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Muestreo de soluto disuelto a través de una interfaz suelo-agua óxica-anóxica utilizando perfiladores de microdiálisis

Published: March 24, 2023 doi: 10.3791/64358
Automatic Translation
1,2, 2, 2, 2, 2, 2
1Department of Geography and Planning, University of Liverpool, 2Department of Health and Environmental Sciences, Xi’an Jiaotong-Liverpool University

Summary

Se describe un perfilador de microdiálisis para muestrear solutos de agua de poro disueltos a través de una interfaz suelo-agua oxico-anóxica in situ con una perturbación mínima. Este dispositivo está diseñado para capturar cambios rápidos en los perfiles de concentración-profundidad inducidos por perturbaciones en la interfaz suelo-agua y más allá.

Abstract

Los procesos biogeoquímicos cambian rápidamente en dimensiones espaciales (escala milimétrica) y temporales (escala horaria a escala diaria) en la interfaz óxico-anóxica en respuesta a perturbaciones. Descifrar los rápidos cambios biogeoquímicos requiere herramientas in situ, mínimamente invasivas, con alta resolución de muestreo espacial y temporal. Sin embargo, los dispositivos de muestreo pasivo disponibles no son muy útiles en muchos casos, ya sea por su naturaleza desechable o por la complejidad y la gran carga de trabajo para la preparación de muestras.

Para abordar este problema, se estableció un perfilador de microdiálisis con 33 tubos individuales de nanomembrana de polietersulfona (semipermeables,

Este documento describe los procedimientos de configuración del dispositivo y el muestreo continuo de agua de poro a través de la interfaz suelo-agua diariamente. Los perfiles de concentración-profundidad se midieron selectivamente antes (el día 6) y después (el día 7) de las perturbaciones inducidas por el riego. Los resultados mostraron que los perfiles de profundidad-concentración estaban experimentando cambios rápidos, especialmente para los elementos sensibles a redox (es decir, hierro y arsénico). Estos protocolos pueden ayudar a investigar las respuestas biogeoquímicas a través de la interfaz suelo-agua bajo diversas perturbaciones causadas por factores físicos, químicos y biológicos. El documento discute a fondo las ventajas y desventajas de este método para su uso potencial en las ciencias ambientales.

Introduction

Una interfaz óxico-anóxica es una característica general en la biosfera que es vital para el ciclo biogeoquímico1. Esta interfaz es muy heterogénea, con un rango espacial que se extiende desde milímetros enla interfaz sedimento/suelo-agua 1,2 hasta miles de metros en la zona anóxicaoceánica 3,4. Esta interfaz es un hábitat ideal para estudiar la complejidad de la biogeoquímica elemental.

Las interfaces suelo-agua tienen una característica típica de gradiente óxico-anóxico dentro de centímetros y se establecen fácilmente en experimentos de mesocosmos. A partir del consumo de oxígeno molecular de las aguas superficiales, las comunidades microbianas funcionales estratificadas impulsan el desarrollo de varios gradientes, como los gradientes deO2, pH y Eh, a escala milimétrica1. El ciclo biogeoquímico en la interfaz óxico-anóxica es sensible a diversas perturbaciones en la naturaleza 5,6. En el caso de los sedimentos y los arrozales, la entrada de materia orgánica fresca como basura y paja, las inundaciones y el drenaje periódicos, las fluctuaciones y extremos de temperatura y la bioturbación pueden causar cambios en el ciclo biogeoquímico en la interfaz óxico-anóxica, lo que probablemente resulte en impactos duraderos, como emisiones de gases de efecto invernadero, eutrofización y contaminación en un lugar determinado. Por lo tanto, el gradiente óxico-anóxico en la interfaz suelo-agua proporciona una ventana para el estudio de ciclos biogeoquímicos globales a gran escala. El muestreo espaciotemporal y el análisis de sustancias disueltas a lo largo de la interfaz suelo-agua en alta resolución siempre han sido de interés; sin embargo, ha habido un progreso limitado en la metodología.

Para eludir los inconvenientes de la extracción destructiva de agua de poro, el muestreo pasivo no destructivo se utiliza cada vez más para evitar cambios en la química del agua de poro y abordar la complejidad de la preparación de muestras7. Varios dispositivos que pueden realizar muestreo in situ de alta precisión (desde la escala micrométrica hasta la centimétrica) han sido ampliamente utilizados, incluidos los muestreadores de diálisis in situ (conocidos como mirones)8, el equilibrio difusivo en películas delgadas (DET)9 y el gradiente difusivo en películas delgadas (DGT)10. Las sustancias disueltas se muestrean pasivamente a través del mecanismo de difusión y procesos de adsorción. Aunque han demostrado ser útiles para describir perfiles químicos óxicos-anóxicos, siguen siendo de un solo uso, lo que limita su aplicación más amplia.

