Name: Visualizar solo los complejos moleculares En Vivo Uso de microscopía de fluorescencia avanzada (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-09-08T16:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 26 s
Description: Aprenda a realizar microscopía de fluorescencia de molécula única en células bacterianas vivas. Este protocolo permite detectar, rastrear y cuantificar complejos moleculares funcionales en tiempo real.

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Reconocemos los donativos en especie de las cepas bacterianas de los grupos de la Prof. Judith Armitage (Universidad de Oxford, Reino Unido) y el Prof. Conrad Mullineaux (Universidad Queen Mary de Londres, Reino Unido). IMD es financiado conjuntamente por el Departamento de Bioquímica (Universidad de Oxford) y OCISB; AR es financiado por una Ingeniería y Ciencias Físicas Research Council (EPSRC) becas para estudios de DTC, ND se financia con la Biotecnología y Ciencias Biológicas de Investigación (BBSRC), MCL es financiado por una beca Real Sociedad de Investigación de la Universidad.

<ol><li> Para iniciar este procedimiento, 50 l de material congelado de la proteína fluorescente expresando Escherichia coli células bacterianas primero se descongela y se cultiva aeróbicamente con agitación en 5 ml de medio de cultivo LB noche a 37 º C. Por la mañana, 50 l de esta cultura saturada se extrae y sub-cultivadas en un mínimo de M63 medios de glucosa en la cultura, la incubación a 30 º C durante 4 a 6 horas. Aquí se demuestra el uso de dos cepas diferentes de células, una de las cuales expresa un transporte de electrones del citocromo fusionado a GFP, y el otro que expresa una proteína implicada en el motor flagelar bacteriano fusionado a GFP. </li><li> Células o bien puede recogidas directamente del crecimiento sub-cultura, si los ve como muestras inmovilizadas, o pueden ser cortados para truncar los flagelos bacterianos ver si en &quot;atar&quot; las condiciones. </li><li> Esquila consiste en colocar por lo general 1-5 ml de la sub-cultura en un dispositivo que consta de dos jeringas estériles se unió por un tubo estéril. El corte se realiza por la alternancia de empujar en cada bomba de jeringa para impulsar la cultura a través del tubo estrecho. Esto se hace 50-100 veces, dependiendo de la extensión del corte requerido. La cultura se centrifuga para sedimentar las células, que se vuelve a suspender en medios mínimos para eliminar los fragmentos de los flagelos. </li><li> A continuación, preparar limpiar BK7 cubreobjetos de vidrio por inmersión en una solución saturada de KOH en etanol durante 20 minutos, luego enjuagar bien en agua desionizada y etanol y dejar secar al aire durante al menos 1 h. </li><li> Construimos una simple célula de flujo a la casa de las células en el microscopio. Esto implica el trazado de líneas de grasa de parafina en un portaobjetos de vidrio BK7 microscopio y luego la creación de un túnel-sandwich, colocando uno de los coverlips limpia en la parte superior, y presionando suavemente con un par de pinzas, dando un volumen de celda de flujo de 5.10 l . </li><li> Para observar las células inmovilizadas llenamos el flujo de las células mediante una inyección con un 0,1% w / v solución de poli-L-lisina, y deje que se incuban a temperatura ambiente durante al menos 1 min. Luego enjuagar con 100 medios mínimos l mediante la inyección de los medios de comunicación de un extremo de la celda de flujo y transporte de humedad con papel de seda de la otra. </li><li> A continuación, la mecha a través de 20 l de una dilución 1:500 de 200 nm de diámetro microesferas de látex (Polysciences) en medios mínimos para marcar la superficie cubreobjetos. La celda de flujo se invierte de tal manera que el cubreobjetos se encuentra hacia abajo, colocar en una plataforma clara de la superficie en una cámara sencilla de humedad, y se incuban a temperatura ambiente durante 5 min. Cuentas no consolidadas se eliminan por lavado por absorción a través de 100 medios mínimos l. </li><li> Si queremos observar células atados omitimos el paso de poli-L-lisina y en lugar de llenar la celda de flujo con 5 mg / ml de anticuerpos anti-flagelina. La celda de flujo es un lugar en la cámara de humedad durante 10 minutos y luego se eliminan a través de absorción. </li><li> 20 l de cultivo de células es entonces malo a través de la celda de flujo, ya sea usando la muestra cortada si la observación de las células atados o la muestra unsheared en ver células inmovilizadas. </li><li> La celda de flujo se invierte y se coloca en la cámara de humedad durante 20 minutos. Las células no unidas se lavan a cabo por absorción a través de 100 medios mínimos l. </li><li> Una gota de aceite de inmersión se coloca en el centro de la superficie superior del cubreobjetos y el flujo de las células se coloca suavemente sobre el soporte de muestras de la costumbre microscopio de fluorescencia construido, haciendo contacto con la óptica de lentes de alta apertura numérica objetivo. </li><li> El microscopio electrónico, multiplicando la cámara se enciende y la cámara en que se enfrió a -70 º C, el software está listo para adquirir imágenes a una velocidad típica de 25 Hz en modo de cuadro de transferencia, en un principio disenabling el control de ganancia en el cámara. </li><li> La iluminación de campo claro está encendido y la imagen se pusieron sobre la mesa, la selección de una