengen mit jedem Cytokin allein ist auch im Einklang mit der Literatur 31,32. Die Möglichkeit, die Mengen und Arten v...

Lebende Zellen Bank Stoffwechselenergie in Form von Fetten und Kohlenhydraten und die Nutzung dieser Energie für Biosynthese, Membrantransport und Bewegung. Etwas Energie wird in das Cytosol durch die Umwandlung von diätetischen Zuckern direkt in ATP während Glykolyse erhalten. Jedoch ist die Hauptquelle für die ATP-Produktion in einer Zelle, in die Mitochondrien über das mitochondriale Atmungskette 1 genutzt. Die Architektur der Mitochondrien liefert die notwendige räumliche Orientierung für die effektive und effiziente Produktion von ATP. Mitochondrien besitzen ein Doppelmembran von einem Intermembranraum und zusammen mit der Matrix, dem innersten mitochondrialen Raum, Haus der Komponenten getrennt und zu koordinieren, die chemischen Reaktionen in ATP-Generation beteiligt. Die innere Membran enthält eine Reihe von membrangebundenen Proteinkomplexe der Atmungskette als auch die ATP-Synthase, den Proteinkomplex, ADP und Pi für die Bildung von ATP vereint umfassen. Das Gasthauser Membran in Cristae gefaltet und Elektronen entlang der Atmungskette Komplexe durch das Cytochrom c, einem löslichen Elektronenüberträger, die zwischen Komplexen im Intermembranraum bewegt sich übergeben. Elektronen bewegen, Oxidation von Reduktionsäquivalenten eintritt und Wasserstoffionen werden aus der Matrix in den Intermembranraum gepumpt. Als Folge der hohen Ionenkonzentration innerhalb des Intermembranraum, baut sich ein elektrochemischer Gradient was zu einem Membranpotential über die innere Mitochondrienmembran (Δψ) 2. Sauerstoff ist das endgültige Elektronenakzeptor der Elektronentransportkette, und Wasserstoffionen strömen durch die ATP-Synthase aus dem Intermembranraum zurück in die Matrix und in so direkt tun ATP-Bildung führen. Das Verfahren in seiner Gesamtheit beschrieben wird als oxidative Phosphorylierung bekannt. Die Falten der Cristae vergrößern die Oberfläche der inneren Membran, so dass für maximale Elektronentransport und die ATP-Produktion imjedes Mitochondrium. Die Proteine, Enzyme und andere Moleküle in der oxidativen Phosphorylierung beteiligt sind sowohl aus Kern- und mitochondrialen Genen abgeleitet. Mitochondrien ihre eigene kreisförmige DNA, kodierend für 13 Proteine ​​sowie tRNAs und mRNAs für die ATP-Produktion 3 notwendig. Jedoch sind viele andere Proteine ​​erforderlich ist, und somit sind nukleär kodierten. Die meisten dieser kerncodierte Proteine ​​an der mitochondrialen Matrix durch Verwendung Präsequenzen am N-Terminus des Vorläuferproteins gezielt und deren Import wird teilweise durch Δψ 4,5 angetrieben. Über die zur Erreichung der bioenergetischen einer Zelle, Mitochondrien beeinflussen ebenfalls wichtige Wechselprozessen wie TCA und beta-Oxidation, zelluläre Signalwege, durch Regulieren Calcium, sowie eine zentrale Rolle bei der Apoptose. 6 Insbesondere in Zeiten der zellulären Stress, BCL-2-Familie Proteine, die am Wohnsitz oder die Interaktion an der mitochondrialen Außenmembran der Mitochondrien verursachenPermeabilität der äußeren Membran (MOMP) 7,8. Während MOMP sind Cytochrom c und anderen Proteinen in das Cytosol mit mehreren cytosolischen Proteine ​​freigesetzt, und bilden zusammen einen Komplex genannt apoptosome 9,10. Die Apoptosom aktiviert Caspasen, die gehen an zelluläre Proteine ​​und DNA während der Ausführungsphase der Apoptose zu spalten. Sobald MOMP auftritt, ΔΨ ist zusammengebrochen und die ATP-Produktion gestoppt. Somit ist, wie die Apoptose ausgelöst wird die Funktion der Mitochondrien beeinträchtigt und Veränderungen in ΔΨ können mitochondriale und Zellgesundheit 12 korreliert werden. Während die Apoptose ist ein Endpunkt in vielen Krankheitsmodelle, die Funktion der