Name: Eine einfache Methode zur Isolierung der Sojabohne Protoplasten und Anwendung auf vorübergehende Genexpressionsanalysen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 22 s
Description: Lernen Sie eine einfache Methode zur Isolierung von Sojabohnen-Protoplasten für die Analyse regulatorischer Mechanismen in lebenden Zellen. Dieses Protokoll ermöglicht die Herstellung großer Mengen einheitlicher Protoplasten.

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Diese Arbeit wurde von der Pflanze Genome Research Program von der National Science Foundation (NSF-PGRP-IOS-1339388) unterstützt.

1. Wachstum der Pflanzen
<ol><li>Säen von 5-10 Soja (Williams 82) in einem 13 cm-Topf im Gewächshaus unter Bedingungen der langen Tage (16 h Licht bei 1.500 µmol m-2 s-1) bei 25 ° C auf die benutzerdefinierte Erdmischung für Soja (1:1:1 Verhältnis von Erde, Perlite und Torpedo Sand).</li>
</ol>2. Vorbereitung von Plasmid DNA
<ol><li>Mit einem sterilen Pipettenspitze oder Zahnstocher, wählen Sie eine einzelne Kolonie oder gefrorenen Glycerin Lager von E. Coli tragen das Plasmid enthält das gen des Interesses und in 20 mL Luria-Bertani (LB) flüssigen Medium mit geeigneten Antibiotika in ein 50 mL Fläschchen zu impfen.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Flasche bei 37 ° C über Nacht in einen Shaker geben. Sammeln Sie die Bakterien, indem die Federung bei 12.000 x g bei Raumtemperatur für 5 min Zentrifugieren und den Überstand verworfen. Extrahieren Sie und zu reinigen Sie das Plasmid des Herstellers Verfahren ein Plasmid Prep Kit.</li>
</ol>(3) Protoplasten Isolierung
<ol><li>Schneiden Sie neu erweiterten unifoliate Blätter von 10 - Tage alten Sojabohnen Keimlinge (Abbildung 1). Hinweis: Auswahl von Blättern in einer entsprechenden Entwicklungsstadium ist der Schlüssel zum Erfolg für Sojabohnen Protoplasten Vorbereitung. Verwenden Sie nur gerade erweitert Blätter in frühen Entwicklungsstadien. Als ältere Blätter werden Zellwände schwieriger um zu verdauen.</li>
	<li>Mit einer frischen Rasierklinge entfernen der Mittelrippe aus der unifoliate Blatt und dann schneiden Sie die Reste in 0,5-1 mm Streifen. Hinweis: Zwei unifoliate Blätter in 10 mL Enzymlösung verdaut geben ausreichende Protoplasten für mehr als 10 Transformationen.</li>
	<li>Das Blatt Streifen mit einer Zange, Transfer sofort und sanft in 10 mL frisch zubereitete Enzymlösung (Tabelle 1) in der 15 mL Tube. Vakuum Infiltrat Streifen das Blatt für 15 min bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Blatt-Streifen in der Enzymlösung mit sanften Agitation (40 u/min) unter schlechten Lichtverhältnissen für 4-6 h bei Raumtemperatur. Stellen Sie sicher, dass das Enzymlösung Gelb-Grün dreht, da Protoplasten veröffentlicht werden. Überprüfen Sie die Enzym/Protoplasten Lösung unter dem Mikroskop (X10). Hinweis: Die veröffentlichten Protoplasten sind kugelförmige geprägt, während die unverdauten Zellen unregelmäßig oder ovale Form haben.</li>
	<li>Übertragen Sie die 10 mL der Lösung Enzym/Protoplasten in einem 50 mL-Tube vorsichtig gießen und 10 mL W5 Lösung (Tabelle 1) bei Raumtemperatur, die Verdauung zu stoppen. Invertieren Sie das Rohr sanft ein paar Mal. Füllen Sie vorsichtig die Enzym/Protoplasten Lösung auf eine saubere 75 µm-Nylon-Mesh platziert eine 50 mL-Tube, unverdaute Blatt Gewebe zu entfernen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie durchströmten Enzym/Protoplasten Lösung bei 100 X g in der 50 mL Tube für 1-2 min bei Raumtemperatur. Entfernen Sie vorsichtig den Überstand mit einer serologischen 10 mL-Pipette ohne störende Protoplasten Pellet.</li>