Recientemente, la técnica de microdiálisis se ha convertido en una herramienta sensible que se puede utilizar para monitorear la dinámica de compuestos solubles en el suelo en escalas temporales de minutos a días11,12,13,14. Para un escenario típico que utiliza microdiálisis en ciencias médicas y ambientales, se utiliza una sonda en miniatura de tipo concéntrico que consiste en una membrana tubular semipermeable (es decir, un microdializador) para sondear el líquido intersticial o las soluciones del suelo para prevenir alteraciones significativas en los procesos metabólicos y la especiación química15,16. Una de las mayores ventajas inherentes a la microdiálisis es la captura in situ de cambios de concentración dependientes del tiempo en el suelo o tejidos biológicos15,16.

Con base en el concepto de microdiálisis, desarrollamos un perfilador de microdiálisis más fácil de usar, anteriormente llamado perfilador integrado de inyección de agua de poro (IPI), que puede realizar diálisis de equilibrio continuo de solutos de agua de poro basado en el principio de difusión de gradiente de concentración2. El dispositivo de microdiálisis utiliza tubos huecos de nanomembrana para la precarga activa del perfusión y la difusión pasiva de los solutos disueltos, que es diferente de la difusión de agua de poro a granel utilizada en mirones, filtros de presión como el muestreador Rhizon y DGT basada en acumulación. El dispositivo ha sido probado y validado en el muestreo temporal y espacial de elementos catiónicos y aniónicos tanto en suelos de tierras altas como inundados (Figura 1A-1)13,15,16. La microdiálisis simple de entrada y salida de la bomba minimiza el número de pasos en la preparación de la muestra 2,15.

Fabricamos un perfilador de microdiálisis integrando un conjunto de muestreadores en un esqueleto de soporte unidimensional, y este perfilador logró un muestreo de alta resolución en la interfaz suelo-agua y la rizosfera 2,15,17. En este estudio, se realizaron modificaciones considerables del dispositivo de muestreo y el método de muestreo para permitir la recolección de 33 muestras de agua de poro en la interfaz suelo-agua (60 mm de profundidad vertical) con una perturbación mínima para el análisis elemental aguas abajo. Todo el procedimiento de muestreo dura ~ 15 minutos. Dado que el perfilador de microdiálisis es nuevo en la comunidad de ciencias ambientales, presentamos detalles de los componentes del dispositivo y los procedimientos de muestreo para indicar el potencial de la microdiálisis en el monitoreo de los cambios en las señales químicas en la interfaz suelo-agua.

Descripción del perfilador de microdiálisis
El dispositivo perfilador de microdiálisis, con las modificaciones adecuadas del diseño anterior2, se muestra en la Figura 1. El tamaño de poro efectivo de la nanomembrana (Figura 1C-1) se estima en solo varios nanómetros para evitar la difusión de moléculas grandes y células microbianas. Una prueba previa sugirió que una incubación inundada de 6 meses no resultó en ningún depósito de hierro ni en el interior ni en el exterior de la superficie del tubo15. Se diseñó un esqueleto curvo y hueco (Figura 1C-2) y se imprimió en 3D utilizando un material de nylon estable. Se instalaron un total de 33 tubos de nanomembrana (polietersulfona; tamaño de poro superficial: 0-20 nm; diámetro interno x diámetro exterior x longitud de muestreo efectiva: 1,0 mm x 1,7 mm x 54 mm; volumen teórico: 42,4 μL) conectados con tubos de politetrafluoroetileno (PTFE) emparejados (longitud: 18 cm x 2 cm de diámetro Figura 1C-1) en el esqueleto y en un lado de un contenedor de PVC (Figura 1B). Para este dispositivo, el componente de muestreo (Figura 1B-1) está a 2 cm de distancia de la pared lateral del contenedor de PVC. Para el lado de inyección (Figura 1B-4), todos los tubos se conectaron a un conector de uno a muchos, que se fijó en un contenedor de amortiguación de manera hermética (Figura 1B-7). Se utilizó una bolsa de infusión médica (Figura 1B-11) para conectar con el contenedor amortiguador mediante una válvula de tres vías. La hermeticidad del sistema se examinó cuidadosamente en el agua antes de nuevas operaciones experimentales. El agua precargada (18,2 MΩ, 500 ml) en la bolsa de perfusión médica siempre está libre de oxígeno (Figura 1C-8). La configuración detallada del dispositivo y el muestreo de agua de poro se describen a continuación.

