Name: Kernresonanzspektroskopie zur Identifizierung von Multiple Phosphorylierungen von intrinsisch ungeordneten Proteinen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 47 s
Description: Lernen Sie die Kernresonanzspektroskopie zur Identifizierung multiplier Phosphorylierungen intrinsisch ungeordneter Proteine am Beispiel von Tau-Protein. Diese Methode ermöglicht ortsspezifische Analyse und therapeutische Anwendungen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die NMR-Einrichtungen wurden von der Region Nord, dem CNRS, dem Pasteur-Institut in Lille, der Europäischen Gemeinschaft (FEDER), dem französischen Forschungsministerium und der Universität für Wissenschaften und Technologien in Lille finanziert. Wir danken der Unterstützung durch das TGE RMN THC (FR-3050, Frankreich), FRABio (FR 3688, Frankreich) und die NMR und RPE Health and Biology Core Facility in Lille. Unsere Forschung wird durch Fördermittel des LabEx (Laboratory of Excellence), DISTALZ (Development of Innovative Strategies for a Transdisciplinary approach to Alzheimer's disease), EU ITN TASPPI und ANR BinAlz unterstützt.

1. Herstellung von 15 N, 13 C-Tau (Figur 1) <ol><li> Trans pET15b-Tau rekombinanten T7 Expressionsplasmid 13,14 in BL21 (DE3) kompetente Escherichia coli Bakterienzellen 15. HINWEIS: Die cDNA - Codierung für die längste (441 Aminosäurereste) Tau - Isoform zwischen NcoI und XhoI - Restriktionsstellen in den pET15b - Plasmid kloniert. <ol><li> Vorsichtig mischen 50 ul kompetente BL21 (DE3) -Zellen, Umformen 1-5 x 10 7 Kolonien pro ug Plasmid DNA mit 100 ng Plasmid - DNA in einem 1,5 ml Kunststoffröhrchen. HINWEIS: codonspezifische Nutzung optimierte Bakterienstämme für die eukaryotische cDNA-Expression sind nicht erforderlich, um menschliche Tau zu erzeugen. </li><li> Legen Sie das Zellgemisch auf Eis für 30 min und dann Hitzeschock für 10 Sekunden bei 42 ° C. Das Röhrchen wieder auf Eis für 5 min und 1 ml Raumtemperatur LB (Luria-Bertani) -Medium. Inkubieren der Bakteriensuspension bei 37 ° C für 30 min unter leichtemAgitation. </li></ol></li><li> Verteilt auf einer Impföse 100 ul Zellsuspension gleichmäßig auf einer Agarplatte LB-Medium verwendet, das 100 ug / ml Ampicillin Antibiotikum. </li><li> Inkubieren Sie die Selektionsplatte für 15 Stunden bei 37 ° C. </li><li> Halten Sie die Selektionsplatte bei 4 ° C bis zur Kultur Schritt fortfahren, für ein Maximum von ca. 2 Wochen. HINWEIS: a Glycerolstammlösung Bakterienkultur (50% Glycerin) bei -80 ° C gelagert, kann hergestellt werden, um die Kultur zu einem späteren Zeitpunkt zu starten. </li><li> 1 ml 1 M MgSO 4, 1 ml 100 mM CaCl 2, 10 ml 100x MEM Vitamin Komplement, 1 ml 100 mg / ml Ampicillin bis 1 L autoklaviertem M9 - Salze (6 g Na 2 HPO 4, 3 g KH 2 PO 4 0,5 g NaCl). HINWEIS: Ein weißer Niederschlag bei Zugabe des CaCl 2 Lösung für die M9 - Salze bilden, die sich schnell verflüchtigt. </li><li> Solubilisieren 300 mg 15 N, 13 C-Komplettmedium, 1 g 15NH 4 Cl und 2 g 13 C 6 -Glukose in 10 ml M9 - Medium. Filter-Sterilisieren der Isotopenlösung mit einer 0,2 um-Filter direkt in dem M9-Medium. </li><li> Suspend eine Impföse eine Kolonie von pET15b-Tau transformierten Bakterien von der Selektionsplatte in 20 ml LB Medium, ergänzt mit 100 &amp; mgr; g / ml Ampicillin. </li><li> Inkubieren des beimpften Mediums bei 37 ° C für etwa 6 Stunden. </li><li> Die optische Dichte bei 600 nm (OD 600) von 1 ml einer zehnfachen Verdünnung der Bakterienkultur in einer Plastik Spektrometers Küvette. HINWEIS: Die Trübung der Bakterienkultur entsprechend 600 von 3,0-4,0 zu OD zeigt an, dass Sättigungswachstumsphase erreicht ist. </li><li> 20 ml der gesättigten LB-Kultur auf 1 l M9-Nährmedium, ergänzt mit Ampicillin (100 ug / ml Endkonzentration) in 2 l Erlenmeyer-Kunststoff verwirrt Kulturflasche. </li><li> Legen Sie die Kulturflasche in einem programmierbaren Inkubator auf 10 °C und 50 Umdrehungen pro Minute. Programmieren Sie den Inkubator auf 200 Umdrehungen pro Minute und 37 ° C am frühen Morgen des nächsten Tages zu wechseln. </li><li> Maßnahme OD 600 von 1 ml der Bakterienkultur in einer Plastik Spektrometers Küvette. Werden 400 ul 1 M IPTG (Isopropyl - β-D-1-thiogalactopyranosid) Stammlösung (bei -20 ° C gehalten) , wenn OD 600 einen Wert von etwa 1,0 erreicht die Expression von rekombinanten Tau - Proteins zu induzieren. </li><li> Weiterhin die Inkubation bei 37 ° C für weitere 3 Std. Sammeln der Bakterienzellen durch Zentrifugation bei 5.000 xg für 20 min. </li><li> Frieren Sie das Bakterienpellet bei -20 ° C. Halten eingefroren, bis der Reinigungsschritt für eine längere Zeit, wenn nötig. </li></ol> 2. Reinigung von 15 N, 13 C-Tau (Figur 2) <ol><li> Autoklav Kationenaustausch (CEX) Reinigungspuffer bei 121 ° C unter 15 psi für 20 min. Speicher-Puffer bei 4 ° C. </li><li> Tauen die bakterielle Zellpellet und resuspendieren gründlich in 45 mlEin Puffer Extraktions CEX (50 mM NaPi-Puffer, pH 6,5, 1 mM EDTA) frisch mit Protease-Inhibitor-Cocktail 1x (1 Tablette) und DNAseI (2.000 Einheiten) ergänzt. </li><li> Stören die Bakterienzellen bei 20.000 psi einen Hochdruck-Homogenisator verwendet wird. 3-4 Pässe sind erforderlich. Zentrifuge bei 20.000 xg für 40 Minuten von unlöslichem Material zu entfernen. </li><li> Erhitzen Sie das Bakterienzellextrakt für 15 min bei 75 ° C im Wasserbad verwendet wird. HINWEIS: ein weißer Niederschlag nach wenigen Minuten beobachtet wird. </li><li> Zentrifuge bei 15.000 × g für 20 Minuten und halten Sie den Überstand des hitzestabilen Tau-Protein enthält. </li><li> Lagerung bei -20 ° C bis zum nächsten Reinigungsschritt, wenn nötig. </li><li> Durchführen einer Kationenaustausch - Chromatographie auf einem starken CEX Harz gepackt als eine 5 ml Bettsäule eine schnelle Protein - Flüssigchromatographie (FPLC) -System (Figur 3 A). <ol><li> Durchflussrate einstellen auf 2,5 ml / min. </li><li> Äquilibrieren der Säule in CEX Ein Puffer </li><li> Laden Sie die 60-70 ml beheizbarAuszug mit einem Tau eine Probenpumpe, oder alternativ eine Pumpe auf dem System abhängig. Sammeln Sie die Flow-Through zur Analyse, um zu überprüfen, dass Tau-Protein effizient an das Harz bindet (siehe 2.8). </li><li> Das Harz wird mit CEX Ein Puffer, bis die Absorption bei 280 nm zurück zum Ausgangswert ist. </li><li> Elute Tau aus der Säule unter Verwendung eines dreistufigen NaCl-Gradienten durch allmähliche Erhöhung des CEX B Puffer erhalten (CEX A-Puffer mit 1 M NaCl). Programm die FPLC wie folgt: erster Schritt des Gradienten auf 25% CEX B-Puffer in 10 Säulenvolumina (CV) in 5 CV 250 mM NaCl, zweiten Stufe auf 50% CEX B Puffer zu erreichen, 500 mM NaCl zu erreichen, und der dritte Schritt zu 100% CEX B-Puffer NaCl zu erreichen in 2 CV 1 M. Sammeln 1,5-ml-Fraktionen in den Eluierungsschritte. </li></ol></li><li> Analyse 10 &amp; mgr; l der Fraktionen während der Elutionsschritt durch SDS-PAGE (12% SDS-Acrylamid - Gel) und Coomassie - Färbung (3 A) 16 gesammelt. Überprüfen Sie den Ladeschritt auf der Säule als auch von Analy10 ul der Durchfluss zing. </li><li> Wählen Sie die Fraktionen, die Tau und diese Fraktionen für den nächsten Schritt bündeln. </li><li> Führen Sie einen Pufferaustausch auf Tau-enthaltenden vereinigten Fraktionen (Abbildung 3 B). <ol><li> Äquilibrieren eine Entsalzungssäule von 53 ml G25 Harz gepackt Bett (26 x 10 cm) in 50 mM Ammoniumbicarbonat (flüchtige Puffer) mit einem FPLC-System. </li><li> Set Durchflussrate von 5 ml / min. Injizieren Sie die Tau Probe auf der Säule über eine 5 ml Injektionsschleife. Sammle Fraktionen bei 280 nm auf die Absorptionsspitze entspricht. </li><li> Wiederholen der Injektions 3-4 mal, abhängig von dem Volumen der anfänglichen CEX Pool. </li></ol></li><li> Berechne die Menge an gereinigtem Tau-Proteins durch die Peakfläche des Chromatogramms bei 280 nm unter Verwendung von (1 mg von Tau entspricht 140 mAU * ml). HINWEIS: Der Extinktionskoeffizient des Tau - Proteins bei 280 nm ist 7550 M -1 cm -1. Tau enthält keine Trp-Resten. </li><li> Pool alle Tau Fraktionen. </li><li> aliquot die Probe in Röhrchen das Äquivalent von 1 bis 5 mg Tau enthält. Wählen, um diese Rohre so dass das Volumen der Lösung kleiner dem Volumen des Rohrs verglichen wird (beispielsweise 5 ml Lösung in einem 50 ml Röhrchen). </li><li> Stanzlöcher in den Rohrkappen mit einer Nadel. Gefriert Tau-Proben bei -80 ° C. </li><li> Lyophilisieren Tau-Proben. Lyophilisierte Tau-Protein kann bei -20 ° C für lange Zeiträume gehalten werden. </li></ol> 3. In - vitro - Phosphorylierung von 15 N-Tau <ol><li> Man löst 5 mg lyophilisiertes Tau in 500 