Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Отбор проб растворенного растворенного вещества на границе раздела кислородно-бескислородная почва-вода с использованием микродиализных профилографов

Published: March 24, 2023 doi: 10.3791/64358
Automatic Translation
1,2, 2, 2, 2, 2, 2
1Department of Geography and Planning, University of Liverpool, 2Department of Health and Environmental Sciences, Xi’an Jiaotong-Liverpool University

Summary

Описан микродиализный профилировщик для отбора проб растворенных растворенных веществ в поровой воде через кислородно-бескислородную границу раздела почва-вода in situ с минимальными нарушениями. Это устройство предназначено для регистрации быстрых изменений в профилях концентрации-глубины, вызванных нарушениями на границе раздела почва и вода и за ее пределами.

Abstract

Биогеохимические процессы быстро смещаются как в пространственном (миллиметровый масштаб), так и во временном (от часового масштаба до суточного масштаба) измерениях на кислородно-аноксической границе в ответ на возмущения. Для расшифровки быстрых биогеохимических изменений требуются минимально инвазивные инструменты in situ с высоким пространственным и временным разрешением выборки. Однако имеющиеся пассивные устройства для отбора проб во многих случаях не очень полезны либо из-за их одноразового характера, либо из-за сложности и большой рабочей нагрузки по подготовке проб.

Для решения этой проблемы был создан микродиализный профилировщик с 33 отдельными полиэфирсульфоновыми наномембранными трубками (полупроницаемые, размер пор <20 нм), интегрированными в одномерный скелет (60 мм), для итеративного отбора проб растворенных соединений в поровой воде через границу раздела почва-вода с высоким разрешением 1,8 мм (наружный диаметр плюс один интервал, т.е. 0,1 мм между зондами). Механизм отбора проб основан на принципе диффузии градиента концентрации. Автоматическая загрузка дегазированной воды позволяет свести к минимуму воздействие химических веществ на кислородно-бескислородную границу.

В этой статье описываются процедуры настройки устройства и непрерывного отбора проб поровых вод на границе раздела почва-вода на ежедневной основе. Профили концентрации-глубины выборочно измеряли до (на 6-й день) и после (на 7-й день) нарушений, вызванных орошением. Результаты показали, что профили концентрации и глубины претерпевают быстрые изменения, особенно для окислительно-восстановительных элементов (т.е. железа и мышьяка). Эти протоколы могут помочь исследовать биогеохимические реакции на границе раздела почва и вода при различных нарушениях, вызванных физическими, химическими и биологическими факторами. В статье подробно обсуждаются преимущества и недостатки этого метода для потенциального использования в науках об окружающей среде.

Introduction

Кислородно-бескислородная граница является одной из общих особенностей биосферы, которая имеет жизненно важное значение для биогеохимического цикла1. Эта граница раздела очень неоднородна, с пространственным диапазоном, простирающимся от миллиметровна границе раздела отложений/почва-вода 1,2 до тысяч метров в океанической бескислородной зоне 3,4. Этот интерфейс является идеальной средой обитания для изучения сложности элементарной биогеохимии.

Границы раздела почвы и воды имеют типичную особенность кислородно-аноксического градиента в пределах сантиметров и легко устанавливаются в экспериментах по мезокосму. Начиная с потребления молекулярного кислорода из поверхностных вод, стратифицированные функциональные микробные сообщества стимулируют развитие различных градиентов, таких как градиенты O2, pH и Eh, в миллиметровом масштабе1. Биогеохимический круговорот на кислородно-аноксической границе чувствительны к различным нарушениям природы 5,6. В случае отложений и рисовых полей поступление свежего органического вещества, такого как подстилка и солома, периодические наводнения и осушение, колебания температуры и экстремальные явления, а также биотурбация могут вызвать изменения в биогеохимическом цикле на границе кислородно-бескислородного баланса, что, вероятно, приведет к долгосрочным последствиям, таким как выбросы парниковых газов, эвтрофикация и загрязнение в данном месте. Таким образом, кислородно-бескислородный градиент на границе раздела почва-вода открывает окно для изучения глобальных, крупномасштабных, биогеохимических циклов. Пространственно-временной отбор проб и анализ растворенных веществ вдоль границы раздела почва-вода в высоком разрешении всегда представляли интерес; Вместе с тем в разработке методологии достигнут ограниченный прогресс.

