Name: Visualización de la replicación del ADN mitocondrial en las células individuales de amplificación de la señal Edu (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-11-15T17:03:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Aprende a visualizar la replicación del ADN mitocondrial en neuronas cultivadas mediante incorporación de EdU y amplificación de señal con tiramida. Este método permite estudiar la biogénesis mitocondrial en compartimentos subcelulares específicos.

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Este trabajo fue financiado por los Institutos Nacionales de Salud subvenciones NS-DK 38849 y 076160, la Juvenile Diabetes Research Foundation Center para el Estudio de las Complicaciones de la Diabetes, el Programa de Neurología de investigación y descubrimiento y la A. Alfred Taubman Instituto de Investigación Médica en el Universidad de Michigan. Este trabajo utiliza la morfología y Core Image Análisis del Centro Michigan de Investigación de Diabetes y de formación, financiados por los Institutos Nacionales de Salud Grant 5P60 DK-20572 del Instituto Nacional de Diabetes y Enfermedades Digestivas y Renales. Los autores agradecen a Scott T. Clarke de sondas moleculares / Invitrogen por su valioso asesoramiento sobre los diversos clic en él Edu etiquetado kits y la generosa donación de reactivos para apoyar el desarrollo inicial de la técnica de amplificación de Edu.

1. Preparación de las neuronas <ol><li> Ganglio de la raíz dorsal (DRG), las neuronas se cultivan en estéril (autoclave) 12 mm cubreobjetos de vidrio en una placa de cultivo de 24 pocillos. </li><li> El stock de 10 mM de Educación (en DMSO, clic en él Edu microplacas Kit de ensayo) es normalmente diluido 1:100 en medio de cultivo para hacer una solución de Edu 10X (100 mM) y luego se diluyó 1:10 en la cultura de los pozos (por ejemplo, 30 l de la solución de Edu 10 veces en un total de 300 L de medio de cultivo). DRG neuronas se incubaron con una concentración final de Edu M 10 a 37 ° C y 5% de CO 2 entre 2-24 horas. La cantidad de tiempo depende de cómo los tratamientos afectan a la velocidad de síntesis de ADN mitocondrial. </li><li> En una campana de extracción, las neuronas DRG se fijan en paraformaldehído al 2% durante 10-15 minutos a temperatura ambiente, se lavan dos veces en PBS 1X 2-5 minutos de cada lavado y almacenado en PBS 1X durante un máximo de 1 mes a 4 ° C. </li><li> Cubreobjetos se transfieren con pinzas de punta fina a una cámara húmeda preparada (plato Corning BioAssay con fondo negro empapelado para el contraste, envuelto en papel de aluminio para proteger los componentes sensibles a la luz y humedecido con agua saturada Kimwipes) y se coloca en una lámina de Parafilm M que proporciona una superficie hidrofóbica para confinar las soluciones a los cubreobjetos. El protocolo a continuación está diseñado para 28 cubreobjetos y las soluciones se preparan para el 32 cubreobjetos (alrededor del 14% del volumen extra). Soluciones con componentes caros o limitados se hacen para que l 75-80 se utilizan en cada portaobjetos. De lo contrario, 200-300 l se utilizan para las soluciones de lavado y el bloque que se laven las soluciones anteriores. </li><li> Vuelva a aplicar 1X PBS para cubrir la superficie de cada cubreobjetos (200-300 l). Preparar el ensayo clic en él y tyramide kits amplificación de la señal como se describe a continuación y en las instrucciones del fabricante. </li></ol> Preparación de clic en él Edu Kit de ensayo de microplacas La mayoría de los componentes del Kit clic en él Edu Microplacas vienen pre-hechos y se almacenan a 4 ° C [2x clic en él tampón de reacción (componente E 10x), CuSO4 (100 mM, componente F), clic en él Edu fijador ( Buffer componente D) y bloqueo (2x componente H)]. Clic en él aditivo Buffer Edu (10x componente G) se almacenan a -20 ° C para evitar que se vuelvan de color amarillo-marrón con el tiempo. Este componente tolera repetidos ciclos de congelación y descongelación. El Oregon Green 488 azida (componente B) se debe dividir en pequeñas alícuotas (10-20 l) para reducir al mínimo los ciclos de congelación-descongelación y se almacenan a -20 ° C. Para preparar una solución madre de la anti-Oregon conjugado HRP Verde (Componente I), añadir 75 l de agua Milli Q dH 2 O en el vial. Mezclar por pipeteo suave o dándole la vuelta