Name: Gerichtete Differenzierung hämogener Endothelzellen aus humanen pluripotenten Stammzellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-03-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 23 s
Description: Lernen Sie die gerichtete Differenzierung hämogener Endothelzellen aus humanen pluripotenten Stammzellen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung des endothelial-hämatopoetischen Übergangs.

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Diese Arbeit wurde teilweise durch die NIH-Zuschüsse HL128064 und U2EB017103 unterstützt. Weitere Unterstützung wurde durch CT Innovations 15-RMB-YALE-04 Grant bereitgestellt.

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Der Autor hat nichts offenzulegen.

Hier werden die Schritte zur Herstellung hämogener Endothelzellen aus humanen embryonalen Stammzellen in ca. 1 Woche unter Verwendung eines murinfütterungs- und serumfreien 2D-Kultursystems skizziert (Abbildung 1). Dieses Protokoll erweitert eine von Sriram et al. (2015) beschriebene Methode, um primordiale ECs38 zu erhalten. Die ursprüngliche Natur und das Spezifikationspotenzial der CD31+ CD45-ECs werden demonstriert, indem diese Zellen auf DLL4-beschicht...

Endothelzellen (ECs) sind eine heterogene Population von Zellen, die im gesamten menschlichen Körper und in technisch hergestellten Geweben mehrere Funktionen erfüllen. Neben der Unterstützung und Regulierung anderer Zelltypen (z. B. Kardiomyozyten1, osteoblastische Zellen2) umfassen diese Funktionen die Bildung einer selektiven Barriere zwischen Blut und Geweben und die Unterstützung der Gewebebildung3. Die Differenzierung reifer ECs während der normalen Entwicklung erfordert vielfältige Signalwege. Primordiale ECs werden von Mesoderm-Vorläuferzellen abgeleitet und dann für reife arterielle, venöse, kapillare und lymphatische Phänotypen spezifiziert4. Darüber hinaus wird eine kleine Untergruppe von ECs im extraembryonalen Dottersack und in der embryonalen Aorta-Gonad-Mesonephros-Region (AGM) ebenfalls als hämogene ECs spezifiziert, aus denen hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen (HSPCs) hervorgehen, die in die fetale Leber und das fetale Knochenmark wandern, wo sie postnatal verbleiben und alle Blutzelltypen während des gesamten Lebens erzeugen4. Die Vielfalt der EC-Phänotypen ist essentiell für die gesamte Gewebeentwicklung und -erhaltung.
Daher sind ECs und ihre Derivate kritische Komponenten von Studien zur Modellierung und Aufklärung von Mechanismen der menschlichen Entwicklung und/oder Krankheit sowie von Anwendungen der regenerativen Medizin und des Tissue Engineering 5,6,7,8. Die Haupteinschränkung für diese Art von Studien ist jedoch die mangelnde Verfügbarkeit von primären Human-ECs in der erforderlichen Menge. Es wurde geschätzt, dass für die meisten therapeutischen Anwendungen mindestens 3 x 108 ECs erforderlich wären6. Um dieses Problem zu lösen, wurde die Verwendung von humanen embryonalen Stammzellen (hES-Zellen) und humanen induzierten pluripotenten Stammzellen (hiPS-Zellen) aufgrund ihres vielfältigen Abstammungspotenzials und ihrer Fähigkeit, eine große Anzahl von Nachkommen zu erzeugen, vorgeschlagen 6,9.
Tatsächlich wurde die Nützlichkeit von Zellen, die aus hES-Zellen oder hiPS-Zellen gewonnen wurden, in mehreren Studien nachgewiesen, die sich auf Krankheitsmodellierung und Arzneimittelscreening konzentrierten10,11,12. Die Organ-on-a-Chip (OOC) -Technologie wurde verwendet, um die Physiologie des menschlichen Körpers genauer zu rekapitulieren, indem Zellen und Gewebe in dreidimensionale Gerüste integriert wurden. Darüber hinaus kann die Verbindung mehrerer einzelner OOCs (ein sogenannter Body- oder Human-on-a-Chip, BOC/HOC) über Mikrofluidik erreicht werden, um ein Übersprechen zwischen den interessierenden Organen13,14,15 zu ermöglichen. Stützgewebe wie das Gefäßsystem sind kritische Bestandteile von OOCs und BOC/HOCs; Die Einbeziehung des Gefäßsystems ermöglicht den Transport von Nährstoffen, Sauerstoff und parakrinen Faktoren durch das Gewebe und fördert dadurch die erforderliche gewebespezifische Mikroumgebung 3,12. Daher sind Methoden zur Ableitung reifer humaner ECs, wie arterielle, venöse, lymphatische und hämogene ECs, entscheidend für die Weiterentwicklung dieser Tissue Engineering-Ansätze.
