Name: Techniken für die Verarbeitung Augen mit einer Netzhautprothese für Implantierte Lokalisierte histopathologische Analyse: Teil 2 Epiretinale Implantate mit Retinal Tacks (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min
Description: Lernen Sie histologische Techniken zur Bewertung okulärer Gewebe gesundheit bei epiretinalen Implantaten mit Metallkomponenten. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung des Implantat-Gewebe-Interfaces für verbesserte Sicherheit.

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Nicole Vella (Macquarie University) für die Bereitstellung von Reagenzien; Alexia Saunder (Institut für Bionik; BI), Michelle McPhedran (BI), Chris Williams (BI) für die experimentelle Unterstützung; das Personal des Royal Victorian Eye and Ear Hospital (RVEEH) Biological Research Centre für die Tierpflege; Sue Pierce (RVEEH) für tierärztlichen Rat; Anthony Burkitt (Bionic Vision Australien; BVA), Tamara Brawn (BVA) und die BVA-Mitarbeiter für die administrative Unterstützung. 
Diese Forschung wurde vom Australian Research Council (ARC) durch seine Special Research Initiative (SRI) in Bionic Vision Science and Technology Grant an Bionic Vision Australia (BVA) unterstützt. Das Bionics Institute erhält Unterstützung für die operative Infrastruktur von der Regierung von Victoria und dankt auch der Unterstützung durch den Bertalli Family Trust und den J T Reid Charitable Trust. Die Geldgeber spielten keine Rolle beim Studiendesign, der Datenerhebung und -analyse, der Entscheidung über die Veröffentlichung oder der Vorbereitung des Manuskripts.
Die Autoren der Bionic Vision Australia Konsortien für dieses Manuskript sind (a-z): 
Penelope J. Allen, Owen Burns, Kate E. Fox, Kumaravelu Ganesan, David J. Garret, Hamish Meffin, Joel Villalobos und Jonathan Yeoh.

HINWEIS: Alle Verfahren wurden von der Royal Victorian Eye and Ear Hospital Tierforschung und Ethik-Kommission genehmigt (RVEEH AEC; # 10-199AB). Die Probanden wurden nach dem National Health und Medical Research Council &quot;Australian Code of Practice für die Pflege und Verwendung von Tieren zu wissenschaftlichen Zwecken&quot; (2013) und die &quot;Prävention von Tierquälerei Act&quot; behandelt (1986 und Änderungen). Alle chirurgischen, klinische Bewertung und elektrophysiologische Verfahren wurden unter Narkose durchgeführt und alle Anstrengungen unternommen, um das Leiden zu minimieren. 1. Enukleation und Fixierung HINWEIS: Befolgen Sie die im Detail in der Begleiter Manuskript 16 beschrieben Enukleation und Fixierung Verfahren, wobei besonders vorsichtig, um Gerätekabel oder Vitrektomie-Ports, falls vorhanden. Kurz gesagt, dies beinhaltet: <ol><li> Transkardial perfuse das Thema mit warmer Kochsalzlösung, gefolgt von kalten neutralen bufferot Formalin. </li><li> Binden Sie Nähte am Augapfel als Landmarken dienen. </li><li> Entkernen das Auge 16 unter Beibehaltung der Gerätekabel und alle Befestigungs patches / Tabs. </li><li> Post-fix das Auge in Davidsons Lösung für 18 - 36 Stunden. </li><li> Transfer zum 50% Ethanol für 6-8 Std. </li><li> Transfer zum 70% Ethanol und im Kühlschrank (4 ° C), bis Dissektion. </li></ol> 2. Elektroden-Entfernung und Dissection. HINWEIS: Nicht alle epiretinalen Implantate den gleichen Formfaktor aufweisen, aber im allgemeinen wird es eine Elektrodenanordnung und eine gewisse Form von flexiblen und anpaßbare Trägermaterial sein. Geräte, die auf der Netzhaut angeheftet sind mit einem Tack Loch, wo der Metallheft dringt das Array und den hinteren Teil des Auges, wobei diese zusammen. <ol><li> Visualisieren des Implantats und dem Punkt, wo es auf die Netzhaut befestigt. <ol><li> Mit einem 15-Grad-Klinge einen Umfangstranshornhautschnitt und entfernen Sie die Hornhautkappe zu expose der zugrunde liegenden Iris und Linse. </li><li> Mit einem 15-Grad-Klinge, disinsert die Zonulafasern der Linse und entfernen Sie die Linse in toto, Freilegung der hinteren Kammer mit dem epiretinalen Implantat und dem Metall tack in situ. </li></ol></li><li> Abhängig von dem Implantat und dem die Prüfung durchgeführt wird, zu entfernen Fremdkomponenten vor der weiteren Zerlegung. HINWEIS: Bei dem vorliegenden Beispiel ist die