Name: Kombinierte Methodiken Verwendung der Rolle der Plasmamembran Lieferung Während Axon Branching und Neuronale Morphogenese zu definieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 28 s
Description: Erfahren Sie kombinierte Lichtmikroskopie- und Biochemie-Methoden zur Untersuchung SNARE-vermittelter Exozytose bei Axon-Verzweigung. Diese Technik ermöglicht quantifizierbare Beobachtungen neuronaler Vesikelfusion in Echtzeit.

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RO1-GM108970 (SLG) und F31-NS087837 (CW): Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health.

Erklärung der Forschungsethik: Alle Versuche Tiere hierin unterliegen den Regeln und Vorschriften des UNC - Ausschusses für Tierpflege und NIH - Standards für die Pflege und Verwendung von Labortieren detailliert beteiligt sind . 1. Herstellung und Beschichtung von Dissociated kortikalen Neuronen <ol><li> Euthanize timed-trächtige Weibchen durch CO 2 Inhalation durch Genickbruch folgte. Entfernen Sie ganze Gehirn aus den Schädeln embryonaler Tag 15.5 (E15.5) Mäuse und microdissect Rinden von jeder Hemisphäre. Eine ausführliche Anleitung über die Mikrodissektion von embryonalen Maus Kortex bitte Viesselmann et al 8 zu sehen. </li><li> Legen nicht mehr als 4 cortices in 1 ml Sezieren Medien in einem sterilen 1,6 ml Microtube. In 120 ul 10x Trypsin und wird das Röhrchen 3 bis 5-mal zu mischen. </li><li> Mit Hilfe einer Zählkammer, zählen Zellen Zellkulturschalen auf Saatgut. Anmerkung: 1 kortikalen Hemisphäre liefert ca.oximately drei Millionen Zellen. <ol><li> Für die SDS-resistenten SNARE-Komplex Biochemie Assay Platte sechs Millionen Zellen pro 35 mm-Schale und verwenden zwei Gerichte pro Zustand. Hinweis: Dies wird durch Verwendung von 6-Well-Platten wird vereinfacht, wenn mehrere Bedingungen zu vergleichen. </li><li> Für Verzweigungs Assays Platte Neuronen auf Salpetersäure gewaschen Kreisdeck bei einer Dichte von 250.000 Zellen pro 35 mm-Schale, für die DIC-Bildgebung von Axon Verzweigung Platte mit einer Dichte von 150.000. Diese Dichten vermeiden Übervölkerung und Analyse zu vereinfachen. </li></ol></li><li> Für die Live-Zelle TIRF Mikroskopie, resuspendieren zwei Millionen Neurone pro Transfektion in Nukleofektion Lösung bei RT. <ol><li> Zugabe von 100 ul Zellsuspension zu Microtube 10 ug VAMP2-pHlourin Expressionsplasmid enthält , und mit einem elektroporieren Nucleofector nach Herstellerprotokoll 9. </li><li> Nach Transfektionen sofort 500 ul Trypsin Löschmedium hinzufügen, entfernen Suspension von Küvetten und Platte Zellen in einer Höhlesität von 400.000 Zellen pro 35 mm PDL-beschichtete Glasbodenschale. </li></ol></li><li> Platte alle kortikalen Neuronen in 2 ml Serum-freien Medien. </li></ol> 2. SNARE-Komplexbildung Assay Hinweis: SDS-resistenten SNARE - Komplexe wurden verarbeitet und analysiert , wie ursprünglich 10 beschrieben mit den Änderungen , die nachstehend beschrieben. Für validierte alternative Antikörper gegen die hier verwendet wird, finden Sie im Abschnitt Materialien. <ol><li> Stimulieren E15.5 kortikalen Neuronen 2 Tage in vitro (DIV) mit 250 ng / ml Netrin-1 oder Schein - Kontrolle für 1 Stunde vor der Lyse. </li><li> Vor der Verarbeitung von Proben, kühle Zentrifuge bis 4 ° C, und setzen Wasserbadtemperatur auf 37 ° C und Wärmeblock auf 100 ° C. </li><li> Entfernen Sie Zelle Gerichte aus Inkubator und auf Eis. <ol><li> Absaugen Medien aus Zellen, ersetzen mit ~ 2 ml eiskaltem Phosphat-gepufferte Salzlösung (PBS) sanft 2 mal mit 1 - 2 min pro Wasch. </li><li> Für diesen Test verwenden zwei Vertiefungen pro Ltgition. </li><li> Absaugen PBS aus der ersten Vertiefung einer Bedingung und ersetzen mit 250 ul Homogenisierungspuffers. Lassen Sie auf Eis für 5 min und dann eine Zelle Lifter, homogenisieren Zellen auf Eis. </li><li> Saugen Sie das PBS aus dem nächsten gut von den gleichen Bedingungen und zu der auch die vor kurzem homogenisierte Mischung. Dies wird die Proteinkonzentrationen erhöhen. Wiederholen Sie dies für alle Bedingungen. </li><li> Nach der Fertigstellung homogenisiert Pipettenlösung auf ein vorgekühltes 1,6 ml Mikroröhrchen auf Eis und füge 20% TritonX-100 auf eine Endkonzentration von 1% TritonX-100 zu erreichen. 10-mal mit 1000 ul Pipette Man reibt mischen, während Blasen zu minimieren. </li></ol></li><li> Die Röhrchen auf Eis für 2 min, um Proteine ​​zu solubilisieren. Nach der Inkubation Zentrifuge für 10 min bei 6010 rcf bei 4 ° C pelletiert nicht-solubilisierten Material. Bewegen Sie Lysatüberstand in neue gekühlte 1,6-ml-Röhrchen auf Eis. </li><li> Führen Proteinkonzentration Analyse unter Verwendung von Bradford - Test 11 und verdünnten Proben auf eine final Proteinkonzentration von 3 bis 5 mg / ml mit Puffer-Rest Homogenisieren, supplementiert mit 1% TritonX-100 und 5-fach Probenpuffer, ergänzt mit B-Mercaptethanol (BME). </li><li> Teilen Sie jede experimentelle Probe gleichmäßig in zwei Röhren. Inkubieren einer Probe bei 37 ° C für 30 min (SNARE-Komplexe), und das andere bei 100 ° C für 30 