Name: Messung In Vitro ATPase Aktivität für die enzymatische Charakterisierung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 38 s
Description: Lernen Sie die Messung der In-vitro-ATPase-Aktivität zur funktionellen Charakterisierung gereinigter Proteine. Diese einfache, empfindliche Methode ermöglicht die Bewertung potenzieller Aktivatoren oder Inhibitoren.

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Die Autoren möchten sich bei der Finanzierung durch einen Zuschuss der National Institutes of Health RO1AI049294 (an M. S.) bedanken.

1. Führen Sie die ATP-Hydrolyse-Reaktion mit gereinigtem Protein <ol><li> Bereiten Sie Bestände an alle notwendigen Reagenzien für die Inkubation mit gereinigten Protein. <ol><li> Bereiten 5x HEPES / NaCl / Glycerin (HNG) -Puffer, enthaltend 100 mM HEPES pH 8,5, 65 mM NaCl und 5% Glycerin (oder anderen Assaypuffer wie geeignet). </li><li> Bereiten 100 mM MgCl 2 (oder einem anderen Metall, wenn ATPase Metall abhängig ist) in Wasser. </li><li> Bereiten Sie frische 100 mM ATP in 200 mM Tris Base (nicht einstellen pH-Wert weiter) hoher Reinheit ATP verwendet wird. Aliquotieren und lagern Sie das ATP-Lager bei -20 ° C nicht länger als ein paar Wochen, als ATP im Laufe der Zeit zusammenbrechen wird, und unterlassen das Einfrieren und die ATP-Lager Auftauen. </li><li> Premix MgCl 2 und ATP in einem Verhältnis 1: 1 kurz vor der ATP - Hydrolyse - Reaktion einrichten. </li></ol></li><li> Bereiten Sie und beschriften 1,5-ml-Röhrchen für das Sammeln von Proben in regelmäßigen Abständen während der Reaktion. Bereiten Röhrchen zu sammeln Proben zum Zeitpunkt 0 und zum Zeitpunkt 15, 30,45 und 60 min. HINWEIS: Als Alternative zu sammeln Proben nur zum Zeitpunkt 0 und dem Endpunkt. <ol><li> In 245 ul 1x HNG Puffer in jedes Röhrchen, um Proben von den ATP-Hydrolysereaktionen 01.50 gesammelt zu verdünnen. </li></ol></li><li> Bereiten Sie ein Bad aus Trockeneis und Ethanol schnell Proben Einfrieren der Reaktion zu stoppen. In einem Gummi Eiskübel oder anderen sicheren (nicht Kunststoff) Behälter, fügen Sie mehrere Stücke von Trockeneis und sorgfältig genug 70-100% Ethanol gießen Sie das Trockeneis zu decken. </li><li> Verdünnen gereinigtes Protein in 1x HNG-Puffer, gegebenenfalls (in der Regel 5 bis 10 &amp; mgr; M), und halten Sie auf dem Eis. </li><li> Stellen Sie die ATP-Hydrolyse-Reaktionen auf. <ol><li> In separaten 0,5 - ml - Röhrchen für jede Probe, die folgenden Reagenzien (in dieser Reihenfolge): H 2 O (bis zu einem Gesamtvolumen von 30 &amp; mgr; l), 6 ul 5x HNG oder andere Puffer, 3 ul 100 mM MgCl 2 -ATP Mischung, und 0,25-5 uM Protein. </li><li> Fügen Sie einen Puffer-nur negative Kontrolle Zustand, in dem kein Protein zugesetzt wird.</li></ol></li><li> Entfernen Sie 5 ul aus der Reaktion zum Zeitpunkt 0, verdünnte 01.50 in den vorbereiteten 1,5 ml Röhrchen mit 245 ul HNG-Puffer, und sofort gefrieren die Probe in der Trockeneis / Ethanol-Bad. </li><li> Inkubieren Reaktionen bei 37 ° C ATP Hydrolyse zu ermöglichen, für 1 h auftritt. In jedem Intervall (15, 30, 45 und 60 min), Entfernen 5 ul Aliquots aus dem Reaktions und fügen Röhren markierte Probe enthält HNG-Puffer, wie in Schritt 1.6. </li><li> Am Ende der ATP Hydrolysereaktion bewegen verdünnten Proben auf einen -80 ° C Gefrierschrank für die Lagerung. Um sicherzustellen, dass alle Proben vollständig gefroren sind, warten Sie mindestens 10 Minuten, bevor Sie fortfahren. </li></ol> 2. Inkubieren Proben mit freien Pi mit Nachweisreagenz <ol><li> Auftau verdünnten Proben Aliquots ATP Hydrolysereaktion zu jedem Zeitpunkt enthält, (erhalten