epiretinale Array ausgewertet bestand aus einem hermetischen Prototyp Diamantelektrode und Elektronikpaket innerhalb einer konformen Silikonträger untergebracht (im Haus hergestellt, siehe 20). <ol><li> Hier vorsichtig heraus die Diamantelektrode Paket von feinen Sezierung mit einem Skalpell. Lassen Sie das Silikon Körper des Implantats zusammen mit der Netzhauthaftung und den Überresten der Platin Verdrahtung (Bild 2). Wenn ein Embedded Array / Gehäuse ist nicht Bestandteil des Gerätes Design untersucht, dann lassen Sie diesen Schritt (2.2). </li></ol></li><li> Vorsichtigsezieren ein Beispiel, das die Klebrigkeit und das umgebende Gewebe in der gewünschten Ausrichtung umfasst. Verwenden Sie feinen Sezierung Schere gesamten Dicke Streifen von der Rückseite des Auges, einschließlich der Lederhaut, Aderhaut und der Netzhaut zu schneiden. Nehmen Sie eine Probe, die einen Längsschnitt des Tack gibt, in der alle Netzhautschichten neben dem Tack (Abbildung 2) HINWEIS: Die gewünschte Ausrichtung für die Probe kann abhängig von der speziellen gewünschten Ergebnis. Zum Beispiel, wenn man die Nähe der klebe Beschädigung der optischen Platte dann sollte die optische Platte innerhalb der Probe enthalten sein zu prüfen wünscht. </li></ol> 3. Dehydration, Einbetten, Montage, reiben, Färbung und Imaging <ol><li> Entwässern der Probe über drei Tage in progressive Ethanol Stufen: <ol><li> Dehydrieren der Probe in 70% Ethanol für 2 Stunden zweimal. </li><li> Dehydrieren der Probe in 80% Ethanol für 2 Stunden zweimal und dann O / N. </li><li> Entwässern der Probe in 90% Ethanol für 2 Stunden TWICe. </li><li> Dehydrieren der Probe in 100% Ethanol für 2 Stunden zweimal und dann O / N. </li></ol></li><li> Entwässern der Probe in 100% Aceton für 2 Stunden zweimal. <ol><li> Entfernen Sie die Probe aus dem Aceton und unter einem Lichtmikroskop, wie es Luft trocknet bei Raumtemperatur zu beobachten es. Die Probe in Epoxidharz (siehe Schritt 3.4), kurz bevor es beginnt zu rollen / verdecken. Hinweis: das Entfernen von Flüssigkeit aus den Weichteilen ergibt sich zusammengebrochen Zellen und Schrumpfung. Eine Würdigung, wenn das Gewebe Curling / verdecken tritt mit Erfahrung entwickelt. </li></ol></li><li> Bereiten medical grade Epoxidharz nach den Anweisungen des Herstellers. Um das Harz zu härten, verwenden Sie entweder 55 ° C für 1 Stunde oder 24 Stunden bei Raumtemperatur. In einer Vakuumkammer für ~ 5 min bei ~ 50 mbar zur Entfernung der Luftblasen. Manuell regeln das Vakuum als ein übermäßiges Vakuum bewirkt, dass der Epoxy Mischung zum Kochen bringen und Entgasung nicht wirksam auftreten HINWEIS: Führen Sie Schritt 3.3 gleichzeitig mit Schritt 3.2. </li><li> Betten Sie die sample in klaren Epoxidharz. Tauchen Sie die Augengewebe in entgastem Epoxy in geeigneter verschließbaren Behälter und lassen Sie O / N bei RT zu heilen. </li><li> Achten Sie darauf, um die Probe in der gewünschten Orientierung (Abbildung 2), die durch die Größenänderung und Wieder Einbettung des ausgehärteten Epoxid Block einbetten. Re-betten die Größe verändert Satz mit dem Augengewebe, so dass die lange Achse des Tack ist parallel zum Boden der Form ausgerichtet (gelbe Tasse - 3A). </li><li> Montieren Sie das Harz in einem Schleifprobenhalter und schleifen die Probe (230 bis 250 Umdrehungen pro Minute mit Wasser auf, manuelles Schleifen) mit Siliziumkarbid-Papier (beginnend mit 800 Gitter; 3C und 3E). </li><li> Zur Färbung, tauchen die Bodenoberfläche in Toluidinblau-Färbung für 3-5 min, oder bis der Fleck entwickelt (3F). </li><li> Spülen mit Leitungswasser (Abbildung 3G). </li><li> Bild die geschliffene Oberfläche der Probe mit einer hohen Leistungs Dissektion Umfang um die Zellschichten des visualisierenNetzhaut (3H). Einen Tropfen von destilliertem Wasser auf die Oberseite des Epoxy oberhalb der Probe, um die Beugung an der Luft-Epoxy-Schnittstelle zu glätten. Verwenden Sie eine optische Faser &quot;Schwanenhals&quot; Lichtquelle, um die Probe zu beleuchten. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,6 bis 3,9, bei jedem Schleifen entfernt eine vorgegebene Dicke der Probe (Mindest präzise und reproduzierbare Schleifschritt der Probenhalter ist 20 um). </li></ol>

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Autoren haben nichts offenzulegen. Irfan Durmo ist ein Angestellter von Cochlear Ltd.

Histologischen Standardtechniken sind nicht imstande, Hartmetallimplantate in situ Prozess wegen der Beschränkungen in Schneid diese Objekte mit Metall, Glas oder auch Diamantscheiben. In unserem Begleiter Papier 16 zeigten wir, daß die Verwendung einer modifizierten Vollaugenfixierung Technik könnte artifactual retinalen Delaminierung verringern. In der aktuellen Manuskript, ein etabliertes Schleif- und Poliertechnik zur Visualisierung Cochlea-Implantate in situ 21-23 wurde für die Netzhautprothesen modifiziert. Ein Titan-tack, verwendet werden, um eine Elektrodenanordnung auf die Netzhaut zu sichern, epiretinal wurde in Epoxidharz zusammen mit dem umgebenden Augengewebe eingebettet. Diese Harzblock wurde dann in geeigneter Weise, um die Gewebemorphologie unmittelbar angrenzend an die Metall tack offenbaren orientiert und schrittweise geschliffen / poliert. Bilder von der polierten Oberfläche des Blocks in verschiedenen Tiefen wurden mit einem leistungsstarken Dissektionsmikroskop gemacht. Diese Technik ist nützlich für: Visualisieren und evaluating die Gewebereaktion neben dem epiretinalen Implantats; um das Operationstrauma mit der Implantation des Implantats verbunden sind, bewerten; die biologische Reaktion auf die Hartmetallkomponenten zu bestimmen; und um den Abstand zwischen dem Implantat und der Oberfläche der Netzhaut zu messen. Diese Technik wird in situ Visualisierung der Bereich in der Nähe einer Netzhaut-Tack oder andere harte (zB metallischen) Gegenstände in die Augen, die in Zukunft Sicherheitsstudien sein. Dies hat direkte Anwendung bei der Beurteilung der präklinischen Sicherheits Prothesen an der Netzhaut angeheftet epiretinal. Es kann auch nützlich für die Bewertung Gewebeschäden bei Retinabereiche in Kontakt mit Implantaten im subretinalen Stelle angeordnet sein. Es gibt mehrere Möglichkeiten, um sicherzustellen, daß das Verfahren korrekt durchgeführt wurde. Bei jedem Schritt sollte die Netzhaut zu den äußeren Schichten des Auges befestigt bleiben. Wenn es Brutto artifactual Netzhautablösung kann dieser indischenaß ein Problem bei der Fixierung. Wenn die Probe eingebettet ist, und in der endgültigen Harz umorientiert blockieren die Retina sollte in der Nähe der Schleiffläche des Blocks orthogonal sein; dies Schrägschneid minimieren. Es ist nützlich, um zu überprüfen, dass die Anzahl der inkrementellen Schleifschritte (bekannter Schrittgröße), die für ein Objekt (wie ein Retina Klebrigkeit) durchlaufen entsprechend korrelieren mit den Abmessungen des Objekts. Die Technik kann auf verschiedene Weisen optimiert werden. Kratzer auf der Oberfläche des mit der Schleifprozess verbunden Epoxydblock kann mit zunehmend feineren Poliergrad reduziert werden. Für die vorliegende Studie verwendeten wir 800, 1000, 1200, 2400, und 4000 Grad Siliciumcarbidpapier. Diamantpaste könnte auch verwendet werden, um die Oberflächenqualität zu verbessern. Eine feinere Oberflächengüte ergibt eine höhere Bildqualität, aber auf Kosten einer zusätzlichen Polierzeit. Ein weiterer kritischer Betrachtung zur Verbesserung der Ergebnisse dieser Technik ist die Auswahl und Qualität des optics und Beleuchtung für die Bildaufnahme verwendet. Andere histologische Grundflecken - besonders Nissl Flecken, kann anstelle von Toluidinblau verwendet werden, jedoch kann eine weitere Optimierung erforderlich. Einige Flecken wird das Harz als auch das Gewebe (zB Eosin), daher kann eine flache Lack nach der Färbung erforderlich ist, um Hintergrundfärbung zu entfernen Fleck. Spezialisierte Flecken, Fluoreszenzfarbstoffe und immunhistochemischen Färbung wurde nicht versucht, aber wenn ein sehr spezifisches Ergebnis erwünscht ist, ist die erforderliche Zeit, um diese Flecken an jedem Schleifebene ausführen wahrscheinlich unerschwinglich. Jedoch kann es möglich sein, das Gewebe als Ganzes vor dem Einbettungsschritt (Schritt 3.4) 24 zu färben. Die Haupteinschränkung dieser Technik ist, dass, sobald der interessierende Bereich wurde abgeschliffen, nicht wiederhergestellt werden können, ist es daher ratsam, viele (möglicherweise redundant) Bilder mit einer Vielzahl von Vergrßerungen in jeder Stufe des Schleifens und Polierens zu erfassen. Es istauch wichtig, in kleinen Schritten für jeden Schleiftiefeneinstellung zu verwenden. Eine weitere Einschränkung dieses Verfahrens ist, dass von der optischen Vergrßerung und Auflösung im Vergleich mit dem Gewebe auf einem Glasträger befestigt und mit einem Standard (Transmission) Lichtmikroskop betrachtet. Für die Zwecke des Prototyping und Bewertung der Sicherheit eines neuartigen Implantatvorrichtung ist von primärem Interesse der pathologische Auswertung. Dieses Verfahren stellt eine effiziente Methode zur Beobachtung der klinisch relevanten Schäden mit einer Retina Klebrigkeit verbunden. Mit etwas Übung die Gesamtzeit zum schleifen, polieren zu sammeln und zu fotografieren eine gegebene Probe (einmal eingebettet) ist vergleichbar mit der Zeit würde es dem Kapitel einen Paraffinblock oder Gefrierschnitt zu nehmen. Es besteht auch das Potential für die vorliegenden Techniken auf Anwendungen außerhalb des Bereichs der Netzhautimplantate verlängert. Diese Technik ist für die Bewertung des Gewebes angrenzend an eine Fest Implantat gegebenen Implantat Extraktion nicht geeignet feasible oder würde die Schnittstelle beschädigt werden. Zum Beispiel könnte diese Technik erweitert werden, um Implantate aus Metall (beispielsweise Platin, Nitinol, etc.), die nicht mit herkömmlichen histologischen Verfahren geschnitten werden können, hergestellt werden, zu bewerten, wie einige tiefe Gehirn oder peripheren Nervenelektroden, Kanülen für die Arzneimittelabgabe, Gefäßstents oder orthopädische Prothesen.

Retinitis pigmentosa (RP) ist eine erbliche Erkrankung, die weitverbreitete Verlust von Photorezeptoren, die die Zellen in der äußersten Schicht der zur Transduktion Licht verantwortlich Retina verursacht, in der Form von Photonen, in neuronale Aktivität. Wichtig ist, dass Patienten mit RP haben typischerweise Rest Neuronen in den anderen Schichten der Netzhaut, die noch funktionsfähig sind. Netzhautprothesen zur Wiederherstellung einige begrenzte Vision für diese Patienten, indem sie auf diese überlebenden Neuronen mit elektrischer Stimulation ihrer Sehbahn 1,2 zu aktivieren. Perceptual Ergebnisse aus klinischen Studien haben gezeigt, viel versprechende erste Ergebnisse und vor kurzem einige Geräte sind für den kommerziellen Gebrauch zugelassen ist. Derzeit gibt es drei Haupt anatomischen Stellen, in denen klinische retinalen Prothesen positioniert worden: epiretinal 3,4, subretinal 5,6 und suprachoroidally 7,8. Verschiedene Geräte verwenden unterschiedliche Materialien und deren Form angepasst wirdan den Ort, in dem sie implantiert werden. Jedoch alle schaffen visuelle Wahrnehmungen durch Aktivieren der Rest Neuronen der Retina mit elektrischen Impulsen. Es besteht die Möglichkeit für jede medizinische Prothese beschädigen umliegende Gewebe durch mechanische Einwirkungen des anfänglichen Platzierung oder die späteren laufenden Kräfte. Im Falle von implantierbaren Stimulatoren, wie Netzhautprothesen besteht die zusätzliche Überlegung, dass die elektrischen Parameter sollten innerhalb sicherer Grenzen liegen. Die Sicherheit der Patienten ist von größter Bedeutung, so dass Geräte müssen konsequent in präklinischen Studien, bevor zum klinischen Bereich 9-15 getestet werden. In unserem Begleiter Artikel beschrieben wir eine Methode zur Bewertung der lokalisierten Histopathologie des Auges ein Implantat in der Suprachoroidalraum 16 positioniert Umgebung. Im vorliegenden Manuskript beschreiben wir ein Verfahren zur Visualisierung von umgebenden eine Elektrodenanordnung an der Netzhaut angeheftet epiretinal, in einem präklinischen Augengewebe (zBLinie) Modell (Abbildung 1). Die epiretinalen Lage ist die am häufigsten verwendete Position zur Lokalisierung eines Sehprothese. Elektrodenanordnungen hier entfernt werden typischerweise an der Netzhaut mit einer Metall Klebrigkeit, die alle Schichten des Auges eindringt 17-20 befestigt. Vor den in der vorliegenden Handschrift beschriebenen Techniken, war es schwierig, genau zu beurteilen die Netzhaut und anderen Geweben eine Wende in unmittelbarer Umgebung. Standard-Augenfixierung mit neutral gepuffertem Formalin führte artifactual Netzhautschäden durch die unterschiedliche Bewegung der Netzhaut und Lederhaut gegen die feste Spitze des Stifts. Daher ist jede tatsächliche Schaden durch die Klebrigkeit und epiretinalen Array verursacht nicht genau eingehalten werden. Zusätzlich könnte Schneiden des Augengewebes nicht mit der retinalen Klebrigkeit in situ durchgeführt werden, wie Metallgegenständen kann nicht ohne weiteres mit herkömmlichen histologischen Vorrichtung geschnitten werden; Entfernen der Heft vor histologische Verarbeitung war auchunerwünscht, da dies führte auch zu artifactual Netzhautschäden. Das Ziel der vorliegenden Studie war zweifach: 1) zu einer Netzhautablösung Artefakt zu reduzieren, so dass keinerlei Einfluss auf die Klebrigkeit und das epiretinale Implantat Array verursacht verlässlich bewertet werden; und 2), um die Netzhautarchitektur benachbart zur Klebrigkeit, ohne es zu visualisieren. Um Ziel 1 zu erreichen, wurde eine neue Befestigungstechnik verwendet, die Artefakt retinale Ablösung reduziert (wie in der Begleiter Artikel 16 beschrieben). Um Ziel 2 zu erreichen, modifizierten wir eine Einbettung, Schleif-, und Poliertechnik, die ursprünglich für in situ Beobachtung der Cochlea-Implantat-Elektroden 21 bis 23 entwickelt. Die in dieser Handschrift beschriebenen Verfahren ermöglichen die Visualisierung der Netzhaut umgeben und grenzt an einer Wende in situ bei gleichzeitiger Minimierung artifactual Netzhautschäden und ermöglicht so eine genaue Abschätzung der möglichen Schäden, die durch die Klebrigkeit und epiretinalen Array verursacht.

<table><tbody><tr><td>Aceton</td><td>Chem-Supply</td><td>AA008</td><td>Propanon BHD Medizinische Qualität</td></tr><tr><td>Epo-Tek 301 Epoxid Epoxid</td><td>Technologie</td><td>Teil A 1675-54-3 Teil B 9046-10-0</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 70-75% v/v</td><td>Merck PTY LTD</td><td>4.10261</td><td>Alkohol</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Merck PTY LTD</td><td>90143</td><td>Alkohol</td></tr><tr><td>Toluidin blau O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T3260</td><td></td></tr><tr><td>Ethylendiamin Tetraessigsäure</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>TegraPol Schleif-/Poliermaschine</td><td>Struers</td><td>TegraPol-25</td><td></td></tr><tr><td>AccuStop Probenhalter</td><td>Struers</td><td>Accustop</td><td></td></tr><tr><td>Lichtmikroskop</td><td>Leica</td><td>MZ16</td><td></td></tr><tr><td>Objektiv</td><td>Leica</td><td>2.0x Planapo Objektiv</td><td></td></tr><tr><td>Digitalmikroskop Kamera</td><td>Leica</td><td>DFC-420C</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop Software</td><td>Leica</td><td>Anwendungssuite v4.1.0</td><td></td></tr></tbody></table>

techniken für die verarbeitung augen mit einer netzhautprothese für implantierte lokalisierte histopathologische analyse: teil 2 epiretinale implantate mit retinal tacks

Techniques for Processing Eyes Implanted with a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis: Part 2 Epiretinal Implants with Retinal Tacks

Netzhautprothesen zur Behandlung bestimmter Formen von Blindheit gewinnen in klinischen Studien auf der ganzen Welt an Bedeutung, wobei kommerzielle Geräte derzeit auf den Markt kommen. Um die Sicherheit dieser Geräte in präklinischen Studien zu bewerten, sind zuverlässige Techniken erforderlich. Die Hartmetallkomponenten, die in einigen Netzhautimplantaten verwendet werden, sind jedoch nicht mit herkömmlichen histologischen Verfahren kompatibel, insbesondere unter Berücksichtigung der empfindlichen Beschaffenheit des umgebenden Gewebes. Hier beschreiben wir Techniken zur Beurteilung der Gesundheit des Auges, das direkt an ein retinales Implantat angrenzt, das epiretinal mit einer Metallreißzwecken gesichert ist.
Netzhautprothesen verfügen über Elektrodenarrays, die mit dem Augengewebe in Kontakt kommen. Die am häufigsten verwendete Stelle für die Implantation ist die epiretinale Stelle (hintere Augenkammer), an der das Implantat mit einem Metallstift, der alle Schichten des Auges durchdringt, an der Netzhaut befestigt wird. Bisherige Methoden waren nicht in der Lage, das proximale Augengewebe mit dem Tack in situ zu beurteilen, da traditionelle histologische Techniken nicht in der Lage waren, Metallobjekte zu schneiden. Folglich war es schwierig, lokalisierte Schäden, falls vorhanden, zu beurteilen, die durch das Einbringen von Reißzwecken verursacht wurden.
Daher haben wir eine Technik entwickelt, um das Gewebe um eine Netzhautklammer und ein Implantat herum zu visualisieren. Wir haben eine etablierte Technik, die für die Bearbeitung und Visualisierung von hartem Knochengewebe um ein Cochlea-Implantat herum verwendet wird, für das weiche, empfindliche Gewebe des Auges modifiziert. Wir orientierten und betteten das fixierte Augengewebe, einschließlich des Implantats und der Netzhautklebrigkeit, in Epoxidharz ein, um die Struktur der Probe zu stabilisieren und zu schützen. Die eingebetteten Proben wurden dann geschliffen, poliert, gefärbt und unter verschiedenen Vergrößerungen in inkrementellen Tiefen durch die Probe abgebildet. Diese Technik ermöglichte die zuverlässige Beurteilung der Integrität des Augengewebes und der Zytoarchitektur in der Nähe der Metallklebrigkeit.