Mitochondrien und Änderungen ΔΨ können auch wertvolle Informationen über die Krankheit Entstehung und / oder Progression ergeben. Zum Beispiel haben die mitochondriale strukturelle und funktionelle Veränderungen im Verlauf von neurodegenerativen Erkrankungen 13,14 dokumentiert. Im ersten Teil des Protokolls, isonung intakter Mitochondrien, die ihre ΔΨ behalten beschrieben. HEK-293T-Zellen wurden verschiedenen Konzentrationen und Kombinationen von rekombinanten TNF-α, IL1-β und IFN-γ ausgesetzt, um die Apoptose zu induzieren. Diese Zytokine wurden ausgewählt, weil sie häufig berichteten hohen in primären humanen septischen Proben 15 und dem extrinsischen Weg der Apoptose kann durch die Wechselwirkung von TNF-α-Bindung an seinen Rezeptor 6 ausgelöst werden. Da es subtile Variationen notwendig funktionelle Mitochondrien aus primären Geweben zu isolieren, verglichen mit kultivierten Zellen und weil viel Forschung verwendet Tieren, beschreibt das Protokoll auch, wie Mitochondrien aus Leber und Rückenmark von anteriore laterale Sklerose (ALS) Mausmodell zu isolieren. Der zweite Teil des Protokolls wurde entwickelt, um Störungen des mitochondrialen Membranpotenzials überwacht unter Verwendung eines potentialsensitiven Fluoreszenzfarbstoffes mit einem Fluoreszenzplattenlesegerät. Unterschieds zwischen zellulären Status (dh gesunden vs. ungesunden) durch Quantifizieren der Stärke der ΔΨ von isolierten Mitochondrien in Verbindung mit Trennmitteln, die Atmungsketteninhibitoren, Komplex Inhibitoren und Ionophore, die alle Abfuhr des mitochondrialen Membranpotentials verursachen differenziert. Desto gesünder die Mitochondrien, je größer die Änderung ΔΨ bei Behandlung mit mitochondrialen Inhibitoren, damit die Reaktion von Mitochondrien kann als Indikator für die mitochondriale (Dysfunktionen) Funktion verwendet werden. Die Verwendung von isolierten Mitochondrien statt in situ Einschätzung Funktion bietet endgültigen Beweise dafür, dass eine Pathologie oder Behandlung Änderungen an der Organelle 16-18 direkt moduliert. Es gibt zwar Methoden, die in der Literatur zu den Mitochondrien aus kultivierten Zellen zu isolieren, vage sind sie 17 ab und / oder Spezialausrüstung 16. Dieses Protokoll beschreibt im Detail die Isolierungsmethode undleicht an andere Zelllinien, einschließlich der Primärgewebe und Kulturen 13,14,19,20. Viele isolierte Mitochondrien Untersuchungen verwenden die gleichen mitochondrialen Entkuppler und Inhibitoren in diesem Protokoll, jedoch mit einer Clark-Elektrode verwendet wird (21 ist ein repräsentatives Beispiel für viele Arbeiten in der Literatur), die wiederum eine sehr spezifische und Spezialmaschine. Darüber hinaus hat diese traditionelle Methode Einschränkungen wie geringe Durchsatz und hohe Komplexität 22,23 und erfordert eine erhebliche Menge an Mitochondrien (~ 500 ug / Reaktion). In diesem Protokoll wird die Leuchtstoffmembran-Sensing-Potentialsonde TMRE in Verbindung mit einem Fluoreszenz-Plattenlesegerät, das eine Standardmaschine in vielen Labors ist eingesetzt. TMRE ist weithin angesehen, da es schnell geht Zellen und Mitochondrien isoliert und kann bei niedrigen Konzentrationen 24 verwendet werden. Mehrere Umsetzungen können schnell hintereinander gesetzt werden und Batch analysiert mit diesem Protokoll. Weiterhin wird die Reaktions erfordern eine wesentlich geringe Menge an isolierten Mitochondrien (~ 10 &amp; mgr; g / Reaktion). Um weniger Material erfordern können kleinere Gewebe- oder Zellkulturproben als Ausgangspunkt für Mitochondrien Isolierung verwendet werden, mehrere Wiederholungen oder Reaktionen können möglicherweise genügend Material für die anderen isolierten Mitochondrien Experimente wie die ATP-Produktion, der Sauerstoffverbrauch oder Importieren eingestellt werden, und Assays sind möglich.