Обходя недостатки деструктивной экстракции поровой воды, неразрушающий пассивный отбор проб все чаще используется, чтобы избежать изменений в химическом составе поровой воды и решить проблему сложности пробоподготовки7. Широко используются несколько устройств, которые могут выполнять высокоточный отбор проб in situ (от микрометра до сантиметра), в том числе диализные пробоотборники in situ (известные как гляделки)8, диффузионное уравновешивание в тонких пленках (DET)9 и диффузионный градиент в тонких пленках (DGT)10. Растворенные вещества пассивно отбираются с помощью механизма процессов диффузии и адсорбции. Хотя они оказались полезными при описании оксически-аноксических химических профилей, они по-прежнему являются одноразовыми, что ограничивает их более широкое применение.

В последнее время метод микродиализа стал чувствительным инструментом, который можно использовать для мониторинга динамики растворимых соединений в почве во временных масштабах отминут до дней 11,12,13,14. Для типичного сценария с использованием микродиализа в медицине и науках об окружающей среде миниатюрный зонд концентрического типа, состоящий из полупроницаемой трубчатой мембраны (т.е. микродиализатора), используется для зондирования интерстициальной жидкости или почвенных растворов для предотвращения значительных нарушений метаболических процессов и химического состава15,16. Одним из самых больших неотъемлемых преимуществ микродиализа является захват in situ зависящих от времени изменений концентрации в почве или биологических тканях15,16.

Основываясь на концепции микродиализа, мы разработали более простой в использовании профилировщик микродиализа, ранее называвшийся профилировщиком интегрированной впрыска поровой воды (IPI), который может выполнять непрерывный равновесный диализ растворенных веществ поровой воды на основе принципа диффузии градиента концентрации2. В устройстве микродиализа используются полые наномембранные трубки для активной предварительной загрузки перфузата и пассивной диффузии растворенных растворенных веществ, что отличается от объемной диффузии поровой воды, используемой в гляделках, напорных фильтрах, таких как пробоотборник Rizon, и DGT на основе накопления. Устройство было протестировано и проверено во временном и пространственном отборе проб как катионных, так и анионных элементов как в высокогорных, так и в затопленных почвах (рис. 1А-1)13,15,16. Простой микродиализ с входом и выходом сводит к минимуму количество этапов пробоподготовки 2,15.

Мы изготовили микродиализный профилировщик, интегрировав набор пробоотборников в одномерный опорный каркас, и этот профилировщик обеспечил отбор проб с высоким разрешением на границе раздела почва-вода и ризосфере 2,15,17. В этом исследовании были внесены значительные изменения в устройство для отбора проб и метод отбора проб, чтобы обеспечить сбор 33 проб поровой воды на границе раздела почва-вода (глубина 60 мм по вертикали) с минимальными помехами для последующего элементного анализа. Вся процедура отбора проб занимает ~15 минут. Поскольку микродиализный профилировщик является новым для сообщества наук об окружающей среде, мы представляем подробную информацию о компонентах устройства и процедурах отбора проб, чтобы указать на потенциал микродиализа в мониторинге изменений химических сигналов на границе раздела почва-вода.

Описание микродиализного профилировщика
Микродиализное профилирующее устройство с соответствующими модификациями предыдущей конструкции2 показано на рисунке 1. Эффективный размер пор наномембраны (рис. 1C-1) оценивается всего в несколько нанометров, чтобы предотвратить диффузию крупных молекул и микробных клеток. Предыдущее испытание показало, что 6-месячная затопленная инкубация не привела к образованию каких-либо отложений железа ни внутри, ни снаружи поверхности15 пробирки. Был разработан изогнутый полый каркас (рис. 1C-2) и напечатан на 3D-принтере с использованием стабильного нейлонового материала. В общей сложности 33 наномембранные трубки (полиэфирсульфон; размер поверхностных пор: 0-20 нм; внутренний диаметр x внешний диаметр x эффективная длина выборки: 1,0 мм x 1,7 мм x 54 мм; теоретический объем: 42,4 мкл), соединенных соответствующими трубами из политетрафторэтилена (ПТФЭ) (длина: 18 см x диаметр 2 см, рис. 1C-1), были установлены на каркасе и поперек одной стороны контейнера из ПВХ (рис. 1B). Для этого устройства компонент отбора проб (рис. 1B-1) находится на расстоянии 2 см от боковой стенки контейнера из ПВХ. Для стороны впрыска (рис. 1B-4) все трубки были соединены с разъемом «один ко многим», который был закреплен в буферном контейнере герметичным способом (рис. 1B-7). Медицинский инфузионный мешок (рис. 1В-11) использовался для соединения с буферным контейнером с помощью трехходового клапана. Герметичность системы была тщательно исследована в воде перед дальнейшими экспериментальными операциями. Предварительно загруженная вода (18,2 МОм, 500 мл) в медицинском инфузионном пакете всегда бескислородна (рис. 1C-8). Подробная настройка устройства и отбор проб поровой воды описаны ниже.