aus den Schritten 1.6 und 1.7) bei Raumtemperatur. </li><li> Richten Sie eine 96-Well-Platte mit Proben und Phosphat-Standards. <ol><li> In einer 0,5 ml tusein, verdünnen das Phosphat-Standard (mit Pi Nachweisreagenz versehen) von 800 um bis 40 um 5,5 ul der 800 um Standard zu 104,5 ul HNG Puffer hinzuzufügen. Gut mischen, und fügen Sie 100 ul dieser 40 uM Pi-Standard gut A1 einer 96-Well-Platte. </li><li> In 50 ul HNG-Puffer in Vertiefungen B1-H1 für 1: 1 serielle Verdünnungen des Pi-Standard. </li><li> Entfernen Sie 50 ul 40 uM Pi aus gut A1 und in den 50 &amp; mgr; l Testpuffer in gut B1, mischen, und entfernen Sie 50 ul von gut B1 und in den gut C1, weiterhin Verdünnungen durch gut G1. Entsorgen 50 ul von gut G1 nach dem Mischen jeder Vertiefung, um sicherzustellen, das gleiche Volumen hat. Nun H1 sollte nur Puffer enthalten, um einen Pi-Standard 40-0 uM erstellen. HINWEIS: Wenn ein zusätzlicher Faktor (wie ein Inhibitor) wurde zu den Proben hinzugefügt wurde, erstellen Sie eine Standardkurve, diesen Faktor für Veränderungen in der Phosphatfreisetzung oder Absorption unter diesen Bedingungen zu steuern, enthält. </li><li> In 50 ul jeder sample in zweifacher Ausfertigung an die Platte. In Proben aus dem gleichen Zeitpunkt in Spalten vertikal (Probe 1 Zeit 0 = A2, A3; Probe 2 Mal 0 = B2, B3) und verschiedenen Zeitpunkten in horizontaler Richtung. Auf diese Weise können bis zu 8 Proben und 5 Zeitpunkten pro Platte. </li></ol></li><li> Eine sterile Pipette genug Malachitgrün / Molybdat Pi Nachweisreagenz zu entfernen, um eine Schale zum einfachen Pipettieren mit 100 &amp; mgr; l zu jeder der Vertiefungen, die Proben und Standards (Reagenz benötigt (ml) = 0,1 x Anzahl der Proben und Standards) und fügen mit einer Mehrkanalpipette. gießen Sie das Nachweisreagenz Sie nicht direkt in die Schale, wie Pi Verunreinigung auftreten dürfte. </li><li> durch vorsichtiges Auf- und Abpipettieren eine konsistente Anzahl von Zeiten ohne Einführung von Blasen, vorzugsweise in der Reihenfolge von der letzten Zeitpunkten zu den ersten Zeitpunkten mit einer Mehrkanalpipette, 100 &amp; mgr; l des Pi-Nachweisreagens in jede Vertiefung und mischen. </li><li> Die Platte für 25 Minuten bei Raumtemperatur oder nach der mahersteller der Richtungen. </li></ol> 3. Quantifizieren Ergebnisse eines Mikroplatten-Reader verwenden <ol><li> Die Extinktion der Proben bei 650 nm eine Extinktion Mikrotiterplatten-Lesegerät verwendet wird. </li><li> Machen Sie einen Pi-Standardkurve. Mit einer Grafiksoftware, Graph, der die Absorptionswerte für die Pi-Standardproben gegen die Konzentration, um eine Gleichung zu finden verwendet, um die Menge an Phosphat, die in jeder Probe zu lösen. </li><li> Berechnen Sie die ATPase-Aktivität für jede Probe, indem sie mit dem Phosphat-Standard zu kalibrieren. Phosphat freigesetzt = (OD 650 - Y Intercept) / Steigung. <ol><li> Der Mittelwert der Gesamt Pi aus Duplikate jeder Probe. Subtrahieren Sie die Puffer nur Absorptionswert der Kontrolle von dieser Nummer. Multipliziert mit dem Verdünnungsfaktor (50 in unserem Beispiel). </li><li> Bestimmen Sie die Pi nmol pro umol Protein freigesetzt. Graphische Darstellung dieser Werte für jeden Zeitpunkt in einem kinetischen Test sollte linear Anfällen von mindestens R = 0,99 (Abbildung 1) ergeben; wenn not, kann der Test mit mehr oder weniger Protein oder eine längere oder kürzere Inkubationszeit eingestellt werden. </li></ol></li><li> Stellen die Ergebnisse als nmol Pi / umol Protein / min (2, 3) oder als nmol Pi / &amp; mgr; g Protein / min , falls gewünscht. </li></ol>

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<li>Rowlands, M. G., Newbatt, Y. M., Prodromou, C., Pearl, L. H., Workman, P., Aherne, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+screening+assay+for+inhibitors+of+heat-shock+protein+90+ATPase+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Biochem%22%5BJournal%5D)">High-throughput screening assay for inhibitors of heat-shock protein 90 ATPase activity.</a> Anal Biochem. 327 (2), 176-183 (2004).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Dies ist ein allgemeines Protokoll für die in vitro ATPase Aktivität von gereinigten Proteinen für die biochemische Charakterisierung zu messen. Dieses Verfahren ist leicht optimiert; beispielsweise die Menge an Protein, Puffer und Salzzusammensetzungen Einstellen der Temperatur und der Variation der Testlänge und Intervalle (einschließlich der Gesamtzahl der Intervalle Erhöhung) können Aktivitäts Quantifizierung verbessern. Im Handel erhältliche Malachitgrün-basierenden Reagenzien sind sehr empfindlich und kön...

ATPasen sind integrale Enzyme in vielen Prozessen in allen Lebensbereichen. ATPasen fungieren als molekulare Motoren, die die Energie der ATP-Hydrolyse nutzen, um so unterschiedliche Reaktionen wie Proteintransport, -entfaltung und -assemblierung anzutreiben. Replikation und Transkription; Zellstoffwechsel; Muskelbewegung; Zellmotilität; und Ionenpumpen1-3. Einige ATPasen sind Transmembranproteine, die am Transport gelöster Stoffe durch Membranen beteiligt sind, andere sind zytoplasmatisch und können mit einer biologischen Membran wie der Plasmamembran oder denen von Organellen assoziiert sein.
AAA+ ATPasen (ATPasen, die mit verschiedenen zellulären Aktivitäten assoziiert sind) bilden eine große Gruppe von ATPasen, die eine gewisse Sequenz- und Strukturkonservierung teilen. Diese Proteine enthalten konservierte Nukleotidbindungsmotive wie Walker-A- und -B-Boxen und bilden in ihrem aktiven ZustandOligomere (im Allgemeinen Hexamere) 1. Große Konformationsänderungen dieser Proteine bei der Nukleotidbindung wurden bei verschiedenen Mitgliedern der AAA+-Familie charakterisiert. EpsE ist eine AAA+ ATPase und Mitglied der bakteriellen Typ II/IV Sekretionsunterfamilie der NTPasen4-6. EpsE treibt die Typ-II-Sekretion (T2S) bei Vibrio cholerae, dem Erreger der Cholera, an. Das T2S-System ist für die Sekretion einer Vielzahl von Proteinen verantwortlich, wie z. B. des Virulenzfaktors Choleratoxin, das bei der Besiedlung des menschlichen Dünndarms durch V. cholerae starken wässrigen Durchfall verursacht7. 
Techniken zur Quantifizierung der in vitro ATPase-Aktivität sind vielfältig, messen aber üblicherweise die Phosphatfreisetzung mit kolorimetrischen, fluoreszierenden oder radioaktiven Substraten8-11. Wir beschreiben eine grundlegende Methode zur Bestimmung der in vitro ATPase-Aktivität von gereinigten Proteinen mit Hilfe eines kolorimetrischen Assays, der auf einem kommerziell erhältlichen Malachitgrün-haltigen Substrat basiert und freigesetztes anorganisches Phosphat (Pi) misst. Bei niedrigem pH-Wert bildet Malachitgrünmolybdat einen Komplex mit Pi und der Grad der Komplexbildung kann bei 650 nm gemessen werden. Dieser einfache und empfindliche Assay kann verwendet werden, um neue ATPasen funktionell zu charakterisieren und die Rolle potenzieller Aktivatoren oder Inhibitoren zu bewerten, um die Bedeutung von Domänen und/oder spezifischen Resten zu bestimmen oder um die Wirkung bestimmter Behandlungen auf die enzymatische Aktivität zu bewerten.