	<li>Die Protoplasten Aufschwemmen und zu einer Konzentration von 2 x 105 mL-1 in gekühlten W5-Lösung bei 4 ° C von Protoplasten zählen auf eine Hemacytometer unter dem Mikroskop (x10) verdünnen. Halten Sie die Protoplasten für 30 min auf Eis.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Suspension 100 X g für 1-2 min bei Raumtemperatur und entfernen Sie vorsichtig die W5-Lösung mit einer 1-mL-Pipette ohne störende Protoplasten Pellet. Aufschwemmen der Protoplasten in MMG Lösung (Tabelle 1) in einer Konzentration von 2 x 105 mL-1 bei Raumtemperatur.</li>
</ol>4. Protoplasten transformation
<ol><li>Machen Sie 100 µL-Aliquots von Protoplasten (2 x 104 Protoplasten bei 2 x 105 mL-1) in 1,5 mL geringe Haftung Mikrozentrifugenröhrchen mit unbeschnittenen 200 µL Pipettenspitzen. Setzen Sie eine aliquote beiseite, um als negative Kontrolle dienen. Fügen Sie 10 µL Plasmid (10-20 µg) in jede der übrigen aliquoten von Protoplasten.</li>
	<li>Fügen Sie langsam 110 µL frisch zubereitete PEG-Lösung (Tabelle 1 hinzu) an der Innenwand der 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch, und dann invertieren Sie sanft zu und drehen Sie das Rohr, bis die Lösung homogen wird.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Verwandlung-Mischung bei Raumtemperatur für 15 min.</li>
	<li>Um die Transformation zu stoppen, der 1,5 mL Tube bei Raumtemperatur langsam 400 µL W5-Lösung hinzu und invertieren Sie das Rohr sanft zu, bis die Lösung homogen wird. Zentrifugieren Sie das Rohr bei 100 g für 1-2 min bei Raumtemperatur und verwerfen Sie den Überstand mit einer Pipette zu.</li>
	<li>Das Rohr 1 mL WI-Lösung (Tabelle 1) hinzu und Aufschwemmen von 1-bis 2-mal sanft pipettieren. Fügen Sie 1 mL 5 % (Vol/Vol) sterile Kälberserum in jede Vertiefung einer Gewebekultur 6-Well-Platte Beschichten der Oberfläche zu verhindern, dass die Protoplasten festhalten an der Platte.</li>
	<li>Verwerfen Sie nach ein paar Sekunden die Kälberserum mit einer Pipette. Die resuspendierte Protoplasten in einen Brunnen der Kultur-Platte zu übertragen. Die Platte mit einem Deckel abdecken.</li>
</ol>5. Protoplasten Inkubation und Ernte
<ol><li>1-2 Tage im Dunkeln inkubieren Sie die Protoplasten bei Raumtemperatur. Hinweis: Wir fanden, dass zwei Tagen Inkubation stärkeren fluoreszierendes Protein-Signal in der Regel im Vergleich zu einem eintägigen Inkubation ergibt und das fluoreszierende Protein-Signal für bis zu 3-4 Tage dauern kann.</li>
	<li>Übertragen Sie die Protoplasten-Lösung auf einem 1,5 mL geringe Haftung Microcentrifuge Schlauch. Zentrifugieren Sie das Rohr 100 X g für 1-2 min bei Raumtemperatur Protoplasten zu ernten. Entfernen Sie den Überstand mit einer Pipette und übertragen Sie 10 µL Protoplasten auf einen Objektträger.</li>
	<li>Fluoreszenzsignal unter Fluoreszenz oder der konfokalen Mikroskopie zu beobachten. Verwenden Sie nicht-transformierten Protoplasten als Negativkontrolle (kein Signal sollte eingehalten werden).</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessenkonflikte.