célula adecuada o de un grupo de células para formar una imagen sobre la base de su ser atrapado con su eje paralelo a la superficie a largo cubreobjetos. El objetivo es ajustar con precisión para asegurar que las 200 cuentas nm látex pegado a la superficie del cubreobjetos son sólo en el enfoque. </li><li> Una secuencia de imágenes se adquieren en el campo claro para grabar el contorno del cuerpo celular. La iluminación de campo claro se apaga y la ganancia de la cámara se activa al máximo. </li><li> Para una adquisición estándar mediante fluorescencia de reflexión total interna (TIRF o) un rayo láser en las longitudes de onda (en este caso, para la excitación de la proteína verde fluorescente, se utiliza un láser nm 473) se pre-establecido con el fin de centrarse en el plano focal posterior de la lente del objetivo, pero desplazados lateralmente desde el eje óptico para generar un campo evanescente de excitación de fluorescencia en la muestra de células. </li><li> La adquisición de la cámara se inicia y se abre el obturador de láser para excitar a las proteínas fluorescentes en las bacterias. Los parámetros de la intensidad del láser y la velocidad de adquisición deben ser optimizados para el sistema biológico particular bajo investigación por experimentar con diferentes valores, pero un típico rango rElevant al estudio de los complejos móviles proteína en la membrana celular son la energía láser 1.10 mW en una zona de excitación circular de diámetro aproximadamente 30 micras, con un tiempo de exposición por cuadro de 50 a 40 ms. Las muestras se iluminan hasta photobleached, por lo general de unos 10 s. </li><li> Este protocolo se puede utilizar tanto para las células atados en la que el cuerpo de la célula está girando alrededor de un punto de unión entre el cubreobjetos y un talón de flagelos, y por células inmovilizadas que están rígidamente fijado a la superficie cubreobjetos. </li><li> Algunas cepas de células que tienen un alto número de copias de los complejos se benefician de un láser blanqueador inicial limitada por difracción se centraron en un polo de la célula antes de la TIRF imágenes. Este blanqueo es equivalente a la utilizada en la recuperación de la fluorescencia después de photobleaching (o FRAP). Utilizando nuestro microscopio costumbre parte de la luz láser de excitación puede ser alimentado de en una segunda vía independiente utilizada para el blanqueo de tipo FRAP. Por lo general 1-10 mW de potencia láser se utiliza, con un tiempo de blanqueo típica en el rango de 10 a 300 ms. Esto se traduce en contraste de imagen mucho mayor en la zona de blanqueado de la célula que permite complejos individuales que posteriormente se difunden en la zona a ser más fácil de visualizar. </li><li> Para visualizar los complejos en el citoplasma de la célula que se difunden mucho más rápido que los de la membrana celular se emplea un modo de iluminación diferente llamado &quot;slimfield&quot;. Aquí un láser enfocado es expandido lateralmente para abarcar una sola célula. Esto produce un campo muy intenso que permite la exposición mucho más rápido de lo general una milésima de segundo que deban tomarse. </li><li> Tras la adquisición de datos, las imágenes se introducen en el software personalizado por escrito (codificado en LabVIEW 8.5). Este detecta automáticamente las posiciones de puntos fluorescentes en las células con una precisión de unos pocos nanómetros general y los extractos de su tamaño y brillo. El brightnessof es el trazo photobleaching con respecto al tiempo de un complejo molecular seguimiento para estimar la estequiometría, es decir, la cantidad de proteínas fluorescentes individuales constituyen un complejo molecular única. </li></ol> Los resultados representativos: Cuando el protocolo se hace correctamente las imágenes de las células vistas en campo claro es muy distinto, con los perímetros de los cuerpos celulares oscuro contra un cuerpo de la célula blanco / gris (Figura 1a). En la fluorescencia utilizando células inmovilizadas, podemos ver la intensidad de los puntos distintos, por lo general de 250 a 300 nm de ancho (Figura 1b). Las células sanas, sujetos, se verá a girar alrededor del punto de unión de sujeción en las imágenes de campo claro. En virtud de excitación de fluorescencia algunos complejos moleculares, en nuestro caso también podría ser visto en el punto de unión, lo que indica una localización de la proteína marcada con el motor flagelar. Estos puntos son complejos moleculares individuales y el número de visto dependerá del modo de iluminación utilizados y cómo muchos de los complejos están presentes en la célula en un momento dado. La movilidad de los lugares depende del sistema biológico específico en estudio. Si la densidad de puntos es inicialmente muy alto, como es el caso de los citocromos etiqueta se utiliza aquí, a continuación, realizar un blanqueador FRAP inicial puede mejorar el contraste de la imagen. <img src="/files/ftp_upload/1508/1508Figure1tmb.jpg" border="0" alt="Figura 1" /> Figura 1. (A) claro y (B) la imagen TIRF (falso color) de una célula de Escherichia coli inmovilizada expresar una proteína de fusión a la proteína verde fluorescente (GFP), que se sabe están involucrados en los motores de flagelos de las bacterias. Por favor, <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1508/1508Figure1.jpg">haga clic aquí</a> para ver una versión ampliada de la figura 1.