Es wurden mehrere Protokolle veröffentlicht, in denen die Schritte für die Ableitung humaner Ur- oder Vorläufer-ECs aus hES-Zellen oder hiPS-Zellen detailliert beschrieben sind 5,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 . Viele dieser Protokolle beruhen auf der Bildung von Embryoiden Körpern (EB) oder der Kokultur von ESCs / iPSCs mit einer murinen Feederschicht von Stromazellen. Diese Strategien sind in der Regel schwierig und zeitaufwendig, mit geringen EC-Erträgen und/oder Kontamination menschlicher ECs mit Mauszellen. Protokolle, die strikt auf 2D-Kultur ohne die Verwendung von Stromazellen angewiesen sind, erfordern oft lange Induktionen, verwenden komplexe Kombinationen von Wachstumsfaktoren und / oder Inhibitoren für die Induktion, haben verlängerte Expansionszeiten nach der Zelltrennung oder eine Kombination dieser Faktoren. Die Weiterentwicklung des Wissens über Signalwege und Faktoren, die an der Ableitung reifer EC-Typen in vivo beteiligt sind, bildet die Grundlage für ein einfaches und robustes In-vitro-Differenzierungsprotokoll.
Zuvor wurden Schlüsselrollen für Notch- und Retinsäure (RA)-Signalwege bei der Spezifikation von murinen arteriellen bzw. hämogenen ECs während der Entwicklung identifiziert. Der Notch-Signalweg spielt mehrere Rollen bei der Spezifikation und Aufrechterhaltung des arteriellen EC-Phänotyps. Die Arbeit mit dem murinen retinalen Vaskularisationsmodell identifizierte einen Weg, in dem Flüssigkeitsscherspannung eine Notch-Cx37-p27-Signalachse induziert, die den G1-Zellzyklusstillstand fördert, was die arterielle EC-Spezifikation27 ermöglicht. Es wurde angenommen, dass Zellzykluszustände eine Rolle bei Zellschicksalsentscheidungen spielen, indem sie unterschiedliche Gelegenheitsfenster bieten, in denen Zellen für bestimmte Signale empfänglich sind, die Genexpression und phänotypische Veränderungen induzieren können28. Dieser Notch-vermittelte G1-Arrest ermöglichte die Expression von Genen, die in arteriellen ECs angereichert sind, einschließlich EphrinB2, Cx40, DLL4, Notch1 und Notch 4 (überprüft in29,30). Es wurde auch gezeigt, dass die hämogene EC-Spezifikation in vivo über die RA-Signalisierung31,32 gefördert wird. Zusätzliche Studien zeigten, dass die Expression von c-Kit und Notch p27 stromabwärts der RA-Signalisierung hochreguliert, was eine hämogene Spezifikation im Murindottersack und AGM33 ermöglicht. Murine hämogene ECs können minimal durch Expression sowohl endothelialer (d.h. CD31, KDR) als auch hämatopoetischer (d.h. c-Kit, CD34) Marker identifiziert werden4. Schließlich durchlaufen hämogene ECs einen endothelialen zu hämatopoetischen Übergang (EHT), um HSPCs zu bilden, die zu allen Blutzelltypen 4,34,35 führen können.
Neuere Arbeiten haben getestet, ob dieselbe Signalhierarchie die humane hämogene EC-Spezifikation fördern kann. Dazu wurde ein serum- und feederfreies 2D-Kulturprotokoll zur Ableitung hämogener ECs aus hES-Zellen entwickelt, und diese hämogenen ECs wurden auf Einzelzellebene als CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherin- CD45- charakterisiert. Diese Studie nutzte auch den FUCCI-Reporter (Fluorescent Ubiquitination Cell Cycle Indicator), der verschiedene Zellzykluszustände unter Verwendung von H9-hES-Zellen identifiziert, die das FUCCI-Reporterkonstrukt (H9-FUCCI-hESC) ausdrücken36. In Studien mit diesen Zellen wurde gezeigt, dass RA den frühen G1-Zellzyklus-Arrest in ECs fördert und der frühe G1-Zustand eine hämogene Spezifikation in vitroermöglicht 37. Hierin werden ein detailliertes Protokoll für die Differenzierung dieser humanen hämogenen Endothelzellen und Assays zur Bestätigung ihrer Identität bereitgestellt. Diese einfache Methode bietet ein nützliches Mittel, um diese spezialisierte Untergruppe von ECs für zukünftige Studien der Mechanismen der Entwicklung menschlicher Blutzellen zu generieren.