Dieses Protokoll für die Isolierung von Soja Protoplasten und die Anwendung auf transiente Expression Studien wurde gründlich getestet und funktioniert sehr gut in unserem Labor. Die Verfahren sind einfach und leicht und erfordern ordentliche Ausrüstung und minimalen Kosten. Unser Protokoll liefert große Mengen an gleichbleibende hohe Qualität Protoplasten im Vergleich zu bereits gemeldeten Methoden34,35,36,<sup class...

Protoplasten sind Pflanzenzellen, die Zellwände entfernt haben. Sie pflegen die meisten Funktionen und Aktivitäten von Pflanzenzellen, Protoplasten sind ein gutes Modellsystem zur Beobachtung und Auswertung der vielfältigen zelluläre Ereignisse, und wertvolle Tools für die somatische Hybridisierung1 zu studieren und Werk Regeneration2. Protoplasten wurden für Werk Verwandlung3,4,5, ebenfalls weit verbreitet genutzt, da Zellwände sonst den Durchgang von DNA in die Zelle blockieren würde. Protoplasten besitzen einige der physiologischen Reaktionen und zelluläre Prozesse der intakten Pflanzen, daher bietet Grundwert in der Grundlagenforschung, Protein subzelluläre Lokalisation6,7,8zu studieren, Protein-Protein Interaktionen9,10und Promotor-Aktivität11,12,13 in Leben Zellen.
Die Isolation der Pflanze Protoplasten wurde erstmals 196014 gemeldet und die Protokolle für Isolation und Transformation von Protoplasten entwickelt und optimiert wurden. Ein Standardverfahren der Protoplasten Isolation beinhaltet das Schneiden der Blätter und enzymatische Verdauung der Zellwände, gefolgt von Trennung von freigegebenen Protoplasten von Gewebe nicht verdaut Schutt. Transformationsstrategien umfasst Elektroporation15,16, Mikroinjektion17,18und Polyethylenglykol (PEG)4,5,19 Methoden. Eine Vielzahl von Arten gemeldet wurden erfolgreich für die Protoplasten Isolierung, einschließlich Zitrusfrüchte20, Brassica21, Solanaceae22 und anderen Zierpflanzen Familien23,24. Während verschiedene Gewebetypen in verschiedenen Arten verwendet werden, wurde ein System von transienten Expression in Arabidopsis Mesophyll Protoplasten (TEAMP) aus den Blättern der Modellpflanze Arabidopsis Thaliana isoliert gut etablierte25 und weit verbreiteten für vielfältige Anwendungen.
Sojabohne (Glycine max (L.) GESEG.) gehört zu den wichtigsten Protein und Öl Nutzpflanzen26. Im Gegensatz zu Arabidopsis und Reis transgene Sojapflanzen zu erhalten gilt eher schwierig und geringe Effizienz. Agrobacterium Tumefaciens-vermittelten Infiltration ist im Volksmund für transiente Genexpressionsstudien in der Epidermiszellen in Tabak27 und Sämlinge in Arabidopsis28,29, verwendet worden, während Transformation von behaarten Wurzeln in Soja30 Agrobacterium Rhizogenes bestritten. Virusbedingte Gen-Silencing-Ansätze wurden für Herabregulation von Ziel Gene31,32 und transiente Expression33 in einer systematischen Art und Weise genutzt. Protoplasten bieten eine wertvolle und vielseitige Alternative zu diesen Ansätzen. Protoplasten können Soja die oberirdische Materialien entnommen werden und ermöglichen schnelle und synchronisierte Transgene Ausdruck. Jedoch, seit die erste erfolgreiche Isolierung der Sojabohne Protoplasten in 198334gab es nur Berichte über die Anwendung von Protoplasten in Soja35,36,37, 38, in erster Linie aufgrund der relativ niedrigen Erträgen von Soja Protoplasten.
Hier beschreiben wir eine einfache und effiziente Protokoll für die Isolierung von Soja Protoplasten und seinen Antrag auf vorübergehende Genexpressionsstudien. Junge unifoliate Blätter aus Soja-Keimlingen konnten wir große Mengen an lebenswichtigen Protoplasten innerhalb weniger Stunden zu erhalten. Darüber hinaus haben wir einen PEG-Kalzium-vermittelten Transformationsmethode optimiert, die einfache und kostengünstige, DNA in Soja Protoplasten mit hohem Wirkungsgrad zu liefern ist.

<table><tbody><tr><td>MES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M8250-100G</td><td></td></tr><tr><td>Cellulase CELF</td><td>Worthington Biological Corporation</td><td>LS002611</td><td></td></tr><tr><td>Pectolyase Y-23</td><td>BioWorld</td><td>9033-35-6</td><td></td></tr><tr><td>CELLULASE "ONOZUKA" R-10</td><td>Yakult</td><td>10g</td><td></td></tr><tr><td>MACEROZYME R-10</td><td>Yakult</td><td>10g</td><td></td></tr><tr><td>Mannitol</td><td>ICN Biomedicals</td><td>152540</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Fisher</td><td>C79-500g</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td></td><td>NEB R3535S</td><td></td></tr><tr><td>DTT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D5545-5G</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653-1kg</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Fisher</td><td>P217-500g</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M8266-100g</td><td></td></tr><tr><td>PEG4000</td><td>Fluka</td><td>81240</td><td></td></tr><tr><td>Nylon Mesh</td><td>Carolina</td><td>652222N</td><td></td></tr><tr><td>Gewebekulturplatten</td><td>USA Scientific</td><td>CC7682-7506</td><td></td></tr><tr><td>Rasierklingen</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>Hämazytometer</td><td>hausserscientific</td><td>1483</td><td></td></tr><tr><td>QIAprep Spin Miniprep Kit</td><td>Qiagen</td><td>27104</td><td></td></tr><tr><td>EZNA Plasmid Miniprep Kit</td><td>Omega</td><td>D6942-01</td><td></td></tr><tr><td>GeneJET Plasmid Miniprep Kit</td><td>Thermo Scientific</td><td>K0502</td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge 5810</td><td>eppendorf</td><td>5811000827</td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge 5424</td><td>eppendorf</td><td>22620401</td><td></td></tr><tr><td>Jencons Powerpette Plus Pipettierhilfe</td><td>Jencons</td><td>14526-202</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss 710 Konfokalmikroskop</td><td>Zeiss</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Antihaftbeschichtete, RNasefreie Mikrofuge-Röhrchen, 1,5 mL</td><td>Ambion</td><td>AM12450</td><td></td></tr><tr><td>15 mL Zentrifugenröhrchen</td><td>Denville</td><td>C1018-P</td><td></td></tr><tr><td>50 mL Zentrifugenröhrchen</td><td>Denville</td><td>C1060-P</td><td></td></tr><tr><td>Serum für Neugeborene</td><td>Thermo</td><td>Scientific 16010159</td><td></td></tr><tr><td>Erde</td><td>Ingram's Nursery</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Perlit</td><td>Vigoro</td><td>100521091</td><td></td></tr><tr><td>Torpedo Sand</td><td>JKS Ventures</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LB Brühe, Lennox (Pulver)</td><td>Fisher</td><td>BP1427-500</td><td></td></tr></tbody></table>

eine einfache methode zur isolierung der sojabohne protoplasten und anwendung auf vorübergehende genexpressionsanalysen

A Simple Method for Isolation of Soybean Protoplasts and Application to Transient Gene Expression Analyses

Sojabohne (Glycine max (L.) GESEG.) ist eine wichtige Kulturarten und eine Hülsenfrucht-Modell für das Studium der genetischen und biochemischen Wege geworden. Daher ist es wichtig, eine effiziente transiente gen Expressionssystems in Soja zu etablieren. Hier berichten wir ein einfaches Protokoll für die Vorbereitung der Sojabohne Protoplasten und seinen Antrag auf vorübergehende Funktionsanalysen. Wir fanden, dass große Mengen an hochwertigen Protoplasten jungen unifoliate Blätter aus Soja-Keimlingen führte. Durch die Optimierung der PEG-Kalzium-vermittelten Transformationsmethode, erreichten wir hohe Transformationseffizienz mit Soja unifoliate Protoplasten. Dieses System bietet ein effiziente und vielseitige Modell für die Prüfung von komplexen regulatorischen und Signalisierung Mechanismen im live Soja Zellen und können helfen besser zu verstehen, diverse zelluläre, Entwicklungsstörungen und physiologische Prozessen von Leguminosen.

Verschiedene Organe des 10 - Tage alten Sojabohnen für Vorbereitung der Protoplasten (Abbildung 1) getestet wurden und Erträge beobachtet, unter dem Mikroskop (Abbildung 2). Zellwände aus Keimachse und Epicotyl waren kaum verdaut, und einige Zellen geblieben (Abbildung 2 b, 2 C) miteinander verbunden. Im Keimblatt (Abb. 2D) und Wurzel (<strong class="xfi...

Wir entwickelten ein einfaches und effizientes Protokoll für die Herstellung großer Mengen von Soja Protoplasten, komplexe regulatorische und Signalisierung Mechanismen in lebenden Zellen zu studieren.

Eine einfache Methode zur Isolierung der Sojabohne Protoplasten und Anwendung auf vorübergehende Genexpressionsanalysen

Soybean (Glycine max (L.) Merr.) is an important crop species and has become a legume model for the studies of genetic and biochemical pathways. ...

Das übergeordnete Ziel dieser Methode ist es, qualitativ hochwertige Protoplastenzellen aus Sojabohnen zu gewinnen, um Regulations- und Signalmechanismen in lebenden Sojabohnenzellen zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen in regulativen Netzwerken zu beantworten, z. B. was ihr unmittelbares Zielgen ist, der Transfusionsfaktor öffnet, und was ihr Interaktionspartner ist, ein Protein zu öffnen. Der Hauptvorteil dieser Technik ist die Kunst.Es produziert große Mengen an einheitlichen Sojabohnen-Protoplastenzellen, und es ist einfach und leicht. Im Allgemeinen werden Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten haben, da es sehr schwierig ist, schöne Protoplasten aus Sojabohnenblättern zu erhalten, es sei denn, Sie machen in einem bestimmten Stadium ein Einblatt. Die Auswahl der Blätter in einem geeigneten Entwicklungsstadium ist der Schlüssel zu einem erfolgreichen Protoplastenpräparat aus Sojabohnen.Schneiden Sie neu expandierte, einblättrige Blätter von 10 Tage alten Sojakeimlingen ab. Um sicherzustellen, dass, wenn eine Probe einen hohen Protoplastenertrag ergibt, sammeln Sie mindestens drei Proben von einblättrigen Blättern in leicht unterschiedlichen Entwicklungsstadien. Entfernen Sie mit einer frischen Rasierklinge die Mittelrippe von jedem einblättrigen Blatt und schneiden Sie dann die Reste in 0,5 bis einen Millimeter große Streifen.Übertragen Sie die Blattstreifen mit einer Pinzette sofort vorsichtig in 10 Milliliter frisch zubereitete Enzymlösung in einem 15-Milliliter-Röhrchen. Vakuuminfiltrieren Sie die Blattstreifen für 15 Minuten bei Raumtemperatur. Inkubieren Sie die Blattstreifen in der Enzymlösung unter leichtem Rühren bei schwachem Licht für vier bis sechs Stunden bei Raumtemperatur.Wenn Protoplasten freigesetzt werden, färbt sich die Enzymlösung gelbgrün. Überprüfen Sie die Enzym-Protoplasten-Lösung unter dem Mikroskop bei 10-facher Vergrößerung, um die Probe mit dem besten Protoplastenaufschluss auszuwählen. Die freigesetzten Protoplasten haben eine kugelförmige Form, während die unverdauten Zellen unregelmäßige oder ovale Formen haben.Um den Aufschluss zu stoppen, gießen Sie die 10 Milliliter Enzym-Protoplastenlösung mit dem besten Protoplastenaufschluss vorsichtig in ein 50-Milliliter-Röhrchen und fügen Sie 10 Milliliter W5-Lösung bei Raumtemperatur hinzu. Drehen Sie das Rohr einige Male vorsichtig um. Gießen Sie dann die Enzym-Protoplastenlösung vorsichtig in ein sauberes 75-Mikron-Nylonnetz, das auf ein 50-Milliliter-Röhrchen gelegt wird, um das unverdaute Blattgewebe zu entfernen.Als nächstes zentrifugieren Sie den Durchfluss durch die Enzym-Protoplastenlösung bei 100-facher G-Temperatur für ein bis zwei Minuten bei Raumtemperatur. Verwenden Sie dann eine 10-Milliliter-Serologiepipette, um den Überstand vorsichtig zu entfernen, ohne das Protoplastenpellet zu stören. Suspendieren Sie den Protoplasten in gekühlter W5-Lösung und halten Sie das 50-Milliliter-Röhrchen auf Eis.Nach dem Zählen der Protoplastenzahl auf einem Hämozytometer unter dem Mikroskop auf eine Konzentration von zweimal 10 bis zum fünften Protoplasten pro Milliliter in gekühlter W5-Lösung verdünnen. Lassen Sie den Protoplasten 30 Minuten auf Eis. Die Suspension wird bei 100 mal G für ein bis zwei Minuten bei Raumtemperatur zentrifugiert.Verwenden Sie dann eine Ein-Milliliter-Pipette, um die W5-Lösung vorsichtig zu entfernen, ohne das Protoplasten-Pellet zu stören. Resuspendieren Sie den Protoplasten in MMG-Lösung bei Raumtemperatur in einer Konzentration von zweimal 10 bis zum fünften Protoplasten pro Milliliter. Um den Protoplasten für die Umwandlung vorzubereiten, verwenden Sie ungeschnittene 200-Mikroliter-Pipettenspitzen, um 100-Mikroliter-Aliquots von Protoplasten in 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen mit geringer Haftung herzustellen.Ein Aliquot wird als Negativkontrolle beiseite gelegt. Zu dem verbleibenden Aliquot der Protoplasten fügen Sie 10 Mikroliter Plasmid-DNA hinzu. Geben Sie langsam 110 Mikroliter frisch zubereitete Stiftlösung auf die Innenwand des 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchens.Dann das Röhrchen vorsichtig umdrehen und drehen, bis die Lösung homogen wird. Die Transformationsmischungen werden 15 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert. Um