Protocol

1. Индивидуальная подготовка пробоотборника для микродиализа

  1. Аккуратно разрежьте нетронутые наномембранные трубки (внутренний диаметр x внешний диаметр x длина: 1,0 мм x 1,7 мм) на 33 короткие трубки (длиной 58 мм).
  2. Аккуратно разрежьте трубу из ПТФЭ на 66 труб (длиной 180 мм) керамическим ножом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не используйте ножи на металлической основе, чтобы избежать загрязнения.
  3. Полностью перемешайте эпоксидный клей, состоящий из двух частей (AB), на любой чистой пластиковой пластине и дайте ему постоять 30 минут, пока он не станет липким. Аккуратно нанесите эпоксидный клей AB на внешнюю поверхность верхней части трубы из ПТФЭ. Убедитесь, что эпоксидный клей AB покрывает только длину трубки 4 мм и что нет дополнительных тюбиков, блокирующих клей.
  4. Соедините две трубки из ПТФЭ, подготовленные на этапах 1.2-1.4, с каждой наномембранной трубкой, подготовленной на этапе 1.1, осторожно ввинчивая трубки из ПТФЭ в наномембранную трубку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не допускайте накопления излишков клея на стыке. Убедитесь, что клей не загрязняет наномембранную трубку.
  5. Повторите шаг 1.4, чтобы полностью собрать все 33 нетронутых микродиализных пробоотборника.
  6. Дайте пробоотборникам, собранным на шаге 1.6, постоять ночь, чтобы обеспечить полное отверждение и стабилизацию клея.
  7. Увеличьте гидрофильность и очистите микродиализные пробоотборники, замочив их в этаноле (чистота 99,5%) в течение 1 часа с последующей ультразвуковой очисткой (комнатной температуры) 2% разбавленным HNO3 и сверхчистой водой в течение 15 минут каждый.
  8. Проверьте проходимость и герметичность микродиализного пробоотборника, барботируя в воде с помощью шприца объемом 5 мл.

2. Сборка микродиализного профилографа

  1. Используйте прилагаемый файл САПР (дополнительный файл 1), чтобы распечатать предварительно разработанный каркас из нейлонового материала (рис. 1C-2).
  2. Выдолбите контейнер из ПВХ (промытый кислотой) с двумя параллельными прорезями (интервал 5 см) в соответствии с размером каркаса. Используйте модуль гравировки в 3D-принтере для прорезания пазов.
  3. Сконструируйте соединитель «один ко многим», стабилизируя эпоксидный клей в форме крышки центрифужной пробирки объемом 50 мл. Вставьте 33 силиконовых колпачка (длиной 1 см) в эпоксидный клей перед отверждением и дайте постоять ночь.
  4. Выньте разъем «один ко многим» из крышки трубки.
  5. Используйте керамический нож, чтобы разрезать отвержденный эпоксидный клей так, чтобы все концы силиконовых колпачков были беспрепятственными.
  6. Тщательно промойте разъем «один ко многим» разбавленным 2% HNO3 и сверхчистой водой в течение 15 минут каждый. Высушите разъем «один ко многим» в условиях окружающей среды.
  7. Подсоедините трехходовой клапан к нижней части трубки, чтобы он служил буферным контейнером.
  8. Соберите буферный контейнер, установив соединитель «один ко многим» в центрифужную пробирку объемом 50 мл с помощью эпоксидного клея AB.
  9. Соберите отдельные микродиализные пробоотборники, подготовленные в разделе 1 на скелете (этап 2.1). На этом этапе используйте клей-расплав для фиксации так, чтобы каждый пробоотборник был параллелен верхнему/нижнему краю каркаса.
  10. Повторяйте шаг 2.9 до тех пор, пока все микродиализные пробоотборники (n = 33) не будут установлены на скелете.
  11. Убедитесь, что 33 пробоотборника с обеих сторон каркаса проходят через пазы для ПВХ. Заделайте зазоры на стыках каркаса и пазов эпоксидным клеем AB.
  12. Подсоедините 33 пробоотборника с одной стороны каркаса к буферному контейнеру герметичным способом через соединительный клапан «один ко многим», предварительно установленный в центрифужную пробирку объемом 50 мл (этап 2.8)
  13. Подключите медицинский инфузионный мешок, предварительно заполненный водой (18,3 МОм), к буферному контейнеру через трехходовой клапан.
  14. Используйте силиконовые колпачки, чтобы закрыть 33 пробоотборника со стороны отбора проб. Дважды проверьте проходимость и герметичность каждого микродиализного пробоотборника, повернув трехходовой клапан, позволяя воде течь из медицинского инфузионного мешка в пробоотборник. После завершения всех проверок закройте и выключите все пробоотборники и клапан на буферном контейнере.