Die Fixierung Protokoll erheblich reduziert artifactual Ablösung und Delamination der Netzhaut 16. Orientierung der Probe innerhalb des Epoxydblock wurde durchweg unter Verwendung der beschriebenen zweistufigen Einbettungsprozess erreicht. Die inkrementelle Schleifvorgang erforderlich eine moderate manuelle Geschicklichkeit, um optimale Ergebnisse zu erzielen, wurde aber durch die einstellbare Probenhalter, die Feineinstellung der Schrittauflösung vorgesehen unterstützt. In allen Fällen (n = 5) der Klebrigkeit wurde entfernt und Boden / mit erwünschten und konsistente Ergebnisse poliert. Die Netzhaut neben den Reißzwecken wurden aufgelöst und entsprechend gefärbt. Polieren der Oberfläche der Epoxidharz-Block mit der Note P # 800 Siliciumcarbidpapier war ausreichend, um Bild die zelluläre Makrostruktur der eingebetteten Gewebe. Schleifpapier höher oder Diamantsuspension verwendet werden, um die Oberfläche weiter zu polieren zu einem bestimmten Tiefe, falls gewünscht. Ein Dissektionsmikroskop und Glasfaser &quot;Schwanenhals&quot; light Quelle wurde als geeignet für die Abbildung der Oberfläche der Masseblock und der eingebetteten Gewebeprobe sein. Die Position der Lichtquelle wurde durch Versuch und Irrtum variiert, um eine Position und Winkel, die die beste Ausleuchtung und Kontrast durch das Mikroskop ergab finden. Indem ein Tropfen destilliertes Wasser auf die Oberfläche des Blocks, oberhalb der Probe, war nützlich für Lichtweg Beugung und / oder glatte Verzerrungen am Epoxy-Luftschnittstelle zu verringern, Fig. 4 zeigt beispielhafte Bilder von Retinagewebe sichtbar unmittelbar neben einer Titan retinalen tack mit dieser Technik. Nicht artifactual Netzhautablösung und Faltung kann auf beiden Seiten des Silikon (4A) gesehen werden. Die Klebrigkeit Welle sichtbar ist in Silikon eingebettet ist; der Leiter der Wende hat sich die Netzhaut und Lederhaut eingedrungen. Es ist nicht artifactual Netzhautablösung im ungefärbten Retina beiden Seiten des Silikon (4C). Die Technik hat sich gezeigt, daß in diesem Fall there Netzhaut Desorganisation neben dem Tack und Kompression der Netzhaut auf der einen Seite durch eine schräge Einführungswinkel. Beachten Sie, dass die gezeigten Bilder sind lediglich Illustrationen der Erfolg der Technik, nicht repräsentativ für klebe Schäden Histopathologie im Allgemeinen. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52348/52348fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Platzierung eines epiretinalen Elektrodenarray. (A) Schematische Darstellung des Auges zeigt eine vergrößerte Querschnitt des hinteren Lederhaut, Aderhaut und Netzhaut degeneriert (ohne Photorezeptoren). Eine Elektrodenanordnung ist in blau dargestellt, epiretinal angebracht. (B) den computergestützten Darstellung einer epiretinalen Elektrodenarray. a, integrierten Schaltungen (&quot;Chip&quot;) und Elektrodenpaket; b, Titan Netzhaut Tack; c, medizinischem Silikon Gehäuse; d, Blei Austrittsstelle. Panel A geändert von ursprünglich illustratiauf zur Verfügung gestellt von Bionic Vision Australia, Copyright Beth Croce. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52348/52348fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52348/52348fig2highres.jpg" /> Abbildung 2. Elektrodenentfernung und Präparation des Auges. Hoher Dynamikbereich Makroaufnahmen einer entkernten Katzenauge mit epiretinalen tack in situ. (A) Beitrag Fixierung mit Davidsons Fixiermittel, die mit Retina-Architektur 16 zu erhalten, wurde die entkernte Auge seziert. Die Elektrodenanordnung Paket wurde von dem Siliconträger entfernt (gestrichelte quadratischen Umriss zeigt ursprüngliche Position Elektrodenanordnung) mit der Klebrigkeit (Pfeil) und Silikonkörper des verbleibenden Implantats. (B) Das Auge wurde mit der Längsquerschnitt angrenzend an die seziert Stift(Gestrichelte Linie). Die Klebrigkeit bleibt in der hinteren Wand der Augenmuschel (Pfeil) eingebettet ist, stabilisiert überwiegend von der Lederhaut. Der Gewebeschnitt, der die Klebrigkeit wurde zur Harzeinbettung und Schleifen (rechtes Segment) erstellt, während der Abschnitt, der die Netzhaut unter dem entfernten Elektroden-Array wurde für Standard-histologische Verarbeitung 16 (linkes Segment) erstellt. Ein Herrscher mit 0,5-mm-Raster ist an der Unterkante jeder Platte angezeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52348/52348fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52348/52348fig3highres.jpg" /> Abbildung 3. Epoxy Einbettung und Schleifen der Klebrigkeit und Netzhautgewebe. Fotos der Epoxy eingebettet und ausgerichtet Gewebeprobe, Schleifen, Beizen und Bildgebung des Tack und Netzhautgewebe. (A) Die tac<html> k Probe wurde in ein Epoxyharz Block eingebettet. Unter Verwendung der Form wurde die Probe so ausgerichtet, die Längsebene parallel zum Boden der Form ist. (B) Die ausgehärtete Epoxid Block die Klebrigkeit Probe enthält. (C) Das Epoxid Block wurde in einem Schleifprobenhalter montiert, bereit zum Schleifen . (D) Die Probe wurde die Bodenoberfläche der so orientiert abgebildeten Teile der Grundgewebe enthalten die Netzhautzellschichten und Längsachse des Tack. (E) Die Probe wurde gemahlen mit Siliziumkarbid-Papier auf einem Rotationsschleifer. (F) der Block mit Toluidinblau, um die Netzhautschichten zu identifizieren gefärbt. (G) Der Block wurde in Leitungswasser gespült, um überschüssigen Farbstoff zu entfernen. (H) Die Toluidinblau gefärbten Netzhautschichten und Tack wurden mit einem Hochleistungs-Dissektion Umfang abgebildet. ad / 52.348 / 52348fig4highres.jpg &quot;/&gt; Abbildung 4: Hohe und niedrige Strom Bilder der Klebrigkeit und Netzhaut. An verschiedenen Stellen während des Schleifprozesses Bilder wurden mit einem Binokular aufgenommen wurde, die Längsschnitte der Tack (Sternchen) durchdringt das Auge und Verlassen der Lederhaut (&#39;S&#39; ), angrenzende Silikon (Hash) und Toluidinblau gefärbt und ungefärbt Netzhaut (&quot;R&quot;). Beachten Sie, das sind lediglich Beispiele, die vorliegende Visualisierungstechnik zu demonstrieren und sind nicht repräsentativ für alle epiretinalen Implantat oder tack Einsetzen Histologie Ergebnisse. Boden Reste der Platin Verdrahtung sind sichtbar in Platten AD (&quot;W&quot;). (A) Niedriger Stromverbrauch, ungefärbten Bild des Tack Eindringen in die Netzhaut und Lederhaut. (B) Leistungsstarke Bild der Netzhautablösung und Falten in ungefärbten Netzhaut angrenzenden an den Silikonträger Bild A. (C) Low Bildleistung in der Mitte am Bolzenschaft. <strong&gt; (D) Hohe Leistungsbild der Mitte des Tack in Bild C (E) In einer separaten Probe, ohne Silikonträger wird ein Hochleistungs-Bild der Toluidinblau gefärbten Netzhaut unter dem Tack Griff gezeigt, unmittelbar vor Schleifen der tack Welle (F) Normale Toluidinblau gefärbten Netzhaut Architektur (GCL: retinalen Ganglienzellschicht; INL: innere Körnerschicht; ONL: äußere Körnerschicht; PR: Photorezeptoren; T: Katzen Tapetum lucidum). mit dem gleichen Schleiftechnik visualisiert . Maßstabsbalken in jeder Platte sind: A und C = 2 mm; B und D = 500 um; E = 200 um; F = 100 um.