Protocol

1. Preparación individual del muestreador de microdiálisis

  1. Corte con precisión tubos de nanomembrana prístinos (diámetro interior x diámetro exterior x longitud: 1,0 mm x 1,7 mm) en un total de 33 tubos cortos (58 mm de longitud).
  2. Corte con precisión el tubo de PTFE en 66 tubos (180 mm de longitud) con un cuchillo de cerámica.
    NOTA: No utilice cuchillos a base de metal para evitar cualquier contaminación.
  3. Mezcle completamente el adhesivo epoxi de dos partes (AB) en cualquier placa de plástico limpia y déjelo reposar durante 30 minutos hasta que se vuelva pegajoso. Aplique el adhesivo epoxi AB cuidadosamente en la superficie exterior de la parte superior del tubo de PTFE. Asegúrese de que el adhesivo epoxi AB solo cubra la longitud de 4 mm del tubo y que no haya tubos de bloqueo de adhesivo adicionales.
  4. Conecte los dos tubos de PTFE preparados en los pasos 1.2-1.4 con cada tubo de nanomembrana preparado en el paso 1.1 atornillando suavemente los tubos de PTFE en el tubo de nanomembrana.
    NOTA: No permita que el exceso de adhesivo se acumule en la articulación. Asegúrese de que ningún adhesivo contamine el tubo de nanomembrana.
  5. Repita el paso 1.4 para ensamblar completamente los 33 muestreadores de microdiálisis prístinos.
  6. Deje reposar los muestreadores ensamblados en el paso 1.6 durante la noche para garantizar el curado y la estabilización completos del adhesivo.
  7. Mejore la hidrofilicidad y limpie los muestreadores de microdiálisis remojándolos en etanol (99,5% de pureza) durante 1 h, seguido de una limpieza ultrasónica (temperatura ambiente) con HNO3 diluido al 2% y agua ultrapura durante 15 min cada uno.
  8. Verifique la permeabilidad y hermeticidad del muestreador de microdiálisis burbujeando en agua con una jeringa de 5 ml.

2. Montaje del perfilador de microdiálisis

  1. Utilice el archivo CAD adjunto (Archivo suplementario 1) para imprimir el esqueleto prediseñado utilizando material de nylon (Figura 1C-2).
  2. Ahuecar un recipiente de PVC (lavado con ácido) con dos ranuras paralelas (intervalo de 5 cm) para que coincida con el tamaño del esqueleto. Utilice el módulo de grabado en la impresora 3D para la ranura.
  3. Construya un conector de uno a muchos estabilizando el adhesivo epoxi en la forma de la tapa de un tubo de centrífuga de 50 ml. Inserte 33 tapas de silicona (1 cm de longitud) en el adhesivo epoxi antes de curar, y déjelo reposar durante la noche.
  4. Saque el conector de uno a muchos de la tapa del tubo.
  5. Use un cuchillo de cerámica para cortar el adhesivo epoxi curado para que todos los extremos de la tapa de silicona no estén obstruidos.
  6. Enjuague bien el conector uno a muchos con HNO3 diluido al 2% y agua ultrapura durante 15 minutos cada uno. Seque el conector de uno a muchos en condiciones ambientales.
  7. Conecte una válvula de tres vías al fondo del tubo para que sirva como un contenedor de amortiguación.
  8. Ensamble el contenedor de amortiguación instalando un conector de uno a muchos en un tubo de centrífuga de 50 ml con adhesivo epoxi AB.
  9. Montar los muestreadores individuales de microdiálisis preparados en la sección 1 sobre el esqueleto (paso 2.1). En este paso, use adhesivo termofusible para ayudar a fijar de modo que cada muestreador quede paralelo al borde superior / inferior del esqueleto.
  10. Repita el paso 2.9 hasta que todos los muestreadores de microdiálisis (n = 33) estén instalados en el esqueleto.
  11. Asegúrese de que los 33 muestreadores en ambos lados del esqueleto pasen a través de las ranuras de PVC. Selle los huecos en las juntas del esqueleto y las ranuras con adhesivo epoxi AB.
  12. Conecte los 33 muestreadores de un lado del esqueleto a un contenedor amortiguador de forma hermética a través de una válvula de conexión de uno a muchos preinstalada en un tubo de centrífuga de 50 ml (paso 2.8)
  13. Conecte una bolsa de perfusión médica precargada con agua (18,3 MΩ) al recipiente intermedio a través de la válvula de tres vías.
  14. Use tapas de silicio para cerrar los 33 muestreadores en el lado de muestreo. Verifique dos veces la permeabilidad y hermeticidad de cada muestreador de microdiálisis girando la válvula de tres vías, permitiendo que el agua fluya desde la bolsa de infusión médica hasta el muestreador. Después de completar todas las comprobaciones, cierre y apague todos los muestreadores y la válvula del contenedor de amortiguación.

