Name: Screening für Funktionelle nichtkodierenden genetischen Varianten Mit elektrophoretische Mobilitäts-Shift-Assay (EMSA) und DNA-Affinitätspräzipitation Assay (DAPA) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 35 s
Description: Erfahren Sie, wie EMSA und DAPA funktionelle nichtkodierende genetische Varianten identifizieren, die die Transkriptionsfaktor-DNA-Bindung beeinflussen. Diese Methode liefert Einblicke in Krankheitsmechanismen.

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Wir danken Erin Zoller, Jessica Bene und Lindsey Hays für ihren Input und die Leitung bei der Protokollentwicklung. MTW wurde teilweise durch NIH R21 HG008186 und einen Trustee Award Grant der Cincinnati Children's Hospital Research Foundation unterstützt. ZHP wurde teilweise von T32 GM063483-13 unterstützt.

1. Herstellung von Lösungen und Reagenzien <ol><li> Bestellen Sie kundenspezifische DNA-Oligonukleotid-Sonden zur Verwendung in EMSA und DAPA. <ol><li> Zur Reduzierung der unspezifischen Proteinbindung, entwerfen kurze Oligos (zwischen 35-45 Basenpaare (bp) in der Länge) 30, und legen Sie die Variante von Interesse direkt in der Mitte , flankiert von seinen 17 bp endogene genomische Sequenz. Für EMSA Oligos, eine 5&#39;-Fluorophor hinzuzufügen. Für DAPA Oligos, eine 5&#39;-Biotin-Tag hinzufügen. </li><li> Um sowohl die Sense-Strang und seine Umkehrkomplement Strang. Alternativ bestellen Duplex (vorgeglüht) Oligos. Wenn die Oligos zu benennen, stellen Sie die Nomenklatur, die auf einem festgelegten Referenzgenom. Hinweis: &quot;Risiko&quot; und &quot;Nicht-Risiko&quot; -Bezeichnung können Krankheit und projektspezifische, während &quot;Referenz&quot; und &quot;non-reference&quot; sind universell relevant sein. </li><li> Bei der Ankunft der Oligos, drehen kurz den Inhalt nach unten und resuspendieren in Nuklease-freies Wasser bis zu einer endgültigen Konzentration von 100 μ; M. Shop suspendiert Lager bei -20 ° C. Schützen Oligos mit einem Fluorophor aus Licht markiert, indem sie mit Alufolie wickeln. </li></ol></li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Name </td><td> Sequenz </td></tr><tr><td> rs76562819_REF_FOR </td><td> GTAATGCCTTAATGAGAGAG A GTTAGTCATCTTCTCACTTC </td></tr><tr><td> rs76562819_REF_REV </td><td> GAAGTGAGAAGATGACTAAC T CTCTCTCATTAAGGCATTAC </td></tr><tr><td> rs76562819_NONREF_FOR </td><td> GTAATGCCTTAATGAGAGAG G GTTAGTCATCTTCTCACTTC </td></tr><tr><td> rs76562819_NONREF_REV </td><td> GAAGTGAGAAGATGACTAAC C CTCTCTCATTAAGGCATTAC </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Beispiel EMSA / DAPA Oligonukleotid - Entwurf , der eine SNP für Differential bin zu testending. &quot;REF&quot; steht für die Referenz - Allels, während &quot;NONREF&quot; für die Nicht-Referenz - Allels steht. &quot;FOR&quot; steht für den vorderen Strang, während &quot;REV&quot; sein Komplement an. Die SNP wird in rot gesehen. <ol start="2"><li> Vorbereitung zytoplasmatischen Extraktion (CE) Puffer mit einer Endkonzentration von 10 mM HEPES (pH 7,9), 10 mM KCl und 0,1 mM EDTA in deionisiertem Wasser. </li><li> Vorbereitung Kernextraktion (NE) Puffer mit einer Endkonzentration von 20 mM HEPES (pH 7,9), 0,4 M NaCl und 1 mM EDTA in deionisiertem Wasser. </li><li> Vorbereitung Anelierungspuffer mit einer Endkonzentration von 10 mM Tris (pH 7,5-8,0), 50 mM NaCl und 1 mM EDTA in deionisiertem Wasser. </li></ol> 2. Herstellung von Kern Lysate aus kultivierten Zellen Hinweis: Dieses experimentelle Protokoll wurde optimiert B-lymphoblastoiden Zelllinien, hat aber in mehreren anderen unabhängigen adhärenten / Suspensions-Zelllinien und arbeitet universell getestet. <ol><li> Culture B-lymphoblastoiden Zellen in Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 mit 2 mM L-Glutamin, 10% fötalem Rinderserum und 1x Antibiotikum-Antimykotikum, enthaltend 100 Einheiten / ml Penicillin, 100 ug / ml Streptomycin und 250 ng / ml Amphotericin B. <ol><li> Seed in einem Bereich von 200.000-500.000 lebenden Zellen / ml und Inkubation Kolben bei 37 ° C mit 5% Kohlendioxid in einer aufrechten Position mit belüfteten oder lose Kappen. Hinweis: Das Wachstum der B-lymphoblastoiden Zellen verlangsamt, wenn sie über 1.000.000 Zellen / ml erreichen. Break up-Zell-Blasten durch Auf- und Abpipettieren mehrmals und das Rück Zellen zu 200.000-500.000 Zellen / ml eine schnelle Wachstumsrate aufrecht zu erhalten. </li></ol></li><li> Zweimal waschen kultivierten