<table><tbody><tr><td>15 cm</td><td>Schalen Corning</td><td>430599</td><td>mit Gewebekultur behandelte</td></tr><tr><td>35 mm</td><td>Schalen Corning</td><td>430165</td><td>mit Gewebekultur behandelte</td></tr><tr><td>6-Well-Platten</td><td>Corning</td><td>3516</td><td>Gewebekultur behandelt</td></tr><tr><td>Antimikrobielles Reagenz Markenname: Normocin</td><td>Invitrogen</td><td>ant-nr-1</td><td></td></tr><tr><td>bFGF</td><td>R& D systems</td><td>233-FB-025</td><td>Anwendung bei 50 ng/ml</td></tr><tr><td>BMP4</td><td>BioLegend</td><td>595202</td><td>Verwendung bei 25 ng/ml</td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin (BSA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1600-1</td><td></td></tr><tr><td>Zellentnahmelösung Markenname: Accutase</td><td>Stemcell Technologies</td><td>7920</td><td></td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid (DMSO)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D2650-100mL</td><td></td></tr><tr><td>Dispase</td><td>Stemcell Technologies</td><td>7913</td><td></td></tr><tr><td>DLL4</td><td>R& D systems</td><td>1506-D4/CF</td><td>rekombinant human; Einsatz bei 10 &mu; g/mL</td></tr><tr><td>DMEM:F12</td><td>Gibco</td><td>11320-033</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)</td><td>Gibco</td><td>14190144</td><td></td></tr><tr><td>Endothelzellwachstumsmedium Markenname: EGM-2 Endothelial Cell Growth Medium-2 BulletKit (EGM-2)</td><td>Lonza</td><td>CC-3162</td><td></td></tr><tr><td>FACS Röhrchen</td><td>Corning</td><td>352235</td><td>Polystyrol runder Boden mit Filterkappe</td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum (FBS)</td><td>Gemini Bio</td><td>100-106</td><td></td></tr><tr><td>Fibronektin</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>33016015</td><td>Anwendung bei 4 & mu; g/cm2</td></tr><tr><td>GSK3i/CHIR99021</td><td>Stemgent</td><td>04-0004-02</td><td>10 mM Lager; verwenden bei 5 &mu; M</td></tr><tr><td>Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)</td><td>Gibco</td><td>14175-095</td><td></td></tr><tr><td>Salzsäure (HCl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>A144S-500</td><td></td></tr><tr><td>Matrixprotein&nbsp; Markenname: Matrigel</td><td>Corning</td><td>356230</td><td>Wachstumsfaktor reduziert. Beziehen Sie sich auf das Analysezertifikat für die Charge, um die Proteinkonzentration (Matrigel) zu bestimmen. Diese Konzentration ist erforderlich, um das Volumen von Matrigel zu berechnen, das 1 mg Protein enthält.</td></tr><tr><td>Medium auf Methylcellulosebasis Markenname: MethoCult H4435 Enriched</td><td>Stemcell Technologies</td><td>4435</td><td></td></tr><tr><td>Pluripotentes Stammzelldifferenzierungsmedium Markenname: STEMdiff APEL 2</td><td>Stemcell Technologies</td><td>5270</td><td></td></tr><tr><td>Pluripotente Stammzellen: H1, H9, H9-FUCCI</td><td>WiCell</td><td>WA09 (H9), WA01 (H1)</td><td>Mensch; H9-FUCCI wurden aus dem Labor von Dr. Ludovic Vallier am Cambridge Stem Cell Institute</td></tr><tr><td>Protein-Free Hybridoma Medium (PFMH)</td><td>Gibco</td><td>12040077</td><td></td></tr><tr><td>Retinoic Acid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R2625-50mg</td><td>bei 0,5 μm verwendet; M</td></tr><tr><td>Reverse Transkriptions-Mastermix Markenname: iScript Reverse Transkription Supermix</td><td>BioRad</td><td>1708840 RNA-Extraktionskit</td><td></td></tr><tr><td> Markenname: RNeasy Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>Natriumhydroxid (NaOH)</td><td>Fisher Scientific</td><td>SS255-1</td><td></td></tr><tr><td>Stammzellwachstumsmedium Markenname: mTeSR1</td><td>Stemcell Technologies</td><td>85850</td><td></td></tr><tr><td>SYBR Green Master Mix Markenname: iTaq Universal SYBR Green Master Mix</td><td>BioRad</td><td>1725121</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Gibco</td><td>25299956</td><td>0,25%</td></tr> <tr><td>VEGF165 (VEGF-A)</td><td>PeproTech</td><td>100-20</td><td>Verwendung bei 50 ng/ml</td></tr><tr><td>&alpha;-CD31-FITC</td><td>BioLegend</td><td>303104</td><td>2 &mu; g/mL*</td></tr><tr><td>&alpha;-CD34-Pacific</td><td>Blue BioLegend</td><td>343512</td><td>2 &mu; g/mL*</td></tr><tr><td>&alpha;-CD45-APC/Cy7</td><td>BioLegend</td><td>304014</td><td>2 &mu; g/mL*</td></tr><tr><td>&alpha;-c-Kit-APC</td><td>BioLegend</td><td>313206</td><td>2 &mu; g/mL*</td></tr><tr><td>&alpha;-Flk-1-PE/Cy7</td><td>BioLegend</td><td>359911</td><td>2 &mu; g/mL*</td></tr><tr><td>&alpha;-VE-Cadherin-PE</td><td>BioLegend</td><td>348506</td><td>2 &mu; g/mL*</td></tr><tr><td>* Fluoreszierende Antikörperkonjugate sollten basierend auf dem verwendeten Zellsortierer optimiert werden. Hier sind die endgültigen Konzentrationen aufgeführt, die in dieser Studie verwendet wurden.</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