<ol><li>Leake, M. C., Chandler, J. H., Wadhams, G. H., Bai, F., Berry, R. M., Armitage, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stoichiometry+and+turnover+in+single%2C+functioning+membrane+protein+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Stoichiometry and turnover in single, functioning membrane protein complexes.</a> Nature. 443, 355-358 (2006).</li>
<li>Leake, M. C., Greene, N. P., Godun, R. M., Granjon, T., Buchanan, G., Chen, S., Berry, R. M., Palmer, T., Berks, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variable+stoichiometry+of+the+TatA+component+of+the+twin-arginine+protein+transport+system+observed+by+in+vivo+single-molecule+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Variable stoichiometry of the TatA component of the twin-arginine protein transport system observed by in vivo single-molecule imaging.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 15376-15381 (2008).</li>
<li>Leake, M. C., Wilson, D., Gautel, M., Simmons, R. M., M, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elasticity+of+single+titin+molecules+using+a+two-bead+optical+tweezers+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">The elasticity of single titin molecules using a two-bead optical tweezers assay.</a> Biophys. J. 87, 1112-1135 (2004).</li>
<li>Leake, M. C., Wilson, D., Bullard, B., Simmons, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elasticity+of+single+kettin+molecules+using+a+two-bead+laser-tweezers+assay%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">The elasticity of single kettin molecules using a two-bead laser-tweezers assay.</a> FEBS Lett. , 535-555 (2003).</li>
<li>Lenn, T., Leake, M. C., Mullineaux, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+clustering+and+dynamics+of+cytochrome+bd+complexes+in+the+Escherichia+coli+plasma+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">In vivo clustering and dynamics of cytochrome bd complexes in the Escherichia coli plasma membrane.</a> Mol. Microbiol. 70, 1397-1407 (2008).</li>
<li>Lenn, T., Leake, M. C., Mullineaux, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Are+Escherichia+coli+OXPHOS+complexes+concentrated+in+specialised+zones+within+the+plasma+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Soc.+Trans%22%5BJournal%5D)">Are Escherichia coli OXPHOS complexes concentrated in specialised zones within the plasma membrane.</a> Biochem. Soc. Trans. 36, 1032-1036 (2008).</li>
<li>Lo, C. J., Leake, M. C., Pilizota, T., Berry, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+measurements+of+Membrane+Potential%2C+Sodium-Motive+Force+and+Flagellar+Motor+Speed+in+Escherichia+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys%22%5BJournal%5D)">Single-cell measurements of Membrane Potential, Sodium-Motive Force and Flagellar Motor Speed in Escherichia coli.</a> Biophys. 93, 294-302 (2007).</li>
<li>Lo, C. J., Leake, M. C., Berry, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+measurement+of+intracellular+sodium+concentration+in+single+Escherichia+coli+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Fluorescence measurement of intracellular sodium concentration in single Escherichia coli cells.</a> Biophys. J. 90, 357-3565 (2006).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Se debe tener cuidado de no &quot;sobre corte&quot; de células para observar las bacterias atados, ya que esto puede perjudicar la funcionalidad de los motores del flagelo. Es importante la utilización de las células durante mucho más tiempo de una hora una vez en el portaobjetos del microscopio, ya que puede convertirse en falta de oxígeno. Optimización considerable puede ser requerido para encontrar las mejores condiciones de microscopio de imagen atiende a su sistema biológico específico bajo investigación. Puede ser...