3. Incubación del suelo

  1. Antes de la incubación del suelo inundado, desgasifique el agua en la bolsa de infusión médica para eliminar el oxígeno. Burbuja de gas nitrógeno durante la noche en la vía de la línea de gas nitrógeno de alta pureza a la bolsa de infusión médica (Figura 1-C8).
  2. Utilice una válvula de tres vías para cerrar la conexión entre el perfilador y la bolsa desgasificada.
  3. Agregue cuidadosamente 450 g de tierra tamizada y secada al aire (tamaño de partícula < 2 mm) en un recipiente de PVC, permitiendo que cinco muestreadores de microdiálisis permanezcan sobre la superficie del suelo.
  4. Use un pañuelo para cubrir la superficie del suelo y luego vierta agua ultrapura (18.3 MΩ) sobre el suelo para inundarlo. Retire el tejido cuando el suelo esté completamente inundado 5 cm por encima de la superficie del suelo.
  5. Purgue el sistema con la solución precargada inmediatamente una vez que se haya inicializado la incubación del suelo. Encienda la conexión entre la bolsa anaeróbica y el muestreador de diálisis para enjuagar el sistema de muestreo. Use 10 veces el volumen total del muestreador cuando purgue cada muestreador con agua.
  6. Cuando termine la purga de una muestra, cúbrala con una tapa de silicona limpia.
  7. Repita el paso 3.6 hasta que se hayan purgado todos los muestreadores. En este momento, se establece un sistema de incubación y muestreo de suelo inundado.
  8. Ajuste la bolsa anaeróbica a la altura de la superficie del agua.
  9. Asegúrese de que todos los tubos estén llenos de agua. Si no es así, retire la tapa y baje la parte superior del tubo, permitiendo que el agua salga de la bolsa anaeróbica.
  10. Cierre todas las tapas y válvulas.
  11. Apague la conexión entre la bolsa anaeróbica y el muestreador de diálisis durante la incubación durante 7 días.

4. Muestreo del perfilador de microdiálisis

  1. Antes de tomar muestras, ajuste los niveles de agua en el recipiente de tierra, las tapas de muestreo y la bolsa anaeróbica a una altura similar para evitar potenciales de agua marcadamente diferentes. Mantenga siempre esta práctica durante el período de incubación del suelo.
  2. Encienda la conexión entre la bolsa anaeróbica y el contenedor intermedio.
  3. Retire la tapa de la primera muestra de arriba a abajo.
  4. Utilice una pipeta para aspirar con precisión 133 μL del muestreador a un vial (0,6 ml) que esté precargado con 133 μL de HNO3 al 2% para su conservación.
  5. Durante el proceso de muestreo, observe un flujo lento pero uniforme de gotas de agua hacia el muestreador de microdiálisis en la cámara de observación (Figura 1A-9) de la bolsa anaeróbica.
  6. Cierre la parte superior del tubo con una tapa de silicona. Pasar al siguiente tubo de muestreo.
    NOTA: Para el análisis de elementos sensibles a redox, como el Fe ferroso, se debe utilizar un método de conservación diferente, como la solución de EDTA desgasificada (10 mM), y el muestreo debe realizarse en condiciones de purga de nitrógeno.
  7. Repita el paso 4.6 hasta que se hayan recogido las 33 muestras. Desactive la conexión entre la bolsa anaeróbica y el contenedor intermedio.
    NOTA: El muestreo generalmente se puede terminar en 15 minutos. Con el diseño actual, el muestreo se realiza diariamente para evitar la contaminación cruzada entre tubos. Aunque la difusión del soluto a lo largo del tubo es lenta, se difundiría en el contenedor tampón y contaminaría otros tubos.
  8. Inmediatamente después del muestreo del día 6, reponga el agua inundada, lo que causará una perturbación en la superficie del suelo.
  9. Calcule la recuperación del volumen de la muestra pesando el vial de muestra antes y después de transferir la muestra de agua de poro.
  10. Utilice espectrometría de masas de plasma acoplado inductivamente (ICP-MS) para medir las concentraciones totales disueltas de elementos en el agua de poro.
    NOTA: Se utilizó una curva estándar externa para la cuantificación de la concentración, mientras que la Rh estándar interna se utilizó para monitorear la estabilidad operacional del ICP-MS.