gerichtete differenzierung hämogener endothelzellen aus humanen pluripotenten stammzellen

Directed Differentiation of Hemogenic Endothelial Cells from Human Pluripotent Stem Cells

Blutgefäße sind ubiquitär in allen Geweben des Körpers verteilt und erfüllen vielfältige Funktionen. Daher ist die Ableitung reifer vaskulärer Endothelzellen, die Blutgefäßlumen auskleiden, aus humanen pluripotenten Stammzellen entscheidend für eine Vielzahl von Tissue Engineering- und Regenerationsanwendungen. In vivo stammen primordiale Endothelzellen aus der mesodermalen Linie und sind für bestimmte Subtypen spezifiziert, einschließlich arterieller, venöser, kapillarer, hämogener und lymphatischer Typen. Hämogene Endothelzellen sind von besonderem Interesse, da sie während der Entwicklung hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen hervorbringen, die dann im Laufe des Lebens alle Blutlinien erzeugen. Daher würde die Schaffung eines Systems zur Erzeugung hämogener Endothelzellen in vitro die Möglichkeit bieten, den endothelialen zu hämatopoetischen Übergang zu untersuchen, und könnte zu einer Ex-vivo-Produktion menschlicher Blutprodukte und einer geringeren Abhängigkeit von menschlichen Spendern führen. Während mehrere Protokolle für die Ableitung von Vorläufer- und primordialen Endothelzellen existieren, wurde die Erzeugung gut charakterisierter hämogener Endothelzellen aus menschlichen Stammzellen nicht beschrieben. Hier wird eine Methode zur Gewinnung hämogener Endothelzellen aus humanen embryonalen Stammzellen in ca. 1 Woche vorgestellt: ein Differenzierungsprotokoll mit primitiven Streakzellen, die als Reaktion auf GSK3β-Inhibitor (CHIR99021) gebildet wurden, dann Mesoderm-Linieninduktion vermittelt durch bFGF, gefolgt von primordialer Endothelzellentwicklung, die durch BMP4 und VEGF-A gefördert wird, und schließlich hämogene Endothelzellspezifikation, die durch Retinsäure induziert wird. Dieses Protokoll liefert eine gut definierte Population hämogener Endothelzellen, die verwendet werden können, um ihre molekulare Regulation und ihren endothelialen zu hämatopoetischen Übergang besser zu verstehen, was das Potenzial hat, auf nachgelagerte therapeutische Anwendungen angewendet zu werden.

