Name: Die Erzeugung von induzierten pluripotenten Stammzellen aus menschlichen Melanom-Tumor-infiltrierenden Lymphozyten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 3 s
Description: Lernen Sie die Erzeugung induzierter pluripotenter Stammzellen aus Melanom-Tumor-infiltrierenden Lymphozyten für die Krebsimmuntherapie. Diese Methode ermöglicht unbegrenzte Produktion tumorspezifischer T-Zellen.

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Wir danken Frau Deborah Postiff und Frau Jackline Barikdar im Tissue Procurement Core und Dr. Cindy DeLong im Pluripotent Stem Cell Core Laboratory an der Universität von Michigan für ihre technische Unterstützung. Diese Studie wurde durch Startfinanzierungen der University of Michigan und Zuschüsse der Central Surgical Association, des American College of Surgeons, der Melanoma Research Alliance und des NIH/NCI (1K08CA197966-01) an F. Ito unterstützt.

HINWEIS: Die Patienten sollten informierte Zustimmung geben in den pluripotenten Institutional Review Board und Menschliche Zelle Ausschuss Stem Studie genehmigt teilzunehmen. 1. Isolierung und Kultur von TIL <ol><li> Erhalten Tumormaterial, das für die histopathologische Diagnose aus der Pathologie Service / Gewebebeschaffung Kern nicht erforderlich ist. Platzieren 20-100 g Tumorproben in einer 50-ml - Röhrchen mit 30 ml Tumorsammelmedium (Tabelle 1). </li><li> Präparieren Sie fest, fest, normales Gewebe der Tumorprobe von zerbrechlichen und / oder blutiger Nekrosen mit einer Schere. Nach dem nekrotischen Gewebes zu entfernen, verwenden Sie die Schere, um die Probe so klein wie möglich zu Hackfleisch. </li><li> Dissoziieren Das zerkleinerte Probe in eine Einzelzellsuspension ein Dissociator und Tumor Dissoziation Kit (human) nach den Anweisungen des Herstellers. Filtern Sie die Suspension mit einer 70 &amp; mgr; m Zellsieb, die auf einem 50-ml-Röhrchen gesetzt und waschen Sie das Sieb 2 mal mit2 ml RPMI 1640. </li><li> Zentrifuge bei 200 × g bei Raumtemperatur für 5 min. Überstand verwerfen und Resuspendieren der Zellen in 10 ml T - Zell - Medium (Tabelle 1). </li><li> Vorbereiten eines zweistufigen Gradienten Lösung wie Ficoll (Gradient Lösung) in einem 50-ml-Röhrchen, mit einer unteren Stufe von 10 ml 100% -Gradienten-Lösung und einer mittleren Stufe aus 30 ml 75% Gradienten-Lösung mit Dulbeccos phosphatgepufferter verdünnt gepufferte Salzlösung, kein Kalzium, kein Magnesium (D-PBS (-)). </li><li> Schicht, die die Zellsuspension (aus Schritt 1.4) auf dem Gradienten-Lösung (aus Schritt 1.5). Zentrifuge bei 400 × g bei 20 ° C für 45 min. </li><li> Sammeln Sie die Schicht der angereicherten TILs an der Grenzfläche zwischen dem 100% Gradienten-Lösung und 75% Gradienten-Lösung in einem 50 ml Röhrchen mit. Verdünne die Schicht der Lösung mit den angereicherten TILs durch Zugabe von 20-30 ml D-PBS (-). </li><li> Zentrifuge bei 200 × g bei Raumtemperatur für 5 min. Überstand verwerfen und resuspendieren TIL angereicherte Fraktion in 10 mlder T-Zellmedium. </li><li> Kultur die Fraktion (aus Schritt 1.8) mit 2 ml der T - Zellmedien und 6000 IU / ml rekombinantes menschliches (rh) IL-2 in einer 6-Well - Platte bei 37 ° C, 5% CO 2. </li><li> Ändern Sie die Hälfte der Medien am Tag 5 nach Kulturbeginn und alle 2-3 Tage danach. </li><li> Aufgeteilt, die Zellen in einem Verhältnis von 1: 2 ohne Trypsinisierung nach sanft Suspendieren Verdoppelung der Anzahl der Vertiefungen, wenn 80-90% Konfluenz erreichen. Fügen Sie eine halbe Volumen (1 ml) von frischen T-Zell-Medien und rhIL-2 bei 6.000 IU / ml. </li></ol> 2. Herstellung von Mitomycin-C-behandelten SNL Feeder Zellen-Platte <ol><li> Kultur SNL feeder - Zellen in 10 ml von SNL feeder Zellmedien (Tabelle 1) auf einem 0,1% Gelatine beschichteten 10 - cm - Schale , bis 80-90% Konfluenz (3-4 x 10 6 Zellen) erreicht ist . </li><li> In 310 ul von 0,4 mg / ml Mitomycin C - Lösung direkt in die SNL Feeder - Zellkulturschale und Inkubation bei 37 ° C, 5% CO 2 für 2 Stunden und 15 Minuten. Saugen Sie das Medium einnd die Zellen werden zweimal mit 5 ml D-PBS (-). </li><li> 0,5 ml von 