Zellen mit 10 ml eiskaltem Phosphat-gepufferte Salzlösung (PBS), Spin-down bei 4 ° C, 300 g für 5 min und entfernen PBS durch Absaugen. </li><li> Zählen von Zellen mit einem Hämozytometer und Pellet als 1 ml eiskaltem PBS pro 10 7 Zellen. Hinweis: Wenn beispielsweise Lysieren von 2 x 10 7 &lt;/ Sup&gt; Zellen, Resuspendieren in 2 ml PBS. </li><li> Aliquot 1 ml bis 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen so daß jedes Rohr 10 7 Zellen in PBS enthält. Zentrifuge bei 3.300 × g für 2 min 4 ° C und absaugen PBS. </li><li> Vor der Verwendung hinzufügen 1 mM Dithiothreitol (DTT), 1x Phosphatase-Inhibitor und 1x Protease-Inhibitor zu einem Arbeits Lager von CE-Puffer. Resuspendieren Zellpellet mit 400 ul CE-Puffer und Inkubation für 15 Minuten auf Eis. </li><li> In 25 ul 10% Nonidet P-40 und mischen durch Pipettieren. Zentrifuge bei 4 ° C, max Geschwindigkeit für 3 min. Dekantieren und den Überstand verwerfen. </li><li> Vor der Verwendung hinzufügen 1 mM DTT, 1x Phosphatase-Inhibitor und 1x Protease-Inhibitor zu einem Arbeits Lager von NE-Puffer. Resuspendieren Zellpellet mit 30 ul Puffer NE und durch Vortexen mischen. </li><li> Inkubieren bei 4 ° C in einem Rohr Rotator oder auf Eis für 10 min. Zentrifuge 3.300 xg für 2 min 4 ° C. </li><li> Sammeln Sie die klare Überstand (nuclear Lysat) und aliquoten vor der Lagerung bei -806; C mehrere Gefrier-Auftau-Zyklen zu vermeiden, die das Protein abbauen kann. Lassen Sie eine 10 - ul - Aliquot Proteinkonzentration unter Verwendung des bichoninic Säure - Assay (BCA) 31 zu messen. </li></ol> 3. elektrophoretische Mobilität Shift Assay (EMSA) <ol><li> Bereiten Sie Oligo-Funktion Stock und EMSA Gel. <ol><li> Wenn Oligos im Duplex bestellt wurden, tauen die 100 uM Lager und verdünnt 1: 2000 in Anelierungspuffer 50 nM Arbeits Lager zu erreichen. </li><li> Wenn Oligos wurden einsträngige bestellt, tauen die 100 uM Aktien und verdünnen 1:10 in Anelierungspuffer 100 nM Arbeitsvorräte zu erreichen. Kombinieren von 100 ul der 100 nM Komplement Strang Lösung miteinander in einem Mikrozentrifugenröhrchen. <ol><li> In einem Heizblock bei 95 ° C für 5 min. Schalten Sie die Hitze Block aus und lassen Sie die Oligos langsam für mindestens eine Stunde auf Raumtemperatur abkühlen vor der Verwendung. </li></ol></li><li> die EMSA Gel Pre-run. <ol><li> Entfernen Sie die Folie aus einem vorgegossenen 6% TBE Gel und spülen Sie unter entsalztes Wasser mehrmals jeden Puffer aus den Vertiefungen zu entfernen. Vorbereitung 1 l TBE-Puffer 0,5x durch Zugabe von 50 ml 10x TBE zu 950 ml deionisiertem Wasser hergestellt. </li><li> Montieren Sie das Gel Elektrophorese-Vorrichtung und auf Dichtigkeit prüfen durch die innere Kammer füllt mit 0,5x TBE-Puffer. Wenn kein Puffer in die äußere Kammer austritt, füllen die äußere Kammer etwa zwei Drittel des Weges. </li><li> Pre-run für 60 Minuten das Gel bei 100 V. </li><li> Spülen Sie jede Vertiefung mit 200 ul 0,5x TBE-Puffer. </li></ol></li></ol></li><li> Bereiten Sie Buffer Master Mix Bindung. <ol><li> Bereiten 10x Puffer mit einer Endkonzentration von 100 mM Tris-Bindungs, 500 mM KCl, 10 mM DTT; pH-Wert 7,5 in entmineralisiertem Wasser. </li><li> In einem Mikrozentrifugenröhrchen, schaffen eine Mastermix der Reagenzien bestehend gemeinsam für alle Reaktionen (10 ul 10fach Bindungspuffer, 10 ul DTT / Polysorbat, 5 &amp; mgr; l Poly d (IC), und 2,5 ul Lachssperma - DNA; Tabelle 2). Bereiten Sie eine zusätzliche 10%zur Volumenverlust durch Pipettieren zu berücksichtigen. </li></ol></li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Reagens </td><td> Endkonz. </td><td> Rxn 1 # </td><td> Rxn 2 # </td><td> Rxn 3 # </td><td> Rxn 4 # </td></tr><tr><td> Reinstwassersysteme </td><td> bis 20 &amp; mgr; l Vol. </td><td> 13,5 ul </td><td> 11.98 ul </td><td> 13.5μl </td><td> 11.98 ul </td></tr><tr><td> 10x Binding Buffer </td><td> 1x </td><td> 2 ul </td><td> 2 ul </td><td> 2 ul </td><td> 2 ul </td></tr><tr><td> DVB - T / TW-20 </td><td> 1x </td><td> 2 ul </td><td> 2 ul </td><td> 2 ul </td><td> 2 ul </td></tr><tr><td> Lachssperma - DNA </td><td> 500 ng / ul </td&gt; <td> 0,5 ul </td><td> 0,5 ul </td><td> 0,5 ul </td><td> 0,5 ul </td></tr><tr><td> 1 ug / ul Poly d (IC) </td><td> 1 &amp; mgr; g </td><td> 1 ul </td><td> 1 ul </td><td> 1 ul </td><td> 1 ul </td></tr><tr><td> Kernextrakt (5,26 ug / ul) </td><td> 8 &amp; mgr; g </td><td> - </td><td> 1,52 ul </td><td> - </td><td> 1,52 