3. Инкубация почвы

  1. Перед инкубацией затопленной почвы дегазируйте воду в лечебном инфузионном мешке для удаления кислорода. Пузырьковый газообразный азот в течение ночи на пути линии газообразного азота высокой чистоты к медицинскому инфузионному мешку (рис. 1-C8).
  2. Используйте трехходовой клапан, чтобы закрыть соединение между профилировщиком и дегазированным мешком.
  3. Осторожно добавьте 450 г просеянной, высушенной на воздухе почвы (размер частиц < 2 мм) в контейнер из ПВХ, чтобы пять микродиализных пробоотборников оставались над поверхностью почвы.
  4. Используйте ткань, чтобы покрыть поверхность почвы, а затем вылейте сверхчистую воду (18,3 МОм) на почву, чтобы затопить ее. Снимают ткань, когда почва полностью затопится на 5 см над поверхностью почвы.
  5. Продуйте систему предварительно загруженным раствором сразу после инициализации инкубации почвы. Включите соединение между анаэробным мешком и диализным пробоотборником, чтобы промыть систему отбора проб. Используйте 10-кратный общий объем пробоотборника при продувке каждого пробоотборника водой.
  6. Закончив продувку одного пробоотборника, закройте его чистым силиконовым колпачком.
  7. Повторяйте шаг 3.6 до тех пор, пока все пробоотборники не будут очищены. В это время устанавливается одна система инкубации и отбора проб затопленной почвы.
  8. Отрегулируйте анаэробный мешок по высоте поверхности воды.
  9. Убедитесь, что все трубки заполнены водой. Если нет, снимите крышку и опустите верхнюю часть трубки, позволяя воде вытекать из анаэробного мешка.
  10. Закройте все крышки и клапаны.
  11. Отключите соединение между анаэробным мешком и диализным пробоотборником во время инкубации на 7 дней.

4. Отбор проб микродиализного профилера

  1. Перед отбором проб отрегулируйте уровень воды в контейнере для почвы, верхушках для отбора проб и анаэробном мешке на одинаковую высоту, чтобы избежать заметных различий в потенциалах воды. Всегда придерживайтесь этой практики в течение периода инкубации почвы.
  2. Включите соединение между анаэробным мешком и буферным контейнером.
  3. Снимите крышку первого пробоотборника сверху вниз.
  4. Используйте пипетку для точной аспирации 133 мкл из пробоотборника во флакон (0,6 мл), в который предварительно загружено 133 мкл 2% HNO3 для консервации.
  5. Во время процесса отбора проб наблюдайте медленный, но равномерный поток капель воды к микродиализному пробоотборнику в наблюдательной камере (рис. 1A-9) анаэробного мешка.
  6. Закройте верхнюю часть трубки силиконовым колпачком. Перейдите к следующей пробоотборной трубке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для анализа окислительно-восстановительных элементов, таких как железистое железо, необходимо использовать другой метод консервации, такой как дегазированный (10 мМ) раствор ЭДТА, и отбор проб следует проводить в условиях продувки азотом.
  7. Повторяйте шаг 4.6 до тех пор, пока не будут собраны все 33 образца. Отключите соединение между анаэробным мешком и буферным контейнером.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отбор проб обычно может быть завершен за 15 минут. При нынешней конструкции отбор проб проводится ежедневно, чтобы избежать перекрестного загрязнения между пробирками. Хотя диффузия растворенного вещества вдоль трубки медленная, оно диффундирует в буферный контейнер и загрязняет другие трубки.
  8. Сразу после отбора проб на 6 день пополните затопленную воду, которая вызовет возмущение на поверхности почвы.
  9. Рассчитайте восстановление объема образца, взвесив пробирку с образцом до и после переноса пробы поровой воды.
  10. Используйте масс-спектрометрию с индуктивно связанной плазмой (ICP-MS) для измерения общих концентраций растворенных элементов в поровой воде.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для количественного определения концентрации использовалась внешняя стандартная кривая, а для мониторинга эксплуатационной стабильности МСП-МС использовалась внутренняя стандартная резус-кривая.