Abbildung 1 zeigt eine schematische Darstellung der Spezifikation von primordialen ECs und hämogenen ECs aus hES-Zellen sowie ein repräsentatives Bild der Zellen 24 h nach der Beschichtung. Nach der Spezifikation werden primordiale ECs und hämogene ECs an den Tagen 5 bzw. 8 FACS gereinigt. Primordiale ECs sind definiert als CD31+ CD45- und hämogene ECs sind definiert als CD31+ KDR+ c-Kit+ CD34+ VE-Cadherin- CD45-.<s...

Hier wird ein einfaches Protokoll für die gezielte Differenzierung von hämogenen Endothelzellen aus humanen pluripotenten Stammzellen in ca. 1 Woche vorgestellt.

Gerichtete Differenzierung hämogener Endothelzellen aus humanen pluripotenten Stammzellen

Blood vessels are ubiquitously distributed within all tissues of the body and perform diverse functions. Thus, derivation of mature vascular endothelial ...

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Erzeugung einer gut charakterisierten Population menschlicher hämogener Endothelzellen. Diese Zellen können verwendet werden, um die molekulare Regulation und den endothelialen zu hämatopoetischen Übergang zu untersuchen. Beginnen Sie mit der Kultivierung menschlicher embryonaler Stammzellen für vier Tage, um sie in primordiale Endothelzellen zu differenzieren.Am fünften Tag saugen Sie das Medium über den Zellen ab. Anschließend waschen Sie die Zellen vorsichtig mit einem Milliliter DMEM/F-12 pro Vertiefung. Fügen Sie einen Milliliter frisch zubereitetes hämogenes Endothelzelldifferenzierungsmedium pro Vertiefung hinzu und inkubieren Sie die Zellen für 24 Stunden bei 37 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid.Ersetzen Sie am sechsten und siebten Tag das Medium über den Zellen durch einen Milliliter frisch zubereitetes homogenes Endothelzelldifferenzierungsmedium pro Vertiefung und inkubieren Sie die Zellen für weitere 24 Stunden. Am achten Tag. Nach dem Ablösen und Waschen der Zellen teilen Sie sie gleichmäßig in Mikrozentrifugenröhrchen auf Eis auf, die jeweils mindestens 600 Mikroliter Zellen mit einer Dichte von 1 mal 10 bis 5. Zellen pro Mi

directed-differentiation-hemogenic-endothelial-cells-from-human

Research

Forschung

JoVE Journal

Developmental Biology

Entwicklungsbiologie

Generierung von T-Lymphozyten aus induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) gibt einen alternativen Ansatz der Verwendung von embryonalen Stammzellen für die T-Zell-basierten Immuntherapie. Verfahren zeigt, dass durch Verwendung von...

Gerichtete Differenzierung von induzierten pluripotenten Stammzellen in Richtung T-Lymphozyten

Dieses Video zeigt einen mehrstufigen Prozess zur Differenzierung von humanen iPSCs in mikrovaskuläre Endothelzellen des Gehirns. Die daraus resultierenden differenzierten Zellen ahmen die mikrovaskulären Endothelzellen des Gehirns nach, die sich durch Tight Junctions auszeichnen, was sie ideal für die Erforschung von Hirnerkrankungen macht.