visualizar solo los complejos moleculares en vivo uso de microscopía de fluorescencia avanzada

Visualizing Single Molecular Complexes In Vivo Using Advanced Fluorescence Microscopy

Una visión completa de los mecanismos de las células vivas sólo puede lograrse mediante la investigación de los procesos clave que provocan y dirigir los eventos a nivel celular. Hasta la fecha, la complejidad de corte de los sistemas biológicos ha provocado precisa una sola molécula de la experimentación a ser demasiado exigente, en lugar de centrarse en los estudios de sistemas de un solo uso a granel relativamente crudo media del conjunto de mediciones. Sin embargo, muchos procesos importantes ocurren en la célula viva en el ámbito de una o unas pocas moléculas, las mediciones del conjunto en general, la máscara de la naturaleza estocástica y heterogéneo de estos eventos. En este caso, mediante microscopía óptica avanzada y herramientas de análisis de análisis de imagen que se muestra cómo controlar las proteínas dentro de una sola célula viva bacteriana con una precisión de las moléculas individuales y cómo podemos observar la dinámica dentro de los complejos moleculares en el funcionamiento de máquinas biológicas. Las técnicas son directamente relevantes fisiológicamente. Son mínimamente perturbativa y no invasiva a la muestra biológica objeto de estudio y están totalmente adaptados para las investigaciones en la materia viva, las características no disponibles para los otros enfoques de una sola molécula de la biofísica. Además, las muestras biológicas estudiadas todos los productos de proteína fluorescente con etiquetas en niveles que son casi idénticas a las cepas de células no modificadas (&quot;codificación genómica&quot;), en comparación con el enfoque más común pero menos ideal para generar mucha más proteína que se producen de forma natural (&#39;plásmido de expresión &quot;). Por lo tanto, las muestras biológicas reales que serán investigados son significativamente más cerca de los organismos naturales, y por lo tanto, las observaciones más relevantes para los procesos fisiológicos reales.

Aquí nos demuestran los protocolos para la realización de una sola molécula de microscopía de fluorescencia en células vivas de las bacterias para permitir funcionales complejos moleculares para detectar, seguir y cuantificar.

Visualizar solo los complejos moleculares En Vivo Uso de microscopía de fluorescencia avanzada

Solo se puede lograr una comprensión completa de los mecanismos de las células vivas investigando los procesos clave que desencadenan y dirigen los eventos a nivel celular...