Representative Results

В соответствии с этим протоколом была создана система микродиализного профилирования, как описано на рисунке 1. Инкубация почвы проводилась в условиях затопления (24 °C, без освещения). Пробы на 6-й и 7-й день были выборочно измерены, чтобы указать на потенциальное нарушение на поверхности почвы из-за практики пополнения затопленной воды.

Во время каждого отбора проб наблюдалось постоянное количество капель воды в камере наблюдения, поступающих к пробоотборнику микродиализа, что указывает на то, что переносимый раствор образца непрерывно пополнялся раствором в анаэробном мешке. Как показано на рисунке 2, процент восстановления объема выборки составил в среднем 101,4% ± 0,9% и варьировался от 100,2% до 103,6%. Несколько более высокое извлечение объема пробы может свидетельствовать о наличии разницы в уровне воды между анаэробным мешком и верхней частью пробирки для отбора проб.

Используя пробы на границе раздела почва и вода, собранные на 6-й и 7-й день, были определены общие растворенные концентрации железа (Fe), марганца (Mn), мышьяка (As), кадмия (Cd), меди (Cu), свинца (Pb), никеля (Ni) и цинка (Zn) в поровой воде (рис. 3). Профили концентрации-глубины сильно варьировались в зависимости от типа элемента, а также до и после практики пополнения затопленной воды. Хотя мы не проводили здесь репликации, поскольку в этом исследовании использовался экспериментальный дизайн на основе градиента, наше предыдущее исследование продемонстрировало хорошие репликации изменений в химических сигналах, зависящих от глубины18.

На 6-й день растворенные концентрации Mn, Fe и As увеличивались вместе с глубиной почвы, тогда как концентрации Cu и Pb уменьшались с увеличением глубины почвы. Полученные результаты согласуются с общими принципами и наблюдениями на границах раздела почва и вода; в частности, более восстановленная среда в более глубокой почве приведет к усиленному восстановительному высвобождению Mn15, Fe и As при одновременном ингибировании высвобождения катионных металлов из-за образования менее растворимых минералов. Однако для Cd, Ni и Zn профили концентрации-глубины указывают на иную картину, поскольку растворенные концентрации имеют тенденцию к увеличению от глубины около -20 мм до более глубоких мест.

По сравнению с профилями концентрации и глубины Fe (4,95 мг· L−1) и As (3,3 мкг· L−1) на глубине −12 мм на 6-й день концентрации Fe (1,46 мг· L−1) и As (0,8 мкг· L−1) были значительно ниже на 7-й день; однако концентрации Fe и As были значительно выше (уклон в зависимости от глубины, p < 0,001) на глубинах от -18 мм до -50 мм. Для большинства определенных элементов, за исключением Mn, концентрации растворенных веществ в поверхностных водах и ровной поверхностной почве на глубине −15 мм были значительно ниже, в той или иной степени, после аэробного пополнения воды. Было отмечено, что на 7-й день наблюдался пик концентрации Pb на глубине приблизительно -10 мм, что свидетельствует о контрастной картине, наблюдаемой в 6-й день. Эти противоречивые результаты, вероятно, вызваны нарушением пополнения запасов воды и временной эволюцией биогеохимии на границе раздела почва и вода. В любом случае микродиализный профилировщик показал свой большой потенциал для мониторинга временных пространственных изменений химических профилей на границе раздела почва и вода.

Figure 1
Рисунок 1: Микродиализный профилограф для мониторинга химической динамики на границе раздела почва-вода на глубине почвы 50 мм. (A) О профилографе, используемом на глубине 50 мм, см. также дополнительный рисунок S1. Основные компоненты включают (B1, C1) 33 микродиализных пробоотборника (B2, C2), установленные на 3D-печатном каркасе, который далее устанавливается на (B3) инкубационный контейнер (пробирка для образца 50 мл), (B4, B7, C4) буферный контейнер «один ко многим», (B9-B12) медицинский инфузионный мешок, используемый в качестве поставщика дегазированной воды, и (C5) автономная пипетка для отбора проб. (В5) Места отбора проб всех 33 пробоотборников выровнены по одной высоте с помощью пластиковой полосы (B6). Дезоксигенированная вода готовится путем барботирования азота (C8) в обратном направлении к водопроводу. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Восстановление объема выборки с использованием H2O в качестве перфузата. Полосы погрешностей обозначают стандартное отклонение двух независимых выборок профилировщика. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Профили концентрации и глубины . (A) марганец, (B) железо, (C) мышьяк, (D) кадмий, (E) медь, (F) свинец, (G) никель и (H) цинк, измеренные на 6-й и 7-й день. Отрицательные метки на оси Y указывают глубины ниже границы воды и почвы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Случай отказа утечки, приводящей к осаждению железа внутри пробоотборников. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Дополнительный файл 1: Файл автоматизированного проектирования для распечатки предварительно разработанного скелета. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Дополнительный рисунок S1: Используемый профилировщик. (А) На затопленной почве. (Б-Е) Фотографии видов сверху и сбоку и детали подключения представлены отдельно. (E) Трехходовые клапаны используются для соединения буферного контейнера и медицинского инфузионного мешка. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Discussion