0,25% Trypsin / 1 mM EDTA und Inkubation für 1 min bei Raumtemperatur, um die Zellen dissoziiert. In 4,5 ml SNL Feeder-Zellmedien zu neutralisieren und resuspendieren die Zellen in einer einzigen Suspension. </li><li> Übertragen Sie die Zellen in eine 15-ml-Röhrchen und zentrifugiert bei 200 g für 5 min. Aspirieren die Medien und Zählen der Zellen mit einem Hämozytometer nach Resuspendieren in 10 ml SNL Feeder-Zellmedien. </li><li> Platte 1,5 x 10 6 Zellen pro Vertiefung der SNL - Feeder - Zellen auf einer 10 cm Schüssel und Inkubation bei 37 ° C, 5% CO 2. Verwenden Sie die SNL-Feeder-Zellen innerhalb von 3 Tagen. </li></ol> 3. Erzeugung von iPS-Zellen Verwendung des Sendai-Virus (SeV) Vector <ol><li> Ernten Sie die TIL (aus Schritt 1.11) und aktivieren 5 x 10 5 Zellen von TIL mit plattengebundenen Maus anti-human CD3 (1 ug / ml) und löslichen Maus - Anti-Human - CD28 (5 ug / ml), mit rhIL-2 (6000 IU / ml) in 2 ml T-Zell-Medium in einer Platte mit 6 Vertiefungen bei 37 ° C, 5% CO 2 für 5 Tage. </li><li> Ernten Sie die TIL (aus Schritt 3.1) in einem 15-ml-Röhrchen mit einer Pipette und die Zellzahl mit einem Hämozytometer zählen. </li><li> Reaktivieren 1 x 10 5 Zellen von TILs mit Platte-gebundenen Maus - anti-human CD3 (1 &amp; mgr; g / ml) und löslichem Maus anti-human CD28 (5 &amp; mgr; g / ml), mit rhIL-2 (60 IU / ml) in 500 ul der Reprogrammierung Medien (Tabelle 1) pro Vertiefung in einer Platte mit 24 Vertiefungen bei 37 ° C, 5% CO 2 für 24 Std. Bereiten Sie 3 Brunnen für SeV Infektion: OCT3 / 4, SOX2, KLF4 und c-MYC (1 gut); SeV-Infektion (GFP: grün fluoreszierendes Protein) (1 gut); und Zellzahl (1 gut). </li><li> Nach 24 Stunden (aus Schritt 3.3), die Zellzahl mit einem Hämozytometer zählen und das Volumen jedes Virus für verschiedene (3-20) Multiplizitäten der Infektion (MOI) bestimmen. Entfernen Sie eine Reihe von Vektor-Rohre Sendai-Virus von -80 ° C-Lagerung. Auftauen SeV Vektoren schnell in einem Wasserbad (37 ° C) und legen Sie sie auf Eis. Volumen-Virus (ul)= MOI (CIU / Zelle) x Anzahl der Zellen / Titer des Virus (CIU / ml) × 10-3 (ul / ml) </li><li> Die berechnete Volumina jeder der vier Sendai-Virus-Vektor Rohre, die einzeln durch OCT3 / 4, SOX2, KLF4 und c-MYC, indem eine Mischung von SeV Vektoren bei 10-20 MOI in die Medien Zugabe einschließlich aktivierten TILs. </li><li> Um die Transduktionseffizienz zu bestimmen müssen die berechneten Volumina von SeV-GFP in eine Vertiefung aktiviert TIL. </li><li> Die Schale (aus Schritt 3.5 und Schritt 3.6) im Inkubator bei 37 ° C, 5% CO 2 für 24 Stunden. Nach 24 Stunden Schätzung mit TIL infiziert mit SeV-GFP unter Fluoreszenzmikroskopie die Infektionseffizienz. </li><li> Sammeln Sie die Zellen (aus Schritt 3.5) in einem 15-ml-Tube. Zentrifuge bei 200 × g bei Raumtemperatur für 5 min. </li><li> Überstand verwerfen und das Pellet in 0,5 ml hESC Medien mit Primas ES Zellmedium und basischen Fibroblasten-Wachstumsfaktor (bFGF, 4 ng / ml). </li><li> Übertragen Sie die Suspension in eine 10 cm-Schale, die ContaIns SNL feeder-Zellen in 10 ml HES Medien Mitomycin-C-behandelten. Ändern Sie die hESC Medien jeden zweiten Tag, bis die Kolonien angebaut werden. </li><li> Um Tag 18 bis 21, entfernen Sie die Feeder-Zellen SNL um die Kolonien unter dem Mikroskop eine 10-ul Spitze in der Sterilbank verwenden. </li><li> Schaben die Kolonien eine 10-ul Spitze mit und übertragen sie mit Hilfe eines 200-ul Spitze in 100 ul iPSCs Medien pro Vertiefung einer 96-Well-Gewebekulturplatte. Pipettieren nach oben und unten auf 2-3 mal mit einer durchschnittlichen Größe von 50 bis 100 &amp; mgr; m, die Kolonien in kleine Klumpen zu brechen. </li><li> Übertragen, um die kleinen Klumpen in 6-Well-Gewebekulturplatten mit Mitomycin-C-behandelten SNL feeder-Zellen (aus Schritt 2) in 2 ml pro Vertiefung iPSCs Medium mit basischem Fibroblasten-Wachstumsfaktor (bFGF, 4 ng / ml). Ändern Sie jeden Tag iPSCs Medien. </li><li> Übertragen Sie die iPS-Zellen zu 6-Well-Gewebekulturplatten mit frischem Mitomycin-C-behandelten SNL-Feeder-Zellen mit 1 mg / ml Kollagenase IV alle 5-6 Tage. Bereiten Sie zwei