min (SNARE Monomere). Invert Röhren intermittierend Proben in Lösung zu halten. </li><li> Frieren Proben bei -20 ° C bis bereit, über SDS-PAGE zu trennen. Vor der Proben mittels Elektrophorese unter Verwendung von Standardtechniken ausgeführt werden, Aufkochen vorher gekochten Proben für 5 min bei 100 ° C, aber auftauen 37 ° C Proben bei RT. </li><li> Führen Sie Duplikate der Proben (30 - 40 &amp; mgr; g Protein pro Probe) sowohl auf einem 8% und 15% Gel; die 8% bietet ideale Abtrennung des Komplexes, während die 15% verwendet wird SNARE-Protein-Monomere (SNAP-25 ~ 25 kDa, VAMP2 ~ 18kDa, Syntaxin-1 ~ 35 kDa) zu quantifizieren. Pflegen Stromquelle bei 70 V bis der Farbstoff Linie durch die stac istKönig Gel und Erhöhung Spannung 90V. Führen Sie Gele, bis der Farbstoff abläuft. </li><li> Um Monomere zu erhalten, übertragen Proteine ​​bis 0,2 um Nitrocellulosemembran auf Eis mit kaltem Transferpuffer mit 20% Methanol (MeOH) zugegeben, bei 70 V für 45 min. </li><li> Dry Membran in einer Schale mit Deckel für 2 Stunden auf O / N bei RT (O / N liefert die besten Ergebnisse). </li><li> Block SNARE-Komplex-Membranen in 10% Rinderserumalbumin (BSA) für 1 h bei RT. </li><li> Bereiten Sie primäre Antikörper (Erkennung spezifischer SNARE-Komplex-Komponenten) in einer Verdünnung von 1: 1000 und Sonde O / N bei 4 ° C auf einem Rotationsschüttler. <ol><li> Spülen Blots in Tris-gepufferter Salzlösung plus 0,1% Tween-20 (TBS-T) 3 mal für jeweils 5 Minuten. </li></ol></li><li> Bereiten Sie fluoreszierenden sekundären Antikörperlösungen in einer Verdünnung von 1: 20.000 in 1% BSA in TBS-T und Sonde für 1 Stunde bei RT abgedeckt. Wiederholen Sie Schritt 2.12.1 nach 1 Stunde. </li><li> Bild Flecken auf einem fluoreszierenden Scan-Maschine mit Software Suite ausgestattet und zu quantifizieren, sowohl die SNARE-Protein complex (immunoreaktive Banden oberhalb 40 kDa) und Monomer Bänder (immunoreaktive Banden bei 25 kDa, 18 kDa, 35 kDa für SNAP-25, Syntaxin und VAMP2-1 bezeichnet) unter Verwendung von Anweisungen des Herstellers zum Zeichnen rechteckigen ROIs. </li></ol> 3. Imaging Exozytose-Events über TIRF Mikroskopie Hinweis: Dieses Protokoll erfordert spezielle Mikroskopie Ausrüstung einschließlich einer Klimakammer Temperatur, Feuchtigkeit und CO 2, ein umgekehrtes TIRF - Mikroskop ausgestattet mit einer epifluoreszenten Beleuchtung, hoher Vergrößerung / hoher numerischer Apertur (NA) TIRF Ziel, eine automatisierte XYZ - Plattform zu halten und ein empfindliches Charge Coupled Device (CCD) -Detektor. Dieses Protokoll verwendet einen vollständig inverses Mikroskop mit einem 100x 1.49NA TIRF Ziel einen festen Zustand 491-nm-Laser und einem Elektronenvervielfachungs CCD (EM-CCD) ausgestattet automatisiert. Alle Geräte werden durch Bildgebung und Lasersteuerungssoftware gesteuert. Vor dem Beginn der Bildgebungsprotokoll Leistung auf der environmental Kammer, Bühne, Lampe, Computer und Kamera. <ol><li> Wählen Sie Ziel innerhalb Imaging-Software. Sobald das Ziel vorhanden ist, befestigen Sie den Objektivheizer um den Kragen. </li><li> Bestätigen Sie, dass Ziel abgesenkt wird vollständig, bevor die Bühne Inkubator in der Stufe Schlitz zu sichern. Gießen Sie destilliertes Wasser in die Stufe Inkubator Einlässe gleichmäßig Spill zu verhindern. </li><li> Schalten Sie das Inkubationssystems. Öffnen Sie das Ventil in die CO 2 Tank und bestätigen der Druck für das System den Anweisungen des Herstellers geeignet ist. Warten Sie einige Zeit Kammer zu erreichen , 5% CO 2 und 37 ° C. Vor der Zugabe des Abbildungsschale, legen Sie eine leere Schale in den Inkubator Kondensation von Wasser auf dem Ziel zu vermeiden. </li><li> Einschalten der Laserquelle. </li><li> Offene Bühne Inkubator und Sionsöl auf die Linse hinzuzufügen. Legen Probe in Inkubator und zu stabilisieren, mit Stabilität Armen oder einem Teller Gewicht. Heben Sie das Ziel, bis der Öl Kontakt mit dem Boden der Probe macht. switch Durchlichtbeleuchtung und neuronale Fokusebene durch die Okulare finden. </li><li> Starten Lasersoftware und eine Verbindung mit dem Lasersteuerungssoftware. Set Beleuchtung Weitfeld ein und wählen Sie das Ziel verwendet wird (100X 1,49 NA TIRF wird empfohlen). Eingestellt Brechungsindex der Probe (Zellen ~ 1,38). Passen Laserintensität von &quot;TTL&quot; für die 491-nm-Laser deaktivieren. Stellen Sie den Schieberegler auf 100 dann bringen sie zurück nach unten auf einen Wert zwischen 20 bis 40%. Überprüfen Sie nochmals &quot;TTL&quot;. </li><li> Konzentrieren Sie sich auf Probe wieder in Durchlichtbeleuchtung. Zum Imaging-Software und wählen Sie 491-nm-Laserbeleuchtung und offener Blende. Die Feineinstellung der Brennpunkt des Lasers an der Decke und in der Mitte den Punkt zu der Mitte des geschlossenen Feldblende mit dem Kühler entfernt. Legen Kondensator Oberseite nach unten auf der optischen Bank, um nicht zu kratzen Objektiv. </li><li> Ersetzen Kondensator und gehen Sie zu TIRF-Software und stellen Eindringtiefe (PD) bis 110 nm. Wechseln Sie von Weitfeld-Beleuchtung zu TIRF illumination Modus für die Bildgebung. </li><li> Finden VAMP2-phluorin Zellen durch die Okulare mit Weitfeld- Epifluoreszenz mit epifluoreszenten Lichtquelle zum Ausdruck. <ol><li> Justieren Sie Bildparameter (Belichtungszeit, Verstärkung und Laserleistung) zu maximieren Signal-Rausch-Verhältnis und der Dynamikbereich Intensität die minimale Belichtungszeit und Laser Photobleaching und Phototoxizität zu reduzieren (zum Beispiel: Exposition zwischen 50 bis 100 ms, mit einem 15 - 30 bei 30% gewinnen maximale Laserleistung). </li><li> Stellen Sie den Serienautofokus pro Zelle. Erwerben Sie ein Timelapse Bild gesetzt mit dem Erwerb alle 0,5 Sekunden für 5 Minuten auftreten. Für die Netrin-1 stimuliert Zustand, 500 ng / ml Netrin-1 zu Schale von Zellen in einer Laminar-Flow-Haube und Rück die Schale in den Inkubator für 1 Stunde vor der Bildgebung. </li></ol></li><li> Die Häufigkeit der Exozytose - Ereignisse pro Zelle Fläche und der Zeit, offen Bildstapel in ImageJ , indem Sie die Datei in das Fenster oder gehen Sie zu Datei&gt; Öffnen&gt; Dateiname (Abbildung normalisiert zu quantifizieren0; 2A Inset 1). <ol><li> Durchschnittliche Intensität: Um eine stabile Fluoreszenzsignale zu entfernen, die eine durchschnittliche z Projektion des gesamten Stapels mit Bild&gt; Stapel&gt; Z-Projekt&gt; Projektionstyp nicht Vesikelfusion Ereignisse darstellen, erstellen. Subtrahieren dieses mittlere Bild von jedem Bild im Timelapse mit Prozess&gt; Bild Rechner&gt; Bild1: Ihr Stack-Betrieb: subtrahieren Image2 neu geschaffenen Durchschnitt z Projektion. Dies unterstreicht Exozytose - Ereignisse (2A Inset 2 - 3). </li><li> Graf Exozytose-Fusionsereignisse mit dem Auge. Exozytose - Ereignisse werden als das Auftreten eines beugungsbegrenzten Fluoreszenzsignal definiert , das schnell diffundiert als VAMP2-phluorin diffundiert innerhalb der Plasmamembran (2A Inset 6). </li><li> Verwenden Sie den Befehl Schwellenwert das erste Bild unter Verwendung von Bild zu markieren&gt; Anpassen&gt; Schwelle&gt; einstellen Regler , bis die gesamte Zelle Schwelle markiert (2A Inset 7 - 8). </li><li> Unter AnaLyze, wählen SetMeasurements und überprüfen Bereich und Anzeige Etikett. Wählen Sie den schwellenZellBereich mit dem Zauberstab - Tracing - Tool und klicken Sie auf &#39;m&#39; zu messen (2A Inset 7 - 8). </li><li> Transfer - sowohl die Exozytose - Fusionsereignisse zählen, die Zellbereichsmessungen und die verstrichene Abbildungszeit in ein Tabellenkalkulations Anzahl von Exozytose - Ereignisse / mm 2 / Zeit (2A Inset 9) zu berechnen. </li></ol></li></ol> 4. Differentialinterferenzkontrast (DIC) Timelapse Mikroskopie von Axon Branching Hinweis: Eine vollständige Protokoll und Demonstration für einen allgemeinen Ansatz zur DIC - Bildgebung 12 zur Verfügung steht. Während dieses Protokoll DIC nutzt, andere Durchlichtmikroskopie Methoden für die gleichen Zwecke werden können (: Phasenkontrast zum Beispiel) verwendet. <ol><li> Bei 2 DIV, Ort Glasboden Bildgebung Schale untransfizierten Neuronen in vorgewärmten Klimakammer, die eine feuchte env zu haltenironment mit 5% CO 2 und 37 ° C. Nutzen Sie ein Mikroskop mit einem 60x Plan-Apochromat, 1.4 NA DIC Objektivlinse und hoher NA Kondensator für beste Bildqualität und Auflösung. </li><li> Stellen Sie die Fokusebene zu finden Neuronen durch die Okulare Durchlichtbeleuchtung verwendet wird. </li><li> Mit Hilfe der Multizonen-Erfassungsfunktion auf Imaging-Software, zu finden und die XYZ-Positionen von mindestens 6 Zellen speichern. Positionieren Sie die Bühne, so dass Neuronen von Interesse passen in das Sichtfeld für die besten Ergebnisse. <ol><li> Stimulieren Sie mit 250 ng / ml Netrin-1 und drücken Sie &quot;Start Multizonen-Akquisition&quot;. alle 20 s für 24 Stunden erwerben Sequenziell Bilder an jeder Position, pausieren Erwerb und Refokussierung wie nötig. </li></ol></li><li> Überprüfen Sie Bilder in Imaging-Software Apps verwenden&gt; Überprüfen Sie Multi Dimensional Daten&gt; öffnen Dateinamen. Identifizieren stabiler Axon Zweige (20 &amp; mgr; m lang), dass Form während der Imaging-Sitzung. Verwenden Sie die Linienzeichenwerkzeug eine stableaxon branc zu messenh von der Basis an der Axon an der Spitze, um sicherzustellen, die 20 &amp; mgr; m Länge Qualifikation erfüllt ist. <ol><li> In einer Tabelle, die Rahmennummer nach Netrin Stimulation aufzuzeichnen, wenn Membranausstülpungen in Bereichen initiieren, wo Äste später sowie die Rahmennummer nach Netrin Stimulation bilden, wenn sie im Entstehen begriffenen Zweige 20 &amp; mgr; m in der Länge erreichen. </li><li> Multiplizieren Sie die Anzahl der Frames zwischen Vorsprung und Zweigbildung um 20 sec die Bildungszeit pro Zweig zu berechnen. </li></ol></li></ol> 5. Toxin Manipulations und fixierte Zell Immunofluoreszenz <ol><li> Bei 2 DIV, behandeln Neuronen in Versuchsbedingungen mit 250 ng / ml Netrin-1 und / oder 10 nM Botulinum A - Toxin (BoNT), die spaltet die SNARE - Protein SNAP25 und SNARE wirksam hemmt Exozytose 13, plus 250 ng / ml netrin- 1. Lassen Sie eine Reihe von unbehandelten Neuronen als Kontrollbedingung. ACHTUNG: BoNTA erfordert den Einsatz von Augen und Atemschutz bei Herstellung und VerwendungLösungen. Pflegen Sie alle kontaminierten Materialien als infektiöses Material und Autoklaven so schnell wie möglich. </li><li> Bei 3 DIV (24 Stunden nach der Behandlung) absaugen Medien und sofort mit mindestens 1 ml PHEM fix (siehe Tabelle 1 für weitere Details) ersetzen erwärmt auf 37 ° C. Inkubieren für 20 min im Dunkeln bei RT. </li><li> Spülen Sie 3x mit PBS (für die zukünftige Verwendung Dichtung mit Parafilm und lagern bei 4 ° C). </li><li> Ort Deckgläser in dunklen, befeuchteten Färbung Kammer und Permeabilisierung der Zellmembranen für 10 min in frisch verdünnten 0,2% TritonX-100 in PBS (hergestellt aus 10% TritonX-100-Lager). </li><li> Entfernen Permeabilisierung Lösung und Spülen mit 50 ul 1x mit PBS. Block für 30 min in ~ 50 &amp; mgr; l von 10% Rinderserumalbumin in PBS (BSA-PBS) oder 10% Gekochte Eselserum in PBS bei RT. </li><li> Spülen Sie mit 1x PBS wieder. Inkubieren Deckgläser in 50 &amp; mgr; l des primären Antikörpers: in 1% BSA-PBS für 1 h bei RT (1 1.000 βIII Tubulin, neuronale Identität zu bestätigen), im Dunkeln. </li><li> Führen Sie 3x 5 min Waschen in PBS. Inkubieren Deckgläser in 50 ul spektral unterschiedliche Sekundärantikörper für Tubulin (1: 400), und Fluoreszenz Phalloidin (je nach Anregung: 488 Phalloidin bei 1: 400, 647 Phalloidin bei 1: 100) in 1% BSA-PBS für 1 Stunde . </li><li> Waschen 3x 5 min in 1x PBS und montieren Deck auf Objektträger in Montage Medien. </li><li> Vakuum überschüssige Eindeckmedien von den Rändern des Deckglases und Dichtung mit klarem Nagellack. </li><li> Sammeln Sie Weitfeld- Epifluoreszenz- Bilder auf einem inversen Mikroskop mit einem 40x 1.4NA Ziel, epifluoreszenten Fähigkeiten und EM-CCD. <ol><li> Manuell analysieren ImageJ Verzweigung verwenden. Öffnen Bildstapel in ImageJ indem Sie die Datei in das Fenster ziehen oder auf Datei&gt; Öffnen&gt; Dateiname (Abbildung 4A Einschub 1). </li><li> Mit line&gt; segmentierte Linie, verfolgen Sie die Axon, als die längste Neuriten erstreckt definiert von der soma (4A Einschub 2 - 3). </li><li>Mit Analysieren&gt; Tools&gt; ROI-Manager, speichern Sie die Axon als eine Region von Interesse zu verfolgen. Trace und jedes Axon Zweig speichern, definiert als Neuriten ≥20 &amp; mgr; m in der Länge. Nur primäre Zweige (Auswüchse direkt aus dem Axon sprießen) in der Analyse (Abbildung 4A Einsatz von 3 bis 4). </li><li> Drücken Sie &#39;m&#39; die gespeicherten Bereiche von Interesse zu messen und übertragen Längen in Pixeln in eine Tabelle, die Länge in &amp; mgr; m zu berechnen. </li><li> Unterteilen, die Anzahl der Zweige axon ≥20 um in der Länge, um die Länge des Axons in &amp; mgr; m geteilt durch 100 Anzahl der Axon Verzweigungen pro 100 &amp; mgr; m Länge erhalten. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die Axonverzweigung ist ein grundlegender Prozess der neurologischen Entwicklung und untermauert die enorme Neurokonnektivität des Nervensystems von Säugetieren. Das Verständnis der Mechanismen, die an der lokalisierten Plasmamembranexpansion beteiligt sind, ist ein wesentlicher Bestandteil unseres Verständnisses sowohl der normalen als auch der pathologischen Neuroentwicklung. Die Verwendung eines mehrgleisigen Ansatzes, der sowohl Methoden auf Populationsebene als auch auf Einzelzellebene umfasst, verbessert die Reprod...

Jüngste Schätzungen deuten darauf hin, dass das menschliche Gehirn 1011 Neuronen mit 1014 synaptischen Verbindungen1 enthält, was die Bedeutung der Axonverzweigung in vivo unterstreicht. Extrazelluläre Axonführungssignale wie Netrin-1 leiten Axone zu geeigneten synaptischen Partnern und stimulieren die axonale Verzweigung, wodurch die synaptische Kapazitäterhöht wird 2-5. Die Netrin-1-abhängige axonale Arborisierung beinhaltet eine erhebliche Plasmamembranexpansion6, von der wir angenommen haben, dass sie die Abgabe zusätzlicher Membrankomponenten über die vom SNARE-Komplex abhängige exozytäre Vesikelfusion erfordert7. 
Die Untersuchung der Rolle der SNARE-vermittelten Exozytose bei der Netrin-1-abhängigen Axonverzweigung wird durch mehrere Faktoren erschwert. Erstens erhöht die Heterogenität der kortikalen Neuronen die Stichprobengröße, die erforderlich ist, um signifikante Effekte zu identifizieren, was Einzelzelltechniken wie die Bildgebung erschwert. Zweitens ermöglichen biochemische Techniken zwar die Beobachtung von Veränderungen, die auf Populationsebene auftreten, aber es fehlt ihnen die zeitliche und räumliche Auflösung, die erforderlich ist, um die Ausdehnung der Plasmamembran auf das Axon im Zeitrahmen der Axonverzweigung zu lokalisieren. Schließlich, obwohl sich Axonäste über Stunden bilden, können die zellulären Veränderungen, die zur axonalen Ausdehnung beitragen, innerhalb von Minuten beginnen und in der Größenordnung von Sekunden auftreten, wodurch der zeitliche Spielraum für experimentelle Betrachtungen erweitert wird. 
Wir skizzieren einen Multi-Technik-Ansatz, der diese verschiedenen zeitlichen und räumlichen Skalen der Exozytose und Axonverzweigung adressiert und somit unser Verständnis der grundlegenden zellulären Mechanismen erweitert. Die Verwendung dieser Ansätze liefert Hinweise auf eine entscheidende Rolle der SNARE-vermittelten Exozytose bei der Axonverzweigung.

<table><tbody><tr><td>Mit 6-Well-Gewebekulturen behandelte Platten</td><td>Olympus Plastics</td><td>25-105</td><td></td></tr><tr><td>Deckgläser aus Glas</td><td>Fisher scientific</td><td>12-545-81</td><td>12CIR-1.5; müssen 24 Stunden lang mit Salpetersäure behandelt, 2x in DI-Wasser gespült und vor der Verwendung getrocknet werden. Muss vor dem Plattieren der Zellen mit 1 mg/ml Poly-d-Lysin beschichtet und gespült werden.</td></tr><tr><td>Amaxa Nukleofektionslösung</td><td>Lonza</td><td>VPG-1001</td><td>100 ml/Transfektion</td></tr><tr><td>Amaxa Nukleofektor/Elektroporator</td><td>Lonza</td><td></td><td>Programm O-005</td></tr><tr><td>35 mm Bildgebungsschalen mit Glasboden für lebende Zellen</td><td>Matek Corporation</td><td>p356-1.5-14-C</td><td>muss vor dem Plattieren der Zellen mit 1 mg/ml Poly-d-Lysin beschichtet und gespült werden</td></tr><tr><td>Olympus IX81-ZDC2 inverses Mikroskop</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lambda LS Xenon-Lampe</td><td>Sutter Instruments Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Environmental Stage Top Inkubator</td><td>Tokai Hit</td><td></td><td></td></tr><tr><td>100x 1.49 NA TIRF Objektiv</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Andor iXon EM-CCD</td><td>Andor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Odyssey Licor Infrared Imaging System</td><td>LI-COR</td><td>Odyssey CL-X</td><td>Wird zum Scannen von Blots</td></tr><tr><td>verwendet Bildstudio Software-Suite</td><td>LI-COR</td><td></td><td>Wird zum Scannen auf dem Odyssey Infrarot-System verwendet; Image Studio Lite für die Offline-Analyse von Blots</td></tr><tr><td>Metamorph für Olympus</td><td>Molecular devices, LLC</td><td>Version 7.7.6.0</td><td>Software für die gesamte Bildgebung und die Analyse von DIC-Zeitraffern</td></tr><tr><td>CELL TIRF-Steuerungssoftware</td><td>Olympus</td><td></td><td>Software zur Steuerung von Lasern für die TIRF-Bildgebung</td></tr><tr><td>Fidschi (Image J)</td><td>NIH</td><td>ImageJ Version 1.49t</td><td></td></tr><tr><td>60x Plan Apochromat 1.4 NA Objektiv</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>40x 1.4 NA Plan Apochromat Objektiv</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neurobasales Medium</td><td>GIBCO</td><td>21103-049</td><td>Basislösung für serumfreies und Trypsin-Quenching-Medium</td></tr><tr><td>Supplement B27</td><td>GIBCO</td><td>17504-044</td><td>500 ml/50 ml Serum-freies Medium und Trypsin-Quenching-Medium</td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td></td><td>35050-061</td><td>1 ml/50 ml Serum-freies Medium</td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin</td><td>Bio Basic Incorporated</td><td>9048-46-8</td><td>10%ige Lösung in 1x PBS zum Blockieren von Deckgläsern; 5%ige Lösung in TBS-T zum Blockieren von Nitrozellulosemembranen.</td></tr><tr><td>10x&nbsp; Trypsin</td><td>Sigma</td><td>59427C</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>CELLGRO</td><td>25-060-Cl</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco-Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (DPBS)+ Ca + Mg</td><td>Corning</td><td>21-030-cm</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum</td><td>Corning/CELLGRO</td><td>35-010-CV</td><td></td></tr><tr><td>Hank's Balanced Salt Solution (HBSS)</td><td>Corning/CELLGRO</td><td>20-021-CV</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher scientific</td><td>BP358-10</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Fisher scientific</td><td>CAS67-42-5</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Fisher scientific</td><td>BP214-500</td><td></td></tr><tr><td>TRIS HCl</td><td>Sigma</td><td>T5941-500</td><td></td></tr><tr><td>TRIS base</td><td>Fisher scientific</td><td>BP152-5</td><td></td></tr><tr><td>N-Propyl Gallat</td><td>MP Biomedicals</td><td>102747</td><td></td></tr><tr><td>Glycerin Photometrische Qualität</td><td>Acros Organics</td><td>18469-5000</td><td></td></tr><tr><td>Glycerin (nicht optische Qualität)</td><td>Fisher scientific</td><td>CAS56-81-5</td><td></td></tr><tr><td>B-mercaptoethonal</td><td>Fisher scientific</td><td>BP176-100</td><td></td></tr><tr><td>SDS</td><td>Fisher scientific</td><td>BP166-500</td><td></td></tr><tr><td>Destilliertes Wasser&nbsp;</td><td>GIBCO</td><td>152340-147</td><td></td></tr><tr><td>Poly-D-Lysin</td><td>Sigma</td><td>p-7886</td><td>Gelöst in sterilem Wasser bei 1 mg/ml</td></tr><tr><td>Botulinum-A-Toxin BoNTA-Liste</td><td>Biologische Laboratorien</td><td>128-A</td><td></td></tr><tr><td>Kaninchen polyklonales anti-humanes VAMP2-Zell-Signalgebung</td><td></td><td>11829</td><td></td></tr><tr><td>Monoklonales Anti-Ratten-Maus-Syntaxin1A</td><td>Santa Cruz Biotechnologie</td><td>sc-12736</td><td></td></tr><tr><td>Ziege polyklonal anti human SNAP-25</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-7538</td><td></td></tr><tr><td>Maus monoklonal anti human &beta; III-Tubulin&nbsp;</td><td>Covance</td><td>MMS-435P</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 568 und Alexa Fluor 488 Phalloidin oder Alexa Fluor 647</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LI-COR IR-Farbstoff Sekundärantikörper</td><td>LI-COR</td><td>P/N 925-32212, P/N 925-68023, P/N 926-68022</td><td>800 Esel Anti-Maus, 680 Esel Anti Kaninchen, 680 Esel Anti Ziege</td></tr><tr><td>0.2 &#956; m Porengröße Nitrozellulosemembran</td><td>Biorad</td><td>9004-70-0</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Fisher scientific</td><td>BP337-500</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Fisher scientific</td><td>S25426A</td><td></td></tr><tr><td>Bromphenol Blue</td><td>Sigma</td><td>B5525-5G</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Fisher</td><td>scientific S6-212</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Fisher scientific</td><td>O-4042-500</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X100</td><td>Fisher scientific</td><td>BP151-500</td><td></td></tr><tr><td>TEMED</td><td>Fisher scientific</td><td>BP150-20</td><td></td></tr><tr><td>40% Bis-Acrylimid</td><td>Fisher</td><td>scientific BP1408-1</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Unternehmen</td><td>Katalognummer</strong</td><td>>Comments</td></tr><tr><td>Alternative validierte Antikörper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maus Monoklonaler Anti-Syntaxin HPC-1-Klon</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S0664</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Monoklonales Synaptobrevin 2 (VAMP2)</td><td>Synaptische Maussysteme</td><td>104-211</td><td></td></tr><tr><td>Monoklonales Maus-SNAP25-Synaptische</td><td>Systeme</td><td>111-011</td><td></td></tr></tbody></table>

kombinierte methodiken verwendung der rolle der plasmamembran lieferung während axon branching und neuronale morphogenese zu definieren

Utilizing Combined Methodologies to Define the Role of Plasma Membrane Delivery During Axon Branching and Neuronal Morphogenesis

Während der neuronalen Entwicklung dehnen sich wachsende Axone auf mehrere synaptische Partner aus, indem sie axonale Äste ausarbeiten. Die Axonverzweigung wird durch extrazelluläre Leitsignale wie Netrin-1 gefördert und führt zu einer dramatischen Vergrößerung der Oberfläche der axonalen Plasmamembran. Die Netrin-1-abhängige Axonverzweigung beinhaltet wahrscheinlich eine zeitliche und räumliche Kontrolle der Plasmamembranexpansion, deren Komponenten durch exozytäre Vesikelfusion zugeführt werden. Diesen Fusionsereignissen geht die Bildung von SNARE-Komplexen voraus, die aus einem v-SNARE bestehen, wie z. B. VAMP2 (vesikelassoziiertes Membranprotein 2), und den Plasmamembran-t-SNAREs, Syntaxin-1 und SNAP25 (synaptosomal-assoziiertes Protein 25). Detailliert hierin ist ein mehrgleisiger Ansatz, der verwendet wird, um die Rolle der SNARE-vermittelten Exozytose bei der Axonverzweigung zu untersuchen. Die Stärke des kombinierten Ansatzes liegt in der Datenerfassung mit einer Reihe von räumlichen und zeitlichen Auflösungen, die von der Dynamik einzelner Vesikelfusionsereignisse in einzelnen Neuronen bis hin zur SNARE-Komplexbildung und Axonverzweigung in Populationen kultivierter Neuronen reichen. Dieses Protokoll nutzt etablierte biochemische Ansätze zur Bestimmung von endogenen SNARE-Komplexen und die Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie (TIRF) von kortikalen Neuronen, die VAMP2 exprimieren, das mit einem pH-empfindlichen GFP (VAMP2-pHlourin) markiert ist, um Netrin-1-abhängige Veränderungen der exozytären Aktivität in einzelnen Neuronen zu identifizieren. Um das Timing der Netrin-1-abhängigen Verzweigung aufzuklären, wird die Zeitraffer-Differential-Interferenzkontrast-Mikroskopie (DIC) einzelner Neuronen über die Größenordnung von Stunden verwendet. Fixierte zelluläre Immunfluoreszenz gepaart mit Botulinum-Neurotoxinen, die die SNARE-Maschinerie spalten und die Exozytose blockieren, zeigt, dass die Netrin-1-abhängige Axonverzweigung eine SNARE-vermittelte exozytäre Aktivität erfordert.

Verwendung in vitro biochemischen Techniken , um die Menge von SDS-resistenten SNARE - Komplexe in einer Population von Neuronen zu untersuchen. Abbildung 1 zeigt die resultierende Western - Blot nach Beendigung der SDS-resistenten SNARE - Komplex Assay für SNAP-25 sondiert, syntaxin1A und VAMP2. TIRF - Mikroskopie an der basalen Zellmembran liefert hochauflösende Bilder von einzelnen Exozytose - Fusi...

Lichtmikroskopische Techniken in Verbindung mit biochemischen Assays klären die Beteiligung der SNARE-vermittelten Exozytose an der Netrin-abhängigen Axonverzweigung auf. Diese Kombination von Techniken ermöglicht die Identifizierung molekularer Mechanismen, die die Axonverzweigung und die Veränderung der Zellform steuern.

Kombinierte Methodiken Verwendung der Rolle der Plasmamembran Lieferung Während Axon Branching und Neuronale Morphogenese zu definieren

During neural development, growing axons extend to multiple synaptic partners by elaborating axonal branches. Axon branching is promoted by extracellular ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, quantifizierbare Beobachtungen zum zeitlichen und räumlichen Auftreten der exozytotischen Vesikelfusion von Neuronen und zur Axonverzweigung zu erhalten. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Neurowissenschaften zu beantworten, beispielsweise wann und wo die Vesikelfusion Membranmaterial in die wachsende Plasmamembran während der neuronalen Entwicklung einbaut. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie Live-Cell-Imaging kombiniert, um sowohl eine hohe räumliche als auch zeitliche Auflösung in einzelnen Zellen zu erzielen, mit biochemischen Ansätzen zur Gewinnung populationsbasierter Informationen.Nach der Kultivierung und Simulation kortikaler Neuronen mit Netrin-1 oder einer Kontrolle gemäß dem Protokolltext. Entfernen Sie PBS aus dem ersten Brunnen einer Bedingung und ersetzen Sie es durch 250 Mikroliter Homogenisierungspuffer. Inkubieren Sie fünf Minuten auf Eis und homogenisieren Sie die Zellen dann mit einem Zellabstreifer auf Eis.Aspirieren Sie das PBS aus dem nächsten Bohrloch derselben Bedingung und geben Sie die kürzlich homogenisierte Mischung in das Bohrloch, um die Proteinkonzentrationen zu erhöhen. Überführen Sie anschließend die homogenisierte Lösung in ein vorab gekühltes 1,6-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen auf Eis und fügen Sie 20 % Triton X-100 hinzu, um eine Endkonzentration von 1 % zu erreichen. Dann pipettieren Sie die Mischung mit einer 1.000-Mikroliter-Pipette zehnmal um, wobei Sie Blasenbildung möglichst vermeiden. Inkubieren Sie die Röhrchen zwei Minuten lang auf Eis, um die Proteine zu solubilisieren.Anschließend 10 Minuten bei 6.010 RCF und 4 Grad Celsius zentrifugieren, um das nicht lösliche Material zu pelletieren. Den überstehenden Überstand vorsichtig in ein neues gekühltes 1,6-Milliliter-Röhrchen auf Eis überführen. Bestimmen Sie anschließend mithilfe des Bradford-Assays die Proteinkonzentration.Verwenden Sie anschließend Homogenisierungspuffer mit 1 % Triton X-100 und 5× Probenpuffer, der mit BME ergänzt wurde, um die Proben auf eine Endkonzentration von 3–5 Milligramm pro Milliliter zu verdünnen. Teilen Sie jede experimentelle Probe gleichmäßig auf zwei Röhrchen auf. Inkubieren Sie dann eine Probe bei 37 Grad Celsius für 30 Minuten und die andere bei 100 Grad Celsius für 30 Minuten.Drehen Sie die Röhrchen intermittierend um, um die Proben in Lösung zu halten. Führen Sie anschließend die SDS-Gelelektrophorese und die Western-Blot-Analyse gemäß dem Textprotokoll durch. Nachdem Sie das TIRF-Mikroskop und die Probe eingerichtet und gemäß dem Textprotokoll eine neuronale Fokusebene gefunden haben.Starten Sie die Laser-Software und stellen Sie eine Verbindung zur Laser-Steuerungssoftware her. Stellen Sie die Beleuchtung auf Weitfeld ein und wählen Sie das Objektiv aus. Danach stellen Sie den Brechungsindex der Probe ein und justieren Sie die Laserintensität, indem Sie TTL für den 491-Laser deaktivieren.Die Optimierung der Bildgebungsparameter ist wichtig bei der Aufnahme intakter exozytotischer Vesikel, um Fokusdrift und Phototoxizität zu vermeiden und gleichzeitig Bilder mit einem ausreichend hohen Signal-Rausch-Verhältnis für die Analyse zu erzeugen. Stellen Sie den Schieberegler zunächst auf 100 und danach wieder auf einen Wert zwischen 20 und 40 zurück. Überprüfen Sie anschließend erneut den TTL-Wert.Als Nächstes fokussieren Sie erneut auf die Probe bei Durchlichtbeleuchtung. Wählen Sie dann in der Bildgebungssoftware die 491-Laser-Beleuchtung aus und öffnen Sie den Verschluss. Stellen Sie den Kondensor verkehrt herum auf die optische Bank, um die Linse nicht zu zerkratzen.Stellen Sie den Fokuspunkt des Lasers an der Decke fein ein, und zentrieren Sie den Punkt bei entferntem Kondensor auf die Mitte der geschlossenen Feldblende. Setzen Sie anschließend den Kondensor wieder ein und stellen Sie in der TIRF-Software die Eindringtiefe auf 110 Nanometer ein. Wechseln Sie dann von der Weitfeldbeleuchtung in den TIRF-Beleuchtungsmodus zur Aufnahme von Bildern.Suchen Sie nun mithilfe der Weitfeld-Epifluoreszenz über die Okulare nach Zellen mit fluoreszierender VAMP2-Expression. Anschließend reduzieren Sie Photobleichen und Phototoxizität, indem Sie die Bildgebungsparameter so einstellen, dass das Signal-Rausch-Verhältnis und der Dynamikbereich bei minimaler Belichtungszeit und Laserintensität maximiert werden. Aktivieren Sie die kontinuierliche Autofokusfunktion pro Zelle.Erwerben Sie anschließend einen Zeitraffer-Bildsatz, wobei alle 0,5 Sekunden eine Aufnahme über einen Zeitraum von fünf Minuten erfolgt. Für die Netrin-1-stimulierte Bedingung in einer laminaren Luftabsaughaube wird Netrin-1 einer Endkonzentration von 500 Nanogramm pro Milliliter zu einer Zellkultur hinzugefügt und die Zellschale für eine Stunde vor der Bildaufnahme in den Inkubator zurückgestellt. Zur Quantifizierung der Häufigkeit exozytotischer Ereignisse, normiert auf Zellfläche und Zeit.In ImageJ öffnen Sie Bildstapel, indem Sie die Datei in das Fenster ziehen oder indem Sie Datei, Öffnen, Dateiname auswählen. Um stabile fluoreszierende Signale zu entfernen, die keine Vesikel-Fusionsereignisse darstellen, verwenden Sie Bild, Stapel, Z-Projektion, Projektionstyp Durchschnittsintensität. Um eine durchschnittliche Z-Projektion des gesamten Stapels zu erstellen.Subtrahieren Sie das resultierende Mittelbild von jedem Bild im Zeitraffer mithilfe von Prozess, Bildrechner, Bild 1 Ihr Stapel, Operation Subtrahieren Bild zwei. Dies führt zu einem neu erstellten Z-Projektionsbild. Dadurch werden exozytotische Ereignisse hervorgehoben.Zählen Sie nun visuell exozytotische Fusionsereignisse, die als punktförmige, beugungsbegrenzte fluoreszierende Signale identifiziert werden können, die sich schnell ausbreiten, während VAMP2-Fluoren in der Plasmamembran diffundiert. Markieren Sie das erste Bild mit Bild, Anpassen, Schwellenwert und stellen Sie den Schieberegler so ein, dass die gesamte Zelle hervorgehoben ist. Wählen Sie dann unter Analysieren die Option Messungen festlegen und aktivieren Sie Fläche und Anzeigelabel.Legen Sie mithilfe des Stift-Werkzeugs den schwellenwertbasierten zellulären Bereich fest und drücken Sie M, um zu messen. Übertragen Sie die gesammelten Daten gemäß dem Textprotokoll in eine Tabellenkalkulation. Stellen Sie zwei Tage in vitro die Imaging-Schale mit Glasboden, die unbehandelte Neuronen enthält, in eine vorgewärmte, feuchte Umgebungskammer.Verwenden Sie ein Mikroskop, das mit einem Plan-Apochromat-Objektiv vom Typ Six DX, 1,4 NA, mit DIC und einem Kondensor mit hoher numerischer Apertur ausgestattet ist, um die beste Bildqualität und Auflösung zu erzielen. Stellen Sie anschließend mit durchgehender Lichtbeleuchtung die Fokusebene so ein, dass Neuronen über die Okulare sichtbar werden. Für die DIC-Aufnahme der Axonverzweigung ist eine korrekte Einstellung der Kühlerbeleuchtung entscheidend für die Bildoptimierung und unerlässlich, um analysierbare Ergebnisse zu erhalten.Danach, bei den interessierenden Neuronen innerhalb des Sichtfelds, die Multibereichs-Aufnahmefunktion in der Bildgebungssoftware verwenden, um die XYZ-Positionen von mindestens sechs Zellen zu finden und zu speichern. Anschließend Netrin-1 oder einen anderen Faktor der Wahl bis zu einer Endkonzentration von 250 Nanogramm pro Milliliter hinzufügen, um die Zellen zu stimulieren, und die Multibereichs-Aufnahme starten. Nacheinander alle 20 Sekunden über einen Zeitraum von 24 Stunden hinweg Bilder an jeder Position aufnehmen.Aufnahme anhalten und bei Bedarf erneut fokussieren. Über die Bildgebungssoftware können die Bilder über Apps, Multidimensionale Daten überprüfen ausgewählt und die gewünschte Datei geöffnet werden. Stabile Axonverzweigungen identifizieren, die während der Bildgebungssitzung entstanden sind.Verwenden Sie das Spurbereichs-Werkzeug, um einen stabilen Axonast von der Basis des Axons bis zur Spitze zu messen. Nach der Behandlung der Neuronen mit Netrin und Botulinumtoxin sowie Fixierung und Immunfärbung, und Immunfärbung für Beta-3-Tubulin und Aktin gemäß dem Textprotokoll. Sammeln Sie Weitfeld-Epifluoreszenzbilder mit einem inversen Mikroskop.Öffnen Sie einen Bildstapel in ImageJ und analysieren Sie die Verzweigungen manuell, indem Sie mit der Linie, der segmentierten Linie die Axone verfolgen, die als der längste Fortsatz definiert sind, der vom Soma ausgeht. Speichern Sie die Axonverfolgung über Analyze, Tools, ROI Manager als einen interessierenden Bereich. Verfolgen und speichern Sie anschließend jeden Axonast, der als Fortsatz definiert ist, der größer oder gleich 20 Mikrometer Länge ist.Schließen Sie nur primäre Zweige in die Analyse ein. Dargestellt ist ein Western-Blot nach Abschluss des SDS-resistenten SNARE-Komplex-Assays. Untersucht für SNAP25, Syntaxin 1A und VAMP2.SNARE-Proteine im Komplex, identifizierbare Monomere, sind hier dargestellt. Ein Beispiel eines VAMP2-Fluoren-vermittelten exozytotischen Ereignisses, das sich über die Zeit in einem kortikalen Neuron abspielt, ist hier gezeigt. Die vergrößerten Ausschnitte kennzeichnen das Soma, einen Axonzweig und ein axonales Wachstumskonus und zeigen die räumliche Anwendbarkeit dieses Assays auf.Kreise markieren einzelne exozytotische Fusionereignisse, die mittels TIRF-Mikroskopie sichtbar gemacht werden können. Diese zeitraffende DIC-Aufnahme zeigt die Netrin-induzierte Bildung eines Axonastes in Echtzeit. Diese Positionen kennzeichnen die anfängliche Ausstülpung an einer Verzweigungsstelle.Diese repräsentieren vollständig ausgebildete stabile Äste mit einer Länge von mindestens 20 Mikrometern, gemessen vom Hauptaxon bis zur Astspitze. In diesem Experiment wurden kortikale Neuronen nach 3 Tagen im Kulturmedium entweder mit Netrin-1 behandelt, das die Verzweigung stimuliert, oder mit Botulinumtoxin A, das SNAP25 spaltet, eine Komponente des SNARE-Komplexes, und die Exozytose blockiert. Die Ergebnisse zeigen, dass eine durch den SNARE-Komplex vermittelte Exozytose für die Netrin-abhängige Verzweigung erforderlich ist.Wenn die DIC-Bildgebung einmal beherrscht ist, kann sie in einer einzigen Übernacht-Bildgebungssitzung abgeschlossen werden. Die TIRF-Bildgebung einzelner exozytotischer Ereignisse kann innerhalb von 4–5 Stunden durchgeführt werden. Das biochemische Protokoll zur SNARE-Komplexbildung kann in zwei Stunden durchgeführt werden.Während der Durchführung dieser Verfahren ist es wichtig, sich Zeit zu lassen und keinen einzelnen Schritt zu überstürzen. Jedes Verfahren erfordert Aufmerksamkeit und Geduld, um optimale Ergebnisse zu erzielen. Nach Abschluss dieses Verfahrens können weitere Methoden wie die Cotransfektion markierter Vesikelkomponenten mit markierten Kandidaten-Cargos durchgeführt werden, um zusätzliche Fragestellungen zu beantworten.Was ist beispielsweise der Inhalt der exozytotischen Vesikel? Nach seiner Entwicklung ebnete dieses Verfahren den Forschern auf dem Gebiet der Neurowissenschaften den Weg, um die Neuritogenese, die Axonverzweigung und andere Stadien der Morphogenese in jeder dissoziierten neuronalen Kultur zu untersuchen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die räumliche und zeitliche Natur von Fusionsevents neuronaler exozytotischer Vesikel beobachten und quantifizieren kann, die mit Veränderungen in der neuronalen Morphogenese korrelieren.Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Botulinumtoxin oder leistungsstarken Lasern äußerst gefährlich sein kann, und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen geeigneter Schutzkleidung sowie die Verwendung der Sicherheitsverriegelung am Mikroskop stets beachtet werden sollten, während dieses Verfahren durchgeführt wird.

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Kombinierte Methodiken Verwendung der Rolle der Plasmamembran Lieferung Während Axon Branching und Neuronale Morphogenese zu definieren (Video) | JoVE Journal

Kombinierte Methodiken Verwendung der Rolle der Plasmamembran Lieferung Während Axon Branching und Neuronale Morphogenese zu definieren

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