Основываясь на предыдущих экспериментах и практиках2, некоторые соображения требуют особого внимания при сборке микродиализного профилировщика и отборе проб поровой воды. Во-первых, наномембранная трубка и соединительная трубка должны быть аккуратно соединены, чтобы избежать засоров или утечек при соединении. Поскольку почва инкубируется в условиях затопления, введение кислорода быстро окисляет и осаждает двухвалентное железо в диализной трубке (рис. 4). По этой причине перед сборкой микродиализного профилировщика каждая микродиализная трубка должна быть проверена на целостность (отсутствие повреждений), герметичность соединений и проходимость трубки. Точно так же соединение опорной рамы с боковой стенкой инкубационного контейнера необходимо выполнять осторожно, чтобы избежать утечки. Перед формальными экспериментами проверка утечек в различных местах соединения всегда является приоритетом. Во-вторых, перфузат в анаэробном мешке должен быть адекватно дезоксигенирован. В противном случае двухвалентное железо в поровой воде будет реагировать с кислородом в перфузате с образованием нерастворимых осадков (рис. 4). Это серьезно изменит состав и концентрацию растворенного вещества, а также процессы диффузии в направлении наномембранных трубок. В-третьих, низкая частота выборки (дни и недели) приведет к диффундации растворенного вещества в буферную область. Это может привести к загрязнению всего образца профиля. Для решения этой проблемы можно рассмотреть три возможных решения: (1) отбор проб с высокой частотой, например, один раз в день (однако это может привести к истощению растворенного вещества вблизи диализного пробоотборника при проведении нескольких отборов проб); (2) увеличение длины соединительной трубы в зоне впрыска по мере необходимости; (3) перепроектирование пробоотборного трубопровода для достижения единого управления одним трубопроводом. Это также направления совершенствования устройства в будущем. В-четвертых, в процессе отбора проб необходимо убедиться, что уровень поверхности воды в анаэробном мешке, затопленной почве и трубе для отбора проб находится примерно на одной высоте, чтобы уравновесить давление воды. В противном случае разность потенциалов воды внутри и снаружи мембранной трубки приведет к уменьшению или увеличению диффузии растворенного вещества.

Ограничения
Во-первых, поскольку микродиализный профилировщик не является коммерчески доступным, метод остается трудоемким с точки зрения подготовки устройства. Потребовалось несколько дней, чтобы подготовить одну диализную трубку, включая печать опорного каркаса, сборку устройства и очистку. Но последующие многоразовые функции полностью восполняют этот пробел. Во-вторых, существуют определенные ограничения в применении устройства к сценариям незатопленного грунта, для которыхможно использовать 18 подглядывающих. Из-за значительной разницы водных потенциалов между внутренней и внешней частью мембранной трубки в сухой почве предварительно загруженный раствор испытывает диффузионные потери; Действительно, в предварительном тесте наблюдалось различное восстановление объема выборки в диапазоне 10-36% (подробные данные не показаны), что создает неопределенность в отношении результатов.

Сравнение метода с существующими или альтернативными методами
Этот метод частично учитывает тот факт, что существующие пассивные пробоотборники не могут многократно отбирать пробы, и сводит к минимуму рабочую нагрузку на пробоподготовку, особенно для отбора проб бескислородной поровой воды и консервации2. Мгновенные изменения концентрации и состава диализованных растворенных веществ могут чутко отражать реакцию кислородно-аноксической границы на любые нарушения окружающей среды. Теоретически выборка с периодичностью в минуты, часы или дни позволяет фиксировать быстро меняющиеся процессы на границе раздела. Для пассивных пробоотборников, которые должны находиться в развертывании в течение нескольких дней, некоторые горячие моменты и горячие точки могут быть пропущены 6,19.