Vertiefungen pro Platten jeder Klon für Immunostaining. </li><li> Bestimmen Sie die vollständige Neuprogrammierung jedes Klons durch immunhistochemische Färbung von Pluripotenz Marker (SSEA3, SSEA4, TRA-1-60, TRA-1-81 und OCT3 / 4) 1. HINWEIS: Für die weitere Auswertung der Pluripotenz Potenzial, bestätigen , dass komplett neu programmiert iPSC Linien in drei Keimblätter durch eine Embryoidkörperbildung Bildung 16 und Differenzierungstest oder ein Teratom Bildungstest unterscheiden kann. </li><li> Bestätigen Sie, dass komplett neu programmiert iPSC Linien einen normalen Karyotyp durch zytogenetische Analyse zeigen. </li><li> Für Teratom Bildung eine undifferenzierte TIL stamm iPSC (1 x 10 6) Suspension in 100 ul DMEM , enthaltend 10% FCS in das subkutane Gewebe von 6-8 Wochen alten weiblichen NOD / SCID - Mäuse injiziert. Stain teratoma Abschnitte mit Hämatoxylin und Eosin. </li></ol> 4. Immunfluoreszenzanfärbung von iPS-Zellen für SSEA3, SSEA4, TRA1-60 und TRA1-81 <ol><li> Wash iPSCs mit 1 ml PBS und fixieren die iPS-Zellen mit 1 ml von 4% paraformaldehyde Lösung für 10 min. Entfernen Sie die 4% Paraformaldehydlösung und waschen Sie die iPS-Zellen mit 1 ml 3 mal PBS. HINWEIS: Seien Sie vorsichtig, wenn Paraformaldehyd zu verwenden, da es giftig ist. </li><li> Vorzubehandeln die iPSCs mit Blocking - Puffer (Tabelle 1) für 30 min. Inzwischen verdünnen die primären Antikörper (Ratte anti-human SSEA3, Maus anti-human SSEA4, Maus anti-human TRA1-60 und Maus anti-human TRA1-81) 01.50 in 1,5% Ziegenserum-Lösung verdünnt mit PBS und Triton X -100 (Gesamtvolumen: 1 ml). </li><li> Entfernen des Blockierungspuffers (Tabelle 1). Fügen Sie den verdünnten primären Antikörperlösung und Inkubation für 1 Stunde bei Raumtemperatur. Inzwischen verdünnen dem sekundären Antikörper (anti-Maus IgG und IgM oder anti-Ratte-IgM) 01.50 in 1,5% Ziegenserum-Lösung. </li><li> Entfernen Sie die verdünnten primären Antikörperlösung und waschen Sie die iPS-Zellen mit 1 ml PBS 3 mal für je 5 min. In der verdünnten sekundären Antikörper-Lösung und Inkubation für 45 Minuten bei Raumtemperatur in einem dunklen Raum. </li&gt; <li> Entfernen Sie die verdünnten sekundären Antikörper-Lösung und waschen Sie die iPS-Zellen mit 1 ml PBS 3 mal für je 5 min. Beachten Sie die iPS-Zellen mit Immunfluoreszenzmikroskopie. </li></ol> 5. Immunfluoreszenzanfärbung von iPS-Zellen für Oct3 / 4 <ol><li> Wash iPSCs mit 1 ml PBS und fixieren die iPS-Zellen mit 1 ml 4% Paraformaldehydlösung für 10 min. Entfernen Sie die 4% Paraformaldehydlösung und waschen Sie die iPS-Zellen mit PBS 3 mal. </li><li> Hinzufügen Permeabilisierung Puffer (Tabelle 1) und Inkubation für 10 min bei Raumtemperatur. Entfernen Sie die Permeabilisierung Puffer und fügen Blocking - Puffer (Tabelle 1). </li><li> für 30 min bei Raumtemperatur inkubieren. Inzwischen verdünnen den primären Antikörper (Maus anti-human Oct3 / 4) 01.50 in Blocking-Puffer. </li><li> Fügen Sie den verdünnten primären Antikörperlösung und Inkubation über Nacht bei 4 ° C. </li><li> Entfernen Sie die verdünnten primären Antikörperlösung und waschen Sie die iPS-Zellen mit 1 ml PBS 3 mal für je 5 min. Inzwischen diLaute der sekundäre Antikörper (Ziege-anti-Maus-IgG / IgM) 1: 100 in Blockierungspuffer. </li><li> In der verdünnten sekundären Antikörper-Lösung und Inkubation bei Raumtemperatur in einem dunklen Raum für 45 min. </li><li> Entfernen Sie die verdünnten sekundären Lösung und waschen Sie die iPS-Zellen mit 1 ml PBS 3 mal für je 5 min. Beachten Sie die iPS-Zellen unter Immunfluoreszenzmikroskopie. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Hier haben wir gezeigt, ein Protokoll für die Umprogrammierung Melanom TIL zu iPS-Zellen von SeV-vermittelte Transduktion der vier Transkriptionsfaktoren OCT3 / 4, SOX2, KLF4 und c-MYC. Dieser Ansatz, der eine SeV - System unter Verwendung von T - Zellen umprogrammieren, bietet den Vorteil einer nicht-integrierenden Verfahren 7. Eine frühere Studie zeigte , dass ein SeV Umprogrammierung System war sehr effizient und zuverlässig nicht nur Fibroblasten neu zu programmieren , sondern...