Representative Results

Siguiendo este protocolo, se estableció un sistema perfilador de microdiálisis, como se describe en la Figura 1. La incubación del suelo se realizó en condiciones de inundación (24 °C, descubierta de la luz). Las muestras del día 6 y el día 7 se midieron selectivamente para indicar una posible perturbación en la superficie del suelo debido a la práctica de reponer el agua inundada.

Durante cada muestreo, se observó un número constante de gotas de agua en la cámara de observación que fluían hacia el muestreador de microdiálisis, lo que indica que la solución de muestra transferida se reponía continuamente con la solución en la bolsa anaeróbica. Como se muestra en la Figura 2, el porcentaje de recuperación del volumen de la muestra promedió 101.4% ± 0.9% y varió de 100.2% a 103.6%. Una recuperación ligeramente mayor del volumen de la muestra podría indicar que hubo una diferencia de nivel de agua entre la bolsa anaeróbica y la parte superior del tubo de muestreo.

Utilizando las muestras a través de la interfaz suelo-agua recolectadas en el Día 6 y el Día 7, se determinaron las concentraciones disueltas totales de hierro (Fe), manganeso (Mn), arsénico (As), cadmio (Cd), cobre (Cu), plomo (Pb), níquel (Ni) y zinc (Zn) en el agua de poro (Figura 3). Los perfiles de concentración-profundidad variaron mucho dependiendo del tipo elemental y antes y después de la práctica de reponer el agua inundada. Aunque no realizamos réplicas aquí ya que este estudio utilizó un diseño experimental basado en gradiente, nuestro estudio anterior demostró buenas réplicas de cambios en señales químicas dependientes de la profundidad18.

En el día 6, las concentraciones disueltas de Mn, Fe y As aumentaron junto con la profundidad del suelo, mientras que las de Cu y Pb disminuyeron con el aumento de la profundidad del suelo. Los resultados son consistentes con los principios generales y las observaciones en las interfaces suelo-agua; específicamente, un ambiente más reducido en suelos más profundos causaría una mayor liberación reductora de Mn15, Fe y As al tiempo que inhibiría la liberación de metales catiónicos debido a la formación de minerales menos solubles. Sin embargo, para Cd, Ni y Zn, los perfiles de concentración-profundidad indicaron un patrón diferente, ya que las concentraciones disueltas tenían una tendencia creciente desde una profundidad de alrededor de -20 mm hasta ubicaciones más profundas.

En comparación con los perfiles de concentración-profundidad de Fe (4,95 mg· L−1) y As (3,3 μg· L−1) a la profundidad de −12 mm el día 6, las concentraciones de Fe (1,46 mg· L−1) y As (0,8 μg· L-1) fueron significativamente más bajos en el día 7; sin embargo, las concentraciones de Fe y As fueron significativamente mayores (pendiente dependiente de la profundidad, p < 0,001) de las profundidades de −18 mm a −50 mm. Para la mayoría de los elementos determinados, excepto Mn, las concentraciones disueltas en el agua superficial y el suelo superficial uniforme a una profundidad de −15 mm fueron significativamente más bajas, en diversos grados, después de la reposición aeróbica del agua. Se observó que hubo un pico de concentración para Pb a una profundidad de aproximadamente -10 mm en el día 7, mostrando un patrón contrastante con el observado en el día 6. Estos resultados inconsistentes son probablemente causados por la perturbación de la reposición de agua y la evolución temporal de la biogeoquímica a través de la interfaz suelo-agua. En cualquier caso, el perfilador de microdiálisis indicó su gran potencial para monitorear los cambios temporoespaciales en los perfiles químicos a través de la interfaz suelo-agua.

Figure 1
Figura 1: Configuración del perfilador de microdiálisis para monitorear la dinámica química en las interfaces suelo-agua con la profundidad del suelo de 50 mm. (A) Para un perfilador en uso a 50 mm de profundidad, véase también la Figura Suplementaria S1. Los componentes principales incluyen (B1, C1) 33 muestreadores de microdiálisis (B2, C2) instalados en un esqueleto impreso en 3D, que se instala además en un contenedor de incubación (B3) (un tubo de muestra de 50 ml), (B4, B7, C4) un recipiente amortiguador de uno a muchos, (B9-B12) una bolsa de infusión médica utilizada como proveedor de agua desgasificada, y un (C5) pipeta de muestreo fuera de línea. (B5) Las ubicaciones de muestreo de los 33 muestreadores están alineadas a la misma altura con (B6) una tira de plástico. El agua desoxigenada se prepara mediante (C8) burbujeo de nitrógeno en dirección inversa al suministro de agua. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Recuperación del volumen de muestreo utilizandoH2Ocomo perfusión. Las barras de error indican la desviación estándar de dos muestreos de perfiladores independientes. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Perfiles de concentración-profundidad . (A) Manganeso, (B) hierro, (C) arsénico, (D) cadmio, (E) cobre, (F) plomo, (G) níquel y (H) zinc medidos el día 6 y el día 7. Las etiquetas de verificación negativas en el eje Y indican las profundidades por debajo del límite agua-suelo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Caso de falla de fuga que resulta en precipitación de hierro dentro de los muestreadores. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Archivo complementario 1: Archivo de diseño asistido por ordenador para una impresión del esqueleto prediseñado. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Figura suplementaria S1: El generador de perfiles en uso. (A) En suelo inundado. (B-E) Las fotos de las vistas superior y lateral y los detalles de la conexión se presentan por separado. (E) Se utilizan válvulas de tres vías para conectar el contenedor intermedio y la bolsa de infusión médica. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discussion