Значение и потенциальное применение в науках об окружающей среде
Этот подход может продвинуть биогеохимические исследования на кислородно-аноксических границах, например, для поиска горячих моментов и горячих точек биогеохимических процессов в определенных условиях Eh-pH. Окислительно-восстановительный процесс является основным процессом жизнедеятельности1. Микроорганизмы, в частности, нуждаются в оптимальных условиях обитания и очень чувствительны к нарушениям окружающей среды1. Это приводит к высокодинамичному развитию микробных сообществ и биогеохимических процессов в гетерогенных средах20. Прямой отбор проб, без учета высокой гетерогенности, имеет тенденцию получать смешанную пробу из различных условий окружающей среды. Это приводит к несоответствию между измеренной химической информацией и ключевыми микроорганизмами20. В пределах нескольких сантиметров от поверхностного слоя почвы или отложений на типичном затопленном рисовом поле существуют крутые окислительно-восстановительные градиенты, а также различные физические, химические21 и биологические градиенты1. Технология должна быть способна улавливать биогеохимические сигналы миллиметрового масштаба; В противном случае данные, не соответствующие фактическому масштабу, могут привести к неоднозначным выводам. Микродиализный профилировщик способен контролировать биохимические сигналы миллиметрового масштаба на границе раздела почва-вода в течение нескольких дней или часов с минимальными помехами. В этом исследовании наблюдалась пространственно-временная динамика различных элементов в течение 48-часового периода, возможно, связанная с нарушением пополнения воды. Таким образом, более широкое применение микродиализного профилографа может помочь понять, как нарушения влияют на ключевые биогеохимические процессы в меняющемся мире.

Disclosures

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Acknowledgments

Эта работа финансируется Национальным фондом естественных наук Китая (41977320, 41571305) и Специальным фондом ключевой программы XJTLU (KSF-A-20).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3D Printer Snapmaker, United States Snapmaker 2.0  Model: A250
3M DP190 Scotch-Weld Gray  3M United States 489-483 Gray
Centrifuge tube Titan, China SWLX-JZ050-ZX 50 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free
Ceramic knife R felngli, China N.A. General
EDTA FREE ACID Sigma-Aldrich CAS 60-00-4 Sigma-Aldrich#EDS-1KG
Ethanol Adamas CAS 64-17-5 Water ≤ 50 ppm (by K.F.), 99.5%, SafeDry, with molecular sieves, Safeseal
Hot melt adhesive  Magic Dragon, China N.A. JTWJRRJB001
Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry  PerkinElmer, Inc., Shelton, CT USA N.A. Model: NexION 350X
Medical Infusion Bag  Hunan Kanglilai Medical Equipment Co., Ltd N.A. 250 Ml, Sterlized
Milli-Q water system Mingche, Inc., China N.A. 18.3 MΩ, water purification system model: 24UV
Nanomembrane Tube (polyethersulfone) Motimo Membrane Technology Co., Ltd., Tianjin, China N.A. Polyethersulfone, inner diameter 1 mm, poresize <20 nm, pretreated with ethanol (99.5%)
Nitrogen gas Suzhou Gas, Chuina N.A. High puriety
Nitrotic acid (Concentrated) Adamas CAS 7697-37-2 69%,Single Metal < 50 ppt, PFA Bottle
Nylon Fiber Soumiety 10052076600273 For 3D-printing
Pipette  Bond A3 Pipette N.A. 200 μL
Pipette Tip Titan T2-H-T0200 200 μL, 300 μL Tip Box Non-sterile|200 μL|Titan
Polytetrafluoroethylene Tube ROHS, China CJ-TTL Out diameter 1 mm
Sample vial Titan, China EP0060-B-N 0.6 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free
Silicon cap Fuchenxiangsu, China N.A. Inner diameter 1 mm, length 1 cm
Sonicator Elma N.A. model:E120H
Square PVC water pipe Taobao.com N.A. hight x width, 12 cm x 15 cm
Three-way valve for infusion OEM, China N.A. Medical level; Valve body: PC material; valve core: PE material; screw cap: ABS material

