Modelo preclínico de isquemia de extremidades traseras en conejos diabéticos

La enfermedad arterial periférica (PAD) es un trastorno circulatorio común en el que la progresión de la formación de placa aterosclerótica conduce a un estrechamiento de los vasos sanguíneos en las extremidades del cuerpo. El reciente aumento de los factores de riesgo de la aterosclerosis, incluyendo la diabetes, la obesidad y la inactividad, ha provocado un aumento de la prevalencia de la enfermedad vascular¹. Actualmente, se estima que el 12% – 20% de la población general de más de 60 años de edad tiene enfermedad arterial periférica². Una consecuencia importante de la enfermedad arterial periférica es el desarrollo de isquemia periférica, que se encuentra más comúnmente en las extremidades inferiores. En casos severos, los pacientes pueden desarrollar isquemia crítica de las extremidades, un estado en el cual hay dolor constante debido a la falta de flujo sanguíneo. Los pacientes con isquemia crítica de las extremidades tienen una probabilidad del 50% de que un miembro sea amputado dentro de un año de diagnóstico. Además, los pacientes con diabetes tienen una mayor incidencia de enfermedad arterial periférica y resultados más pobres después de intervenciones para revascularización^3,4. Las terapias actuales para la isquemia periférica incluyen intervenciones percutáneas tales como aterectomía y colocación de stents o bypass quirúrgico. Sin embargo, para muchos pacientes estos tratamientos sólo proporcionan beneficios a corto plazo y muchos no son lo suficientemente sanos para los procedimientos quirúrgicos mayores. En este trabajo, describimos un modelo de animales preclínicos para la prueba de nuevos tratamientos dirigidos a la enfermedad vascular periférica que incorpora la generación de isquemia periférica en conejos a través de la ligadura quirúrgica en el contexto del estado de la enfermedad diabética.

El modelo de isquemia de las extremidades traseras en conejos se ha utilizado como un modelo fisiológico para la enfermedad vascular obstructiva y precursor preclínico de estudios en humanos durante más de medio siglo^5,6. Los conejos son a menudo una especie preferida para estudios sobre isquemia periférica debido a la musculatura desarrollada del músculo del tobillo y de la pantorrilla, en contraste con los modelos animales grandes comunes que son unguatos (animales con pezuñas). Varios comentarios recientes han abordado el uso de este modelo y otros en el modelado de la enfermedad vascular periférica en los seres humanos^7,8. Modelos similares utilizando isquemia de los miembros posteriores en conejos se utilizaron en estudios preclínicos de factores de crecimiento^{9,10,11,12,13,14, 15,16,17,18,19,20}, terapia génica^{21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33,34,35,36,37,38,39,40,41, 42,43,44}y células madre^{45,46,47,48,49,50 ,51}para la neovascularización terapéutica en las extremidades. Desafortunadamente, los ensayos clínicos que siguieron a estos exitosos estudios en animales no muestran beneficios significativos para los pacientes⁵².

Una explicación sugerida de la razón de este fracaso traslacional es que la condición de isquemia periférica en pacientes humanos es aquella que incluye resistencia a las señales angiogénicas^{53,54,55, 56 , 57 , 58 , 59}. varios estudios han demostrado defectos en las vías de señalización angiogénicas en la diabetes y la hiperglucemia. La diabetes y la hiperlipidemia conducen a una pérdida de proteoglicanos de sulfato de heparán y un aumento en las enzimas que cortan el sulfato de heparán, presentando un mecanismo potencial para la resistencia a la angiogénesis/Arteriogénesis terapéutica con factores de crecimiento^{60 , 61}. por lo tanto, una característica clave de un modelo de isquemia periférica debe incluir un aspecto de resistencia terapéutica para que las terapias puedan evaluarse en el contexto del estado de la enfermedad presente en pacientes humanos.

En este trabajo, describimos un modelo de conejo de isquemia periférica a través de la ligadura quirúrgica de las arterias femorales. En el modelo se incorpora un período de introducción con la inducción de la diabetes y la hiperlipidemia. Comparamos este modelo con otro modelo que incorpora una dieta más alta en grasas sin diabetes y descubrió que el modelo con diabetes y menor nivel de hiperlipidemia fue más eficaz en la reducción del crecimiento de los vasos sanguíneos. Nuestro modelo combina avances que han sido utilizados por grupos separados, con el objetivo de proporcionar un método práctico y estandarizado para lograr resultados consistentes en la investigación de enfermedades vasculares periféricas.

Se realizaron estudios con animales con la aprobación de la Universidad de Texas en Austin y el centro de Ciencias UTHealth en el Comité institucional de cuidado y uso de animales de Houston (IACUC), la oficina de revisión de cuidado y uso de animales (ACURO) del ejército de los Estados Unidos Investigación médica y oficina de comando de materiales de protección de investigación, y de acuerdo con las pautas de NIH para el cuidado de animales.

1. inducción de la diabetes y la hiperlipidemia

1. La transición de los conejos de Nueva Zelanda (4 – 6 meses de edad) de una taza de comida de alfalfa estándar a 0,1% Chow de colesterol en el transcurso de cuatro días. Para los días 1 – 5, use las proporciones de Chow a colesterol estándar de 1:0, 3:1, 1:1, 1:3 y 0:1, respectivamente. Después de dos semanas en 0,1% de colesterol Chow, inducir a los conejos a tener diabetes mediante la inyección de alloxan como se describe en los siguientes pasos
2. Sedate a los conejos usando 35 – 75 mg/mL de ketamina y 1 – 2 mg/mL de acepromazina por inyección subcutánea y prepárelo para una inyección intravenosa introduciendo un catéter en la vena marginal de la oreja izquierda usando un catéter de 22 g.
3. Recoja una gota de sangre de los conejos a través del centro del catéter de la vena de la oreja para la medición basal del nivel de glucosa en sangre (BGL). Se puede utilizar cualquier glucómetro estándar. Los niveles normales de glucosa para un conejo suelen estar en el rango de 80 a 150 mg/dL.
4. Inyectar alloxan en 100 mg/kg reconstituido en solución salina a un volumen de 8 mL a través del catéter del oído lentamente durante un período de 8 minutos usando una bomba de jeringa.
5. Compruebe el BGL cada hora para el próximo 12 h usando un glucómetro estándar para monitorear la hipoglucemia.
   1. Coloca el conejo en un restrainer.
   2. Anestesiar el oído con 2,5% lidocaína/2.5% crema de prilocaína.
   3. Tomar sangre de la vena del oído lateral usando una aguja de 27 G y medir la BGL usando un medidor estándar.
6. Mida la BGL dos veces al día durante los primeros 7 días. Dé a los conejos una inyección de insulina Si la BGL alcanza o excede 350 mg/dL.
7. Prepare una bola de acero inoxidable de 3 mm para su implantación como marcador de tamaño durante los angiogramas antes del día de la cirugía.
   1. Corte una pieza circular de 10 mm de láminas silásticas de una lámina más grande usando un punzón de biopsia.
   2. Monte la pelota en el centro de la lámina con un sellador de silicona transparente.
   3. Cubra completamente la pelota con el sellador. Permitir que el sellador cure durante un mínimo de 24 h.
   4. Coloque la pelota en una bolsa abierta de polietileno de baja densidad de 2 pulgadas x 3 pulgadas y colóquelo en una bolsa de esterilización para esterilizar con gas de óxido de etileno.

2. preparación del conejo para la cirugía

1. Anestesiar el conejo usando 20 – 40 mg/kg de ketamina y 2 mg/kg de midazolam vía inyección subcutánea. Coloca el conejo en 1.5% – 3% isoflurano (típicamente 2%) a lo largo de la sedación inicial usando una mascarilla. Dar una inyección de alfaxalone para mantener la anestesia a través de una inyección intramuscular de 3 mg/kg.
2. Una vez anestesiado, retire la mascarilla e inserte un tubo endotraqueal con manguito, en la vía respiratoria y conéctelo a un respirador. Continuar administrando isoflurano en 1.5% – 3%.
3. Recoja la sangre de la arteria central de cualquier oreja para un panel de química basal.
4. Coloque un catéter de la vena del oído de 22 G en la vena del oído lateral para el goteo de solución de Ringer lactato durante todo el procedimiento quirúrgico. Alternativamente, se puede utilizar una solución salina normal (0,9% cloruro sódico).
5. Usando la vena lateral en el oído opuesto, coloque un catéter en la vena y entregue alfaxalone a 6 mg/kg/h. aumente gradualmente el alfaxalone a 8 mg/kg/h mientras disminuye el isoflurano al 0,6% durante el período de preparación.
6. Para limitar el dolor y el riesgo de infección, administrar buprenorfina (0,01 mg/kg) y enrofloxacina (5 mg/kg) utilizando una inyección subcutánea con una aguja de 25 G.
7. Recorta el cabello en el cuello, los muslos internos derecho e izquierdo, y la espalda usando tijeras (#40 cuchilla). El cabello se retira de la parte posterior para mantener el contacto con la almohadilla de puesta a tierra.
8. Coloque un manguito de presión arterial en cada uno de los miembros posteriores y mida la presión arterial inicial. Coloque el brazalete justo debajo de la rodilla con la sonda justo por encima del corvejón en la superficie lateral.
9. Coloque el conejo en la mesa de cirugía en la espalda y frote y drapeado los sitios de cirugía. Esto incluye el cuello para el acceso a la arteria carótida y el muslo derecho interno para el acceso a la arteria femoral. Realice el exfoliante de esterilización con exfoliaciones alternas de 2% de clorhexidina y 70% de alcohol etílico. Repite esto tres veces, luego aplica un spray final con solución de clorhexidina al 2%.
10. Coloque una bola de acero inoxidable de 3 mm que haya sido esterilizada dentro de una bolsa de polietilo de baja densidad en la parte superior de la pierna derecha (fregada) cerca de la parte superior del muslo para servir como una referencia de tamaño durante las mediciones de angiograma. Coloque un paño estéril sobre la pierna hasta el momento de la cirugía. Deje la pelota dentro de la bolsa plástica estéril durante el primer angiograma.

3. angiografía

1. Exponga la arteria carótida común correcta
   1. Hacer una incisión de 4 – 5 cm de largo lateral a la tráquea usando un bisturí con una cuchilla #15.
   2. Utilice una disección contundente para exponer la arteria carótida y abrir la incisión con pequeños retractores de Weitlaner. Aísle cuidadosamente la arteria carótida de la vena yugular y el nervio vago. Típicamente, una tijera curvada de Metzenbaum y un mosquito hemostato curvo se utilizan para la disección contundente. Asegúrese de obtener la separación completa de la arteria carótida desde el nervio y la vena yugular para que las ligaduras solo LIGEN la arteria.
2. Coloque una ligadura usando una sutura de seda 4-0 en los extremos proximal y distal de la arteria expuesta. Atar el extremo distal de la carótida con el nudo del cirujano seguido de cuatro nudos cuadrados. En el extremo proximal, utilice un ligaloop para permitir que se apriete o aflojar según sea necesario. El uso de un ligaloop colocado en el extremo proximal de la arteria expuesta puede ayudar a asegurar el introductor y el catéter.
3. Administrar 500 UI de heparina a través de la IV. Utilizar aproximadamente 0,5 mL de 1% de lidocaína aplicada a lo largo de la carótida expuesta para dilatar el recipiente. Un tratamiento suele ser suficiente, pero se puede repetir según sea necesario. Corte aproximadamente a mitad de camino a través de la arteria carótida usando un bisturí o tijeras de iris, luego coloque la herramienta de inserción de alambre de 4 pulgadas en la arteria.
4. Alimentar una guía de 0,014 pulgadas x 185 cm a través de la herramienta de inserción a la bifurcación aórtica en la cresta ilíaca en la aorta descendente. Retire la herramienta de inserción e inserte un catéter angiográfico de 3F en forma de coletas sobre el alambre.
5. Avance el catéter de coletas para que sea 2 cm proximal a la bifurcación aórtica en la cresta ilíaca en la aorta descendente.
6. Coloque la punta del catéter entre la séptima vértebra lumbar y la primera de las vértebras sacras. Pruebe la ubicación del catéter inyectando manualmente un agente de contraste de 2 – 4 mL.
7. Administrar una inyección intraarterial de 100 μg de nitroglicerina a través del catéter para aumentar la vasodilatación.
8. Administrar 0,8 mL de 1% de lidocaína al conejo a través del catéter para ayudar con la vasodilatación durante el angiograma. Fije el tubo para el inyector al catéter y retire las burbujas de aire en la línea. Inyecte 8-9 mL de medio de contraste utilizando un inyector angiográfico automatizado a través del catéter.
9. Grabe imágenes seriales de los miembros posteriores mediante angiografía.
   1. Fije el inyector de energía para inyectar contraste a 3 mL/seg para un total de 8-9 mL. Realice una angiografía por sustracción digital a 6 fotogramas por segundo.
   2. Seleccione las imágenes seriales creadas y modifique una foto de cada angiograma utilizando aproximadamente-40% de ajuste para minimizar la apariencia del hueso y capturar una imagen completa de la perfusión del recipiente con contraste. En la figura 1se muestra un angiograma de ejemplo del flujo vascular después de la ligadura/extirpación de la arteria femoral.

4. el aislamiento de la arteria femoral

1. Haz una incisión longitudinal en la piel sobre la arteria femoral derecha usando un bisturí (#15 cuchilla). Asegúrese de que la incisión se extiende inferiormente desde el ligamento inguinal que termina en la zona apenas proximal a la rótula (aproximadamente 6 cm).
2. Utilice una disección contundente con tijeras Metzenbaum curvadas o un hemostato de mosquito curvado para exponer la arteria femoral.
3. Utilice los retractores de Weitlaner para sostener la incisión abierta.
4. Añadir 0,5 mL de 1% de lidocaína localmente para reducir la irritación del nervio y promover la vasodilatación.
5. Continúe la disección contundente de los tejidos para liberar toda la longitud de la arteria femoral junto con todas las ramas de la arteria femoral, incluyendo las arterias epigástricas inferiores, femoral profundo, circunflejo lateral y epitgástrico superficial (figura 2A) .
6. Diseccionar más a lo largo de las arterias poplítea y saphenosa, así como la arteria iliaca externa (figura 2A). Humedecer periódicamente el área con solución salina para protegerlo de daños en los tejidos. Si la disección contundente se realiza a lo largo de la ranura femoral (entre los músculos) no hay necesidad de cortar el músculo.
7. Separe cuidadosamente la arteria de la vena y el nervio como se muestra en la figura 2B, C. Ligate las arterias indicadas por el diagrama con 4,0 suturas de seda colocando dos lazos con suficiente espacio entre ellos para cortar la arteria. Estos lazos se realizan con un nudo del cirujano seguido de cuatro nudos cuadrados.
8. Corte entre los dos lazos en las arterias ligadas usando las pequeñas tijeras Metzenbaum. El consumo de la arteria femoral desde su origen proximal como una rama de la arteria ilíaca externa hasta el punto distalmente, donde se bifurca para formar las arterias saphenosas y popliteales.

5. repetir la angiografía

1. Utilice la sutura de seda 4-0 para sujetar la lámina silástica, con una bola de acero inoxidable de 3 mm a la parte superior del músculo cuádriceps. Tire de la piel sobre la pelota después de que esté en su lugar.
2. Administrar una inyección intraarterial de 100 μg de nitroglicerina a través del catéter para aumentar la vasodilatación.
3. Si es necesario, administrar otro 0,8 mL de 1% de lidocaína al conejo a través del catéter para ayudar con la vasodilatación durante el angiograma.
4. Inyecte 8-9 mL de medio de contraste usando un inyector angiográfico automatizado.
5. Realice la angiografía como se describe en el paso 3,9.

6. cierre de la herida y recuperación

1. Retire el catéter de la arteria derecha. Amarre la arteria usando la sutura de seda 4-0 que ya está en su lugar alrededor de la arteria.
2. Sutura ambas heridas cerradas. Cierre las capas musculares y subcutículas utilizando 4-0 polydioxanona o 3-0 Poliglactina 910 en una aguja cónica (ver tabla de materiales) en un patrón de sutura continua. Cerrar la piel usando 4-0 Polidioxanona o 4-0 Poliglactina 910 en una aguja de corte inverso (ver tabla de materiales) en un patrón de sutura subcutcular continua enterrado.
   Nota: Si está disponible, se prefiere la Polidioxanona para ambos.
3. Administrar inyecciones intradérmicas de 0,25% de bupivacaína cerca de las incisiones usando una jeringa con una aguja de 25 G. Inserte la aguja e inyecte 0,5 mL mientras la aguja se tira hacia atrás. Dar una inyección por lado de la herida para la incisión en el cuello (dos inyecciones en el cuello) y dos inyecciones por lado de la herida para la incisión en la pierna (cuatro inyecciones en la pierna; seis inyecciones en total). El volumen total inyectado es de 3 mL (0,5 mL x 6 inyecciones).
4. Administrar inyecciones subcutáneas de 0,5 mg/kg de meloxicam y liberación sostenida de buprenorfina a 0,12 mg/kg.
5. Supervise el conejo a medida que se recupere de la anestesia. El conejo comenzará a tragar automáticamente a medida que se despierte de la anestesia. Una vez que se produzca la respuesta a la deglución, retire la sonda endotraqueal. Proporcionar supervisión estrecha y soporte térmico hasta que el conejo es capaz de mantener la función cardiovascular y la temperatura corporal. Devuelva el conejo a su recinto una vez que sea capaz de ambular.
6. Emplear verduras frescas y/o la alimentación de la jeringa de una dieta de cuidado crítico junto con las inyecciones de suero salino subcutánea si el conejo no tolera la comida después de la cirugía. Se puede usar repollo, brócoli, coliflor, zanahorias u otros en verduras de temporada. Triturar las verduras y mezclarlas para ayudar al conejo a volver a comer.

7. monitoreo

1. Anestesiar los conejos cada dos semanas para adquirir la presión arterial en ambas piernas como se describe en el paso 2,8. Cosechar la sangre de la arteria central del oído para su uso en los ensayos de química sanguínea. Alternativamente, tome sangre de la vena safena o de la vena cefálica. Tomar aproximadamente 2 mL en cada punto de tiempo. Utilice un panel de química sanguínea estándar para el análisis. Si es necesario, agregue pruebas para la lipoproteína de baja densidad (LDL), la lipoproteína de alta densidad (HDL) o la hemoglobina A1C (HbA1c).
2. Tome una cantidad muy pequeña de sangre para las mediciones de BGL.

8. el tratamiento

1. Prepare diez jeringas con tratamiento, portador y agente reticulante. Llene cada jeringa justo antes de usar con 100 μL de purines de sulfato de calcio y luego 100 μL de alginato de sodio al 2% con factores de crecimiento u otros tratamientos de tal forma que el alginato esté más cerca de la punta de la jeringa.
2. Administre una inyección preparada en el músculo antes de preparar la siguiente. Esto reduce el tiempo que el alginato interactúa con el sulfato de calcio en la jeringa. Espacie las inyecciones uniformemente a lo largo de ambos lados de la arteria femoral en el muslo. Para lograr inyecciones uniformes, cree una lámina de silicona con orificios para guiar la inyección, como se describe en otros estudios¹⁹. Esto se puede preparar fácilmente usando un punzón de biopsia para crear agujeros en láminas de silicona disponibles comercialmente.

9. angiografía final, eutanasia, fijación de perfusión y cosecha de tejidos

1. En la fecha del punto final, realice la angiografía como se describe en el paso 3 pero utilice la arteria carótida izquierda para acceder.
2. Después de la angiografía, mueva el animal a la mesa necropsia y realice la fijación de perfusión para preservar los tejidos de las extremidades posteriores:
   1. Aumente el isoflurano a 3% – 4% y realice una pizca de dedo para confirmar que la anestesia es lo suficientemente profunda.
   2. Administrar 1000-2000 UI de heparina por vía intravenosa.
   3. Crear una incisión a lo largo de la línea media de la caja torácica y que abarca la longitud del diafragma utilizando un bisturí con una cuchilla #20.
   4. Con la caja torácica expuesta, corte las costillas justo a la izquierda de la línea media usando cortadores de costillas. Utilice los retractores de Weitlaner para exponer el corazón.
   5. Configure la bomba con un tubo de salida con un diámetro interior de 1/8 pulgadas y una aguja de 18G al final. Precarga la línea con solución salina y tenga al menos 600 mL de solución salina y formalina preparadas en recipientes separados para la perfusión.
   6. Inserte la aguja de 18 G conectada a la bomba en el ventrículo izquierdo a través del ápice del corazón. Inserte otra aguja de 18 G (no unida a nada) en la aurícula derecha y permita que la sangre fluya hacia el borrador descendente de la mesa necropsia.
   7. Utilice una bomba de perfusión para controlar el flujo de aproximadamente 500 mL de solución salina en el corazón. Utilice un ajuste de bomba para fluir 110 mL/min.
   8. Una vez que el fluido proveniente del corazón esté despejado, mueva el tubo del depósito de solución salina a uno lleno con una solución de formalina del 10%. La contracción se producirá en las cuatro extremidades si la perfusión funciona correctamente. Bombear aproximadamente 500 mL de solución de formalina en el ventrículo izquierdo.
   9. Apague la bomba y retire las agujas del corazón.
3. Retira ambos miembros posteriores de la cadera cortando alrededor de la articulación de la cadera con un bisturí con #20 cuchilla. Utilice un pequeño cortador de costillas para quitar las extremidades. Utilice el miembro no isquémico como control.
4. Conservar las extremidades en formalina durante 24 h a 4 ° c y luego almacenarlas en etanol al 70% a 4 ° c.
5. Para el análisis histológico, tome varias biopsias de las extremidades. Hemos utilizado ocho biopsias de 6 mm tomadas en regiones a través del muslo y la pantorrilla en ambas extremidades.
   Nota: mientras que la medición de la presión arterial del tobillo y la angiografía son los métodos más comúnmente utilizados para medir la recuperación del flujo sanguíneo, otros métodos se pueden utilizar para rastrear la recuperación de los animales incluyendo ultrasonido Doppler, imágenes Doppler láser, infrarrojos Termografía⁶², microesfera determinada perfusión^63,64, tomografía computarizada (CT), e imagen por resonancia magnética (RM)⁶⁵.

Después de la inducción de la diabetes y el inicio de la dieta de colesterol 0,1%, el colesterol total para los conejos con diabetes y la dieta de colesterol fue de 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 conejos masculinos) promedió los puntos de tiempo totales y conejos. El nivel de BGL para estos conejos fue de 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 conejos masculinos). En la figura 3 , en comparación con los conejos bajo una dieta de colesterol más alta (1% de colesterol), se muestra un curso de tiempo para las relaciones químicas de la sangre y la presión arterial en las piernas en un conejo típico. En los animales no diabéticos, incluso con el colesterol más alto, descubrimos que hubo aumento de la recuperación de la presión arterial en la extremidad isquémica y vascularización en los angiogramas en el punto de tiempo final (figura 3). Los animales en la dieta más alta de colesterol/grasa también mostraron aumento de los niveles de lipoproteína A, sugiriendo estrés en el hígado. Por lo tanto, la diabetes con un nivel de colesterol más bajo condujo a una perfusión más comprometida en el punto final del estudio. Histológicamente, hay cambios en la estructura muscular consistentes con edema y daño isquémico en algunos lugares figura 4. En algunos casos, uno puede observar cambios/daños en las fibras musculares debido a la isquemia. Esto se puede observar como pérdida o alteración de las fibras musculares en el análisis histológico, como se ha observado en algunos modelos de isquemia de extremidades posteriores en ratones. Sin embargo, se necesita atención para distinguir estos cambios de los artefactos histológicos del procesamiento del tejido. El inmunostamiento para PECAM y αSMA se puede utilizar para identificar el número de recipientes y recipientes más grandes en las secciones de tejido (figura 4). En general, el modelo que usa diabetes con una dieta de colesterol de nivel inferior produjo déficits repetibles en la presión arterial y vascularización sobre el modelo de dieta de colesterol más alto sin diabetes.

Figura 1: angiogramas para el miembro posterior de una pre-cirugía de conejo diabético y no diabético, después de la cirugía y después de la recuperación durante 70 días después de la ligadura de la arteria femoral y la extirpación. (A) angiograma de extremidad isquémica (izquierda) y miembro control contralateral (derecha). (B) imagen ampliada de la extremidad isquémica en el lugar de la ligadura. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: inducción de isquemia de los miembros posteriores en conejos a través de la ligadura de la arteria femoral y la extirpación. (A) ilustración de la anatomía vascular de la extremidad posterior del conejo. Coloque los lazos en todos los puntos marcados para ligar las arterias. Modificado y utilizado con el permiso71. (B) campo quirúrgico que muestra el corte hasta la arteria femoral antes de la ligadura. (C) arterias femorales con ligaciones en su lugar para inducir isquemia de los miembros posteriores. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: la presión arterial típica y las sustancias químicas de la sangre para los conejos con isquemia de los miembros posteriores en el transcurso del modelo. El grupo diabético/MC fue inducido a tener diabetes y se le dio una dieta de colesterol 0,1%. Al grupo no diabético/HC se le dio una dieta de colesterol del 1%. BGL = nivel de glucosa en sangre. TC = colesterol total. LIPA = lipoproteína (a). BP = relación de la presión arterial entre la extremidad isquémica y no isquémica. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: análisis histológico del músculo de la extremidad posterior en conejos diabéticos 70 días después de la ligadura de la arteria femoral. Se realizó la tinción de H & E, así como la tinción inmunohistoquímica para el marcador endotelial, PECAM, y marcador de célula de músculo liso vascular, αSMA. Las muestras de tejido se biopsia de la extremidad isquémica y el miembro de control contralateral no isquémico. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Los autores no tienen nada que revelar.