Sobre la base de experimentos y prácticas previas2, algunas consideraciones requieren atención especial durante el montaje del perfilador de microdiálisis y el muestreo de agua de poro. Primero, el tubo de nanomembrana y el tubo de conexión deben conectarse cuidadosamente para evitar bloqueos o fugas en la conexión. A medida que el suelo se incuba en condiciones de inundación, la introducción de oxígeno se oxidará rápidamente y precipitará hierro ferroso en el tubo de diálisis (Figura 4). Por esta razón, antes de ensamblar el perfilador de microdiálisis, se debe verificar la integridad de cada tubo de microdiálisis (sin daños), la hermeticidad de las conexiones y la permeabilidad del tubo. Del mismo modo, la conexión del marco de soporte a la pared lateral del contenedor de incubación debe realizarse con cuidado para evitar fugas. Antes de los experimentos formales, las comprobaciones de fugas en las distintas ubicaciones de conexión son siempre una prioridad. En segundo lugar, el perfusato en la bolsa anaeróbica debe estar adecuadamente desoxigenado. De lo contrario, el hierro ferroso en el agua de poro reaccionará con el oxígeno en el perfusiónto para formar precipitados insolubles (Figura 4). Esto alterará severamente la especiación y concentración de solutos y los procesos de difusión hacia los tubos de nanomembrana. En tercer lugar, una baja frecuencia de muestreo (días y semanas) hará que el soluto se difunda en la región tampón. Esto puede contaminar toda la muestra de perfil. Para abordar este problema, se pueden considerar tres posibles soluciones: (1) muestreo a una frecuencia alta, como una vez al día (sin embargo, esto puede conducir al agotamiento de solutos cerca del muestreador de diálisis cuando se realizan múltiples muestreos); (2) extender la longitud de la tubería de conexión en el área de inyección según sea necesario; (3) rediseñar la tubería de muestreo para lograr un control único de una sola tubería. Estas también son instrucciones para la mejora del dispositivo en el futuro. En cuarto lugar, durante el proceso de muestreo, se debe garantizar que el nivel de la superficie del agua en la bolsa anaeróbica, el suelo inundado y la tubería de muestreo estén aproximadamente a la misma altura para equilibrar la presión del agua. De lo contrario, una diferencia de potencial de agua dentro y fuera del tubo de membrana dará como resultado una disminución o aumento en la difusión de solutos.

Limitaciones
En primer lugar, dado que el perfilador de microdiálisis no está disponible comercialmente, el método sigue consumiendo mucho tiempo en términos de preparación del dispositivo. Tomó días preparar un solo tubo de diálisis, incluida la impresión del esqueleto de soporte, el ensamblaje del dispositivo y la limpieza. Pero las características reutilizables posteriores cierran completamente esta brecha. En segundo lugar, existen ciertas limitaciones en la aplicación del dispositivo a escenarios de suelo no inundado, para los cuales se pueden usar mirones18. Debido a la diferencia significativa de potencial de agua entre el interior y el exterior del tubo de membrana en suelo seco, la solución precargada experimenta pérdida de difusión; De hecho, se observaron varias recuperaciones de volumen de muestreo en el rango de 10% -36% en la prueba preliminar (no se muestran datos detallados), lo que crea incertidumbre sobre los resultados.

Comparación del método con métodos existentes o alternativos
El método aborda parcialmente el hecho de que los muestreadores pasivos existentes no pueden muestrear repetidamente y minimiza la carga de trabajo de preparación de muestras, especialmente para el muestreo y la preservación del agua de poro anóxica2. Los cambios instantáneos en la concentración y especiación de solutos dializados pueden reflejar sensiblemente la respuesta de la interfaz óxico-anóxica a cualquier perturbación ambiental. Teóricamente, el muestreo a una frecuencia de minutos, horas o días permite la captura de los procesos que cambian rápidamente en la interfaz. Para los muestreadores pasivos que necesitan estar en despliegue durante días, algunos momentos calientes y puntos calientes se pueden perder 6,19.

Importancia y aplicaciones potenciales en las ciencias ambientales
Este enfoque podría avanzar en los estudios biogeoquímicos en interfaces oxico-anóxicas, por ejemplo, para encontrar momentos calientes y puntos calientes de procesos biogeoquímicos bajo condiciones específicas de Eh-PH. El proceso redox es el proceso básico de las actividades de la vida1. Los microorganismos, especialmente, requieren condiciones óptimas de ambiente de vida y son muy sensibles a las perturbaciones ambientales1. Esto resulta en un desarrollo altamente dinámico de comunidades microbianas y procesos biogeoquímicos en ambientes heterogéneos20. El muestreo directo, sin considerar la alta heterogeneidad, tiende a obtener una muestra mixta de diversas condiciones ambientales. Esto causa desajustes entre la información química medida y los microorganismos clave20. Dentro de unos pocos centímetros de la capa superficial de suelo o sedimento en un campo de arroz inundado típico, hay gradientes redox pronunciados, así como varios gradientes físicos, químicos21 y biológicos1. La tecnología debe ser capaz de captar señales biogeoquímicas a escala milimétrica; De lo contrario, los datos que no coinciden con la escala real pueden llevar a conclusiones ambiguas. El perfilador de microdiálisis es capaz de monitorear señales bioquímicas a escala milimétrica en la interfaz suelo-agua en días u horas con una perturbación mínima. En este estudio, se observó la dinámica espaciotemporal de diferentes elementos durante un período de 48 h, posiblemente relacionada con la perturbación de la reposición de agua. Por lo tanto, una aplicación más amplia del perfilador de microdiálisis puede ayudar a comprender cómo las perturbaciones afectan los procesos biogeoquímicos clave en un mundo cambiante.

Disclosures

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Acknowledgments

Este trabajo está financiado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (41977320, 41571305) y el Fondo Especial del Programa Clave de XJTLU (KSF-A-20).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3D Printer Snapmaker, United States Snapmaker 2.0  Model: A250
3M DP190 Scotch-Weld Gray  3M United States 489-483 Gray
Centrifuge tube Titan, China SWLX-JZ050-ZX 50 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free
Ceramic knife R felngli, China N.A. General
EDTA FREE ACID Sigma-Aldrich CAS 60-00-4 Sigma-Aldrich#EDS-1KG
Ethanol Adamas CAS 64-17-5 Water ≤ 50 ppm (by K.F.), 99.5%, SafeDry, with molecular sieves, Safeseal
Hot melt adhesive  Magic Dragon, China N.A. JTWJRRJB001
Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry  PerkinElmer, Inc., Shelton, CT USA N.A. Model: NexION 350X
Medical Infusion Bag  Hunan Kanglilai Medical Equipment Co., Ltd N.A. 250 Ml, Sterlized
Milli-Q water system Mingche, Inc., China N.A. 18.3 MΩ, water purification system model: 24UV
Nanomembrane Tube (polyethersulfone) Motimo Membrane Technology Co., Ltd., Tianjin, China N.A. Polyethersulfone, inner diameter 1 mm, poresize <20 nm, pretreated with ethanol (99.5%)
Nitrogen gas Suzhou Gas, Chuina N.A. High puriety
Nitrotic acid (Concentrated) Adamas CAS 7697-37-2 69%,Single Metal < 50 ppt, PFA Bottle
Nylon Fiber Soumiety 10052076600273 For 3D-printing
Pipette  Bond A3 Pipette N.A. 200 μL
Pipette Tip Titan T2-H-T0200 200 μL, 300 μL Tip Box Non-sterile|200 μL|Titan
Polytetrafluoroethylene Tube ROHS, China CJ-TTL Out diameter 1 mm
Sample vial Titan, China EP0060-B-N 0.6 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free
Silicon cap Fuchenxiangsu, China N.A. Inner diameter 1 mm, length 1 cm
Sonicator Elma N.A. model:E120H
Square PVC water pipe Taobao.com N.A. hight x width, 12 cm x 15 cm
Three-way valve for infusion OEM, China N.A. Medical level; Valve body: PC material; valve core: PE material; screw cap: ABS material

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References

  1. Brune, A., Frenzel, P., Cypionka, H. Life at the oxic-anoxic interface: Microbial activities and adaptations. FEMS Microbiology Reviews. 24 (5), 691-710 (2000).
  2. Yuan, Z. -F., et al. Tracing the dynamic changes of element profiles by novel soil porewater samplers with ultralow disturbance to soil-water interface. Environmental Science & Technology. 53 (9), 5124-5132 (2019).
  3. Henkel, S., et al. Diagenetic barium cycling in Black Sea sediments - A case study for anoxic marine environments. Geochimica et Cosmochimica Acta. 88, 88-105 (2012).
  4. Zhong, H., et al. Novel insights into the Thaumarchaeota in the deepest oceans: Their metabolism and potential adaptation mechanisms. Microbiome. 8 (1), 78 (2020).
  5. Lueder, U., et al. Influence of physical perturbation on Fe(II) supply in coastal marine sediments. Environmental Science & Technology. 54 (6), 3209-3218 (2020).
  6. Sharma, N., Wang, Z., Catalano, J. G., Giammar, D. E. Dynamic responses of trace metal bioaccessibility to fluctuating redox conditions in wetland soils and stream sediments. ACS Earth and Space Chemistry. 6 (5), 1331-1344 (2022).
  7. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 24 (10), 845-868 (2005).
  8. VanOploo, P., White, I., Macdonald, B. C. T., Ford, P., Melville, M. D. The use of peepers to sample pore water in acid sulphate soils. European Journal of Soil Science. 59 (4), 762-770 (2008).
  9. Harper, M. P., Davison, W., Tych, W. Temporal, spatial, and resolution constraints for in situ sampling devices using diffusional equilibration: Dialysis and DET. Environmental Science & Technology. 31 (11), 3110-3119 (1997).
  10. Harper, M. P., Davison, W., Tych, W. Estimation of pore water concentrations from DGT profiles: a modelling approach. Aquatic Geochemistry. 5 (4), 337-355 (1999).
  11. Gao, S., DeLuca, T. H. Use of microdialysis to assess short-term soil soluble N dynamics with biochar additions. Soil Biology and Biochemistry. 136, 107512 (2019).
  12. Buckley, S., Brackin, R., Jämtgård, S., Näsholm, T., Schmidt, S. Microdialysis in soil environments: Current practice and future perspectives. Soil Biology and Biochemistry. 143, 107743 (2020).
  13. Miró, M., Jimoh, M., Frenzel, W. A novel dynamic approach for automatic microsampling and continuous monitoring of metal ion release from soils exploiting a dedicated flow-through microdialyser. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 382 (2), 396-404 (2005).
  14. Maddala, S., Savin, M. C., Stenken, J. A., Wood, L. S. Nitrogen dynamics: Quantifying and differentiating fluxes in a riparian wetland soil. ACS Earth and Space Chemistry. 5 (5), 1254-1264 (2021).
  15. Yuan, Z. -F., et al. Simultaneous measurement of aqueous redox-sensitive elements and their species across the soil-water interface. Journal of Environmental Sciences. 102, 1-10 (2021).
  16. Hamilton, E. M., Young, S. D., Bailey, E. H., Humphrey, O. S., Watts, M. J. Online microdialysis-high-performance liquid chromatography-inductively coupled plasma mass spectrometry (MD-HPLC-ICP-MS) as a novel tool for sampling hexavalent chromium in soil solution. Environmental Science & Technology. 55 (4), 2422-2429 (2021).
  17. Yuan, Z. -F., et al. Distinct and dynamic distributions of multiple elements and their species in the rice rhizosphere. Plant and Soil. 471 (1), 47-60 (2022).
  18. Teasdale, P. R., Batley, G. E., Apte, S. C., Webster, I. T. Pore water sampling with sediment peepers. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 14 (6), 250-256 (1995).
  19. Wey, H., Hunkeler, D., Bischoff, W. -A., Bünemann, E. K. Field-scale monitoring of nitrate leaching in agriculture: assessment of three methods. Environmental Monitoring and Assessment. 194 (1), (2021).
  20. Cai, Y. -J., et al. Microbial community structure is stratified at the millimeter-scale across the soil-water interface. ISME Communications. 2 (1), 53 (2022).
  21. Jones, M. E., et al. Manganese-driven carbon oxidation at oxic-anoxic interfaces. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12349-12357 (2018).

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Este mes en JoVE Número 193
Muestreo de soluto disuelto a través de una interfaz suelo-agua óxica-anóxica utilizando perfiladores de microdiálisis
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Zhang, S., Yuan, Z., Cai, Y., Liu,… More

Zhang, S., Yuan, Z., Cai, Y., Liu, H., Liu, Z., Chen, Z. Dissolved Solute Sampling Across an Oxic-Anoxic Soil-Water Interface Using Microdialysis Profilers. J. Vis. Exp. (193), e64358, doi:10.3791/64358 (2023).

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