Hier beschreiben wir histologische Techniken zur Visualisierung von Augengewebe, das direkt an eine epiretinale Metallklammer und eine Netzhautprothese angrenzt.

Techniken für die Verarbeitung Augen mit einer Netzhautprothese für Implantierte Lokalisierte histopathologische Analyse: Teil 2 Epiretinale Implantate mit Retinal Tacks

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices ...

Retinale Prothesen mit harten Metallbestandteilen sind nicht mit herkömmlichen histologischen Verfahren kompatibel. Hier beschreiben wir Techniken zur Beurteilung der Gesundheit des Auges direkt benachbart zu einem epiretinal befestigten retinalen Implantat mit einem metallenen T. Dies wird erreicht, indem das Auge zunächst gemäß dem in einem begleitenden Video beschriebenen Protokoll fixiert und präpariert wird und anschließend eine Gewebeprobe, die das Implantat und das retinale T umfasst, präpariert wird. Der zweite Schritt besteht darin, die Gewebeprobe schrittweise zu dehydrieren und sie dann in einer zweistufigen Einbettung in einem Epoxidharz in der gewünschten Orientierung zu verarbeiten. Danach wird der endgültige Harzblock in einer speziellen Halterung befestigt und schrittweise abgeschliffen, bis ein Querschnitt durch das Implantat und das umgebende okulare Gewebe auf der gewünschten Ebene freigelegt ist.Der letzte Schritt besteht darin, das exponierte Gewebe oberflächlich anzufärben und anschließend mit einem hochauflösenden Auflichtmikroskop abzubilden und zu fotografieren, um die zelluläre Architektur in der Nähe der implantierten Prothese sichtbar zu machen. Diese Schritte werden dann nach Bedarf mehrfach wiederholt. Letztendlich wird eine Reihe von Querschnittsbildern durch die Gewebeprobe, einschließlich der Prothese im situ, aufgenommen, die zur Optimierung des Gerätedesigns oder der chirurgischen Vorgehensweise sowie zur Beurteilung der Sicherheit der jeweiligen Prothese herangezogen werden kann.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der traditionellen histologischen Schnitttechnik mit Schneidemessern besteht darin, dass im Herzen implantierte Objekte, einschließlich metallischer Komponenten, während des Verfahrens in situ verbleiben können, was die Visualisierung der Grenzfläche zwischen Implantat und Gewebe ermöglicht. Diese Methode kann zentrale Fragen im Bereich der Netzhautprothese beantworten, beispielsweise die Beurteilung der strukturellen Integrität des empfindlichen okularen Gewebes in der Nähe einer implantierten Netzhautprothese. Nach der Enukleation des Auges und der Fixierung, wie in einem begleitenden JoVE-Video beschrieben, visualisieren Sie die Prothese und die Stelle, an der sie an der Außenseite des Auges befestigt ist.Unter Verwendung einer 15-Grad-Klinge wird ein zirkumferentieller transkornealer Schnitt angelegt und die Hornhautkappe entfernt, um das Innere des Augapfels freizulegen. Beachten Sie, dass die Linse im Rahmen der vorausgegangenen Lensektomie-Vitrektomie, die Teil des chirurgischen Verfahrens für diese epiretinale Implantation ist, bereits entfernt wurde.Desinfizieren Sie anschließend, setzen Sie die Iris ein und entfernen Sie alle verbleibenden Z-Fasern der Linse, um die hintere Augenkammer mit dem epiretinalen Implantat und dem metallischen T in situ freizulegen. Entfernen Sie je nach Implantat und durchgeführter Studie überflüssige Komponenten, bevor Sie die Präparation fortsetzen. Im vorliegenden Beispiel besteht das zu evaluierende epiretinale Array aus einem prototypischen hermetischen Gehäuse mit Diamant-Elektrode und Elektronikbauteilen, das in einem formangepassten Silikonträger untergebracht ist.Dissezieren Sie vorsichtig eine Probe, die den Tack und das umgebende Gewebe in der gewünschten Orientierung enthält. Schneiden Sie mit feinen Dissektionscheren vollständig durch die Dicke reichende Streifen von der Augenhinterseite ab, einschließlich Sklera, Choroidea und Retina. Entfernen Sie hier sorgfältig das Diamant-Elektrodenpaket durch feine Dissektion mit dem Skalpell.Lassen Sie den Silikonkörper des Implantats zusammen mit der Netzhautklammer und den Resten der Platindrähte zurück. Entnehmen Sie eine Probe, die einen Längsschnitt durch die Klammer zeigt und alle Netzhautschichten in der Nähe der Klammer erfasst. Danach bringen Sie die Probe zurück in 70 % Ethanol.Trocknen Sie die Probe über drei Tage in fortschreitenden Ethanol-Stufen. Zuerst wird die Probe zweimal zwei Stunden lang in 70 % Ethanol dehydriert. Anschließend wird die Probe zweimal zwei Stunden lang in 80 % Ethanol dehydriert und am nächsten Tag über Nacht zweimal zwei Stunden lang in 90 % Ethanol. Danach wird die Probe zweimal zwei Stunden lang in 100 % Ethanol dehydriert und anschließend über Nacht.Entwässern Sie die Probe abschließend zweimal für jeweils zwei Stunden in 100 % Aceton. Entfernen Sie die Probe aus dem Aceton und betrachten Sie sie unter einem Lichtmikroskop, während sie bei Raumtemperatur an der Luft trocknet. Das Entfernen der Flüssigkeit aus den Weichgeweben führt zum Kollaps der Zellen und zu Schrumpfungserscheinungen.Die Probe wird kurz bevor sie anfängt, sich aufzurollen und zusammenzufallen, in Epoxidharz überführt. Der Zeitpunkt, zu dem das Aufrollen und Zusammenfallen des Gewebes eintritt, wird mit Erfahrung eingeschätzt. Um die Probe in klarem Epoxidharz einzubetten, tauchen Sie das Augengewebe in eine flüssige Epoxidharzlösung in einem geeigneten verschließbaren Behälter. Entgasen Sie den Epoxidharz vorsichtig in einer Vakuumkammer und lassen Sie ihn zur Aushärtung über Nacht bei Raumtemperatur stehen. Achten Sie darauf, die Probe in der gewünschten Orientierung einzubetten, indem Sie den ausgehärteten Epoxidblock und die Probe mit einer Bandsäge und einer Raspel entsprechend zurechtschneiden. Platzierten Sie den zurechtgeschnittenen Block mit dem Augengewebe in frischem, flüssigen Epoxidharz so, dass die Längsachse der Probe parallel zum Boden der Form ausgerichtet ist. Befestigen Sie die zurechtgeschnittene Probe mit einem Tropfen Sekundenkleber am Boden des Probenhalters. Füllen Sie den Probenhalter mit flüssigem Epoxidharz und entgasen Sie wie zuvor beschrieben, lassen Sie anschließend über Nacht aushärten. Danach montieren Sie das Harz in einem Schleifprobenhalter und schleifen die Probe manuell bei 230 bis 250 U/min unter Zufuhr von Wasser mit Siliziumkarbid-Papier. Zum Anfärben tauchen Sie die geschliffene Oberfläche drei bis fünf Minuten oder bis zur sichtbaren Färbungsentwicklung in Toluidinblau-Färbemittel.Nachdem die Probe mit Leitungswasser gespült wurde, bildet die geschliffene Oberfläche des Präparats mit einem Stereomikroskop höherer Vergrößerung ab. Um die zellulären Schichten der Netzhaut sichtbar zu machen, gibt man einen Tropfen destilliertes Wasser auf die obere Oberfläche des Epoxys direkt über dem Präparat, um die Beugung an der Grenzfläche Luft-Epoxidharz zu verringern.Verwenden Sie eine Lichtquelle mit optischem Faser-Schwanenhals, um die Probe zu beleuchten. Wiederholen Sie die Schritte des Mahlens und der Bildaufnahme jedes Mal, nachdem eine voreingestellte Dicke der Probe abgetragen wurde. Das minimale präzise und reproduzierbare Mahlintervall des Probenträgers beträgt 20 Mikrometer.Dieser Vorgang wird schrittweise wiederholt, bis ein Querschnitt durch das Implantat und das umgebende okulare Gewebe auf der gewünschten Ebene freigelegt ist. Hier sind Beispielbilder von Retinagewebe, das unmittelbar neben einem titanbasierten Netzhaut-T-Befestigungselement an verschiedenen Stellen während des Schleifvorgangs sichtbar gemacht wurde. Die Bilder zeigen Längsschnitte des Tacks, der durch das Auge hindurchgeht und in die benachbarte Sklera austritt, sowie das anliegende Silikon und mit Toluidinblau gefärbtes und ungefärbtes Retinagewebe.Ein nicht artefaktbedingtes Netzhautablösung und -falten ist auf beiden Seiten des Silikons bei niedriger und hoher Vergrößerung sichtbar. Der Tackenschaft ist im Silikon eingebettet sichtbar, und der Kopf der Tacke hat die Netzhaut und die Sklera durchdrungen. Hier zeigt sich deutlich, dass eine nicht artefaktbedingte Netzhautablösung in der ungefärbten Netzhaut auf beiden Seiten des Silikons bei niedriger und hoher Vergrößerung vorliegt.Das Beispiel hat gezeigt, dass eine Netzhaut-Desorganisation benachbart zum Tack sowie eine Kompression der Netzhaut auf einer Seite aufgrund eines schrägen Einfügewinkels vorliegt. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, die Probe sorgfältig einzubetten, auszurichten und einzulegen, sodass die resultierenden Schliffebenen in der gewünschten Ebene ausgerichtet sind. Darüber hinaus sollten in jedem Schleifschritt mehrere Fotografien angefertigt werden, da die geschliffenen Proben heute nicht mehr zurückgewonnen werden können.Diese Methode kann Einblicke in die Histologie von Netzhautprothesen liefern. Sie kann außerdem zur Visualisierung der Schnittstelle zwischen Gerät und Gewebe in anderen Systemen angewendet werden, die feste implantierte Komponenten verwenden, wie beispielsweise Tiefenhirnimplantate, vaskuläre Stents oder orthopädische Prothesen.

techniques-for-processing-eyes-implanted-with-retinal-prosthesis-for

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Das Papier beschreibt ein vereinfachtes Verfahren zur Hornhaut-und Verbrauchssteuern zu retinalen Gewebe aus dem Augapfel von menschlichen Leichen Spendern auszuhöhlen. Die hier beschriebene Technik wird verbrauchsteuerpflichtige guter Qualität zu Geweben zur Transplantation oder chirurgische Zwecke oder Forschungszwecke ohne Beschädigung anderer Gewebe des Augapfels verwendet werden zu helfen.