Differenzierung von humaninduzierten pluripotenten Stammzellen in mikrovaskuläre Endothelzellen des Gehirns

Wir, basierend auf Erkenntnissen aus der Entwicklungsbiologie und veröffentlichten Forschungsergebnissen, haben ein optimiertes Protokoll entwickelt, um effizient A9-Mittelhirn-dopaminerge Neuronen sowohl aus menschlichen embryonalen Stammzellen als auch aus menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen zu erzeugen, was für die Krankheitsmodellierung und Zellersatztherapie bei der Parkinson-Krankheit nützlich wäre.

Regie dopaminergen Neuron Differenzierung von humanen pluripotenten Stammzellen

Dieses Protokoll beschreibt die effiziente Induktion von hämogenem Endothel und multipotenten hämatopoetischen Vorläuferzellen aus menschlichen pluripotenten Stammzellen durch die erzwungene Expression von Transkriptionsfaktoren.

Direkte Induktion von Hemogenic Endothel und das Blut durch die Überexpression von Transkriptionsfaktoren in der Personal pluripotenten Stammzellen

Hier präsentieren wir menschlicher pluripotenter Stammzellen (hPSC) Kultur Protokolle verwendet, um hPSCs in CD34 unterscheiden+ hämatopoetischen Vorläuferzellen. Diese Methode nutzt Bühne-spezifische Manipulation von kanonischer WNT signalisieren Zellen ausschließlich entweder die definitive oder primitive hämatopoetischen Programm angeben.

Differenzierung der Primitive und Definitive hämatopoetischen Vorläuferzellen aus menschlichen pluripotente Stammzellen gerichtet

Hier stellen wir ein Protokoll zur präzisen Bildung hämogenen Endothelaus aus menschlichen pluripotenten Stammzellen in einem feeder- und xenofreien Zustand vor. Diese Methode wird breite Anwendungen bei der Modellierung von Krankheiten und beim Screening auf therapeutische Verbindungen haben.

Hämogene Endotheldifferenzierung von humanen pluripotenten Stammzellen in einem feeder- und xenofreien definierten Zustand

Dieses Protokoll demonstriert die Induktion eines hämogen Programms in humanen dermalen Fibroblasten durch erzwungene Expression der Transkriptionsfaktoren GATA2, GFI1B und FOS zur Erzeugung hämatopoetischer Stamm- und Vorläuferzellen.

Hämogene Reprogrammierung menschlicher Fibroblasten durch erzwungene Expression von Transkriptionsfaktoren

Das Ziel dieses Artikels ist es, einen standardisierten Ansatz zur Induktion der Differenzierung des menschlichen Lebervorläufers von pluripotenten Stammzellen bereitzustellen. Die Entwicklung dieses Verfahrens mit gebrauchsfertigen Medienformulierungen bietet dem Anwender ein einfaches System zur Erzeugung menschlicher Leberzellen für die biomedizinische Forschung und Translation.

Hepatischer Vorläufer aus pluripotenten Stammzellen unter Verwendung eines definierten Differenzierungssystems

In dieser Arbeit beschreiben wir ein Protokoll, die erweiterte Endothelzellkulturmethode (EECM), die die Differenzierung von pluripotenten Stammzellen zu mikrovaskulären Endothelzellen (BMEC)-ähnlichen Zellen des Gehirns ermöglicht. Diese Zellen zeigen die Expression von Endothelzelladhäsionsmolekülen und sind somit ein humanes Blut-Hirn-Schrankenmodell, das geeignet ist, Immunzellinteraktionen in vitro zu untersuchen.

Differenzierung von humanen induzierten pluripotenten Stammzellen zu mikrovaskulären Endothelzellzellen des Gehirns mit einem reifen Immunphänotyp

Dieses Protokoll stellt die Differenzierung humaner Osteoklasten aus induzierten pluripotenten Stammzellen (iPSCs) dar und beschreibt Methoden zur Charakterisierung von Osteoklasten und Osteoklastenvorläufern.

Differenzierung und Charakterisierung von Osteoklasten aus humanen induzierten pluripotenten Stammzellen

Lernen Sie die gerichtete Differenzierung hämogener Endothelzellen aus humanen pluripotenten Stammzellen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung des endothelial-hämatopoetischen Übergangs.

Gerichtete Differenzierung hämogener Endothelzellen aus humanen pluripotenten Stammzellen

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