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Brune, A., Frenzel, P., Cypionka, H. Life at the oxic-anoxic interface: Microbial activities and adaptations. FEMS Microbiology Reviews. 24 (5), 691-710 (2000).
  2. Yuan, Z. -F., et al. Tracing the dynamic changes of element profiles by novel soil porewater samplers with ultralow disturbance to soil-water interface. Environmental Science & Technology. 53 (9), 5124-5132 (2019).
  3. Henkel, S., et al. Diagenetic barium cycling in Black Sea sediments - A case study for anoxic marine environments. Geochimica et Cosmochimica Acta. 88, 88-105 (2012).
  4. Zhong, H., et al. Novel insights into the Thaumarchaeota in the deepest oceans: Their metabolism and potential adaptation mechanisms. Microbiome. 8 (1), 78 (2020).
  5. Lueder, U., et al. Influence of physical perturbation on Fe(II) supply in coastal marine sediments. Environmental Science & Technology. 54 (6), 3209-3218 (2020).
  6. Sharma, N., Wang, Z., Catalano, J. G., Giammar, D. E. Dynamic responses of trace metal bioaccessibility to fluctuating redox conditions in wetland soils and stream sediments. ACS Earth and Space Chemistry. 6 (5), 1331-1344 (2022).
  7. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 24 (10), 845-868 (2005).
  8. VanOploo, P., White, I., Macdonald, B. C. T., Ford, P., Melville, M. D. The use of peepers to sample pore water in acid sulphate soils. European Journal of Soil Science. 59 (4), 762-770 (2008).
  9. Harper, M. P., Davison, W., Tych, W. Temporal, spatial, and resolution constraints for in situ sampling devices using diffusional equilibration: Dialysis and DET. Environmental Science & Technology. 31 (11), 3110-3119 (1997).
  10. Harper, M. P., Davison, W., Tych, W. Estimation of pore water concentrations from DGT profiles: a modelling approach. Aquatic Geochemistry. 5 (4), 337-355 (1999).
  11. Gao, S., DeLuca, T. H. Use of microdialysis to assess short-term soil soluble N dynamics with biochar additions. Soil Biology and Biochemistry. 136, 107512 (2019).
  12. Buckley, S., Brackin, R., Jämtgård, S., Näsholm, T., Schmidt, S. Microdialysis in soil environments: Current practice and future perspectives. Soil Biology and Biochemistry. 143, 107743 (2020).
  13. Miró, M., Jimoh, M., Frenzel, W. A novel dynamic approach for automatic microsampling and continuous monitoring of metal ion release from soils exploiting a dedicated flow-through microdialyser. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 382 (2), 396-404 (2005).
  14. Maddala, S., Savin, M. C., Stenken, J. A., Wood, L. S. Nitrogen dynamics: Quantifying and differentiating fluxes in a riparian wetland soil. ACS Earth and Space Chemistry. 5 (5), 1254-1264 (2021).
  15. Yuan, Z. -F., et al. Simultaneous measurement of aqueous redox-sensitive elements and their species across the soil-water interface. Journal of Environmental Sciences. 102, 1-10 (2021).
  16. Hamilton, E. M., Young, S. D., Bailey, E. H., Humphrey, O. S., Watts, M. J. Online microdialysis-high-performance liquid chromatography-inductively coupled plasma mass spectrometry (MD-HPLC-ICP-MS) as a novel tool for sampling hexavalent chromium in soil solution. Environmental Science & Technology. 55 (4), 2422-2429 (2021).
  17. Yuan, Z. -F., et al. Distinct and dynamic distributions of multiple elements and their species in the rice rhizosphere. Plant and Soil. 471 (1), 47-60 (2022).
  18. Teasdale, P. R., Batley, G. E., Apte, S. C., Webster, I. T. Pore water sampling with sediment peepers. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 14 (6), 250-256 (1995).
  19. Wey, H., Hunkeler, D., Bischoff, W. -A., Bünemann, E. K. Field-scale monitoring of nitrate leaching in agriculture: assessment of three methods. Environmental Monitoring and Assessment. 194 (1), (2021).
  20. Cai, Y. -J., et al. Microbial community structure is stratified at the millimeter-scale across the soil-water interface. ISME Communications. 2 (1), 53 (2022).
  21. Jones, M. E., et al. Manganese-driven carbon oxidation at oxic-anoxic interfaces. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12349-12357 (2018).

Tags

В этом месяце в JoVE выпуск 193
Отбор проб растворенного растворенного вещества на границе раздела кислородно-бескислородная почва-вода с использованием микродиализных профилографов
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Zhang, S., Yuan, Z., Cai, Y., Liu,… More

Zhang, S., Yuan, Z., Cai, Y., Liu, H., Liu, Z., Chen, Z. Dissolved Solute Sampling Across an Oxic-Anoxic Soil-Water Interface Using Microdialysis Profilers. J. Vis. Exp. (193), e64358, doi:10.3791/64358 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter