Nicht-invasive High-Throughput-Bestimmung der Schlafdauer bei Nagern

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments ist es, die Gesamtschlafdauer mit hohem Durchsatz und nicht-invasiv zu erfassen. Diese Methode könnte helfen, wichtige Fragen im Schlafbereich zu beantworten, wie z. B. die Gesamtschlafdauer. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie einen hohen Durchsatz aufweist, nicht invasiv und leicht ausführbar ist.

Das Verfahren wird von Abigail Lemons, einer Post-Baccalaure-Absolventin aus dem Labor, demonstriert. Um den Vorgang zu starten, richten Sie einen Detektor gegenüber einem Emitter aus. Stellen Sie sicher, dass die Infrarotstrahlen nach innen gerichtet und auf gleicher Höhe ausgerichtet sind.

Positionieren Sie anschließend mit den mitgelieferten Schrauben die Detektoren und Emitter in der gewünschten Höhe auf dem Metallständer. Diese Höhe sollte so eingestellt werden, dass die Einstreu des Käfigs unter dem Niveau der Infrarotstrahlen liegt, der Strahl jedoch auf der richtigen Höhe ist, um die Aktivität der Tiere zu erkennen. Dadurch entsteht eine Innenfläche von 27 Zentimetern mal 32 Zentimetern.

Verbinden Sie sich dann mit jedem Detektor mit jedem Emitter. Verbinden Sie den Sender mit dem mitgelieferten Hub, der mit dem Empfänger verbunden ist. Führen Sie diese Option sowohl für die X- als auch für die Y-Ebene aus.

Wiederholen Sie dies für alle Setups. Schließen Sie anschließend den Empfänger mit dem mitgelieferten USB-Hub an einen Computer an. Um die Software einzurichten, klicken Sie auf Datei und dann auf Experimentkonfiguration, um die Standard-Experimentkonfiguration zu öffnen.

Klicken Sie dann auf Experiment, Eigenschaften. Klicken Sie anschließend auf die Registerkarte Scannen. Ändern Sie die Scanrate auf 10 Sekunden.

Klicken Sie anschließend auf die Registerkarte "Aktivität". Ändern Sie die Stichprobenrate der Aktivität auf 10 Sekunden. Klicken Sie dann auf Datei, Experimentkonfiguration speichern unter, um diese Konfigurationseinstellungen für zukünftige Experimente zu speichern.

In diesem Schritt werden die Mäuse einzeln in sauberen Käfigen gehalten, die 31 Zentimeter lang und 16,5 Zentimeter breit sind. Um zu verhindern, dass die Mäuse die Einstreu aufbauen und die Balken verstopfen, verwenden Sie Einstreu in einer Tiefe von 3 Millimetern und stellen Sie kein zusätzliches Nistmaterial zur Verfügung. Verschaffen Sie den Mäusen nach Belieben Zugang zu Futter und Wasser mit Hilfe eines Drahtfutterautomaten, der oben auf dem Käfig aufliegt und den Balken nicht im Weg ist.

Füllen Sie bei Bedarf das Futter nach und wechseln Sie die Wasserflaschen, wenn die Käfige während der gesamten Dauer der Studie alle drei bis fünf Tage gewechselt werden. Richten Sie dann den Mauskäfig innerhalb des Infrarotstrahls aus und stellen Sie sicher, dass er ungefähr in der Mitte der Bohnen liegt, um eine vollständige Abdeckung zu gewährleisten. Öffnen Sie nun die Standardkonfigurationsdatei.

Klicken Sie auf Datei, Experimentkonfiguration öffnen, um die gewünschte oder standardmäßige Experimentkonfiguration zu öffnen. Klicken Sie anschließend auf Experiment und dann auf Setup. Legen Sie den Speicherort für die Datendatei sowie den Speicherort für die Sicherungsdatei fest.

Ordnen Sie dann jeder Schlafkammer die Tier-ID zu und geben Sie bei Bedarf das Gewicht des Tieres ein. Wenn eine Kammer im Experiment nicht verwendet wird, wird diese Kammer durch Deaktivieren des Kontrollkästchens deaktiviert. Nachdem Sie die Identifikationsinformationen eingegeben haben, klicken Sie auf Fertig.

Klicken Sie auf Datei, Experiment speichern unter, um die aktuelle Experimentkonfiguration unter dem gewünschten Dateinamen zu speichern. Klicken Sie anschließend auf Experiment, Ausführen, um die Aufzeichnung zu starten. Warten Sie eine Epoche von 10 Sekunden, um sicherzustellen, dass alle Kammern Aktivität aufnehmen.

Da die Tiere gerade erst injiziert wurden, ist es sehr wahrscheinlich, dass sich die Tiere so weit bewegen, dass sie von den Infrarotstrahlen erkannt werden können. Klicken Sie am nächsten Tag zum Zeitpunkt der Injektion auf Experiment und dann auf Stopp, um die Aufzeichnung zu beenden. Klicken Sie anschließend auf Datei, Exportieren, CSVs für das Thema generieren, um die Rohdaten für jede Maus zu sammeln.

Klicken Sie anschließend auf Datei, Exportieren und Schlafanalyse, um die Schlafdatei für jedes Experiment zu exportieren, indem Sie die Rohdatei öffnen. CDTA-Datendatei. Stellen Sie sicher, dass unter Erkennungsparameter Aktivitätsquelle sowohl die Kontrollkästchen für die X-Achse als auch für die Y-Achse aktiviert sind.

Stellen Sie als Nächstes sicher, dass unter Schwellenwertepochen für den Energiesparmodus vier Epochen ausgewählt sind. Stellen Sie sicher, dass unter dem Aktivitätsschwellenwert für den Schlafschwellenwert die Anzahl 0 ausgewählt ist, und überprüfen Sie unter Hell-Dunkel-Zyklus die geeignete Zeit für den Hell-Dunkel-Zyklus. Wählen Sie unter Analysefenster den gewünschten Zeitpunkt für die Analyse aus.

Lassen Sie im Falle der Injektionsstudien den Tag als Standard. Legen Sie die Startzeit auf ExpSTART und die Dauer auf 24:00 Uhr für 24 Stunden fest. Speichern Sie die Konfiguration, um Zeit beim Exportieren von Daten zu sparen. Klicken Sie dann auf Aktualisieren.

Klicken Sie auf CSV-Datei generieren und speichern Sie die Datei am gewünschten Speicherort. Um die Daten für jede Aufzeichnungssitzung zu analysieren, öffnen Sie die Schlafdatei. Um die Probanden-ID zuzuweisen, öffnen Sie die individuelle CSV-Datei für jede Kammer, um die Probanden-ID zu ermitteln.Erfassen Sie den TOT-Schlaf, die Stunden, Minuten und Sekunden, sowohl für die helle als auch für die dunkle Phase für alle Tiere.

Überprüfen Sie die CSV-Datei des jeweiligen Betreffs auf Inkonsistenzen, die auf einen Fehler bei der Aufzeichnung hinweisen. Wenn in einer Ebene hohe Strahlzahlen erkannt werden, in der anderen Ebene jedoch keine Zählungen, deutet dies auf einen Strahlausfall hin. Diese Abbildung zeigt, dass die Mäuse täglich um 9 Uhr morgens IP-Injektionen von Kochsalzlösung oder 30%igem Cyclodextrin erhielten.

in der Lichtphase. Kästchen um die Pfeile zeigen einen Käfigwechsel an. Post-hoc-T-Tests deuten darauf hin, dass sich die Schlafdauer in der Lichtphase am ersten Tag von den anderen Tagen unterschied, was auf die Gewöhnung sowohl an das Schlaf-Setup als auch an die IP-Injektionen hinweist.

Der Schlaf wurde durch Käfigwechsel an den Tagen sechs, neun und 13 im Vergleich zu anderen Tagen reduziert. Die Schlafdauer nach Cyclodextrin-Injektionen war an den Tagen, an denen die Käfige nicht gewechselt wurden, relativ stabil, was darauf hindeutet, dass sich die Mäuse an die IP-Cyclodextrin-Injektionen gewöhnt hatten. Einmal gemeistert, kann die Einrichtung in weniger als einer Stunde durchgeführt werden, und auch die Analyse kann sehr schnell durchgeführt werden.

Im Anschluss an dieses Verfahren können weitere Methoden wie das EEG durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen wie Schlaffragmentierung oder Schlafstadien zu beantworten.