die Umwandlung zu stoppen, geben Sie langsam 400 Mikroliter W5-Lösung zu jedem 1,5-Milliliter-Röhrchen bei Raumtemperatur und drehen Sie das Röhrchen vorsichtig um, bis die Lösung homogen wird.Die Röhrchen werden bei 100 mal G für ein bis zwei Minuten bei Raumtemperatur zentrifugiert. Entsorgen Sie den Überstand. Geben Sie einen Milliliter WI-Lösung in jedes Röhrchen.Beschichten Sie die Well-Oberfläche einer Sechs-Well-Gewebekulturplatte, um zu verhindern, dass die Protoplasten an der Platte kleben. Geben Sie einen Milliliter fünf Prozent steriles Kälberserum in jede Vertiefung und entfernen Sie das Kälberserum nach einigen Sekunden mit einer Pipette. Übertragen Sie die resuspendierten Protoplasten in die Vertiefungen der Kulturplatte und decken Sie die Platte mit einem Deckel ab.Vor der Ernte inkubieren Sie die Protoplasten zwei Tage lang bei Raumtemperatur im Dunkeln. Übertragen Sie die Protoplastenlösung nach zwei Tagen in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen mit geringer Adhäsion. Die Röhrchen werden bei 100 mal G für ein bis zwei Minuten bei Raumtemperatur zentrifugiert.Entfernen Sie den Überstand mit einer Pipette. Übertragen Sie 10 Mikroliter Protoplasten auf einen Objektträger. Beobachten Sie Fluoreszenzsignale unter Fluoreszenz- oder Konfokalmikroskopie mit nicht-transformierten Protoplasten als Negativkontrolle.Protoplastenzellen wurden aus verschiedenen Organen von 10 Tage alten Sojabohnen hergestellt und unter dem Mikroskop betrachtet. Zellwände aus hypokaudaler und epikaudaler Form wurden kaum verdaut. Und einige Zellen blieben aneinander gebunden.Bei kaudalem Blei und Wurzel wurden die Zellwände nur in einem kleinen Teil der Zellen entfernt. Im Gegensatz dazu wurde eine große Anzahl von Protoplasten beobachtet, wenn Unifoliat verwendet wurde. Die Sämlinge auf diesem Foto von links nach rechts zeigen einblättrige Blätter, die nicht expandiert, nur expandiert oder vollständig ausgestreckt sind.Während sowohl die unexpandierten als auch die gerade expandierten einblättrigen Blätter zu hohen Erträgen an Protoplasten führten, war die Größe der Protoplasten des gerade expandierten Einblattblatts gleichmäßiger als die des nicht expandierten Einblattblatts. Bei dem vollständig expandierten Unifoliat waren die Zellwände in den meisten Zellen noch intakt. Die Untersuchung einer Reihe unterschiedlicher Mengen an Plasmid-DNA deutete darauf hin, dass größere Mengen an DNA zu einer höheren Transformationseffizienz führten.Konfokale Bilder von Sojabohnen-Protoplasten, die mit dem Konstrukt transformiert wurden, das GFP exprimiert, das mit dem hülsenfruchtspezifischen E1-Gen fusioniert ist, zeigten eine nukleare Lokalisierung des E1-GFP-Fusionsproteins, die mit der vorherigen Studie unter Verwendung des Arabidopsis-Protoplastensystems übereinstimmt. Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, jede experimentelle Bedingung empirisch zu optimieren, wie z. B. die Auswahl des richtigen Stadiums des Blattmaterials, die Länge der Zellwandverdauungszeit, das Konzentrationsalter und die Menge der Plasmid-DNA für die Transformation. Im Anschluss an dieses Verfahren können weitere Methoden wie RNA- und Proteinreplikation durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, z. B. welche Gene oder welche Proteine sind reguliert oder nicht reguliert?Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie qualitativ hochwertige Soja-Protoplastenzellen erhalten können.

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Forschung

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Biology

Biologie

Dieses Video zeigt ein Verfahren zur Isolierung von intakten Protoplasten aus Geweben des 14-Tage alte Keimlinge von Arabidopsis. Da die isolierten Protoplasten intakt bleiben für mindestens 96h und sind aus Sämlingen statt einer Monate alten reifen Pflanzen isoliert, beschleunigt dieses Verfahren Assays erfordert intakte Protoplasten.

Isolation von Protoplasten aus Geweben von 14-Tage alte Keimlinge von Arabidopsis thaliana</em

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Untersuchung Tissue-und Organ-spezifische Phytochrom Antworten mit FACS-gestützte zelltypspezifisch Expression Profiling in Arabidopsis thaliana</em

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