Aquí demostramos el protocolo para realizar microscopía de fluorescencia de molécula individual en células bacterianas vivas, con el fin de detectar, rastrear y cuantificar complejos moleculares funcionales. Este protocolo comienza con el cultivo de bacterias que producen una proteína marcada con una molécula de colorante fluorescente. Después de cuatro a seis horas, se extrae un pequeño volumen de células del cultivo y se truncan sus filamentos flagelares mediante cizallamiento.Un cubreobjetos de vidrio dentro de una celda de flujo se recubre para permitir que las células se adhieran a la superficie. Las células se inyectan en la celda de flujo y se fijan mediante un estilete de gel, que se observa en fluorescencia utilizando microscopía de excitación con láser. Una cámara de alta eficiencia cuántica registra entonces las imágenes claras de campo brillante y de fluorescencia de los complejos moleculares marcados.Hola, mi nombre es Ian Doy y estoy trabajando con Mark Lee en el Departamento de Bioquímica de la Universidad de Oxford. Soy Alex Robertson, trabajando con Mark Lee en el departamento de física. Soy Nick De del laboratorio de fugas, también ubicado en el departamento de física.Hoy les mostraremos el procedimiento para visualizar complejos moleculares individuales en bacterias vivas utilizando microscopía de fluorescencia avanzada. Utilizamos este procedimiento para estudiar esto en un estado funcional. También lo empleamos para investigar la dinámica en tiempo real de máquinas biológicas naturales y a escala de nanómetros.Así que comencemos. Para empezar, descongele 50 microlitros de tallos congelados de bacterias e coli. Estos han sido modificados genéticamente.Para marcar una proteína con una molécula de colorante fluorescente, inocule cinco mililitros de medio de crecimiento LB y cultive las bacterias aeróbicamente con agitación durante la noche a 37 grados Celsius. A la mañana siguiente, tome 50 microlitros de la cultura saturada y subcultívelos en medio de cultivo mínimo M 63 con glucosa, incube a 30 grados Celsius durante cuatro a seis horas. Aquí se utilizan dos cepas celulares diferentes.Uno expresa un citocromo transportador de electrones fusionado a GFP. El otro expresa una proteína implicada en el motor del flagelo bacteriano. Las células fusionadas a GFP pueden ser recolectadas directamente del subcultivo en crecimiento si se van a observar como muestras inmovilizadas, o pueden ser sometidas a cizallamiento para truncar los flagelos bacterianos si se observan bajo condiciones ancladas.Para romper mecánicamente las bacterias, coloque de uno a cinco mililitros de la subcultivo en un dispositivo compuesto por dos jeringas estériles mediante tubos estériles. Alterne el empuje en cada jeringa para forzar el paso del cultivo a través del tubo estrecho aproximadamente de 50 a 100 veces, según el grado de rompimiento deseado. A continuación, centrifugue el cultivo para obtener un sedimento celular y luego resuspenda las células en medio mínimo para eliminar los fragmentos de flagelos. Una vez que las células estén listas, prepare cubreobjetos de vidrio BK siete limpios sumergiéndolos en una solución saturada de hidróxido de potasio y etanol durante 20 minutos.Lave bien con agua desionizada y etanol, y deje secar al aire durante al menos una hora. A continuación, construya una celda de flujo sencilla para alojar las células en el microscopio. Para ello, trace líneas de grasa de parafina sobre un portaobjetos de vidrio BK siete, y luego cree un sándwich en túnel colocando uno de los cubreobjetos limpios encima.Presione suavemente con un par de pinzas. Esto debería dar un volumen de la celda de flujo de cinco a 10 microlitros. Para observar las células inmovilizadas, llene la celda de flujo inyectando una solución al 0,1% de poli-L-lisina y déjela incubar a temperatura ambiente durante al menos un minuto.A continuación, lave la celda de flujo inyectando 100 microlitros de medio mínimo desde un extremo de la celda de flujo y, simultáneamente, retire el medio a través de la celda de flujo con papel de laboratorio desde el otro extremo. Después, agregue 20 microlitros de una dilución 1:500 de microesferas de látex de 200 nanómetros de diámetro en medio mínimo para marcar la superficie del cubreobjetos. Coloque la celda de flujo en una cámara de humedad sencilla e incube a temperatura ambiente durante cinco minutos. La celda de flujo se invierte de modo que el cubreobjetos quede orientado hacia abajo.Luego, se eliminan por capilaridad las perlas no unidas con 100 microlitros de medio mínimo utilizando papel de tejido. Para observar las células ancladas, omita en su lugar el paso de incubación con poli-L-lisina, llene la cámara de flujo