ul </td></tr><tr><td> NE - Puffer </td><td></td><td> 1,52 ul </td><td> - </td><td> 1,52 ul </td><td> - </td></tr><tr><td> Referenz - Allels Oligo </td><td> 50 fmol </td><td> 1 ul </td><td> 1 ul </td><td> - </td><td> - </td></tr><tr><td> Nicht-Referenz - Allels Oligo </td><td> 50 fmol </td><td> - </td><td> - </td><td> 1 ul </td><td> 1 ul </td></tr></tbody></table> Tabelle 2: Beispiel EMSA Reaktion setup. Die Tabelle zeigt ein Beispiel EMSA die Hypothese zu testen , dass Genotyp-abhängig ist , die Bindung von TFs zu einem spezifischen SNP. <ol start="3"><li> In Nuklease-freies Wasser in jedes Mikrozentrifugenröhrchen, so dass das endgültige Volumen nach Zugabe aller Reagenzien 20 ul sein wird. </li><li> Fügen Sie den entsprechenden Betrag (5,5 ul) Master-Mix zu jedem Reaktionsgefäß. </li><li> In 8 ug Kern Lysat zu den entsprechenden Mikrozentrifugenröhrchen. Fügen Sie Röhren die Oligo ohne Kernextrakt als Negativkontrollen (zB Tabelle 2, Rxn # 1 und Rxn # 3) enthält. Anmerkung: Die optimale Menge an Lysat pro Reaktion experimentell durch Titration bestimmt werden. Im Allgemeinen wird ein Bereich von 2-10 &amp; mgr; g Lysat Titrieren ausreichend. </li><li> In 50 fmol Oligo an die entsprechenden Mikrozentrifugenröhrchen. Flick zu mischen und kurz den Inhalt auf den Boden der Röhre drehen. Inkubieren für 20 min bei Raumtemperatur. Hinweis: Wenn attemptieinen Supershift ng, inkubiere für 20 min mit Antikörper bei Raumtemperatur vor der Zugabe von Oligos des Lysats Mischung. Es wird empfohlen, für die besten Ergebnisse 1 ug eines ChIP-Grade-Antikörper zu verwenden. </li><li> In 2 ul 10x orange Loading Dye zu jedem Reaktionsgefäß. Pipette nach oben und unten zu mischen. </li><li> Legen Sie die Proben in den Vorlauf 6% TBE-Gel durch Pipettieren nach oben und unten zu mischen und dann jede Probe in einem separaten gut vertreiben. Führen Sie das Gel bei 80 V bis die orange Farbstoff 2/3 bis 3/4 des Weges durch das Gel gewandert ist. Dies sollte etwa 60 bis 75 Minuten dauern. </li><li> Entfernen Sie das Gel aus dem Plastikkassette durch sie offen mit einem Gel Messer neugierigen und legen Sie das Gel in einen Behälter mit 0,5% TBE-Puffer, damit er nicht austrocknet. </li><li> Legen Sie das Gel auf der Oberfläche eines Infrarot und Chemilumineszenz-Bildgebungssystem, wobei Sie alle Blasen oder Verunreinigungen zu beseitigen, die das Bild stören wird. </li><li> Mit dem Scan-System-Software, klicken Sie auf den &quot;Acquire&quot; Registerkarteund dann wählen Sie &quot;Neu Zeichnen&quot;, um ein Feld ziehen rund um den Bereich entsprechend, wo das Gel befindet sich auf der Oberfläche des Scanners. </li><li> In der &quot;Kanäle&quot; des &quot;Acquire&quot;, wählen Sie den Kanal auf der Wellenlänge des Fluorophor-Markierung auf dem Oligo entspricht. In der &quot;Scanner&quot; Abschnitt, klicken Sie auf &quot;Vorschau&quot;, um eine minderwertige Scan-Vorschau erhalten. Stellen Sie den Scanbereich durch das blaue Feld ziehen, das erworbene Vorschaubild bis auf den Teil des Gels umgebenden abgebildet werden. Hinweis: Wenn zum Beispiel Oligos, markiert mit einem 700 nm Fluorophore verwenden, stellen Sie sicher, dass die &quot;700 nm&quot; Kanal vor dem Scannen ausgewählt wird. </li><li> In der &quot;Scan-Steuerungen&quot; Abschnitt, wählen Sie die &quot;84 &amp; mgr; M&quot; Auflösungsoption und das &quot;Medium&quot; Qualität Option. Setzen Sie den Fokus auf die Hälfte der Dicke des Gels zu kompensieren. Hinweis: Zum Beispiel kann ein 1 mm Gel mit einer 0,5 mm Fokusversatz verwenden würde. </li><li> In der &quot;Scanner&quot; Abschnitt, klicken Sie auf &quot;Start&quot; zu bEGIN den Scanvorgang. Hinweis: Während des Scans die Helligkeit, Kontrast und Farbschema oft manuell angepasst werden je nach Hersteller des Abtastsystems werden kann. </li><li> Nachdem die Prüfung abgeschlossen ist, wählen Sie die Registerkarte &quot;Bild&quot; und klicken Sie auf &quot;Drehen oder Kippen&quot; im Abschnitt &quot;Create&quot;, um die Ausrichtung zu korrigieren. Speichern Sie die Bilddatei von &quot;Export&quot; im Hauptmenü klicken und dann auf &quot;Einzelbildansicht.