ul Phosphorylierung Puffer (50 mM Hepes · KOH, pH 8,0, 12,5 mM MgCl 2, 1 mM EDTA, 50 mM NaCl). </li><li> In 2,5 mM ATP (25 &amp; mgr; l 100 mM Stammlösung bei -20 ° C gehalten), 1 mM DTT (1 ul 1 M Stammlösung bei -20 ° C gehalten), 1 mM EGTA (2 ul einer 0,5 M Stamm Lösung), Cocktail-1x-Protease-Inhibitor (25 ul eines 40x Lager durch Auflösen von 1 Tablette in 1 ml Phosphorylierung Puffer erhalten) und 181; M aktiviert His-ERK2 (250 &amp; mgr; l in Erhaltungspuffer 10 mM Hepes, pH 7,3, 1 mM DTT, 5 mM MgCl 2, 100 mM NaCl und 10% Glycerin bei -80 ° C gelagert) in einem Gesamtprobenvolumen von 1 ml. HINWEIS: Die aktivierte His-ERK2 kann in-house 5,8 durch Phosphorylierung mit dem MEK - Kinase hergestellt werden. </li><li> Inkubieren 3 h bei 37 ° C. </li><li> Die Probe wird bei 75 ° C für 15 min ERK-Kinase zu inaktivieren. </li><li> Zentrifuge bei 20.000 xg für 15 min. Sammeln und den Überstand zu halten. </li><li> Entsalzen die Proteinprobe in 50 mM Ammoniumbicarbonat eine Säule von 3,45 ml G25-Harz gepackte Bett (1,3 x 2,6 cm) verwendet, die für eine 1 ml Probe geeignet ist. </li><li> Führen Sie einen 12% SDS-PAGE 16 mit 2,5 &amp; mgr; l der Proteinprobe sowohl seine Integrität und effiziente Phosphorylierung (Abbildung 4) zu überprüfen. </li><li> Lyophilisieren das phosphorylierte Tau Probe. Lagern Sie das Pulver bei -20 ° C. </li></ol> 4. Akquisition von NMR-Spektren (FiAbbildung 5) <ol><li> Solubilisieren 4 mg lyophilisiertes 15 N, 13 C ERK-phosphorylierte Tau-in 400 &amp; mgr; l NMR - Puffer (50 mM NaPi oder 50 mM deuteriertem Tris- d11 .Cl, pH 6,5, 30 mM NaCl, 2,5 mM EDTA und 1 mM DTT). </li><li> Werden 5% D 2 O für Feld Verriegelung des NMR - Spektrometers und 1 mM TMSP (3- (Trimethylsilyl) propionsäure-2,2,3,3-d 4-Natriumsalz)) als interne NMR Signal Referenz. In 10 ul einer 40x Stammlösung von kompletten Protease-Inhibitor-Cocktail. </li><li> Übertragung der Probe in ein 5 mm NMR-Röhrchen eine elektronische Spritze mit einer langen Nadel oder Pasteurpipette. Schließen Sie das NMR-Röhrchen den Kolben verwendet wird. Entfernen Sie alle Luftblasen gefangen zwischen Kolben und Flüssigkeit durch Kolbenbewegungen. </li><li> Legen Sie das NMR-Röhrchen in einer Schleuder. Einstellen seine vertikale Position in dem Spinner mit entsprechendem Maß für die NMR-Probenkopf verwendet, so dass die meisten der Probenlösung innerhalb der NMR-Spule sein. </li><li> Starten Sie den Luftstrom: Klicken Sie Lift in der Magnetsteuersystemfenster. Legen Sie das Spinner mit dem Schlauch in der Luftstrom an der Spitze der Magnetbohrung. Stoppen Sie den Luftstrom (klicken Lift) und lassen Sie das Rohr hinunter in Platz im Inneren des Sondenkopf im Magneten. </li><li> Temperatur auf 25 ° C (298 K). </li><li> Führen Sie halbautomatische Abstimmung und Anpassung der Sondenkopf über die Stromübertragung zu optimieren. Geben Sie ATMM auf der Kommandozeile. </li><li> Sperren Sie die Spektrometerfrequenz unter Verwendung des D 2 O - Signal der Probe auf das Deuterium - Kanal aufgezeichnet. Klicken Sie Sperre in der Magnetsteuersystemfenster. </li><li> Starten Sie die Shim-Verfahren an der Position, die Homogenität des magnetischen Feldes der Probe zu optimieren. Geben Sie topshim gui auf der Kommandozeile das Shim - Fenster zu öffnen. Klicken Sie in der Shim - Fenster starten. Überprüfen Sie die Rest B0 Standardabweichungswert, um zu überprüfen, dass Unterlegscheiben optimal sind (weniger als 2 Hz ist gut). </li><li> Kalibrieren des p1-Parameter (Länge eines ProtonsHochfrequenzpuls in &amp; mgr; sec), die eine Drehung um 90 ° von Protonenspins zu erhalten, notwendig ist. Ziel für den 360 ° -Impuls ein 1D - Spektrum Wasserprotonen (Abbildung 6) verwendet wird . </li><li> Einstellung der Frequenzversatz durch die o1 Parametereinstellung (in Hz) an die Protonenwasserfrequenz in der 1D - Spektrum (Abbildung 6). </li><li> Beginnen Erwerb eines 1D Protonenspektrum (Pulsfolge mit Watergate Sequenz zur Unterdrückung Wassersignal, beispielsweise zggpw5) zu verifizieren Signale von der Probe (7). Passen Sie die Anzahl der Scans auf die relative Proteinkonzentration. Geben Sie auf der Kommandozeile zg die Messung zu starten. </li><li> Richten Sie zusätzliche Parameter für den Erwerb eines 2D [1 H, 15 N] HSQC - Spektrum (hsqcetfpf3gpsi Impulsfolge, Figuren 8-9). <ol><li> Für eine 15 N, 13 C - markierten Probe, entkoppeln 13 C während der 15 N indirekte Evolution. </li><li&gt; Die Anzahl der Punkte und die spektrale Breite (ppm) im 1 H (F2) und 15 N (F1) Dimensionen ein. HINWEIS: Passen Sie die Anzahl der Erwerb Datenpunkte in das Spektrometer Feld eine ähnliche Anzahl von Hz pro Punkt zu halten und mal Entkopplung zu begrenzen: 3.072 Punkte bei 900 MHz und 2.048 Punkte bei 600 MHz, im 1 H - Dimension verwenden. </li><li> Optimieren Sie zusätzliche Parameter in den Impulsfolgen, entsprechend verzögert, Pulslängen, Offset-Frequenzen, Leistungsstufen. Geben Sie auf der Kommandozeile asierend alle relevanten Parameter für das Experiment anzuzeigen. </li></ol></li><li> Stellen Sie die Parameter für den Erwerb eines 3D [1 H, 15 N, 13 C] HNCACB Spektrum (Pulsfolge hncacbgpwg3d, 10A) bei 600 MHz. </li><li> Stellen Sie die Parameter für einen 3D - [1 H, 15 N, 15 N] HNCANNH Experiment (Impulsfolge hncannhgpwg3d) bei 600 MHz. Stellen Sie die Anzahl der Punkte auf 2048 im 1 H und 64und 128 Punkte in den zwei 15 N Dimensionen. Definieren die spektralen Breiten 14, 25, 25 Teile pro Million (ppm) zentriert auf 4,7, 119, 119 ppm in dem 1 H, 15 N und 15 N Dimensionen. Dauer des Erwerbs mit 16 Scans beträgt 1 Tag und 22 Stunden. </li></ol> 5. Identifizierung von Phosphorylierungsstellen <ol><li> Verfahren Spektren Erfassung und Verarbeitung NMR Software. <ol><li> Durchführen einer Fourier - Transformation der Daten (Abbildung 7). Typ ft für ein 1D - Spektrum, xfb für ein 2D - Spektrum oder ft3d für ein 3D - Spektrum, auf der Kommandozeile. </li><li> Phase und Referenz alle Spektren (Abbildung 7C) mit Hilfe der interaktiven Fenster. </li></ol></li><li> Identifizieren Resonanzen von Interesse in der 2D - HSQC möglicherweise entsprechend phosphoryliert Ser und Thr - Resten (Abbildung 9, roter Kasten). </li><li> Extract Ebenen (dh 2D - 1 H- 13 C - Spektren) vondie 3D - 1 H- 15 N - 13 C - Spektrum der 15 N chemischen Verschiebungen von Resonanzen von Interesse in der 2D verwendet. Mit dem Cursor der Dimension 2 (w2) , um die 15 N Frequenz entsprechend der Ebene (w1-w3) zu wählen zu visualisierenden (10B). </li><li> Wählen Sie die Resonanzfrequenzen von &quot;CA&quot; und &quot;CB&quot; 13 C - Kerne des &quot;i&quot; und &quot;i-1&quot; Rückstände (schwächere Satz von Signalen im Vergleich zu denen des i - Rest) für jeden [1 H, 15 N] Resonanz Interesse an der HNCACB 3D-Spektrum auf die Resonanz durch Anklicken im Modus Menü Zeiger finden / add Spitze, die chemische Verschiebungswert in einer Peak-Liste-Datei hinzuzufügen. <ol><li> Identifizieren Sie den i - Rest - Typ, pSer oder pThr, durch die chemischen Verschiebungen Vergleich in der Peak - Liste mit bekannten Werten von CA und CB chemischen Verschiebungen von pSer und pThr 17. </li><li> Identifizieren Sie die Anwesenheit eines Pro-Rest an der i + 1-Position durch eine charakteristische zusätzliche 2 ppm Verschiebung of der CA chemische Verschiebungswert 18. </li><li> Vergleichen die chemischen Verschiebungswerte der CA und CB Resonanzen entsprechend dem i-1 - Rest zu einer Tabelle der chemischen Verschiebungen für Tau Aminosäurereste 19 vorhergesagt , die Natur des Rückstands zu identifizieren an der i-1 - Position. </li></ol></li><li> Wählen Sie die Resonanzfrequenzen von 15 N - Kerne des &quot;i&quot; und &quot;i-1 &#39;Reste für jeden [1 H, 15 N] Resonanz von Interesse in der HNCANNH Spektrum. </li><li> Vergleichen Sie die 15 N Werte der chemischen Verschiebung der chemischen Verschiebung Zuordnung des Tau - Proteins 20-23. </li><li> Vergleichen Sie die identifizierten Dipeptide mit der Tau-Sequenz die sequenzspezifische Zuordnung zu definieren. </li></ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Wir haben NMR-Spektroskopie verwendet enzymatisch modifizierten Tau-Proben zu charakterisieren. Die rekombinante Expression und Reinigung der menschlichen Volllängen-Tau-Protein hier beschrieben sind, können in ähnlicher Weise zu erzeugen mutanten Tau oder Tau-Domänen verwendet werden. Isoto- Protein wird für die NMR-Spektroskopie benötigt, rekombinante Expression erforderlich macht. Identifizierung von Phosphorylierungsstellen erfordert Resonanzzuordnung und 15 N, 13 C doppelt markierte Protein. A...

Eine der wichtigsten Herausforderungen der Gesundheitsversorgung im 21. Jahrhundert sind neurodegenerative Erkrankungen wie Alzheimer - Krankheit (AD). Tau ist ein Mikrotubuli-assoziiertes Protein, das Mikrotubuli (MT) Bildung stimuliert. Tau gleichmäßig in mehreren neurodegenerativen Erkrankungen beteiligt sind, sogenannte Tauopathien, von denen die bekannteste AD ist. In dieser Erkrankungen, Tau Selbst Aggregate in gepaarte helikale Filamente (PHFs) und fand bei vielen Reste durch posttranslationale Modifikationen (PTMs) wie Phosphorylierung 1 modifiziert ist. Die Phosphorylierung des Tau-Proteins ist in beiden Regulation seiner physiologischen Funktion von MT Stabilisierung und pathologische Verlust der Funktion impliziert, dass AD-Neuronen charakterisiert. Weiterhin Tau - Protein, wenn in PHFs in erkrankten Neuronen integriert wird ausnahmslos 2 hyperphosphoryliert. Im Gegensatz zu normalen Tau, die 2-3 Phosphatgruppen enthält, enthält die hyperphosphorylated Tau in PHFs 5 bis 9 phosphate Gruppen 3. Hyperphosphorylierung von Tau entspricht sowohl zu einer Erhöhung der Stöchiometrie an einigen Standorten und zur Phosphorylierung von zusätzlichen Stellen, die pathologische Websites der Phosphorylierung genannt werden. Allerdings Überlappung besteht zwischen AD und normalen erwachsenen Muster der Phosphorylierung trotz quantitative Unterschiede in der Ebene 4. Wie spezifische Phosphorylierungsereignisse Einflussfunktion und Dysfunktion von Tau bleibt weitgehend unbekannt. Wir zielen darauf ab Tau Regulierung durch PTM auf molekularer Ebene zu entschlüsseln. Um das Verständnis der molekularen Aspekte der Tau zu vertiefen, müssen wir technische Herausforderungen zu bewältigen. Erstens ist Tau ein intrinsisch ungeordneten Protein (IDP), wenn in der Lösung isoliert. Solche Proteine ​​fehlen wohldefinierte dreidimensionale Struktur unter physiologischen Bedingungen und insbesondere biophysikalischen Methoden benötigen, um ihre Funktion (en) und strukturellen Eigenschaften zu studieren. Tau ist ein Paradigma für die wachsende Klasse von IDPs, fand oft im Zusammenhang mitKrankheiten wie neurodegenerative Erkrankungen, die Erhöhung somit das Interesse der molekularen Parameter zugrunde liegenden ihre Funktionen zu verstehen. Zweitens Charakterisierung von Tau-Phosphorylierung ist ein analytisches Herausforderung mit 80 potentiellen Phosphorylierungsstellen entlang der Sequenz des längsten 441 Aminosäure-Tau-Isoform. Eine Anzahl von Antikörpern wurden gegen phosphorylierte Epitope von Tau entwickelt und werden für den Nachweis von pathologischen Tau in Neuronen oder Hirngewebe verwendet. Phosphorylierungsereignisse stattfinden kann auf mindestens 20 Seiten gezielt durch Prolin-gerichtete Kinasen, die meisten von ihnen in der Nähe in der Prolin-reiche Region. Die qualitative (welche Seiten?) Und quantitative (welche Stöchiometrie?) Charakterisierung ist schwierig , auch durch die jüngsten MS - Techniken 5. NMR-Spektroskopie kann verwendet werden, ungeordnete Proteine ​​zu untersuchen, sind hochdynamische Systeme von Ensembles von Konformeren gebildet. Hochauflösende NMR-Spektroskopie war Anwened sowohl Struktur als auch Funktion des Tau-Proteins zu untersuchen. Darüber hinaus führte die Komplexität der Tau - Phosphorylierung des Profils auf die Entwicklung von molekularen Werkzeugen und neue Analyseverfahren unter Verwendung von NMR zur Identifizierung von Phosphorylierungsstellen 6 - 8. NMR als analytisches Verfahren ermöglicht die Identifizierung von Tau Phosphorylierungsstellen in einer globalen Weise Visualisierung aller Single-Site-Modifikationen in einem einzigen Experiment, und Quantifizierung des Ausmaßes der Phosphat-Inkorporation. Dieser Punkt ist wichtig, da, obwohl die Phosphorylierung Studien über Tau in der Literatur gibt es zuhauf, die meisten von ihnen wurden mit Antikörpern durchgeführt wurde, ein hohes Maß an Unsicherheit über die gesamte Profil der Phosphorylierung verlassen und damit die tatsächlichen Auswirkungen der einzelnen Phosphorylierungsereignisse. Rekombinante Kinasen einschließlich PKA, Glykogen-Synthase-Kinase-3β (GSK3 &amp; bgr;), Cyclin-abhängige Kinase 2 / Cyclin A (CDK2 / CycA), Cyclin-abhängige Kinase 5 (CDK5) / p25 Aktivator Protein, extrazelluläre-signal-regulated kinase 2 (ERK2) und Mikrotubuli-Affinität regulierenden Kinase (MARK), die in Richtung Tau-Phosphorylierung Aktivität zeigen, können in aktiver Form hergestellt werden. Darüber hinaus Tau-Mutanten, die zur Erzeugung von spezifischen Tau-Protein-Isoformen mit gut charakterisierten Phosphorylierungsmuster ermöglichen, werden verwendet, um die Phosphorylierung Code von Tau zu entziffern. NMR - Spektroskopie wird dann Proben zu charakterisieren enzymatisch modifizierten Tau verwendet , 6 bis 8. Obwohl in vitro Phosphorylierung von Tau schwieriger als Pseudo-Phosphorylierung wie durch Mutation von ausgewählten Ser / Thr in Glutaminsäure (Glu) Resten ist, hat dieser Ansatz seine Vorzüge. Tatsächlich sind weder die strukturellen Auswirkungen noch Wechselwirkungsparameter der Phosphorylierung kann immer durch Glutaminsäure nachgeahmt werden. Ein Beispiel ist das wiederum Motiv um Phosphoserin 202 (pSer202) beobachtet / Phosphothreonin 205 (pThr205), die mit Glu Mutationen 9 nicht wiedergegeben wird. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Hier wird die Herstellung von isotopenmarkierten Tau für NMR-Untersuchungen wird zuerst beschrieben. Tau-Protein durch ERK2 phosphoryliert wird auf zahlreichen Standorten als pathologisch Websites der Phosphorylierung beschrieben modifiziert und stellt somit ein interessantes Modell von hyperphosphorylated Tau. Ein detailliertes Protokoll von Tau in vitro - Phosphorylierung durch rekombinante ERK2 - Kinase vorgestellt. 12 - ERK2 durch Phosphorylierung von MAP-Kinase-Weg / ERK - Kinase (MEK) 10 aktiviert. Zusätzlich zur Herstellung von modifizierten, isotopenmarkierte Tau-Protein, die Strategie zur Identifizierung des PTMs verwendet NMR beschrieben.

<table><tbody><tr><td>pET15B rekombinantes T7-Expressionsplasmid</td><td>Novagen</td><td>69257</td><td>Bei -20 &deg; C</td></tr><tr><td>BL21(DE3) Transformation kompetent E. coli Bakterien</td><td>New England Biolabs</td><td>C2527I</td><td>Halten bei -80 &de; C</td></tr><tr><td>Autoklavierte LB-Brühe, Lennox&nbsp;</td><td>DIFCO</td><td>240210</td><td>Bakterielles Wachstumsmedium</td></tr><tr><td>MEM-Vitaminergänzung 100x</td><td>Sigma</td><td>58970C</td><td>Bakterielles Wachstumsmedium Ergänzung</td></tr><tr><td>15N, 13C-ISOGRO komplettes Medium Pulver Sigma</td><td></td><td>608297</td><td>Bakterielles Wachstumsmedium Ergänzung</td></tr><tr><td>15NH4Cl</td><td>Sigma</td><td>299251</td><td>Isotop</td></tr><tr><td>13C6-Glucose</td><td>Sigma</td><td>389374</td><td>Isotopenproteasehemmer</td></tr><tr><td>Tabletten</td><td>Roche</td><td>5056489001</td><td>Bei 4 Grad halten; C</td></tr><tr><td>1 Tablette in 1 ml ist eine 40-fache Lösung, die bei -20 & Grad aufbewahrt werden kann; C</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DNaseI</td><td>EUROMEDEX</td><td>1307</td><td>Bei -20° halten; </td></tr><tr><td>C-Homogenisator (EmulsiFlex-C3)</td><td>Die AVESTIN-Lyse</td><td></td><td>wird bei 4 &° C durchgeführt. C</td></tr><tr><td>Pierce&Handel; Ungefärbtes Protein MW Marker</td><td>Pierce</td> 266109 aktive humane MEK1-Kinase<td></td><td></td></tr><tr><td>, GST Tagged</td><td>Sigma</td><td>M8822</td><td>Halten bei -80 &de; C</td></tr><tr><td>AKT&Auml; Reines Chromatographie-System</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td>FPLC</td></tr><tr><td>HiTrap SP Sepharose FF (5 ml Säule)</td><td>GE Healthcare</td><td>17-5156-01</td><td>Kationenaustausch-Chromatographie-Säulen</td></tr><tr><td>HiPrep 26/10 Entsalzung</td><td>GE Healthcare</td><td>17-5087-01</td><td>Protein-Entsalzungssäule</td></tr><tr><td>PD MidiTrap G-25</td><td>GE Healthcare</td><td>28-9180-08</td><td>Protein-Entsalzungssäule</td></tr><tr><td>Tris D11, 97% D</td><td>Cortecnet</td><td>CD4035P5</td><td>Deuterierter NMR-Puffer</td></tr><tr><td>5 mm Symmetrisches Mikroröhrchen SHIGEMI D2O (5er-Set Innen- und Außenrohr)&nbsp;</td><td>Euriso-top</td><td>BMS-005B</td><td>NMR Shigemi Tubes</td></tr><tr><td>eVol Kit-Elektronische Spritze Starter Kit</td><td>Cortecnet</td><td>2910000</td><td>Pipettieren</td></tr><tr><td>Bruker 900 MHz AvanceIII mit einem Kryo-Dreifachresonanz-Sondenkopf</td><td>Bruker</td><td></td><td>NMR-Spektrometer für die Datenerfassung</td></tr><tr><td>Bruker 600 MHz Avance mit einem Kryo-Dreifachresonanz-Sondenkopf</td><td>Bruker</td><td></td><td>NMR-Spektrometer für die Datenerfassung</td></tr><tr><td>TopSpin 3.1</td><td>Bruker</td><td></td><td>Erfassungs- und Verarbeitungssoftware für NMR-Experimente</td></tr><tr><td>Sparky 3.114</td><td>UCSF (T. D. Goddard und D. G. Kneller)</td><td></td><td>Software zur Analyse von NMR-Daten</td></tr></tbody></table>

kernresonanzspektroskopie zur identifizierung von multiple phosphorylierungen von intrinsisch ungeordneten proteinen

Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy for the Identification of Multiple Phosphorylations of Intrinsically Disordered Proteins

Aggregate des neuronalen Tau-Proteins befinden sich in Neuronen von Alzheimer-Patienten. Die Entwicklung der Krankheit geht mit einer erhöhten, abnormalen Phosphorylierung von Tau einher. Im Zuge der molekularen Untersuchung der Tau-Funktionen und -Dysfunktionen bei der Erkrankung wird die Kernspinresonanzspektroskopie (NMR) eingesetzt, um die mehrfachen Phosphorylierungen von Tau zu identifizieren. Wir präsentieren hier detaillierte Protokolle der rekombinanten Produktion von Tau in Bakterien, mit Isotopenanreicherung für NMR-Studien. Es werden Reinigungsschritte beschrieben, die sich die Wärmestabilität und den hohen isoelektrischen Punkt von Tau zunutze machen. Das Protokoll für die in vitro Phosphorylierung von Tau durch rekombinant aktiviertes ERK2 ermöglicht die Erzeugung mehrerer Phosphorylierungen. Die Proteinprobe ist zum Zeitpunkt dieser Schritte bereit für die Datenerfassung. Als nächstes wird die Parametereinstellung zum Starten der Aufzeichnung auf dem Spektrometer betrachtet. Abschließend wird die Strategie zur Identifizierung von Phosphorylierungsstellen von modifiziertem Tau auf der Grundlage von NMR-Daten erläutert. Der Nutzen dieser Methodik im Vergleich zu anderen Techniken zur Identifizierung von Phosphorylierungsstellen, wie z. B. Immundetektion oder Massenspektrometrie (MS), wird diskutiert.

3A zeigt eine Hauptabsorptionspeaks bei 280 nm während des Elutionsgradienten beobachtet. Dieser Peak entspricht gereinigtes Tau-Protein über dem Chromatogramm auf dem Acrylamidgel gesehen wie. Figur 3B zeigt eine gut getrennt Absorptionsmaximum bei 280 nm und die Spitzen der Leitfähigkeit, so dass das Entsalzen des Proteins effizient ist. Figur 4 zeigt Proteingel-shift beobachtet durch SDS-PAGE - Analyse 16 charakteristisch für multiple Proteinphosphorylierung (vergleiche Spuren...

Wir beschreiben hier eine Methode zur Identifizierung mehrerer Phosphorylierungen eines intrinsisch ungeordneten Proteins mittels Kernspinresonanzspektroskopie (NMR), wobei das Tau-Protein als Fallstudie verwendet wird. Rekombinantes Tau wird vor der Datenerfassung und -analyse in vitro durch eine Kinase isotopenangereichert und modifiziert.

Kernresonanzspektroskopie zur Identifizierung von Multiple Phosphorylierungen von intrinsisch ungeordneten Proteinen

Aggregates of the neuronal Tau protein are found inside neurons of Alzheimer's disease patients. Development of the disease is accompanied by increased, ...

Das übergeordnete Ziel dieser Methodik ist die Identifizierung der multiplen Phosphorylierung eines intrinsisch ungeordneten Proteins durch Kernspinresonanzspektroskopie am Beispiel des Tau-Proteins. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen der molekularen Regulation im Zusammenhang mit Krankheiten zu beantworten, wie z.B. den Einfluss der Phosphorylierung auf die Interaktion des Proteins mit seinem molekularen Partner. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass wir die ortsspezifische Phosphorylierung in einem ungeordneten Protein identifizieren und mit strukturellen und funktionellen Veränderungen in Verbindung bringen können.Diese Methode kann einen Einblick in die Funktion geben. Es kann auch auf andere Proteine angewendet werden, wie z. B. die ungeordneten Überreste des DNA-Proteins aus dem aPtc-Virus. Die Anwendungen dieser Technik erstrecken sich auf die Therapie durch die Entwicklung von Protein-Protein-Interaktionsinhibitoren. Diese Methode wird von Clement Danis, Clement Despres, Luiza Bessa und Hamida Merzougui, den Doktoranden unserer Gruppe, demonstriert.Mischen Sie zunächst vorsichtig 50 Mikroliter kompetenter BL21-Zellen mit 100 Nanogramm Plasmid-DNA, wobei Sie 10 bis 15 Millionen Kolonien pro Mikrogramm Plasma-DNA in einem 1,5-Milliliter-Kunststoffröhrchen bilden. Nachdem Sie das Zellgemisch 30 Minuten lang auf Eis gelegt haben, schocken Sie es 10 Sekunden lang bei 42 Grad Celsius. Stellen Sie die Tube dann wieder für fünf Minuten auf Eis, bevor Sie einen Milliliter Luria Bertani oder LB Medium bei Raumtemperatur hinzufügen.Inkubieren Sie die Bakteriensuspension bei 37 Grad Celsius für 30 Minuten unter sanftem Rühren. Verteilen Sie mit einem Spreizer 100 Mikroliter der Zellsuspension gleichmäßig auf eine Agarplatte aus LB-Medium, die 100 Mikrogramm pro Milliliter Ampicillin-Antibiotikum enthält. Inkubieren Sie die Auswahlplatte 15 Stunden lang bei 37 Grad Celsius.Als nächstes wird 300 Milligramm Stickstoff 15 und mit Kohlenstoff 13 angereichertes Medium, ein Gramm Stickstoff 15 Ammoniumchlorid und zwei Gramm Kohlenstoff 13 markierte Glukose in 10 Millilitern M9 Medium aufbereitet. Der Filter sterilisiert die Isotopenlösung mit einem 0,2-Mikron-Filter direkt in das M9-Medium. Mit einer Pasteurpipette suspendieren Sie eine Kolonie des rekombinanten Plasmas transformierte Bakterien aus der Selektionsplatte in 20 Milliliter LB-Medium, ergänzt mit 100 Mikrogramm pro Milliliter Ampicillin.Inkubieren Sie das beimpfte Medium bei 37 Grad Celsius für etwa sechs Stunden. Messen Sie die optische Dichte bei 600 Nanometern oder OD600 mit einem Milliliter einer zehnfachen Verdünnung der Bakterienkultur in einer Kunststoffspektrometer-Küvette. Geben Sie dann 20 Milliliter der gesättigten LB-Kultur zu einem Liter M9-Wachstumsmedium, das mit Ampicillin in einem Zwei-Liter-Erlenmeyerglas-Kulturkolben ergänzt wird.Stellen Sie den Kulturkolben in einen programmierbaren Inkubator, der auf 10 Grad Celsius und 50 U/min eingestellt ist. Programmieren Sie den Inkubator so, dass er am frühen Morgen des nächsten Tages auf 200 U/min und 37 Grad Celsius umschaltet. Messen Sie den OD600 an einem Milliliter Bakterienkultur in einer Kunststoffspektrometerküvette.Fügen Sie 400 Mikroliter einer molaren IPTG-Stammlösung hinzu, wenn der OD600 einen Wert von etwa 1,0 erreicht, um die Expression des rekombinanten Tau-Proteins zu induzieren. Nachdem Sie die Bakterienzellen weitere drei Stunden lang bei 37 Grad Celsius inkubiert haben, sammeln Sie sie durch Zentrifugation bei 5.000 mal g für 20 Minuten. Tauen Sie das bakterielle Zellpellet auf und resuspendieren Sie es gründlich in 45 Millilitern Kationenaustauscherpuffer A, frisch ergänzt mit 1x Proteasehemmer-Cocktail DNasel 1.Zerstören Sie die Bakterienzellen mit einem Hochdruck-Homogenisator bei 20.000 PSI, drei bis vier Durchgänge sind notwendig, um die Zellen angemessen aufzubrechen. Zentrifugieren Sie die zerfallenen Zellen 40 Minuten lang bei 20.000 g g, um das unlösliche Material zu entfernen. Erhitzen Sie den Bakterienzellextrakt 15 Minuten lang bei 75 Grad Celsius im Wasserbad.Nach einigen Minuten wird ein weißer Niederschlag beobachtet. Zentrifugieren Sie dann den erhitzten Extrakt bei 15.000 g für 20 Minuten und halten Sie den Überstand mit dem hitzestabilen Tau-Protein haltbar. Führen Sie anschließend eine Kationenaustauschchromatographie auf einem starken CEX-Harz durch, das als 5-Milliliter-Bettsäule mit einem schnellen Proteinflüssigkeitschromatographiesystem verpackt ist.Stellen Sie die Flussrate auf 2,5 Milliliter pro Minute ein und äquilibrieren Sie die Säule in CEX A-Puffer. Laden Sie als Nächstes den 60 bis 70 Milliliter erhitzten Tau-Extrakt mit einer Probenpumpe und sammeln Sie den Durchfluss für die Analyse, um zu überprüfen, ob das Tau-Protein effizient an das Harz bindet. Waschen Sie das Harz mit CEX A-Puffer, bis die Extinktion bei 280 Nanometern wieder auf dem Ausgangswert liegt.Programmieren Sie den FPLC mit einem Gradienten von bis zu 25 % CEX B-Puffer in 10 Säulenvolumina, um 250 Millimolar Natriumchlorid zu erreichen. Anschließend wird 50 % CEX B-Puffer in fünf Säulenvolumina verwendet, um 500 millimolare Natriumchloride zu erreichen. Erhöhen Sie schließlich den Gradienten auf 100 % CEX B-Puffer in zwei Säulenvolumina, um ein molares Natriumchlorid zu erreichen.Sammeln Sie 1,5 Milliliter Fraktionen während der Elutionsschritte. Führen Sie dann einen Pufferaustausch auf dem Tau durch, das gepoolte Fraktionen enthält. Äquilibrieren Sie eine Entsalzungssäule mit einem 53-Milliliter-G25-Harz-Füllbett in 15 Millimolar Ammoniumbicarbonat-Puffer unter Verwendung eines FPLC-Systems.Stellen Sie die Flussrate auf fünf Milliliter pro Minute ein und injizieren Sie die Tau-Probe über eine Fünf-Milliliter-Injektionsschleife auf die Säule. Sammeln Sie die Fraktionen, die dem Absorptionspeak bei 280 Nanometern entsprechen. Bündeln Sie alle Tau-Fraktionen, bevor Sie die Probe in die Röhrchen verteilen.Wählen Sie diese Röhrchen so, dass das Volumen der Lösung im Vergleich zum Volumen des Röhrchens klein ist. Anschließend werden mit einer Nadel Löcher in die Röhrchenkappen gestanzt, bevor die Tau-Proben bei minus 80 Grad Celsius für die spätere Gefriertrocknung eingefroren werden. Solubilisieren Sie vier Milligramm lyophilisierten Stickstoff 15 und Kohlenstoff 13, angereichert mit phosphoryliertem Tau, in 400 Mikrolitern NMR-Puffer.Fügen Sie fünf Prozent Deuteriumoxid für die Feldkopplung des NMR-Spektrometers und ein millimolares TMSP als interne NMR-Signalreferenz hinzu. Fügen Sie außerdem 10 Mikroliter einer 40-EK-Stammlösung eines vollständigen Proteasehemmer-Cocktails hinzu. Übertragen Sie die Probe in ein Fünf-Milliliter-NMR-Röhrchen mit einer elektronischen Spritze mit langer Nadel oder mit einer Pasteurpipette.Verschließen Sie den NMR-Schlauch mit dem Kolben. Entfernen Sie alle Luftblasen, die zwischen dem Kolben und der Flüssigkeit eingeschlossen sind, indem Sie den Kolben bewegen. Setze den NMR-Schlauch in einen Spinner ein.Verwenden Sie das entsprechende Messgerät, um die vertikale Position im Spinner so einzustellen, dass sich der größte Teil der Probenlösung in der NMR-Spule befindet. Starten Sie anschließend den Luftstrom im NMR-Instrument, indem Sie im Fenster Magnet Control System auf Lift klicken. Platzieren Sie den Spinner vorsichtig mit dem Rohr im Luftstrom oben an der Magnetbohrung.Stoppen Sie dann den Luftstrom und lassen Sie den Schlauch in den Sondenkopf innerhalb des Magneten absinken. Nachdem Sie die Probe auf 25 Grad Celsius äquilibriert haben, geben Sie ATMM in die Befehlszeile ein, um eine halbautomatische Abstimmung und Anpassung des Sondenkopfes durchzuführen und die Energieübertragung zu optimieren. Klicken Sie dann im Fenster Magnetsteuerungssystem auf Sperre, um die Feldfrequenzsperre des Spektrometers zu aktivieren.Starten Sie den Shimming-Vorgang, um die Homogenität des Magnetfelds an der Position der Probe zu optimieren, indem Sie zuerst TopShim GUI in die Befehlszeile eingeben, um das Shim-Fenster zu öffnen. Klicken Sie dann im Shim-Fenster auf Start. Überprüfen Sie die verbleibende B0-Standardabweichung, um sicherzustellen, dass die Unterlegscheiben optimal sind.Kalibrieren Sie als Nächstes den P1-Parameter, der die Länge eines Protonen-Hochfrequenzpulses in Mikrosekunden angibt. Dieser Parameter ist notwendig, um eine 90-Grad-Drehung der Protonenspinmagnetisierung zu erhalten. Streben Sie den 360-Grad-Puls mit einem eindimensionalen Spektrum von Wasserprotonen an.Passen Sie den Frequenzversatz an, indem Sie den Parameter O1 auf die Protonenwasserfrequenz im eindimensionalen Spektrum einstellen. Starten Sie schließlich die Erfassung des eindimensionalen Protonenspektrums, indem Sie ZG in die Befehlszeile eingeben. Ein repräsentatives Ergebnis der Aufreinigung von rekombinantem Tau zeigt einen großen Absorptionspeak bei 280 Nanometern, der während des Elutionsgradienten beobachtet wurde.Dieser Peak entspricht dem gereinigten Tau-Protein, wie es auf dem Acrylamid-Gel über dem Chromatogramm zu sehen ist. Das Chromatogramm zur Entsalzung des rekombinanten gereinigten Tau zeigt, dass der Absorptionspeak bei 280 Nanometern und der Peak der Leitfähigkeit gut voneinander entfernt sind, um sicherzustellen, dass die Entsalzung des Proteins für den Lyophilisationsschritt effizient ist. Das eindimensionale NMR-Spektrum des rekombinanten Stickstoffs 15 tau bei 900 Megahertz bestätigt, dass ein NMR-Signal aus der Proteinprobe nachgewiesen werden kann.Ein gutes Signal-Rausch-Verhältnis zeigt an, dass die grundlegenden Erfassungsparameter korrekt eingestellt wurden. Das zweidimensionale Spektrum des phosphorylierten Proteins zeigt eine gute Auflösung, die Resonanzen sind schmal und gut getrennt. Die Resonanzen im Bereich des rot umrandeten Spektrums entsprechen den phosphorylierten Resten.Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie in der Lage sein, ein rekombinantes Protein mit einfach zu pickender Markierung herzustellen, dieses Protein aufzureinigen und den Basisparameter für die Spektraldatenerfassung einzurichten. Sobald dieses Protokoll gemeistert ist, kann es in zwei Wochen erstellt werden, wenn es richtig organisiert ist. Vergessen Sie nicht, dass bei der NMR-Spektroskopie sehr starke Magnete verwendet werden, die nicht mit metallischen Objekten angenähert werden dürfen.Bei diesem Verfahren ist es wichtig, sich daran zu erinnern, dass diese anderen Proteine empfindlich auf die Proteaselyse reagieren und eine Reihe von Vorsichtsmaßnahmen getroffen werden müssen, um den Abbau der Probe zu vermeiden. Nach diesem Verfahren können andere Methoden wie die Festkörper-NMR angewendet werden, um die Amyloid-ähnlichen Aggregate zu untersuchen, die oft von ungeordneten Proteinen gebildet werden. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik Forschern auf dem Gebiet der chemischen Biologie den Weg, Wirkstoffe mit serapatischem Potenzial in vitro-Modellsystemen zu erforschen.

nuclear-magnetic-resonance-spectroscopy-for-identification-multiple

Research

Forschung

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemie

Dieses Video zeigt die Verwendung von Techniken der Kernspinresonanzspektroskopie (NMR), um mehrere Phosphorylierungen in einem Protein zu identifizieren. Die Phosphorylierung eines Proteins an einer bestimmten Aminosäure bewirkt die Abschirmung des benachbarten Amidwasserstoffs, wodurch die spektrale Differenz erzeugt wird.

Kernspinresonanzspektroskopie zur Identifizierung mehrerer Phosphorylierungen in Proteinen

Hier beschreiben wir ein Protokoll für die Reinigung und Charakterisierung von Pflanzenproteinkomplexen. Wir zeigen, dass durch Immunpräzipitation ein einzelnes Protein in einem Komplex, so können wir seine post-translationale Modifikationen und seinen Interaktionspartner zu identifizieren.

Bezeichnung des Post-translationale Modifikationen von Pflanzenproteinkomplexe

Konformationsänderungen Flexibilität spielt eine entscheidende Rolle bei der Proteinfunktion. Hier beschreiben wir die Verwendung von zeitaufgelöster Elektrospray-Ionisations-Massenspektrometrie gekoppelt Wasserstoff-Deuterium-Austausch für die schnellen Strukturveränderungen Sondieren, die Funktion in geordneten und ungeordneten Proteinen treiben.

Zeitaufgelöste Elektrospray-Ionisations Wasserstoff-Deuterium-Austausch-Massenspektrometrie zur Struktur Protein Studium und Dynamik

Peptid-Konkurrenz-Assays sind weit verbreitet in einer Vielzahl von molekularen und immunologischen Experimenten verwendet. Dieses Papier beschreibt eine detaillierte Methode für einen in vitro- Oligopeptid-konkurrierenden Kinase-Assay und die damit verbundenen Validierungsverfahren, die nützlich sein können, um spezifische Phosphorylierungsstellen zu finden.

Oligopeptid-Konkurrenz-Assay zur Phosphorylierungsbestimmung

Strukturen der supramolekularen Protein Baugruppen in atomarer Auflösung sind wegen ihre entscheidende Rolle in einer Vielzahl von biologischen Erscheinungen von hoher Relevanz. Hier präsentieren wir ein Protokoll, um hochauflösende strukturelle Studien unlöslich und nichtkristalline makromolekularen Protein-Assemblys durch Magie-Winkel drehen Festkörper-Kernspinresonanz-Spektroskopie (MAS-NMR) durchführen.

Atomarer Skala strukturelle Studien der makromolekularen Versammlungen von Festkörper-NMR-Spektroskopie

Cyclin-abhängige Kinase 1 (Cdk1) wird in der G2-Phase des Zellzyklus aktiviert und reguliert viele zelluläre Signalwege. Hier präsentieren wir ein Protokoll für eine in-vitro- Kinase Assay mit Cdk1, wodurch die Identifizierung von Cdk1-spezifische Phosphorylierung Websites für zellulare Ziele von diesem wichtigen Kinase.

Identifizierung von Cyclin-abhängige Kinase 1 spezifische Phosphorylierung Websites durch eine In-vitro- Kinase Assay

Es wird ein Protokoll für die Anwendung der NMR-Spektroskopie zur Verstärkung der paramagnetischen Relaxation vorgestellt, um schwache und transiente inter- und intramolekulare Wechselwirkungen in intrinsisch ungeordneten Proteinen zu detektieren.

Paramagnetische Relaxationsverstärkung zur Detektion und Charakterisierung von Selbstassoziationen von intrinsisch ungeordneten Proteinen

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Probenvorbereitung und Datenanalyse zur Quantifizierung der Proteinphosphorylierung unter Verwendung eines verbesserten Einzelmolekül-Pulldown-Assays (SiMPull).

Ein optimierter Einzelmolekül-Pulldown-Assay zur Quantifizierung der Proteinphosphorylierung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Anreicherung von endogenen Phosphoproteinphosphatasen und ihren interagierenden Proteinen aus Zellen und Geweben und deren Identifizierung und Quantifizierung durch massenspektrometriebasierte Proteomik vor.

Ein massenspektrometriebasierter Ansatz zur Identifizierung von Phosphoproteinphosphatasen und ihren Interaktoren

Die Kernspinresonanzspektroskopie (NMR) kann die Dynamik von Strukturproteinen rückstandsspezifisch charakterisieren. Wir bieten ein praxisorientiertes Protokoll für die Aufzeichnung von NMR 15N R1 und R2 Relaxations- und {1H}-15N heteronuklearen Overhauser Effekt (hetNOE) Experimenten, das für die Zeitskala von Pikosekunden bis Nanosekunden empfindlich ist.

NMR 15N-Relaxationsexperimente zur Untersuchung der Strukturdynamik von Proteinen in Pikosesekunden bis Nanosekunden

Lernen Sie die Kernresonanzspektroskopie zur Identifizierung multiplier Phosphorylierungen intrinsisch ungeordneter Proteine am Beispiel von Tau-Protein. Diese Methode ermöglicht ortsspezifische Analyse und therapeutische Anwendungen.

Kernresonanzspektroskopie zur Identifizierung von Multiple Phosphorylierungen von intrinsisch ungeordneten Proteinen

Weitere Videos entdecken