<table><tbody><tr><td>L-Glutaminsäure</td><td>Sigma</td><td>G1251</td><td>Kann stattdessen das Kaliumsalz verwenden.</td></tr><tr><td>Apfelsäure</td><td>Sigma</td><td>M8304</td><td>Kann stattdessen das Kaliumsalz verwenden.</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma</td><td>P0662</td><td></td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Sigma</td><td>P3786</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Trisma base</td><td>Sigma</td><td>T6066</td><td></td></tr><tr><td>MOPS</td><td>Sigma</td><td>M3183</td><td></td></tr><tr><td>CCCP</td><td>Sigma</td><td>C2920</td><td>Auf 100 % verdünnen &#956; M als Arbeitslager in Ethanol und Lagerung bei -20&nbsp; &#176;C.</td></tr><tr><td>Valinomycin</td><td>Sigma</td><td>V0627</td><td>In DMSO herstellen und als 5&nbsp; &#956; M Arbeitsmaterial. Lagern bei -20&nbsp; &#176;C.</td></tr><tr><td>Saccharose</td><td></td><td>Fisher S5-500</td><td></td></tr><tr><td>KCN</td><td>Mallinckrodt</td><td>6379</td><td>Eine konzentrierte Brühe in Ethanol herstellen und dann mit Wasser verdünnen&nbsp;</td></tr><tr><td>Rotenon</td><td>Sigma</td><td>R8875</td><td>Hochgiftig. Hergestellt aus Ethanol.</td></tr><tr><td>Oligomycin</td><td>Sigma</td><td>O4876</td><td>Hochgiftig. Hergestellt aus Ethanol.</td></tr><tr><td>ADP</td><td>Sigma</td><td>A2754</td><td></td></tr><tr><td>TMRE</td><td>Sigma</td><td>8717-25mg</td><td>Verdünnung 100&nbsp; &#956; M Schaft mit EB unmittelbar vor Gebrauch.</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>11965-084</td><td>1x regulär (hoher Glukosespiegel).</td></tr><tr><td>Pen/Strep</td><td>Invitrogen</td><td>15140-155</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Fisher</td><td>SH3002101</td><td>Lagern Sie Aliquots bei -20&nbsp; &#176; C</td></tr><tr><td>FBS</td><td>Lonza</td><td>14-501F US-Herkunft</td><td>, Premium-Qualität. Hitzeinaktivierung und Lagerung der Aliquote bei -20&nbsp; &#176;C.</td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Sigma</td><td>T4049</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>SIgma</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Protien Assay Farbstoff (5x)</td><td>Bio-Rad</td><td>500-0006</td><td>Jeder Proteinassay kann ersetzen.</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Fisher</td><td>BP1600-100</td><td>Stellen Sie 2 mg/ml Brühe in Wasser für den Proteinassay her.</td></tr><tr><td>MTT Pulver</td><td>Sigma</td><td>M2128</td><td>Filter sterlize 5 mg/ml Vorrat hergestellt in PBS. Lagern Sie Aliquots bei -20&nbsp; &#176; C; Lagern bei 4&nbsp; &#176; C für bis zu 1 Woche.</td></tr><tr><td>Tergitol-Lösung (NP-40)</td><td>Sigma</td><td>NP40S</td><td></td></tr><tr><td>Rekombinante humane IL-1B</td><td>Gibco</td><td>PCH08014</td><td>Nach dem Öffnen Aliquote bei -20&nbsp; lagern; &#176; C</td></tr><tr><td>Rekombinantes humanes TNF-alpha</td><td>Gibco</td><td>PHC3015L</td><td></td></tr><tr><td>rekombinantes humanes IFN-gamma</td><td>Gibco</td><td>PHC4031</td><td></td></tr><tr><td>Dulbeccos PBS (-/-)</td><td>Sigma</td><td>D8537</td><td>Stellen Sie sicher, dass es ohne Mg2+ und Ca2+-Ionen ist.</td></tr><tr><td>Cytochrom c ELISA-Kit</td><td>R& D systems</td><td>DTC0</td><td>Human für HEK-293T-Zellen.&nbsp;</td></tr></tbody></table>

isolierung und funktionale analyse von mitochondrien aus kultivierten zellen und maus-gewebe

Isolation and Functional Analysis of Mitochondria from Cultured Cells and Mouse Tissue

Ein Vergleich zwischen zwei oder mehr unterschiedlichen Gruppen, wie z.B. gesund vs. Krankheit, ist notwendig, um den Zellstatus zu bestimmen. Mitochondrien sind aufgrund ihrer Rolle sowohl im Zellstoffwechsel als auch bei der Energieproduktion sowie bei der Kontrolle der Apoptose das Bindeglied der Zellgesundheit. Daher bietet die direkte Bewertung isolierter Mitochondrien und mitochondrialer Störungen die Möglichkeit, festzustellen, ob eine organellenspezifische (Fehl-)Funktion auftritt. Die in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren umfassen die Isolierung von intakten, funktionsfähigen Mitochondrien aus HEK-Kulturzellen sowie aus Mausleber und Rückenmark, können aber leicht für die Verwendung mit anderen kultivierten Zellen oder tierischen Geweben angepasst werden. Die mitochondriale Funktion, die durch TMRE bewertet wird, und die Verwendung gängiger mitochondrialer Entkoppler und Inhibitoren in Verbindung mit einem Fluoreszenzplatten-Reader ermöglichen es diesem Protokoll nicht nur, vielseitig und für die meisten Forschungslabors zugänglich zu sein, sondern bieten auch einen hohen Durchsatz.

Behandlung von HEK-293T-Zellen, die mit 200 pg / ml TNF-α, 40 ng / ml IL1-β, und 75 ng / ml IFN-γ (* 3) für 24-48 h führt zu einer fort Mengen von Zelltod (1A ). Die Lebensfähigkeit der Zellen wurde mit MTT-Assays untersucht und durchgängig zeigt, daß es ~ 10% ige Abnahme in der Lebensfähigkeit der Zellen bei 24 Stunden Behandlung und ~ 20% ige Abnahme bei 48 Stunden Behandlung. Zellen, die mit ähnlichen Konzentrationen (100 pg / ml TNF-α, 40 ng / ml IL1-β, und 75 ng / ml IFN-γ) zu ergeben ähnliche Zell...

Der Vergleich des mitochondrialen Membranpotentials zwischen Proben liefert wertvolle Informationen über den zellulären Status. Detaillierte Schritte zur Isolierung von Mitochondrien und zur Beurteilung des Ansprechens auf Inhibitoren und Entkoppler mittels Fluoreszenz werden beschrieben. Die Methode und der Nutzen dieses Protokolls werden anhand eines Zellkultur- und Tiermodells für zellulären Stress veranschaulicht.

Isolierung und funktionale Analyse von Mitochondrien aus kultivierten Zellen und Maus-Gewebe

Comparison between two or more distinct groups, such as healthy vs. disease, is necessary to determine cellular status. Mitochondria are at the nexus of ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, atmende Mitochondrien aus kultivierten Zellen oder Mausgewebe zu isolieren und dann die Stärke ihres Membranpotenzials als Maß für den Zellstatus zu beurteilen. Bei kultivierten Zellen wird dies erreicht, indem die Zellen zuerst plattiert und dann behandelt werden. Als nächstes werden die Zellen homogenisiert und das Homogenat durch eine Nadel geführt, um Mitochondrien weiter aus den Zellen zu lösen.Für Mausgewebe wird die Leber aus der Maus herausgeschnitten und dann auf Eis mit beiden Arten von Ausgangsmaterial homogenisiert. Die differentielle Zentrifugation wird dann verwendet, um die Mitochondrien vom restlichen Zellinhalt zu isolieren. Nachdem die Mitochondrien einer Verarbeitung unterzogen wurden, einschließlich der Zugabe des Membranpotential-empfindlichen Fluoreszenzfarbstoffs, werden TMRE-Fluoreszenzmessungen durchgeführt, um die Stärke des Membranpotentials zu berechnen.Letztendlich können die mitochondriale Funktion und Störungen des mitochondrialen Membranpotentials unter Verwendung eines Membranpotential-empfindlichen Fluoreszenzfarbstoffs in Verbindung mit einem Fluoreszenzplatten-Reader beurteilt werden. Bei der Behandlung mit gängigen mitochondrialen On-Kopplern und Inhibitoren kann diese Methode zwar einen Einblick in die Zytokin-induzierte Apoptose und die Mitochondrien-Dysfunktion in einem LS.It auch auf jedes andere System angewendet werden, bei dem der Vergleich zwischen zwei oder mehr verschiedenen Proben gesucht wird, wie z. B. Gesund gegen Krankheit oder zwei verschiedene Tierarten mit unterschiedlichen Stoffwechselraten. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung. Da die Isolationsschritte der Mitochondrien schwer zu erlernen sind.Dies liegt daran, dass es bei der Ausführung der Technik viele Nuancen gibt, die in traditionellen Methodenabschnitten übersehen werden können. Beginnen Sie dieses Verfahren mit der Züchtung von humanen embryonalen Nierenzellen, wie im Textprotokoll beschrieben, 48 Stunden vor der Zytokinbehandlungsplatte, 160.000 Zellen in einen T 1 75-Kolben, um zum Zeitpunkt der Behandlung eine Dichte von etwa 70 % zu erzielen. Dann lassen Sie die Zellen 24 Stunden später mit Serum aushungern, indem Sie das Medium aspirieren und durch das gleiche Volumen an serumfreien Medien ersetzen.Behandeln Sie schließlich die serumarmen Zellen durch Zugabe von löslichen Zytokinen direkt auf die Zellkulturmedien, um die Isolierung der Mitochondrien durchzuführen. Zuerst wird das Medium aspiriert und die Adhärenzzellen zweimal mit 15 Millilitern einer x phosphatgepufferten Kochsalzlösung oder PBS gewaschen. Jedes Mal nach dem Waschen den Puffer absaugen und den Kolben abkratzen, um die anhaftenden Zellen vom Boden zu entfernen.Dann 15 Milliliter eines XPBS in jeden Kolben geben, schwenken und in einzelne 15 Milliliter konische Röhrchen auf Eis umfüllen. Sobald das Schaben abgeschlossen ist, zentrifugieren Sie die Röhrchen fünf