<table><tbody><tr><td>HEPES-Puffer</td><td>Fisher</td><td>BP310-500</td><td></td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Fisher</td><td>BP358-212</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid</td><td>Fisher</td><td>BP214-500</td><td></td></tr><tr><td>Adenosintriphosphat (ATP)</td><td>Fisher</td><td>BP41325</td><td></td></tr><tr><td>96-Well-Platten (klar, flacher Boden)</td><td>VWR</td><td>82050-760</td><td></td></tr><tr><td>BIOMOL Green</td><td>Enzo Life Sciences</td><td>BML-AK111</td><td>Reagenz zum Nachweis von bevorzugtem Phosphat. Achtung: reizend.</td></tr><tr><td>Mikroplatten-Reader</td><td></td><td></td><td>BioTek Synergy oder vergleichbar</td></tr><tr><td>Prism 5</td><td>GraphPad Software</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

messung<em&gt; in vitro</em&gt; atpase aktivität für die enzymatische charakterisierung

Measuring In Vitro ATPase Activity for Enzymatic Characterization

Adenosintriphosphat-hydrolysierende Enzyme oder ATPase, eine entscheidende Rolle in einer Vielfalt von Zellfunktionen spielen. Diese dynamischen Proteine ​​können Energie für die mechanische Arbeit, wie zum Beispiel Proteintransport und Abbau, Transport gelöster Stoffe und zelluläre Bewegungen erzeugen. Das hier beschriebene Protokoll ist ein einfaches Assay zur Messung der in vitro - Aktivität von gereinigtem ATPasen für die funktionelle Charakterisierung. Proteine ​​hydrolysieren ATP in einer Reaktion, die in anorganischen Phosphatfreisetzung resultiert, und die Menge an Phosphat freigesetzt wird dann quantifiziert eines kolorimetrischen Assay. Das hochflexible Protokoll kann eingestellt werden ATPase-Aktivität in kinetische oder Endpunkt-Assays zu messen. Ein repräsentatives Protokoll ist vorgesehen , bezogen auf die Aktivität und Anforderungen EPSE umfasste die AAA + ATPase in Type II Secretion in dem Bakterium Vibrio cholerae. Die Menge an gereinigtem Protein benötigt Aktivität zu messen, die Länge des Tests und der Zeitpunkt und die Anzahl der sampling Intervallen, Puffer und Salzzusammensetzung, der Temperatur, Co-Faktoren, Stimulantien (falls vorhanden), usw. können hier von den beschriebenen abweichen, und somit kann eine gewisse Optimierung erforderlich sein. Dieses Protokoll stellt ein Grundgerüst für die Charakterisierung ATPasen und kann schnell und einfach eingestellt wie erforderlich durchgeführt werden.

Die in vitro Aktivität der ATPase T2S EPSE kann durch gemeinsame Reinigung von EPSE mit der zytoplasmatischen Domäne von EPSL (EPSE-cytoEpsL) und Zugabe der sauren Phospholipid Cardiolipin 12 stimuliert werden. Es ist auch möglich, die Rolle bestimmter EPSE Rückstände in ATP-Hydrolyse zu bestimmen, unter Verwendung dieses Assay Aktivität von Wildtyp (WT) zu varianten Formen des Proteins verglichen. Hier wird die Wirkung der Substitution von zwei Lysinreste in der EPSE...

Wir beschreiben ein grundlegendes Protokoll zur Quantifizierung der in vitro ATPase-Aktivität. Dieses Protokoll kann basierend auf dem Aktivitätsgrad und den Anforderungen an eine bestimmte gereinigte ATPase optimiert werden.

Messung<em&gt; In Vitro</em&gt; ATPase Aktivität für die enzymatische Charakterisierung

Adenosine triphosphate-hydrolyzing enzymes, or ATPases, play a critical role in a diverse array of cellular functions. These dynamic proteins can generate ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die in vitro ATPase-Aktivität gereinigter Proteine zur funktionellen Charakterisierung zu quantifizieren. Diese Methode kann verwendet werden, um neue mutmaßliche ATPasen zu charakterisieren, die Wirksamkeit potenzieller Aktivatoren oder Inhibitoren zu bewerten und den Beitrag bestimmter Domänen oder Reste für die ATPase-Aktivität zu bestimmen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie eine einfache und empfindliche Methode zur Messung der in vitro ATPase-Aktivität darstellt und leicht optimiert werden kann.Bereiten Sie Bestände aller notwendigen Reagenzien für die Inkubation mit gereinigtem Protein gemäß der schriftlichen Anleitung vor. Mischen Sie 100 Millimolar Magnesiumchlorid und 100 Millimolar ATP kurz vor dem Aufsetzen der ATP-Hydrolyse-Reaktion im Verhältnis eins zu eins vor. Bereiten Sie 1,5-Milliliter-Röhrchen für die Probenentnahme in regelmäßigen Abständen während der Reaktion vor und beschriften Sie diese.Bereiten Sie Röhrchen zur Probennahme zu den Zeitpunkten null sowie 15, 30, 45 und 60 Minuten vor. Geben Sie 245 Mikroliter 1x HNG-Puffer zu jedem Röhrchen hinzu, um die aus den ATP-Hydrolyse-Reaktionen gewonnenen Proben in einer Verdünnung von 1 zu 50 zu verdünnen. Bereiten Sie anschließend ein Bad aus Trockeneis und Ethanol vor, um die Proben schnell einzufrieren und so die Reaktion zu stoppen.In einem Gummieimer für Trockeneis oder einem anderen geeigneten Behälter mehrere Stücke Trockeneis hinzufügen und vorsichtig so viel 70 % bis 100 %igen Ethanol hinzugießen, dass das Trockeneis bedeckt ist. Das gereinigte Protein in 1× HNG-Puffer verdünnen und auf Eis lagern. Die ATP-Hydrolyse-Reaktionen in den vorbereiteten 0,5-Milliliter-Röhrchen durch Zugabe eines vorab berechneten Wasservolumens einrichten, um ein endgültiges Reaktionsvolumen von 30 Mikrolitern zu erreichen.Anschließend sechs Mikroliter 5X HNG oder eines anderen Puffers, drei Mikroliter einer 100 Millimolar Magnesiumchlorid-ATP-Mischung und 0,25 bis fünf Mikromolar Protein. Inkubieren Sie eine Puffer-allein-Negativkontrolle, zu der kein Protein hinzugefügt wird. Entnehmen Sie danach jeweils fünf Mikroliter der Reaktion zum Zeitpunkt null.Anschließend verdünnen Sie das Aliquot im Verhältnis 1 zu 50 in dem vorbereiteten 1,5-Milliliter-Röhrchen, das 245 Mikroliter HNG-Puffer enthält. Gefrieren Sie die Probe sofort in der Trockeneis-Ethanol-Bad. Inkubieren Sie die Reaktionen eine Stunde lang bei 37 Grad Celsius, um die ATP-Hydrolyse zu ermöglichen.Entnehmen Sie in jedem Intervall Aliquote von fünf Mikrolitern aus der Reaktion und geben Sie diese zu vorhergehend beschrifteten Probenröhrchen mit HNG-Puffer. Am Ende der ATP-Hydrolyse-Reaktion überführen Sie die verdünnten Proben in einen Gefrierschrank bei 80 Grad Celsius zur Aufbewahrung. Um sicherzustellen, dass alle Proben vollständig eingefroren sind, warten Sie mindestens 10 Minuten, bevor Sie fortfahren.Tauen Sie die verdünnten Proben, die Aliquots der ATP-Hydrolyse-Reaktion von jedem Zeitpunkt enthalten, bei Raumtemperatur auf. Bereiten Sie anschließend eine 96-Well-Platte mit Proben und Phosphatstandards vor. Verdünnen Sie in einem 0,5-Milliliter-Röhrchen den Phosphatstandard von 800 µM auf 40 µM, indem Sie 5,5 µL des Standards zu 104,5 µL HNG-Puffer hinzufügen.Gut mischen und 100 Mikroliter dieses 40 Mikromolar-Phosphatstandards in das Loch A1 der 96-Loch-Platte geben. 50 Mikroliter HNG-Puffer in die Löcher B1 bis H1 für serielle Verdünnungen des Phosphatstandards im Verhältnis 1:1 hinzufügen. 50 Mikroliter des 40 Mikromolar-Phosphats aus Loch A1 entnehmen, zu den 50 Mikrolitern Assaypuffer in Loch B1 hinzufügen und mischen.Entfernen Sie anschließend 50 Mikroliter aus der Vertiefung B1 und geben Sie diese in die Vertiefung C1, setzen Sie die Verdünnungen bis zur Vertiefung G1 fort. Verwerfen Sie nach dem Mischen 50 Mikroliter aus der Vertiefung G1, um sicherzustellen, dass jede Vertiefung das gleiche Volumen enthält. Vertiefung H1 sollte nur Puffer enthalten, um einen Phosphat-Standard von 40 bis null Mikromolar herzustellen. Fügen Sie danach 50 Mikroliter jeder Probe in doppelter Ausführung in die Platte ein.Fügen Sie Proben desselben Zeitpunkts spaltenweise vertikal und Proben verschiedener Zeitpunkte zeilenweise horizontal hinzu. Dadurch können bis zu acht Proben und fünf Zeitpunkte pro Platte analysiert werden. Entnehmen Sie mit einer sterilen Pipette ausreichend Malachitgrün-Molybdophosphat-Detektionsreagenz, um 100 µL in jede Vertiefung mit Proben und Standardlösungen zuzugeben.Fügen Sie das Nachweismittel einer Schale hinzu, um das Pipettieren mit einer Mehrkanalpipette zu erleichtern. Gießen Sie das Nachweismittel nicht direkt in die Schale, da eine Phosphatkontamination wahrscheinlich ist. Fügen Sie mithilfe einer Mehrkanalpipette 100 Mikroliter des Phosphat-Nachweismittels in jede Vertiefung hinzu und mischen Sie vorsichtig, indem Sie eine gleichbleibende Anzahl Male auf- und abpipettieren, ohne Blasen zu erzeugen, und arbeiten Sie dabei der Reihenfolge nach vom letzten zum ersten Zeitpunkt.Lassen Sie die Platte 25 Minuten lang bei Raumtemperatur stehen oder gemäß den Anweisungen des Herstellers. Zum Quantifizieren der Ergebnisse messen Sie die Absorption der Proben bei 650 Nanometern mit einem Absorptions-Mikroplatten-Reader. Dargestellt sind beispielhafte Ergebnisse kinetischer und Endpunkt-ATPasen, bei denen die Aktivität der Wildtyp- und mutierten Formen der Typ-II-Sekretions-ATPase/EPSE in Gegenwart und Abwesenheit des Stimulans Cardiolipin bestimmt wurde.Gezeigt sind hier die Ergebnisse einer kinetischen, von Cardiolipin stimulierten ATPase, die die lineare Freisetzung von Phosphat über die Zeit für den Wildtyp EPSE und einen doppelten Lysin-Mutanten darstellt, wobei bovines Serumalbumin als negativer Kontrollansatz dient. Diese Daten können als Menge des pro Minute freigesetzten Phosphats, dividiert durch die Protein-Konzentration, dargestellt werden, um die ATPase-Aktivität jedes Proteins zu quantifizieren und zu vergleichen. Die Daten zeigen, dass zwei Lysin-Reste, K417 und K419, zur cardiolipin-stimulierten ATPase-Aktivität von EPSE beitragen.Der Vergleich der ATPase-Aktivität derselben Proteine ohne Kardiolipin-Stimulation zeigt, dass diese beiden Lysin-Reste nicht zur geringen basalen Aktivität von EPSE beitragen, sondern vielmehr zur Fähigkeit des Proteins, durch Kardiolipin stimuliert zu werden. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie die ATPase-Aktivität gereinigter Proteine schnell und genau quantifiziert werden kann. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, die Empfindlichkeit des Phosphat-Detektionsreagenz zu berücksichtigen.Um Phosphatkontamination zu vermeiden, empfehlen wir die Verwendung von Einweg-Kunststoffwaren und ultrareinem Wasser sowie die Durchführung einer Größenausschluss- oder Ionenaustauschchromatographie nach der Proteinreinigung.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Eine Methode zur Bestimmung von Acetat-Kinase-Aktivität beschrieben. Dieser Assay nutzt eine direkte Reaktion zur Bestimmung der Enzymaktivität und die Kinetik der Acetat-Kinase in die Acetat-bildenden Richtung mit unterschiedlichen Phosphoryl Akzeptoren. Darüber hinaus kann diese Methode für die Untersuchung auf andere Acetyl-Phosphat-oder Acetyl-CoA-Enzyme verwendet genutzt werden.

Direkter Nachweis der Acetat-bildenden Aktivität des Enzyms Acetat-Kinase

Die Wirkungen der Aktivierung der Proteinkinase C (PKC) Isozyme auf die mitochondriale Atmung und Funktionen mit oxidativen Phosphorylierung und auf Lebensfähigkeit der Zellen assoziiert werden beschrieben. Der Ansatz paßt adenoviralen Technik, um selektiv überexprimieren PKC-Isozyme in primären Zellkultur und einer Vielzahl von Assays, um mitochondriale Funktionen und Energiezustand der Zelle zu bestimmen.

Beurteilung der mitochondrialen Funktionen und Zellviabilität in Renal Überexpression Protein Kinase C-Isoenzyme

Dieses Video zeigt einen auf Dünnschichtchromatographie basierenden Enzymassay zur Bestimmung der Pyrophosphokinase-Aktivität mit radioaktiv markierten Nukleotiden. Die Methode gibt Einblicke in die Nukleotidsynthese und Phosphotransferreaktionen.

Dünnschichtchromatographie-basierter Enzymaktivitätsassay: Eine Technik zur Bestimmung der In-vitro-Pyrophosphokinase-Aktivität mittels Dünnschichtchromatographie

Dieses Video zeigt die In-vitro-Messung der Enzymaktivität für α-Galactosidase A und saure α-Glucosidase in Proben, die synthetische 4-Methylumbelliferyl-Substrate verwenden.

In-vitro-Messung der Aktivität von α-Galactosidase A und sauren α-Glucosidase-Enzymen

Wir beschreiben eine Methode zur Quantifizierung der Aktivität von K+-gegentransportierenden P-Typ-ATPasen durch heterologe Expression der Enzyme in Xenopus-Eizellen und Messung der Rb+- oder Li+-Aufnahme in einzelne Zellen mittels Atomabsorptionsspektrophotometrie. Die Methode ist eine empfindliche und sichere Alternative zu Radioisotopenflussexperimenten, die komplexe kinetische Studien ermöglicht.

Mess-Cation Transport von Na, K-und H, K-ATPase in<em&gt; Xenopus</em&gt; Oozyten mittels Atomabsorptionsspektrometrie: Eine Alternative zu Radioisotopen Assays

Hier beschreiben wir biochemische Assays, die zur Charakterisierung von ATP-abhängigen Chromatin-Remodeling-Enzymen verwendet werden können, um 1) ATP-abhängiges Nukleosomengleiten zu katalysieren, 2) mit Nukleosomensubstraten zu interagieren und 3) ATP auf nukleosomen- oder DNA-abhängige Weise zu hydrolysieren.

Biochemischen Assays zur Analyse von Aktivitäten von ATP-abhängigen Chromatin-Remodeling-Enzyme

Der vorliegende Bericht beschreibt einen enzymatischen In-vitro-Assay zur Messung der Phosphatidylethanolamin-Methyltransferase-Aktivität unter Verwendung von Leishmania-Zellextrakten. Dieser Assay basiert auf der Übertragung einer radioaktiven Methylgruppe von S-[Methyl-3-H]adenosyl-L-methionin auf endogenes Phosphatidylethanolamin.

In vitro-Test an Phosphatidylethanolamin Methyltransferase-Aktivität zu messen

Proteinkinasen sind hochentwickelte Signalisierungsenzyme und Gerüste, die für die inter- und intrazelluläre Signaltransduktion kritisch sind. Wir stellen ein Protokoll zur Messung der Kinaseaktivität durch die Verwendung von radioaktiv markiertem Adenosintriphosphat ([γ- 32 P] ATP) vor, ein zuverlässiges Verfahren zur Erleichterung der zellulären Signalregulation.

Test der Proteinkinase-Aktivität mit radioaktiv markiertem ATP

Es ist eine Forderung, prä-klinischen Tests für eine neuartige Klasse von "Orphan" Medikamenten, den sogenannten pharmakologischer Chaperonen reproduzierbar, schnell und effizient zu machen. Wir entwickelten einen einfache, hoch standardisiert und vielseitige Zelle kulturbasierte Assay zum Bildschirm für geeignete Patienten sowie neuartige pharmakologische Chaperon Medikamente.

In-vitro- Enzym-Messung, Test pharmakologische Chaperon Reaktionsfähigkeit in Fabry und Morbus Pompe

Hier beschreiben wir eine Methode zur Reinigung von Histidin-markierten Pyrophosphokinase Enzyme und Dünnschichtchromatographie radioaktiv Substrate und Produkte, für die enzymatische Aktivität in Vitroassay nutzen. Die Enzym-Aktivität-Assay ist breit anwendbar auf Kinase, Nukleotid-Cyclase oder Phosphor-Transfer-Reaktion, deren Mechanismus Nukleotid Triphosphat Hydrolyse umfasst.

Eine Reinigung und In vitro- Aktivität Assay für ein (p) PpGpp Synthestase von Clostridium difficile

Ein Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid (NADH)-gekoppelter ATPase-Assay wurde an das semihohe Durchsatzscreening von kleinen Molekül-Myosininhibitoren angepasst. Dieser kinetische Assay wird in einem 384-Well-Mikroplattenformat mit einem Gesamtreaktionsvolumen von nur 20 l pro Brunnen ausgeführt. Die Plattform sollte für praktisch jedes ADP-produzierende Enzym gelten.

Eine semi-High-Throughput-Anpassung des NADH-gekoppelten ATPase-Assays zum Screening kleiner Molekülinhibitoren

Lernen Sie die Messung der In-vitro-ATPase-Aktivität zur funktionellen Charakterisierung gereinigter Proteine. Diese einfache, empfindliche Methode ermöglicht die Bewertung potenzieller Aktivatoren oder Inhibitoren.

Messung

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