Ein vereinfachtes Verfahren für<em&gt; In-situ</em&gt; Exzision der Hornhaut und der Netzhaut Ausweiden von Gewebe aus menschlichen Augapfel

Techniken zur Visualisierung von retinalen Zytoarchitektur direkt an einzelnen Elektroden innerhalb eines Retina-Stimulator.

Techniken für die Verarbeitung Augen mit einem Netzhautprothese für lokalisierte Histopathologische Analyse Implantierte

Das hier beschriebene Protokoll dient zur strukturellen Bewertung eines Wholemount-Netzhautpräparats. Dazu gehören Beschreibungen der Gewebedissektion, der Montage auf einem hydrophilisierten Membraneinsatz aus Polytetrafluorethylen (PTFE), der Bolusbeladung mit fluoreszierenden Markern und ein Vergleich der Fixierung mit Carbodiimid und Paraformaldehyd für die immunhistochemische Analyse zellulärer und synaptischer Komponenten.

Optimiertes Protokoll für die retinale Wholemount-Vorbereitung für Bildgebung und Immunhistochemie

Hier präsentieren wir ein von der Community akzeptiertes Protokoll im Multimedia-Format für die subretinale Injektion eines Bolus von RPE-Zellen in Ratten und Mäuse. Dieser Ansatz kann zur Bestimmung von Rettungspotenzialen, Sicherheitsprofilen und Überlebenskapazitäten von transplantierten RPE-Zellen nach Implantation in Tiermodellen der Netzhautdegeneration verwendet werden.

Darstellende Subretinale Injektionen in Nagetiere zu retinalen Pigmentepithelzellen in Suspension liefern

Retinalen Pigmentepithel (RPE) Ersatzstrategien und Gen-Therapie für mehrere degenerativen Retina Bedingungen betrachtet. Für die klinische Übersetzung werden große Auge Tiermodellen erforderliche chirurgische Techniken anwendbar bei Patienten zu untersuchen. Hier präsentieren wir eine Kaninchenmodell für subretinalen Chirurgie zu RPE-Transplantation ausgerichtet, die vielseitig und kosteneffizient ist.

Eine Schritt für Schritt-Protokoll für Subretinale Chirurgie in Kaninchen

Retinalen Pigment Epithelzellen könnte als eine Zelle-Ersatz-Therapie für die fortgeschrittene Form der trockene altersbedingte Makuladegeneration dienen. Dieses Protokoll beschreibt die Erzeugung eines großen Augen Modells der geografischen Atrophie und die subretinale Transplantation von menschlichen embryonalen Stammzellen gewonnenen retinalen Pigment Epithelzellen auf dieses Modell der Krankheit.

Subretinale Transplantation von humanen embryonalen Stammzellen abgeleitet retinalen Pigment Epithelzellen zu einem großen Augen geographische Atrophie

Diese Studie zielt darauf ab, ein neuartiges humanes organotypisches Netzhautkulturmodell (HORC) zu entwickeln, das eine Beeinträchtigung der Netzhautintegrität während der Behandlung mit Explanten verhindert. Dies wird erreicht, indem die Netzhaut mit dem darüber liegenden Glaskörper und dem darunter liegenden retinalen Pigmentepithel-Choroid (RPE-Choroid) und Sklera kultiviert wird.

Charakterisierung einer neuartigen humanen organotypischen Netzhautkulturtechnik

Der nicht-menschliche Primat (NHP) ist aufgrund der anatomischen und genetischen Ähnlichkeiten ein ideales Modell für die Untersuchung der zellulären Therapeutika der menschlichen Netzhaut. Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur submakulären Transplantation von retinalen Pigmentepithelzellen im NHP-Auge und Strategien zur Verhinderung intraoperativer Komplikationen im Zusammenhang mit der Makulamanipulation.

Retinale Pigmentepitheltransplantation in einem nicht-menschlichen Primatenmodell für degenerative Netzhauterkrankungen

Die Modifikation bestehender Multielektroden-Array- oder Patch-Clamp-Geräte  macht das Ex-vivo-Elektroretinogramm breiter zugänglich. Verbesserte Methoden zur Aufzeichnung und Aufrechterhaltung von Ex-vivo-Lichtantworten erleichtern die Untersuchung der Photorezeptor- und ON-bipolaren Zellfunktion in der gesunden Netzhaut, Tiermodellen von Augenkrankheiten und menschlichen Spendernetzhaut.

Optimierung des Aufbaus und der Bedingungen für das Ex-vivo-Elektroretinogramm zur Untersuchung der Netzhautfunktion bei kleinen und großen Augen

Die Netzhaut weist eine komplexe räumliche Organisation über ihre laminare Struktur auf. Moderne räumliche Transkriptomik- und Sequenzierungstechniken erfordern Gewebeschnitte mit einer Dicke von &lt; 20 μm, was ihre Anwendbarkeit in der Netzhautforschung einschränkt. Diese frisch gefrorene Kryosektionsmethode erzeugt dünne Gesichtsabschnitte der Netzhaut von Mäusen unter Beibehaltung planarer räumlicher Beziehungen und ermöglicht so eine umfassende molekulare Kartierung über Laminae hinweg.

En face Kryosektion der Netzhaut der Maus für die hochdimensionale räumliche molekulare Analyse

Lernen Sie histologische Techniken zur Bewertung okulärer Gewebe gesundheit bei epiretinalen Implantaten mit Metallkomponenten. Diese Methode ermöglicht die Visualisierung des Implantat-Gewebe-Interfaces für verbesserte Sicherheit.

Techniken für die Verarbeitung Augen mit einer Netzhautprothese für Implantierte Lokalisierte histopathologische Analyse: Teil 2 Epiretinale Implantate mit Retinal Tacks (Video) | JoVE Journal

Techniken für die Verarbeitung Augen mit einer Netzhautprothese für Implantierte Lokalisierte histopathologische Analyse: Teil 2 Epiretinale Implantate mit Retinal Tacks

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