con una solución de anticuerpo Anti-Flag gellan a cinco microgramos por mililitro y colóquela luego en una cámara de humedad durante 10 minutos. Tras la incubación, enjuague la cámara de flujo mediante capilaridad con papel de tejido.A continuación, se aplican por capilaridad 20 microlitros de cultivo celular a través de la celda de flujo con papel absorbente, utilizando la muestra cortada para observar células ancladas o la muestra sin cortar para visualizar células inmovilizadas; la celda de flujo se invierte y se coloca en la cámara de humedad durante 20 minutos. Las células no unidas se eliminan luego mediante lavado por capilaridad con 100 microlitros de medio mínimo. Coloque una gota de aceite de inmersión en el centro de la superficie superior del cubreobjetos.Coloque suavemente la celda de flujo sobre el portamuestras del microscopio de fluorescencia construido a medida. Esto debe establecer contacto óptico con la lente objetivo de alta apertura numérica. A continuación, encienda la cámara de multiplicación electrónica del microscopio y configure la cámara para que se enfríe a menos 70 grados Celsius.El software está configurado para adquirir imágenes a una velocidad de fotogramas típica de 25 hercios. En modo de transferencia de fotogramas. Encienda la iluminación de campo claro y enfoque la imagen.Seleccione una célula o grupo de células adecuado para ser imagenado en función de que esté adherido con su eje largo paralelo a la superficie del cubreobjetos. Ajuste el enfoque para asegurarse de que las microesferas de látex de 200 nanómetros adheridas a la superficie del cubreobjetos estén justo en foco. Adquiera una secuencia de imágenes en campo claro para registrar el contorno del cuerpo celular.A continuación, se apaga la iluminación de campo claro y se activa la ganancia de la cámara al máximo para la adquisición de imágenes mediante fluorescencia por reflexión interna total, también conocida como TIRF. Inicie la adquisición con la cámara y abra el obturador del láser para excitar las proteínas fluorescentes dentro de las bacterias. Es necesario optimizar los parámetros de intensidad del láser y velocidad de adquisición para el sistema biológico específico.Las muestras en estudio se iluminan hasta que se produce el blanqueo fotográfico, lo cual normalmente tarda aproximadamente 10 segundos. Una vez que se han recopilado los datos, las imágenes se introducen en un programa de análisis desarrollado personalmente, que detecta automáticamente las posiciones de los puntos fluorescentes en las células con una precisión de unos pocos nanómetros y extrae su tamaño e intensidad. La intensidad del rastro de blanqueo fotográfico con respecto al tiempo del complejo molecular atrayente se utiliza entonces para estimar la estequiometría empleada.Mediante este método, la imagen de las células observada en campo claro es muy nítida, de modo que los perímetros de los cuerpos celulares aparecen oscuros frente a un cuerpo celular gris claro utilizando fluorescencia con células inmovilizadas. Aquí se pueden observar manchas definidas de intensidad, típicamente de 250 a 300 nanómetros de ancho, mostradas en falso color. Células sanas ancladas pueden observarse rotando alrededor del punto de fijación del anclaje en imágenes de campo claro bajo excitación fluorescente.Algunos complejos moleculares también podrían observarse en el punto de unión, lo que indica una localización de la proteína asociada con el motor de Geller. Estos puntos son complejos moleculares individuales. La cantidad de estos que se observan dependerá del modo de iluminación utilizado y de cuántos complejos están realmente presentes en la célula en un momento dado.Si inicialmente la densidad de puntos es muy alta, como es el caso de los citocromos marcados utilizados aquí, entonces realizar un blanqueo FRAP inicial puede mejorar el contraste de la imagen. La movilidad de los puntos depende del sistema biológico específico en estudio. Acabamos de mostrarle cómo visualizar complejos moleculares individuales utilizando microscopía de fluorescencia avanzada.Al realizar este procedimiento, es importante no someter las células a esfuerzos cortantes, ya que esto podría afectar la funcionalidad del motor flagelar. También es importante no dejar las células en las laminillas del microscopio durante más de una hora, ya que podrían volverse deficientes en oxígeno. Se requiere automatización para encontrar las mejores condiciones de imagen.Puede ser útil utilizar GFP purificada sola para determinar la potencia láser adecuada para su sistema microscópico particular. Eso es todo. Gracias por ver este video y buena suerte con sus experimentos.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

La técnica CLEM se ha adaptado para analizar la morfología ultraestructural de las membranas, orgánulos, y estructuras subcelulares afectados por moléculas microinyectados. Este método combina las poderosas técnicas de micromanipulación / microinyección, microscopía fluorescente confocal y microscopía electrónica para permitir a milímetro resolución nanométrica múltiples. Esta técnica es viable para una amplia variedad de aplicaciones.

Luz correlativa y Microscopía Electrónica (CLEM) como una herramienta para visualizar moléculas microinyección y sus objetivos eucariotas subcelulares

Se describe un método de microscopía correlativa que combina alta velocidad de microscopía de luz fluorescente de células vivas 3D y la crio-tomografía electrónica de alta resolución. Se demuestra la capacidad del método correlativo por imágenes dinámicas, pequeñas partículas de VIH-1 que interactúan con las células HeLa de acogida.

Microscopía correlativa para el análisis estructural en 3D de Interacciones Dinámicas

Demostramos el uso de la microscopía de localización por fotoactivación de fluorescencia (FPALM) para obtener imágenes simultáneas de múltiples tipos de moléculas marcadas con fluorescencia dentro de las células. Las técnicas descritas producen la localización de miles a cientos de miles de proteínas individuales marcadas con fluorescentes, con una precisión de decenas de nanómetros dentro de células individuales.

Imágenes Multicolor Simultáneas de Estructuras Biológicas con Microscopía de Localización de Fotoactivación de Fluorescencia

Se describen los métodos de formación de imágenes que utilizamos para investigar la distribución y la movilidad de las proteínas fluorescentes transfectadas residentes en el retículo endoplásmico (RE) por medio de la imagen confocal de células vivas. También analizamos ultraestructuralmente el efecto de su expresión en la arquitectura de este compartimento subcelular.

Visualización del retículo endoplasmático subdominios en células cultivadas

Microscopía de localización fotoactivado (PALM) combinada con el seguimiento de una sola molécula permite la observación directa y la cuantificación de la proteína-DNA en células de E. coli vivas de Escherichia.

Visualización de la proteína-DNA en células bacterianas en directo mediante fotoactivado Tracking Single-molécula

Cuatro dimensiones (4D) de formación de imágenes se utiliza para estudiar el comportamiento y las interacciones entre los dos tipos de endosomas en los terminales nerviosos de vertebrados vivían. Movimiento de estas pequeñas estructuras se caracteriza en tres dimensiones, permitiendo la confirmación de eventos tales como la fusión endosoma y la exocitosis.

Visualización de la Dinámica en Endosoma Vivir terminaciones nerviosas con imágenes de fluorescencia en cuatro dimensiones

Un método de microscopía electrónica correlativos (CLEM) se aplica a estructuras intracelulares inducida por virus de imagen mediante microscopia electrónica (EM) en las células que son previamente seleccionadas por microscopía de luz (LM). EM y LM se combinan como un enfoque de imagen híbrida para lograr una visión integrada de las interacciones virus-huésped.

Correlativos luz microscopia electrónica (CLEM) para el seguimiento y proyección de imagen proteína Viral asociada a estructuras en las células inmovilizadas de Cryo

Aquí presentamos una guía práctica de la construcción de un sistema de microscopía integrado, que combina la proyección de imagen de epi-fluorescente convencional, proyección de imagen de una sola molécula basada en la detección de súper resolución y detección de una sola molécula de varios color, incluyendo transferencia de energía de resonancia de la fluorescencia de una sola molécula la proyección de imagen, en una puesta en marcha de una manera costo-eficiente.

Realización de múltiples modos de la proyección de imagen con un microscopio de fluorescencia

Presentamos un protocolo para estudiar la distribución de mitocondrias y retículo endoplasmático en células enteras después de la modificación genética utilizando microscopía electrónica correlativa de luz y volumen incluyendo ascorbato peroxidasa 2 y tinción de peroxidasa de rábano picante, seccionamiento en serie de células con y sin el gen objetivo en la misma sección, y la toma de imágenes en serie a través de microscopía electrónica.

Mitocondrias y endoplasmática retícula imagen por microscopía electrónica de luz y volumen correlativa

Presentamos un protocolo detallado para la microscopía correlativa de luz y electrónica posterior a la inclusión de Epon utilizando una proteína fluorescente llamada mScarlet. Este método puede mantener la fluorescencia y la ultraestructura simultáneamente. Esta técnica es susceptible de una amplia variedad de aplicaciones biológicas.

Microscopía electrónica y de luz correlativa de inclusión posterior a Epon

Este protocolo describe un mecanismo para utilizar la microscopía óptica y electrónica correlativa para visualizar la interacción de mitocondrias y lisosomas marcados con mEosEM y APEX2, respectivamente.

Microscopía correlativa de luz y electrónica de doble color para la visualización de interacciones entre mitocondrias y lisosomas

Aprenda a realizar microscopía de fluorescencia de molécula única en células bacterianas vivas. Este protocolo permite detectar, rastrear y cuantificar complejos moleculares funcionales en tiempo real.

Visualizar solo los complejos moleculares En Vivo Uso de microscopía de fluorescencia avanzada

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