&quot; </li></ol> 4. DNA-Affinitätsreinigung Assay (DAPA) <ol><li> Herstellung von 5 &amp; mgr; M Oligo-Funktion Stock. <ol><li> Wenn Oligos im Duplex bestellt wurden, tauen die 100 uM Lager und verdünnen 01.20 in Anelierungspuffer 5 uM Arbeits Lager zu erreichen. </li><li> Wenn Oligos wurden einsträngige bestellt, tauen die 100 uM Aktien und verdünnen 1:10 in Anelierungspuffer 10 uM Arbeitsvorräte zu erreichen. Mähdrescher 10 &amp; mgr; l der 10 &amp; mgr; M komplementäre Stränge miteinander. In einem Heizblock bei 95 ° C für5 Minuten. Schalten Sie die Hitze Block aus und lassen Sie die Oligos langsam auf Raumtemperatur abkühlen vor der Verwendung. </li></ol></li><li> Vor dem Start aufzuwärmen Bindungspuffer, niedriger Stringenz-Waschpuffer, hochstringenten Waschpuffer und Elutionspuffer auf Raumtemperatur. Hinweis: eine Endkonzentration von 50 ng / ml Poly d (IC) mit dem Bindungspuffer, niedriger Stringenz-Waschpuffer hinzugefügt und hoher Stringenz-Waschpuffer potentielle nicht-spezifische Bindung von Proteinen an die Oligos zu reduzieren. </li><li> Bereiten Sie die Bindung Mischungen für jede Variante. <ol><li> 1 Volumenteil der Kern Lysat mit 2 Volumina Bindungspuffer. Anmerkung: Die erforderliche Menge an Lysat muss experimentell bestimmt werden aufgrund unterschiedlicher Fülle von TFs. zwischen 100-250 ug Kern Lysat pro Spalte ist in den meisten Fällen ausreichend. </li><li> In 1x Phosphatase-Inhibitor, 1x Proteaseinhibitor und 1x Bindungsverstärker (optional) und mischen durch das Rohr mehrmals schnippen. Hinweis: 100x BindungEnhancer besteht aus 750 mM MgCl 2 und 300 mM ZnCl 2. Hinzufügen Bindungsverstärker, wenn die Bindung des TF an DNA auf Cofaktoren oder Reduktionsmittel abhängig ist. Wenn diese Informationen nicht bekannt ist, fügen Sie den Bindungsverstärker. </li><li> In 10 ul 5 uM biotinylierten Fänger-DNA (50 pmol) zu jeder jeweiligen Bindungsmischung. Inkubieren für 20 min bei Raumtemperatur. Hinweis: Die Inkubationszeit und Temperatur variieren in Abhängigkeit von der TF. Die optimalen Werte müssen experimentell bestimmt werden. </li></ol></li><li> 100 l Streptavidin-Mikrokügelchen. Inkubieren für 10 min bei Raumtemperatur. </li><li> Für jede Oligo-Sonde getestet, legen Sie eine verbindliche Spalte in der Magnetscheider. Legen Sie ein Mikrozentrifugenröhrchen direkt unter jeder Bindungssäule und anwenden 100 ul Bindungspuffer der Säule zu spülen. </li><li> Pipettieren den Inhalt der einzelnen Bindungsmischung in separaten Spalten und die Flüssigkeit vollständig durch die Säule in die Mikro fließenRohr, bevor Sie fortfahren. Achten Sie darauf, die Spalten mit der Variante Oligo zu kennzeichnen, die in der Bindungsmischung verwendet wurde. Beschriften Sie die Flow-Through-Proben und ersetzen sie durch neue Mikrozentrifugenröhrchen, die mit geringer Stringenz Waschungen zu sammeln. </li><li> Bewerben 100 ul niedrig stringenten Waschpuffer auf die Säule; warten, bis die Säule Behälter leer ist. Wiederholen Sie waschen 4x. Beschriften Sie die niedrigen Stringenz Waschproben und ersetzen sie durch neue Mikrozentrifugenröhrchen, die mit hoher Stringenz Waschungen zu sammeln. </li><li> Anwenden 100 ul hoher Stringenz-Waschpuffer auf die Säule; warten, bis die Säule Behälter leer ist. Wiederholen Sie waschen 4x. Beschriften Sie die mit hoher Stringenz Waschproben und ersetzen sie durch neue Mikrozentrifugenröhrchen die Vorelution zu sammeln. </li><li> In 30 ul nativen Elutionspuffer auf die Säule und lassen Sie sich für 5 Minuten stehen. Beschriften Sie die Vorelution Proben und ersetzen sie durch neue Mikrozentrifugenröhrchen die Elution zu sammeln. Hinweis: Das ist nicht das gebundene Protein nicht eluieren; es wäscht die verbleibende hoher Stringenzaus dem Säulenpuffer und ersetzt sie durch Elutionspuffer die Effizienz der Elution zu maximieren. </li><li> Fügen Sie einen zusätzlichen 50 ul nativen Elutionspuffer die gebundenen TFs zu eluieren. Für eine höhere Ausbeute, aber weniger konzentrierte Eluat, fügen Sie eine zusätzliche 50 ul nativen Elutionspuffer und die Durchfluss sammeln. Hinweis: Analysieren Elution Proben durch Massenspektrometrie 32 die Identität des gebunden TFs zu bestimmen. Anschließend überprüfen Sie die Proteom - Ergebnisse durch Natriumdodecyl- Sulfit - Polyacrylamid - Gelelektrophorese (SDS-PAGE) , gefolgt von einem Western - Blot - 33. Wenn Massenspektrometrie nicht verfügbar ist, führen Sie eine Silberfärbung unter Verwendung von Standard-Technik anstelle eines Western-Blot, der die Größe des Proteins (e) zeigt Genotyp-abhängige Bindung zu bestimmen. Verwenden Sie diese Informationen zu verengen die Liste der vorhergesagten TFs von den Rechenansätze in der Einleitung beschrieben. </li></ol>

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<li>Rahman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+repressor+element+in+the+5%27-untranslated+region+of+human+Pax5+exon+1A%5BTitle%5D)+AND+%22Gene%22%5BJournal%5D)">A repressor element in the 5'-untranslated region of human Pax5 exon 1A.</a> Gene. 263 (1-2), 59-66 (2001).</li>
<li>Mali, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA-Guided+Human+Genome+Engineering+via+Cas9%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">RNA-Guided Human Genome Engineering via Cas9.</a> Science. 339 (6121), 823-826 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

<html> Obwohl Fortschritte in der Sequenzierung und Genotypisierung Technologien stark unsere Fähigkeit, mit der Krankheit genetische Varianten assoziiert zu identifizieren verbessert haben, unsere Fähigkeit, die Funktionsmechanismen von diesen Varianten betroffen zu verstehen, hinkt. Eine wichtige Ursache des Problems ist, dass viele krankheitsassoziierten Varianten in n angeordnet sind on-kodierenden Regionen des Genoms, die wahrscheinlich Einfluss auf schwieriger zu sagen voraus Mechanismen Genexpression steuern. Hier...

Sequenzierung und Genotypisierung basierte Studien, einschließlich der genomweiten Assoziationsstudien (GWAS), Kandidaten-Locus Studien und tiefSequenzierungsUntersuchungen haben viele genetische Varianten identifiziert, die statistisch im Zusammenhang mit einer Krankheit, Zug oder Phänotyp. Im Gegensatz zu dem frühen Vorhersagen, die meisten dieser Varianten (85-93%) werden in nicht-codierenden Regionen und die Aminosäuresequenz von Proteinen nicht 1,2 ändern. Interpretieren der Funktion dieser nicht-kodierenden Varianten und Bestimmung der biologischen Mechanismen , um sie zu dem zugeordneten Krankheit verbindet, trait oder Phänotyp hat Herausforderung erwiesen 3-6. Wir haben eine allgemeine Strategie entwickelt, um die molekularen Mechanismen zu identifizieren, die Varianten zu einem wichtigen Zwischen Phänotyp verknüpfen - Genexpression. Diese Pipeline wird speziell zu identifizieren, die Modulation der TF-Bindung durch genetische Varianten entwickelt. Diese Strategie kombiniert Rechenansätze und Techniken der Molekularbiologie Ziel vorherzusagenbiologische Wirkungen von Kandidatenvarianten in silico, und überprüfen diese Prognosen empirisch (Abbildung 1). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54093/54093fig1.jpg" /> Abbildung 1:.. Strategischer Ansatz für die Analyse von nicht-kodierenden genetischen Varianten Schritte, die in der detaillierten Protokoll sind nicht mit diesem Manuskript assoziiert enthalten sind grau schattiert <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54093/54093fig1large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54093/54093fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> In vielen Fällen ist es wichtig, durch eine Erweiterung der Liste der Varianten zu beginnen alle, die in hohen Gestänge-Ungleichgewichts (LD) mit jeder statistisch assoziiert Variante enthalten. LD ist ein Maß der nicht-zufällige Assoziation von Allelen an zwei verschiedenen chromosomalen Stellen, die durch die r 2 -Statistik 7 gemessen werden kann. r 2 ist ein Maß für die linKage Ungleichgewichts zwischen zwei Varianten, mit einem r 2 = 1 bezeichnet perfekte Verbindung zwischen zwei Varianten. Allelen in hohen LD gefunden auf dem Chromosom über Vorfahren Populationen zusammen entmischen. Aktuelle Genotypisierung Arrays enthalten nicht alle bekannten Varianten im menschlichen Genom. Stattdessen verwerten sie die LD innerhalb des menschlichen Genoms und sind eine Teilmenge der bekannten Varianten , die 8 für andere Varianten innerhalb einer bestimmten Region des LD als Stellvertreter fungieren. Somit kann mit einer bestimmten Krankheit assoziiert sein eine Variante ohne biologische Folge kann, da es in LD mit dem kausalen varianten der Variante mit einer sinnvollen biologischen Wirkung. Prozedural, wird empfohlen , die neueste Version der 1000 Genome Projekt 9 Variante Call - Dateien (VCF) in binäre Dateien zu konvertieren kompatibel mit PLINK 10,11, einem Open-Source - Tool für Genom - Assoziations - Analyse. Anschließend werden alle anderen genetischen Varianten mit LD r 2&gt; 0,8 mit jedem Eingang genetischen variant als Kandidaten identifiziert werden. Es ist wichtig , die entsprechende Referenzpopulation für diese Schritt- zB zu verwenden, wenn eine Variante , bei Themen von europäischer Abstammung identifiziert wurde, Daten von Patienten mit ähnlicher Herkunft sollte für LD Expansion verwendet werden. LD Expansion resultiert oft in Dutzenden von Kandidatenvarianten, und es ist wahrscheinlich, dass nur ein kleiner Bruchteil von diesen zu Krankheitsmechanismus beizutragen. Oft ist es nicht durchführbar, experimentell jede dieser Varianten einzeln untersuchen. Es ist daher sinnvoll, die Tausende von öffentlich verfügbaren funktionellen genomischen Datensätze als Filter zu nutzen, um die Varianten zu priorisieren. Zum Beispiel 12 das ENCODE - Konsortium hat Tausende von ChIP-seq Experimente beschreiben die Bindung von Transkriptionsfaktoren und Co-Faktoren, und Histonmarkierungen in einem breiten Spektrum von Kontexten, zusammen mit Chromatin Zugänglichkeit von Daten von Technologien wie DNase-seq 13, ATAC ausgeführt -SEQ 14 und FAIRE-seq 15. DatabAses und Web - Servern wie dem UCSC Genome Browser 16, Roadmap Epigenomics 17, Epigenome Blueprint 18, Cistrome 19 und ReMap 20 bieten freien Zugang zu Daten , die durch diese und andere experimentelle Techniken in einer Vielzahl von Zelltypen und Bedingungen hergestellt. Wenn es zu viele Varianten sind experimentell zu untersuchen, können diese Daten verwendet werden, die innerhalb wahrscheinlich regulatorischen Regionen in entsprechenden Zell- und Gewebetypen angeordnet zu priorisieren. Ferner wird in Fällen, in denen eine Variante für ein spezifisches Protein in einer ChIP-seq peak ist, können diese Daten Potential führt als der spezifischen TF (s) oder Cofaktoren schaffen, deren Bindung könnte beeinflussen. Als nächstes werden die resultierenden priorisiert Varianten gescreent experimentell vorhergesagt Genotyp-abhängige Protein zu validieren Bindungs ​​21,22 mittels EMSA. EMSA misst die Veränderung in der Migration des oligo auf einem nicht-reduzierenden TBE-Gel. Fluoreszierend markiertes Oligo mit der inkubiertenKern Lysat, und die Bindung von Kernfaktoren wird verzögern die Bewegung des Oligo auf dem Gel. Auf diese Weise Oligo, die mehr Kernfaktoren gebunden hat, als ein stärkeres Fluoreszenzsignal beim Abtasten präsentieren wird. Bemerkenswert ist, erfordert keine EMSA Prognosen über die spezifischen Proteine, deren Bindung betroffen. Sobald Varianten identifiziert werden, die innerhalb der erwarteten regulatorischen Regionen befinden und in der Lage sind unterschiedlich Bindung Kernfaktoren sind Berechnungsverfahren die spezifische TF (s), dessen vorherzusagen verwendet Bindung sie beeinflussen könnten. Wir bevorzugen CIS-BP 23,24, RegulomeDB 25, UNIProbe 26 zu verwenden, und JASPAR 27. Sobald Kandidaten TFs identifiziert werden, können diese Prognosen ausdrücklich Antikörper gegen diese TFs (EMSA-supershifts und DAPA-Westerns) getestet werden. Eine EMSA-Supershift beinhaltet die Zugabe eines TF-spezifischen Antikörpers an das Kern Lysat und Oligo. Ein positives Ergebnis in einem EMSA-Supershift ist represented als eine weitere Verschiebung der EMSA Band oder einem Verlust des Bandes (in Bezug 28 überprüft). In der komplementären DAPA, eine 5&#39;-biotinylierten Oligokomplexes die Variante und das 20 Basenpaar-flankierenden Nukleotide enthalten, werden mit nuklearen Lysat von relevanten Zelltyp (en) inkubiert alle Kernfaktoren speziell zur Erfassung der Oligos binden. Die Oligokomplexes-nuclear factor-Komplex wird durch Streptavidin-Mikrokügelchen in einer magnetischen Säule immobilisiert. Die gebundenen Kernfaktoren werden direkt durch Elution 29,48 gesammelt. Bindungsvorhersagen können dann durch Western-Blot untersucht werden, um Antikörper, spezifisch für das Protein verwendet wird. In Fällen, in denen es keine offensichtlichen Prognosen oder zu viele Vorhersagen, die Elutionen von Variante Pull-downs der DAPA Experimente können zu einem Proteomik Kern gesendet werden, um Kandidaten TFs mit Massenspektrometrie identifizieren, die anschließend validiert werden können mit diesen zuvor beschriebenen Methoden. In dem Rest des article wird das detaillierte Protokoll für EMSA und DAPA Analyse genetischer Varianten vorgesehen.

<table><tbody><tr><td>Kundenspezifische DNA-Oligonukleotide</td><td>Integrierte DNA-Technologien</td><td></td><td>http://www.idtdna.com/site/order/oligoentry</td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP366-500</td><td>KCl, für CE-Puffer</td></tr><tr><td>HEPES (1 M)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15630-080</td><td>Für CE- und NE-Puffer</td></tr><tr><td>EDTA (0,5 M), pH 8,0</td><td>Life Technologies</td><td>R1021</td><td>Für CE-, NE- und Annealing-Puffer</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-1</td><td>NaCl, für NE-Puffer</td></tr><tr><td>Tris-HCl (1M), pH 8,0</td><td>Invitrogen</td><td>BP1756-100</td><td>Für Glühpuffer</td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (1x)</td><td>Fisher Scientific</td><td>MT21040CM</td><td>PBS, für die Zellwäsche</td></tr><tr><td>DL-Dithiothreitol-Lösung (1 M)</td><td>Sigma</td><td>646563</td><td>Reduktionsmittel</td></tr><tr><td>Proteasehemmer Cocktail</td><td>Thermo Scientific</td><td>87786</td><td>Verhindert den Katabolismus von TFs</td></tr><tr><td>Phosphatase-Hemmer Cocktail&nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>78420</td><td>Verhindert die Dephosphorylierung von TFs</td></tr><tr><td>Nonidet P-40 Substitut</td><td>IBI Scientific</td><td>IB01140</td><td>NP-40, für die Kernextraktion</td></tr><tr><td>BCA Protein Assay Kit</td><td>Thermo Scientific</td><td>23225</td><td>Zur Messung der Proteinkonzentration</td></tr><tr><td>Odyssey EMSA Puffer Kit</td><td>Licor</td><td>829-07910</td><td>Enthält alle notwendigen EMSA-Puffer</td></tr><tr><td>FSME Gele, 6%, 12 Wells</td><td>Invitrogen</td><td>EC6265BOX</td><td>für EMSA</td></tr><tr><td>FSME Puffer (10x)</td><td>Thermo Scientific</td><td>B52</td><td>für EMSA</td></tr><tr><td>FactorFinder Startkit</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-092-318</td><td>Enthält alle notwendigen DAPA</td></tr><tr><td>Puffer Licor Odyssey CLx</td><td>Licor</td><td></td><td>Empfohlener Scanner für DAPA/EMSA</td></tr><tr><td>Antibiotikum-Antimykotikum</td><td>Gibco</td><td>15240-062</td><td>Enthält 10.000 Einheiten/ml Penicillin, 10.000 & Mikro; g/ml Streptomycin und 25 &micro; g/ml Fungizone&reg; Antimykotisches</td></tr><tr><td>fötales Rinderserum</td><td>Gibco</td><td>26140-079</td><td>FBS, für Nährmedien</td></tr><tr><td>RPMI 1640 Medium</td><td>Gibco</td><td>22400-071</td><td>Enthält L-Glutamin und 25 mM HEPES</td></tr></tbody></table>

screening für funktionelle nichtkodierenden genetischen varianten mit elektrophoretische mobilitäts-shift-assay (emsa) und dna-affinitätspräzipitation assay (dapa)

Screening for Functional Non-coding Genetic Variants Using Electrophoretic Mobility Shift Assay (EMSA) and DNA-affinity Precipitation Assay (DAPA)

Populations- und familienbasierte genetische Studien führen typischerweise zur Identifizierung genetischer Varianten, die statistisch mit einer klinischen Krankheit oder einem Phänotyp assoziiert sind. Bei vielen Krankheiten und Merkmalen sind die meisten Varianten nicht-kodierend und wirken daher wahrscheinlich, indem sie subtile, vergleichsweise schwer vorherzusagende Mechanismen beeinflussen, die die Genexpression steuern. Hier beschreiben wir einen allgemeinen strategischen Ansatz, um nicht-kodierende Varianten zu priorisieren und auf ihre Funktion hin zu screenen. Dieser Ansatz beinhaltet eine rechnergestützte Priorisierung unter Verwendung funktioneller genomischer Datenbanken, gefolgt von einer experimentellen Analyse der differentiellen Bindung von Transkriptionsfaktoren (TFs) an Risiko- und Nicht-Risikoallele. Sowohl für die elektrophoretische Mobilitätsverschiebungs-Assay (EMSA) als auch für die DNA-Affinitätsfällungsassay (DAPA) von genetischen Varianten wird ein synthetisches DNA-Oligonukleotid (Oligo) verwendet, um Faktoren im Kernlysat von krankheits- oder phänotyprelevanten Zellen zu identifizieren. Bei EMSA werden die Oligonukleotide mit oder ohne gebundene Kernfaktoren (oft TFs) durch nicht-denaturierende Elektrophorese an einem Tris-Borat-EDTA (FSME)-Polyacrylamidgel analysiert. Bei DAPA werden die Oligonukleotide an eine magnetische Säule gebunden und die Kernfaktoren, die spezifisch an die DNA-Sequenz binden, werden eluiert und durch Massenspektrometrie oder mit einer reduzierenden Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (SDS-PAGE) analysiert, gefolgt von einer Western-Blot-Analyse. Dieser allgemeine Ansatz kann in großem Umfang verwendet werden, um die Funktion nicht-kodierender genetischer Varianten zu untersuchen, die mit einer Krankheit, einem Merkmal oder einem Phänotyp verbunden sind.

In diesem Abschnitt repräsentative Ergebnisse von dem, was zu erwarten, zur Verfügung gestellt, wenn ein EMSA oder DAPA Durchführung und die Variabilität in Bezug auf die Qualität des Lysats gekennzeichnet ist. Beispielsweise wurde vorgeschlagen, dass mehrere Male Einfrieren und Auftauen Proteinproben in Denaturierung führen kann. Um die Reproduzierbarkeit der EMSA-Analyse im Rahmen dieser &quot;Frost-Tau&quot; Zyklen, zwei 35 bp Oligos unterschiedlichen an einer genetischen Variante wur...

Wir präsentieren einen strategischen Plan und ein Protokoll zur Identifizierung nicht-kodierender genetischer Varianten, die die DNA-Bindung des Transkriptionsfaktors (TF) beeinflussen. Es wird ein detailliertes experimentelles Protokoll für die elektrophoretische Mobilitätsverschiebungs-Assay (EMSA) und den DNA-Affinitäts-Präzipitations-Assay (DAPA) der Genotyp-abhängigen TF-DNA-Bindung bereitgestellt.

Screening für Funktionelle nichtkodierenden genetischen Varianten Mit elektrophoretische Mobilitäts-Shift-Assay (EMSA) und DNA-Affinitätspräzipitation Assay (DAPA)

Population and family-based genetic studies typically result in the identification of genetic variants that are statistically associated with a clinical ...

Das übergeordnete Ziel dieser experimentellen Strategie ist es, die Funktionalität von krankheitsassoziierten nicht-kodierenden Varianten zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, wichtige Fragen in der Genomik zu beantworten, z. B. wie genetische Varianten, die die Aminosäuresequenz nicht wirklich verändern, dennoch zum Krankheitsphänotyp beitragen. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie einen optimierten Prozess zur Bewertung der genetischen Varianz für die Funktionsaktivität bietet und Einblicke in die betroffenen regulatorischen Proteine und Signalwege gibt.Diese Technik kann bei der Untersuchung jeder Krankheit mit einer möglichen kausalen Variante von Vorteil sein. Denn das Verfahren zur Analyse dieser Varianten ist universell, unabhängig vom untersuchten Phänotyp. Obwohl diese Methode Einblicke in menschliche Krankheiten geben kann, kann sie auch auf Mutationen in jedem Organismus angewendet werden.In diesem Experiment werden Kernlysate aus B-lymphoblastoiden Zellen hergestellt, dieses Verfahren kann jedoch auf die meisten Zelllinien angewendet werden. Nachdem Sie die Zellen mit einem Hämozytometer gezählt haben, schleudern Sie die gewünschte Anzahl von Zellen für die Lyse herunter. Aspirieren Sie das Medium, fügen Sie 10 Milliliter eiskaltes PBS hinzu und schleudern Sie die Zellen wieder herunter.Waschen Sie die Zellen ein zweites Mal mit PBS und entfernen Sie das PBS nach dem Schleudern. Resuspendieren Sie den Zellgaumen in eiskaltem PBS mit einem Milliliter PBS pro 10 bis sieben Zellen. Aliquotieren Sie einen Milliliter der Zellsuspension in 1,5 Milliliter Mikrozentrifugenröhrchen, so dass jedes Röhrchen 10 bis siebte Zellen in PBS enthält.Zwei Minuten zentrifugieren und das PBS absaugen. Zu einem Arbeitsbestand von CE-Puffer, einem millimolaren Dithiothreitol oder DTT, einem 1X-Phosphatase-Inhibitor und 0,5 millimolaren Phenylmethansulfonylfluorid oder PMSF hinzufügen. Resuspendieren Sie jede Zellpalette mit 400 Mikrolitern dieses Puffers und inkubieren Sie sie 15 Minuten lang auf Eis.Geben Sie 25 Mikroliter 10%Nonidet P-40 in jedes Mikrozentrifugenröhrchen und mischen Sie durch Pipettieren. Zentrifugieren Sie drei Minuten lang bei vier Grad Celsius und maximaler Geschwindigkeit. Dekantieren und entsorgen Sie den Überstand.Als nächstes fügen Sie einem Arbeitsstock NE-Puffer, ein millimolares DTT, einen 1X-Phosphoaase-Inhibitor und einen millimolaren PMSF hinzu. Resuspendieren Sie jeden Zellgaumen mit 30 Mikrolitern dieses Puffers und mischen Sie es durch Vortexen. Inkubieren Sie bei 4 Grad Celsius in einem Röhrchenrotator für 10 Minuten.Zwei Minuten zentrifugieren. Sammle den klaren Überstand, bei dem es sich um das Kernlysat handelt. Aliquotieren Sie das Kernlysat vor der Lagerung bei minus 80 Grad Celsius, um mehrere Gefrier-Auftauzyklen zu vermeiden, die das Protein abbauen könnten.Beginnen Sie dieses Verfahren, indem Sie einen 50 nanomolaren Arbeitsstock des Oligonukleotids vorbereiten, wie im Protokolltext beschrieben. Lege die Oligos fünf Minuten lang bei 90 Grad Celsius in einen Hitzeblock. Schalten Sie nach fünf Minuten den Heizblock aus und lassen Sie die Oligos vor der Verwendung mindestens eine Stunde lang langsam auf Raumtemperatur abkühlen.Bereiten Sie als Nächstes den elektrophoretischen Mobilitäts-Shift-Assay oder das EMSA-Gel vor. Nehmen Sie den Objektträger aus einem vorgefertigten Gel mit sechs Prozent Tris-Borat-EDTA oder FSME-Gel und spülen Sie ihn mehrmals unter deionisiertem Wasser ab, um den Puffer aus den Vertiefungen zu entfernen. Bauen Sie das Gelelektrophoresegerät zusammen und prüfen Sie, ob es undicht ist, indem Sie die innere Kammer mit 0,5x TBE-Puffer füllen.Wenn kein Puffer in die äußere Kammer eindringt, füllen Sie die äußere Kammer etwa zu zwei Dritteln. Lassen Sie das Gel 60 Minuten lang bei 100 Volt vorlaufen. Wenn der Vorlauf abgeschlossen ist, spülen Sie jede Vertiefung mit 200 Mikrolitern 0,5-fachem TBE-Puffer.Bereiten Sie einen verbindlichen Puffer-Mastermix vor. Mischen Sie in einem Mikrozentrifugenröhrchen diese Reagenzien, die allen Reaktionen gemeinsam sind. 10X Bindungspuffer, DTT-Polysorbat, Poly(dI-dC) und DNA von Lachsspermien.Um die EMSA-Reaktionen in Gang zu setzen, geben Sie nukleasefreies Wasser in jedes Mikrozentrifugenröhrchen, so dass das endgültige Volumen nach Zugabe aller Reagenzien 20 Mikroliter beträgt. Geben Sie die entsprechende Menge Mastermix in jedes Mikrozentrifugenröhrchen. Geben Sie acht Mikrogramm Kernlysat in die entsprechenden Mikrozentrifugenröhrchen.Röhrchen, die das Oligo ohne Kernextrakt enthalten, sind als Negativkontrollen beizufügen. Geben Sie 50 Femtomol Oligo in die entsprechenden Mikrozentrifugenröhrchen und schnippen Sie zum Mischen. Schleudern Sie den Inhalt kurz bis zum Boden der Tube.Inkubieren Sie alle Röhrchen 20 Minuten lang bei Raumtemperatur. Geben Sie als Nächstes zwei Mikroliter 10X orangefarbenen Ladefarbstoff in jedes Mikrozentrifugenröhrchen. Pipettieren Sie zum Mischen auf und ab.Laden Sie die Proben in das sechsprozentige TBE-Gel vor dem Lauf, indem Sie zum Mischen auf und ab pipettieren und dann jede Probe in eine separate Vertiefung ausstoßen. Lassen Sie das Gel etwa 60 bis 75 Minuten lang bei 80 Volt laufen, bis der orangefarbene Farbstoff zu zwei Dritteln bis drei Vierteln des Gels gewandert ist. Wenn der Lauf abgeschlossen ist, hebeln Sie die Plastikkassette mit einem Gelmesser auf.Nehmen Sie das Gel aus der Kassette und geben Sie es in ein Gefäß mit 0,5 Prozent FSME-Puffer, damit es nicht austrocknet. Legen Sie das Gel auf die Oberfläche eines Infrarot- und Chemilumineszenz-Bildgebungssystems. Beseitigen Sie alle Blasen oder Verunreinigungen, die das Bild stören.Scannen Sie das Gel mit der Software des Scansystems, wie im Protokolltext beschrieben. Um mit diesem Verfahren zu beginnen, bereiten Sie ein Arbeitsmaterial aus fünf mikromolaren Oligos vor, wie im Protokolltext beschrieben. Lege die Oligos für fünf Minuten bei 95 Grad Celsius in einen Hitzeblock.Schalten Sie nach fünf Minuten den Heizblock aus und lassen Sie die Oligos vor der Verwendung langsam auf Raumtemperatur abkühlen. Erwärmen Sie die folgenden Puffer auf Raumtemperatur: Bindungspuffer, Waschpuffer mit niedriger Stringenz, Waschpuffer mit hoher Stringenz und Elutionspuffer. Bereiten Sie die Bindemittel für jede Variante vor.Mischen Sie ein Volumen Kernlysat mit zwei Volumen Bindungspuffer. Fügen Sie 1X Phosphatase-Inhibitor, 0,5 millimolare PMSF und 1X Bindungsverstärker hinzu. Fügen Sie 10 Mikroliter von fünf mikromolaren biotinylierten Capture-DNA zu jeder Bindungsmischung hinzu.Mixen, indem man die Tube mehrmals schnippt. Die Bindungsmischungen werden 20 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert. Fügen Sie als Nächstes 100 Mikroliter Streptavidin MicroBeads zu jeder Bindungsmischung hinzu.10 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren. Für jede zu testende Oligosonde wird eine Bindungssäule in den Magnetseparator eingesetzt. Stellen Sie sicher, dass die Säulen mit der Oligovariante beschriftet sind, die in der Bindungsmischung verwendet wurde.Platzieren Sie ein Mikrozentrifugenröhrchen direkt unter jeder Bindungssäule und tragen Sie 100 Mikroliter Bindungspuffer auf, um die Säule zu spülen. Pipettieren Sie den Inhalt jeder Bindungsmischung in separate Spalten. Lassen Sie die Flüssigkeit vollständig durch die Säule in das Mikrozentrifugenröhrchen fließen.Tragen Sie 100 Mikroliter Waschpuffer mit geringer Stringenz auf die Säule auf und warten Sie, bis der Säulenbehälter leer ist. Tragen Sie erneut 100 Mikroliter Waschpuffer mit geringer Stringenz auf die Säule auf. Tragen Sie 100 Mikroliter Waschpuffer mit hoher Stringenz auf die Säule auf und warten Sie, bis der Säulenbehälter leer ist.Tragen Sie erneut 100 Mikroliter Waschpuffer mit hoher Stringenz auf die Säule auf. Geben Sie 30 Mikroliter nativen Elutionspuffer in die Säule und lassen Sie sie fünf Minuten stehen. Fügen Sie schließlich weitere 50 Mikroliter nativen Elutionspuffer hinzu, um die gebundenen Transkriptionsfaktoren zu eluieren.Um die Reproduzierbarkeit der EMSA-Ergebnisse und die Folgen von Gefrier-Auftau-Zyklen zu untersuchen, wurden Oligos, die das Referenz- oder Nicht-Referenz-Allel einer genetischen Variante enthielten, verwendet, um die gleiche Zubereitung von B-Lymphozyten-Kernextrakt nach mehreren Zyklen des Einfrierens und Auftauens zu untersuchen. Der blaue Pfeil zeigt die freie Sonde an. Die Bindung der Transkriptionsfaktoren an das Oligo ist als Bande in der oberen Hälfte des Gels zu sehen, die durch den roten Pfeil gekennzeichnet ist.Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass das Einfrieren und Auftauen dieses speziellen Kernextrakts bis zu fünfmal anscheinend keinen Einfluss auf die Integrität der Proteine hat. Es ist auch wichtig, das Signal-Rausch-Verhältnis für die EMSA zu optimieren. Verschiedene Konzentrationen von Oligos wurden verwendet, um ein einzelnes Präparat des Kernlysats zu untersuchen.Es wurde eine Zunahme der Intensität der Bande auf bis zu 100 Femtomol Oligo beobachtet. Repräsentative Ergebnisse aus einer Studie zu einem Lupus-assoziierten Risikoallel sind hier dargestellt. Der Transkriptionsfaktor STAT 1 wurde zunächst durch DAPA identifiziert, gefolgt von einer Proteomanalyse.Ein DAPA-Western-Blot bestätigte dann die Identität von STAT 1 und die höhere Bindung der phosphorylierten Form von STAT 1 an das Lupus-Risiko-Oligo. Im Anschluss an dieses Verfahren können andere Techniken wie Massenspektrometrie und Western Blot durchgeführt werden. Dies wird uns helfen, das regulatorische Protein zu identifizieren, das eine allelabhängige Bindung zeigt.Reporter-Assays wie Luciferase können auch verwendet werden, um Veränderungen in der Genexpression in Abhängigkeit vom Allel zu untersuchen.

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