Minuten lang bei 700 mal G vier Grad Celsius, wobei Sie nach dem Zentrifugieren eine Tischzentrifuge mit einem schwingenden Schaufelrotor verwenden, Überstände absaugen und wiederbeleben. Suspendieren Sie jedes Pellet in einem Milliliter mitochondrialem Isolationspuffer.Kombinieren Sie dann beide Suspensionen und geben Sie sie in ein kleines Glasgefäß zur Homogenisierung an den Mitochondrien resuspendiert und der mitochondriale Isolationspuffer in das Glasgefäß, bis die Lösung die erste Linie erreicht. Wenn der Stößel an einem Bohrer befestigt ist, fahren Sie fort, die Zellen auf Eis bei mittlerer Geschwindigkeit für drei Durchgänge zu homogenisieren. Es sollte darauf geachtet werden, dass beim Einsetzen des Stößels in die Lösung Luftblasen entfernt werden, dass der Stößel nicht über der Flüssigkeit entfernt wird und dass eine gleichmäßige Geschwindigkeit mit kontinuierlichen Durchgängen verwendet wird. Übertragen Sie die homogenisierte Lösung in ein konisches 50-Milliliter-Röhrchen.Ziehen Sie dann die Lösung mit einer 18-Gauge-Nadel in eine Drei-Milliliter-Spritze und stoßen Sie sie mit einer 27-Gauge-Nadel zurück in das konische Röhrchen auf Eis. Achten Sie darauf, die Lösung gegen die Innenwand des Röhrchens auszustoßen, um diese Kraft für den Aufschluss der Zellmembran zu nutzen. Wiederholen Sie die Spritzenschritte insgesamt fünfmal, geben Sie dann die Lösung in ein konisches 15-Milliliter-Röhrchen und zentrifugieren Sie sie fünf Minuten lang bei 600 mal G vier Grad Celsius in einer Tischzentrifuge mit einem schwingenden Schaufelrotor.Mitochondrien befinden sich nach diesem ersten Spin mit niedriger Geschwindigkeit im Überstand, während einige Membranen und ungebrochene Zellen pelletiert werden, entfernen Sie vorsichtig den Überstand und verteilen Sie ihn auf drei 1,5-Milliliter-Röhrchen. Dann zentrifugieren Sie die drei Röhrchen in einem Festwinkelrotor bei 10.000 mal G vier Grad Celsius für fünf Minuten. Mitochondrien aus kultivierten Zellen erscheinen weißlich.Entfernen Sie die Leber von jedem Tier und legen Sie eine eiskalte Mahlzeit, eine XPBS ohne Kalzium oder Magnesium, um jegliches Blut wegzuspülen. Das Lebergewebe in eine Schüssel auf Eis geben und mit einer frischen Rasierklinge eine Minute lang in feine Stücke schneiden. Geben Sie anschließend Gewebe und den entsprechenden Puffer in das Gefäß, bis der Puffer die erste Linie erreicht.Fahren Sie fort, das Gewebe auf Eis mit dem Stößel von Hand fünf Durchgänge lang zu homogenisieren. Es sollte darauf geachtet werden, dass beim Einsetzen des Stößels in die Lösung Luftblasen entfernt werden, dass der Stößel nicht über der Flüssigkeit entfernt wird und dass eine gleichmäßige Geschwindigkeit mit kontinuierlichen Durchgängen verwendet wird. Fahren Sie mit der Zentrifugation und Homogenisierung der Proben fort, wie im Textprotokoll beschrieben.Nachdem die neuen Überstände mit dem ersten Überstand aus jeder Probe kombiniert wurden, zentrifugieren Sie die Röhrchen in einem Festwinkelrotor bei 10.000 mal G vier Grad Celsius für fünf Minuten. Saugen Sie die oberste weiße, flauschige Schicht vorsichtig mit einer Pipettenspitze ab und/oder schieben Sie sie an die Seiten des Röhrchens. Gießen Sie dann vorsichtig den