Reprogrammierung Technologie , die Erzeugung von induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS - Zellen) über die Überexpression eines definierten Satz von Transkriptionsfaktoren erlaubt ist sehr vielversprechend im Bereich der zellbasierten Therapien 1,2. Diese iPS - Zellen zeigen Transkriptions und epigenetische Merkmale und haben die Fähigkeit zur Selbsterneuerung und Pluripotenz, ähnlich wie embryonale Stammzellen ( ES- Zellen) 3-5. Bemerkenswerte Fortschritte bei der Reprogrammierung Technologie im letzten Jahrzehnt gemacht hat uns menschliche iPS - Zellen auch aus ausdifferenzierten Zellen, wie T - Zellen 6-8 zu erzeugen , erlaubt. T - Zellen abgeleiteten iPSCs (TiPSCs) die gleiche Konfiguration neu angeordnet T - Zell - Rezeptor (TCR) Kettengene wie die ursprünglichen T - Zellen behalten, die Regeneration von antigen-spezifischen T - Zellen aus TiPSCs 9-11 ermöglicht. Fast 80% der Melanom-infiltrierenden Lymphozyten (TILs), erhalten von einem Patienten Tumor speziell tumorassoziierten Antigenen erkennen and halten Zytotoxizität gegen den ursprünglichen Krebszellen 12. Bemerkenswerterweise wurde die Expression des programmierten Zelltods protein-1 (PD-1) auf TILs fand die autologe Tumor-reaktiven Repertoire, einschließlich mutierter Neoantigen-spezifischen CD8 + Lymphozyten identifiziert 13. Der adoptive Transfer von Ex-vivo expandierte autologe TIL in Kombination mit präparativen lymphodepleting Regimen und systemische Verabreichung von Interleukin-2 (IL-2) kann in Untergruppen von Patienten 14 erhebliche Regression von metastatischem Melanom verursachen. Trotz Ergebnisse in präklinischen Modellen zu fördern und bei Patienten, schlechte Überleben infundiert T-Zellen und die Existenz von immunsuppressiven Wege erscheinen, das volle Potenzial von Adoptiv T-Zell-Therapie nicht zu gefährden. Aktuelle klinische Protokolle erfordern umfangreiche ex vivo Manipulation von autologe T - Zellen, um eine große Zahl zu erhalten. Dies resultiert in der Erzeugung von terminal differenzierten T-Zellen, die eine schlechte Überleben haben, reduziert proliferative Kapazität und ein hohes Maß an PD-1 15. Diese Beschränkung der adoptiven T-Zelltherapie kann theoretisch durch Verwendung von iPS-Zellen überwunden werden, die eine unbegrenzte Quelle autologer T-Zellen für die Immuntherapie zur Verfügung stellen kann. Wir haben vor kurzem berichtet , die Umprogrammierung von Melanomen TIL, die hohe Niveaus von PD-1 von Sendai - Virus (SeV) vermittelter Transduktion der vier Transkriptionsfaktoren, OCT3 / 4, SOX2, KLF4 und c-MYC 16. Während Retrovirusvektoren Integration in Wirtschromosomen erfordern Umprogrammierung Gene, SeV Vektoren sind zum Ausdruck bringen nicht-integrierenden und werden schließlich aus dem Zytoplasma eliminiert. Umprogrammieren Effizienz ist viel höher mit einem SeV - System im Vergleich mit Lentiviren oder Retrovirusvektoren 6-8. Weiterhin kann SeV spezifisch T - Zellen in peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs) umprogrammieren, während einige iPSC Klone durch Lentivirus oder Retrovirus - Vektoren erzeugt aus nichtlymphoiden Linien 6-8 sein kann. Hier stellen wir Detaildie Verfahren zur Isolierung und Aktivierung von menschlichen Melanom TILs und zur Erzeugung von TIL stamm iPSCs unter Verwendung eines SeV Umprogrammierung System implementiert.

<table><tbody><tr><td>gentle MACS C Tubes</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-093-237</td><td></td></tr><tr><td>sanfter MACS Dissoziator</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-093-235</td><td></td></tr><tr><td>Tumor Dissoziationskit, human</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-095-929</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Life technologies</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 70 um Zellsieb</td><td>BD</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>BD Falcon 50 ml konische Zinnenröhrchen</td><td>BD</td><td>352070</td><td></td></tr><tr><td>IMDM</td><td>Life Technologies</td><td>12440053</td><td></td></tr><tr><td>menschliches AB-Serum</td><td>Life Technologies</td><td>34005100</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamin (200 mM)</td><td>Life Technologies</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>2-Mercaptoethanol (1000x, 55 mM)</td><td>Life Technologies</td><td>21985-023</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin&nbsp;</td><td>Life technologies</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>gentamicin</td><td>Life technologies</td><td>15750-060</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll-Paque PLUS</td><td>GE</td><td>17-1440-02</td><td></td></tr><tr><td>D-PBS (-)</td><td>Life technologies</td><td>14040-133</td><td></td></tr><tr><td>rekombinant human (rh) IL-2</td><td>Aldesleukin, Prometheus Laboratories Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gereinigtes NA/LE Maus Anti-Human-CD3</td><td>BD</td><td>555329</td><td></td></tr><tr><td>Gereinigtes NA/LE Maus Anti-Human-CD28</td><td>BD</td><td>555725</td><td></td></tr><tr><td>X-VIVO 15</td><td>Lonza</td><td>04-418Q</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>26140-079</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Life Technologies</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>N-Acetylcystein</td><td>Cumberland Pharmazie Inc.</td><td>NDC 66220-207-30</td><td></td></tr><tr><td>Falcon Gewebekulturplatten (6 Well)</td><td>Corning</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>Falcon Gewebekulturplatten (24 Well)</td><td>Corning</td><td>353047</td><td></td></tr><tr><td>Sendai Virus Vektor</td><td>DNAVEC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SNL Feederzellen</td><td>Cell Biolabs, Inc</td><td>CBA-316</td><td></td></tr><tr><td>Mitomycin C</td><td>SIGMA</td><td>M4287</td><td>wasserlöslich (0,5 mg/ml)</td></tr><tr><td>Gelatine</td><td>SIGMA</td><td>G1890</td><td></td></tr><tr><td>basischer Fibroblasten-Wachstumsfaktor (bFGF)</td><td>Lebenstechnologien</td><td>PHG0264</td><td></td></tr></tbody></table>

die erzeugung von induzierten pluripotenten stammzellen aus menschlichen melanom-tumor-infiltrierenden lymphozyten

Generation of Induced Pluripotent Stem Cells from Human Melanoma Tumor-infiltrating Lymphocytes

Der adoptive Transfer von ex vivo expandierte autologe Tumor-infiltrierenden Lymphozyten (TIL) können dauerhafte und vollständige Antworten in signifikanten Untergruppen von Patienten mit metastasierendem Melanom vermitteln. Haupthindernisse dieses Ansatzes sind die reduzierte Lebensfähigkeit der übertragenen T-Zellen, durch Verkürzung der Telomere verursacht wird, und die begrenzte Anzahl von TILs von Patienten erhalten. Weniger differenzierte T-Zellen mit langen Telomeren wäre eine ideale T-Zell-Untergruppe für Adoptiv T-Zell-Therapie sein, aber die Erzeugung einer großen Anzahl von diesen weniger differenzierten T-Zellen problematisch ist. Diese Beschränkung der adoptiven T-Zelltherapie kann theoretisch durch Verwendung von induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen), die selbst zu erneuern, halten Pluripotenz, haben verlängert die Telomere, und bieten eine unbegrenzte Quelle autologer T-Zellen für die Immuntherapie überwunden werden. Hier präsentieren wir ein Protokoll iPSCs zu erzeugen unter Verwendung von Sendai-Virus-Vektoren für die Transduktion von Reprogrammierungsfaktoren in TIL. Dieses Protokoll generierens vollständig neu programmiert, vektorfreie Klone. Diese TIL stamm iPSCs könnte in der Lage sein, zu erzeugen weniger differenzierten Patienten- und tumorspezifische T-Zellen für die adoptive T-Zell-Therapie.

Abbildung 1 zeigt die Übersicht über das Verfahren , das die anfängliche Expansion des Melanoms TILs mit rhIL-2, die durch Aktivierung mit anti-CD3 / CD28 und Gentransfer OCT3 / 4, KLF4, SOX2, und c-MYC zu TILs folgt beinhaltet zur Erzeugung von iPSCs. Normalerweise TIL auf Kultur mit rhIL-2 Start zu bilden Kugeln 21-28 Tage nach Beginn der Kultur. An diesem Punkt TIL bereit sind , mit anti-CD3 aktiviert werden / CD28. 2A zeigt TIL, auf Kultur mit rhIL-2...

Das Ziel dieses Protokolls ist es, das Protokoll für die Reprogrammierung von Melanomtumor-infiltrierenden Lymphozyten in induzierte pluripotente Stammzellen zu zeigen.

Die Erzeugung von induzierten pluripotenten Stammzellen aus menschlichen Melanom-Tumor-infiltrierenden Lymphozyten

Adoptive transfer of ex vivo expanded autologous tumor-infiltrating lymphocytes (TILs) can mediate durable and complete responses in significant subsets ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, induzierte pluripotente Stammzellen oder iPSCs aus melanomainfiltrierenden Lymphozyten zu erzeugen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Tumorimmunologie, insbesondere der Krebsimmuntherapie, zu beantworten. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass die Möglichkeit, humane iPS-Zellen aus tumorinfiltrierenden Lymphozyten zu gewinnen, eine nahezu unbegrenzte Menge an weniger differenzierten, tumorspezifischen T-Zellen für die Immuntherapie bereitstellen könnte.Diese Technik könnte Anwendungen für die Behandlung von metastasierendem Melanom haben, da derzeit das geringe Überleben von T-Zellen im klinischen Kontext die Hauptbeschränkung der adaptiven T-Zell-Therapie darstellt. Diese Methode könnte außerdem nützlich sein, um das T-Zell-Rezeptor-Repertoire im Tumormikromilieu zu untersuchen. Die Durchführung des Verfahrens wird Dr. Kumiko Iwabuchi, eine Postdoktorandin aus meinem Labor, demonstrieren.Nach der Gewinnung des Tumormaterials fünf bis 20 Gramm Tumorproben auswählen und mit einer Schere das normale, feste und kompakte Gewebe von den zerbrechlichen und/oder blutigen nekrotischen Bereichen der Tumorproben abtrennen. Die präparierten Proben so fein wie möglich zerkleinern, anschließend einen Dissoziator und ein Human-Tumor-Dissoziationskit verwenden, um die zerkleinerten Tumorstücke gemäß den Herstelleranweisungen in eine Einzelzell-Suspension zu überführen. Am Ende der Dissoziation die Zellen durch einen 70-Mikron-Filter in ein 50-Milliliter-Röhrchen filtrieren und den Filter zweimal mit jeweils zwei Millilitern RPMI 1640 spülen.Sedimentieren Sie die Zellen anschließend durch Zentrifugation und resuspendieren Sie sie in 10 Milliliter frischem T-Zell-Medium. Um die Zellen nach Dichtegradient zu trennen, geben Sie zunächst 30 Milliliter einer 75%igen Gradientenlösung, gefolgt von 10 Milliliter einer 100%igen Gradientenlösung in DPBS ohne Calcium oder Magnesium, in ein neues 50-Milliliter-Röhrchen. Überlagern Sie die Zellen vorsichtig auf die Gradientenlösung, wobei darauf geachtet werden muss, dass die Schichten nicht verwirbelt werden, und zentrifugieren Sie die Probe.Am Ende der Trennung werden die angereicherten tumorinfiltrierenden Lymphozyten oder TILs an der Grenzfläche zwischen den Gradientenlösungen in ein neues 50-Milliliter-Konischglas überführt und die Zellen mit 20 bis 30 Millilitern frischem DPBS gewaschen. Das Pellet wird in 10 Milliliter frischem T-Zell-Medium resuspendiert, anschließend werden zwei Milliliter TILs pro Vertiefung auf fünf Vertiefungen einer sechswelligen Platte gegeben und die TIL-Kulturen fünf Tage lang bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid mit rekombinantem humanem IL-2 ergänzt. Am fünften Tag wird die Hälfte des Mediums in jeder Vertiefung gewechselt und danach alle zwei bis drei Tage.Wenn die Kulturen eine Konfluenz von 80 bis 90 % erreicht haben, die Zellen mit einer Pipette vorsichtig in jedem Wells erneut suspendieren und die Kulturen im Verhältnis 1:2 in einem Milliliter frischem T-Zell-Medium, das mit rekombinantem menschlichem IL-2 ergänzt ist, aufteilen. Um mit Mitomycin C behandelte SNL-Futterzellen-Platten vorzubereiten, kultivieren Sie zunächst SNL-Futterzellen in 10 Milliliter SNL-Futterzell-Medium auf einer mit 0,1 % Gelatine beschichteten 10-Zentimeter-Schale. Wenn die Zellen 80 bis 90 % konfluent sind, behandeln Sie die Futterzellen zwei Stunden und 15 Minuten lang bei 37 Grad Celsius in 5 % Kohlendioxid mit Mitomycin C.Am Ende der Inkubation die Zellen zwei Mal mit je fünf Millilitern DPBS waschen. Anschließend die Futterzellen mit Trypsin-EDTA bei Raumtemperatur ablösen. Nach einer Minute die Dissoziationsreaktion mit 4,5 Millilitern frischem SNL-Futterzellmedium neutralisieren und die Einzelzell-Suspension in ein 15-Milliliter-Konischrohr zur Zentrifugation überführen.Suspendieren Sie das Pellet erneut in 10 Milliliter frischem SNL-Fütterungszellmedium zur Zellzählung. Anschließend 1,5 × 10⁶ SNL-Fütterungszellen pro Vertiefung in 10-Zentimeter-Kulturplatten aussäen und die Kulturen bis zu drei Tage bei 37 °C in 5 % CO₂ inkubieren. Um die iPSCs mittels Sendai-Virus zu erzeugen, überführen Sie 5 × 10⁵ TILs pro Vertiefung in eine neue sechswellige Platte, die mit Maus-anti-menschlichem CD3 beschichtet ist, in 2 Milliliter frischem T-Zellmedium, das mit rekombinantem humanem IL-2 und löslichem Maus-anti-menschlichem CD28 ergänzt wurde.Aktivieren Sie die TILs fünf Tage lang im Zellkulturgehäuse. Anschließend sammeln Sie die Kulturen mit einer Pipette in einem 15-Milliliter-Konischgefäß zur Zellzählung. Überführen Sie danach 1 × 10⁵ TILs pro Vertiefung in eine 24-Loch-Platte, die mit anti-humanem CD3 beschichtet ist, in 500 µL Reprogrammiermedium, das mit löslichem mausartigem anti-menschlichem CD28 und rekombinantem humanem IL-2 ergänzt ist.Nach 24 Stunden im Zellkulturschüttler die Zellen in jedem Well zählen und mehrere Volumina des Virus mit den entsprechenden Multiplizitäten der Infektion vorbereiten. Anschließend eine Mischung aus Sendai-Virus-Vektoren mit 10 bis 20 MOI in das geeignete Volumen Medium geben und das virushaltige Medium jedem Well mit TILs hinzufügen. Zur Bestimmung der Transduktionseffizienz das berechnete Volumen Sendai-Virus-GFP in ein Well mit aktivierten TILs geben und die Kulturen für 24 Stunden in den Inkubator zurückstellen.Am nächsten Tag die Sendai-Virus-GFP-infizierten Zellen mittels Fluoreszenzmikroskopie untersuchen, um die Infektionseffizienz der Transduktion abzuschätzen. Die virusinfizierten Zellen aus jedem Wells in einem 15-Milliliter-Röhrchen sammeln, zentrifugieren und das Pellet in 0,5 Milliliter humanem embryonalen Stammzellmedium resuspendieren, das mit primatem embryonalen Stammzellmedium und basischem Fibroblastenwachstumsfaktor ergänzt wurde. Anschließend 9,5 Milliliter frisches humanes embryonales Stammzellmedium zu den Zellen geben und die Suspension auf eine mit Mitomycin C behandelte SNL-Fütterungszellplatte übertragen.In diesem Bild sind TILs am Tag 21 der Kultur mit rekombinantem humanem IL-2 zu sehen, die bereit sind, durch anti-CD3 und CD28 aktiviert zu werden. Die TILs können mit Sendai-Virus bei einer Multiplizität der Infektion von 20 transfiziert werden. Hier wird ein typischer pluripotenter Kolonie auf SNL-Fütterzellen 18 bis 21 Tage nach Sendai-Virus-Infektion gezeigt.Wie in diesem repräsentativen Karyogramm zu sehen ist, weisen die aus TILs gewonnenen iPSCs einen normalen Karyotyp auf. Die Immunfluoreszenzfärbung zur Bestätigung der Expression von Pluripotenzmarkern an TIL-abstammigen iPSCs zeigt, dass diese Zellen die erwarteten Expressionsspiegel typischer Pluripotenzmarker aufweisen. Darüber hinaus sind iPSCs, die aus Melanom-TILs gewonnen wurden, in der Lage, Teratome zu bilden, die eine Vielzahl von Zellen aus den drei Keimblättern enthalten.Außerdem behielten aus TIL gewonnene iPSCs ihre T-Zell-Rezeptor-Umlagerungen bei, wie durch Kapillarelektrophorese bestätigt wurde. Unserer ersten Entwicklung zufolge ebnet diese Technik Forschern auf dem Gebiet der Onkologie den Weg, wirksamere Immuntherapien gegen metastasierendes Melanom für Patienten zu erforschen. Bei Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, die T-Zell-Proliferation und -Viabilität vor der Infektion mit dem Sendai-Virus zu überprüfen und die Infektionseffizienz anhand der konturartigen GFP-Expression zu bewerten.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie menschliche TIL-Zellen aus Melanom-TILs gewonnen werden können.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Generierung von T-Lymphozyten aus induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) gibt einen alternativen Ansatz der Verwendung von embryonalen Stammzellen für die T-Zell-basierten Immuntherapie. Verfahren zeigt, dass durch Verwendung von...

Gerichtete Differenzierung von induzierten pluripotenten Stammzellen in Richtung T-Lymphozyten

Hier zeigen wir, ein einfaches und effektives Protokoll für die Herstellung von menschlichen IPSCs 3-4 ml peripheres Blut unter Verwendung eines einzigen lentiviralen Vektors Umprogrammierung. Reprogrammierung von leicht verfügbaren Blutkörperchen verspricht die Nutzung von iPS-Technologie, indem sie Zugang zu einem breiteren Forschungsgemeinschaft beschleunigen.

Generation of Human induzierten pluripotenten Stammzellen aus dem peripheren Blut mit dem STEMCCA Lentivirusvektor

Dieses Video zeigt einen Assay zur Erzeugung von Tumorantigen-spezifischen induzierten pluripotenten Stammzellen (iPSC)-abgeleiteten CD8αβ+-T-Zellen. Tumorantigen-spezifische iPSCs werden auf einer Stromazell-Monoschicht gezüchtet und zu hämatopoetischen Vorläuferzellen (HPCs) differenziert. Die HPCs werden unter Verwendung eines Differenzierungsmediums in CD4+ CD8+ doppelt-positive T-Zellen differenziert. Diese Zellen werden dann stimuliert, um einfach-positive T-Zellen zu erzeugen, die CD8...

Generierung einzelner positiver CD8-T-Zellen aus induzierten pluripotenten Stammzellen

Dieser Artikel beschreibt die Herstellung von frisch gewonnenen Melanomgewebe in primären Zellkulturen und wie Kontaminationen von Erythrozyten und Fibroblasten von den Tumorzellen zu entfernen. Schließlich beschreiben wir, wie...

Patienten abgeleitet Zellkultur und Isolierung von CD133<sup&gt; +</sup&gt; Mutmaßliche Cancer Stem Cells von Melanoma

Dieses Manuskript bietet ein Schritt-für-Schritt-Verfahren für die Gewinnung und Erhaltung menschlicher Keratinozyten aus gezupftem Haar und die anschließende Erzeugung von integrationsfreien humanen induzierten pluripotenten Stammzellen (hiPSCs) durch episomale Vektoren.

Generation der Integration freie Menschen induzierten pluripotenten Stammzellen Mit Haarstamm Keratinozyten

Dieses Protokoll beschreibt, wie induzierte pluripotente Stammzellen (iPSCs) aus menschlichen peripheren T-Zellen unter Feeder-freien Bedingungen unter Verwendung einer Kombination aus Matrigel- und Sendai-Virus-Vektoren, die Reprogrammierungsfaktoren enthalten, erzeugt werden.

Erzeugung von induzierten pluripotenten Stammzellen aus menschlichen peripheren T-Zellen Mit Sendai Virus in Feeder-freien Bedingungen

Diese Arbeit beschreibt ein in vitro Differenzierung Protokoll pigmentiert, reife Melanozyten von menschlichen pluripotenten Stammzellen über einen Neuralleiste und Melanoblasten Zwischenstufe mit einem Zubringer frei, 25 Tage - Protokoll zu erzeugen.

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Aufdeckung therapeutischer Möglichkeiten mit Organoidmodellen von Melanom-Patienten

Lernen Sie die Erzeugung induzierter pluripotenter Stammzellen aus Melanom-Tumor-infiltrierenden Lymphozyten für die Krebsimmuntherapie. Diese Methode ermöglicht unbegrenzte Produktion tumorspezifischer T-Zellen.

Die Erzeugung von induzierten pluripotenten Stammzellen aus menschlichen Melanom-Tumor-infiltrierenden Lymphozyten

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