Rest des Überstands und die Wiederbelebung ab.Suspendieren Sie die Leber-Mitochondrien-Pellets in 500 Mikrolitern mitochondrialer Isolierung. Die Puffermitochondrien aus der Leber sind braun. Legen Sie die Proben unmittelbar vor dem Vorbereiten der Reaktionen schnell auf Eis.Verdünnen Sie die Mitochondrien auf 0,5 Milligramm pro Milliliter. Arbeitskonzentration mit experimentellem Puffer. Fügen Sie geeignete Behandlungen hinzu, wie im Textprotokoll aufgeführt, um die Röhrchen bei einem Zehntel, dem Gesamtvolumen der verdünnten Mitochondrien, zu trennen.Legen Sie anschließend die verdünnten Mitochondrien in jedes Reaktionsröhrchen und rühren Sie jedes Röhrchen vorsichtig um, um eine ordnungsgemäße Durchmischung zu gewährleisten. Inkubieren Sie die Reaktionen sieben Minuten lang auf dem Labortisch. Fügen Sie dann dem mitochondrialen Reaktionsvolumen ein gleiches Volumen von zwei mikromolaren Tetraethyl-, Rod Domine-, Ethylester-, abgekürzt TMRE hinzu.Rühren Sie erneut jedes Röhrchen vorsichtig um, um eine ordnungsgemäße Mischung zu gewährleisten. Nachdem Sie die Reaktionen weitere sieben Minuten lang auf dem Labortisch inkubiert haben, pelletieren Sie die Mitochondrien durch Zentrifugation in einem Festwinkelrotor bei 10.000 mal G vier Grad Celsius für fünf Minuten. Dann wird die Hälfte des Überstandsvolumens jeder Probe auf ein 3 84 geladen.Die Well-Platte, fährt mit dem Lesen der Fluoreszenz der Proben fort und berechnet dann die Faltdifferenz in der Fluoreszenz zwischen der Kontrolle und jeder Behandlung, wie im Textprotokoll beschrieben, die Behandlung von HEK 2 93 T-Zellen mit TNF, alpha, IL, einem beta und IFN gamma für 24 bis 48 Stunden führt zu einem fortschreitenden Zelltod. Die Zellviabilität wurde mit MTT-Assays bewertet, die konsistent zeigen, dass die Zellviabilität bei einer 24-Stunden-Behandlung um etwa 10 % und bei einer Abnahme um etwa 20 % abnimmt. Bei einer 48-Stunden-Behandlung führen Zellen, die mit ähnlichen Konzentrationen behandelt wurden, nach 48 Stunden zu ähnlichen Zelltodergebnissen.Und die Behandlung mit einzelnen Zytokinen zeigt, dass die Abnahme der Lebensfähigkeit auf kombinatorische Effekte zurückzuführen ist. Die Viabilitätsdaten stellen die mittlere Standardabweichung von drei separaten Experimenten dar. Jeder Lauf in dreifacher Ausführung und die Dichtheit der Fehlerbalken zeigen die Reproduzierbarkeit der Daten.Die prozentuale Abnahme des Membranpotenzials in Mitochondrien, die aus mit Zytokinen behandelten Zellen isoliert wurden, deutet darauf hin, dass die Gesundheit der Mitochondrien durch die Zytokinbehandlungen beeinträchtigt wurde, was die Viabilitätsdaten nach diesem Verfahren bestätigt. Andere Methoden, wie die Bewertung einer TP-Erzeugung, einer Gesamt-TP oder des Sauerstoffverbrauchs, können gebildet werden, um zusätzliche Fragen zu bewerten, wie z.B. welche Energie- und Atmungsunterschiede zwischen den verschiedenen Proben bestehen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man intakte funktionelle Mitochondrien isoliert und die Stärke ihres Membranpotenzials als Spiegelbild des zellulären Status beurteilt.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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