para evitar la formación de espuma y se almacenan a 4 ° C. No vórtice. Preparación de la TSA Kit # 12, con HRP de cabra anti-IgG de conejo y Alexa Fluor 488 Kit tiramida Para preparar la solución madre tyramide, disolver el material sólido (Alexa Fluor 488 tyramide, Componente A) en 150 l de DMSO (Componente B). Invertir el frasco varias veces para disolver cualquier recubrimiento tyramide los lados del vial. Solución de tienda de valores en pequeñas alícuotas (10-20 l) a ≤ -20 ° C, desecado y protegido de la luz. 2. Clic en ella 5-etinil-2-desoxiuridina (EDU) de etiquetado NOTA: Todas las soluciones se eliminan con una pipeta de transferencia bombilla con una punta de 200 l fijado hasta el final para eliminar suavemente las células de los líquidos sin perder. Evite el uso de una línea de vacío, que suele quitar las soluciones con demasiada fuerza. Una pipeta de bulbo se utiliza para inundar suavemente cubreobjetos con 200-300 L de las soluciones de lavado para lavar a fondo con la solución anterior. <ol><li> Las células se permeabilized con 0,1% Triton X-100-1X en la solución de PBS durante 10 minutos a temperatura ambiente en una cámara cubierta húmeda. Destinar el 1% Triton-X-100 soluciones madre. <ul><li> Hacer 3.000 l de 0,1% Tritón-X-100 mediante la adición de 300 L 1% Tritón-X-100 en stock para 2700μL 1X PBS. </li><li> Use 75-80 L por tapar. </li></ul></li><li> Retire el Triton X-100 solución y enjuagar dos veces con PBS 1X. </li><li> La actividad peroxidasa endógena se apaga por un 1% H 2 O 2 en la solución 1X PBS durante 30 minutos a temperatura ambiente. Diluir 30% de H 2 O 2 con solución PBS 1X. Esta solución debe ser fresca, pero se puede hacer durante el paso de permeabilización de 10 minutos por encima de (paso 3.1). <ul><li> Hacer 3.000 l de un 1% H 2 O 2 mediante la adición de 100 l 30% de H 2 O 2 hasta 2900 l de PBS 1X. </li><li> Use 75-80 L por tapar. </li><li> Eliminar la solución de peroxidasa y enjuague dos veces con PBS 1X. </li></ul></li><li> Clic en él Edu reacción <ul><li> El 32 cubreobjetos (32 x 80 = l2.560 l) de un total de 2.560 l es necesario. La reacción se realiza 2 veces en el año 1280 l, que es la mitad del volumen total de la reacción. </li><li> Recién preparar el cóctel de reacción clic en él antes de iniciar la solución después de 5 minutos (paso 3.5). </li><li> Mezcla el cóctel pipeteando arriba y hacia abajo. No vórtice al hacer esta reacción. <table border="1" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> 2 x cóctel de reacción Los componentes son de clic en él Edu Kit de ensayo de microplacas </td><td> La mitad del volumen: 1.280 l </td></tr><tr><td> Milli Q dH 2 O </td><td> 1132,8 l </td></tr><tr><td> 2x clic en él tampón de reacción (componente E 10x) </td><td> 100,3 l </td></tr><tr><td> Clic en él Edu aditivo Buffer (G componente 10 veces) </td><td> 25,6 l </td></tr><tr><td> CuSO 4 (100 mm, F de componentes) </td><td> 25,6 l </td></tr><tr><td> Oregon Green azida (un componente) </td><td> 6,4 l </td></tr><tr><td> Total </td><td> 1290,7 l </td></tr></tbody></table> NOTA: Los volúmenes utilizados por encima son proporcionales a los volúmenes que figuran en las direcciones que Click-Edu kit de ensayo de microplacas. El volumen final del cóctel de reacción es un poco más de 1.280 mL. </li><li> El clic en él 2X de reacción se diluyó con igual volumen de clic en él Edu fijador (componente D) justo antes de su uso. Mezclar estas dos hace una solución de reacción uniforme para todos los cubreobjetos. </li><li> Añadir 1290,7 l clic en él Edu fijador (componente D) para el cóctel de reacción 1290,7 mL. Use 75-80 L por tapar. </li></ul></li><li> Después de arreglar las neuronas con clic en él Edu fijador (componente D) durante 5 minutos a temperatura ambiente. </li><li> Eliminar revisión y añadir cóctel de reacción a la anterior (paso 3.4). Cubierta para proteger de la luz y se incuba durante 25 minutos a temperatura ambiente. Retire con cuidado el cóctel de reacción. Lavar dos veces con Buffer diluido 1X bloqueo (2X componente H). <ul><li> Hacer 5.200 l de 1X tampón de bloqueo mediante la dilución de 2.600 l de búfer de bloqueo (2x componente H) con un volumen igual de MilliQ d H 2 O (2600 l). Use 75-80 L por tapar. </li></ul></li><li> Bajo un microscopio epi-fluorescente, revise Oregon manchas verdes en los núcleos de las células de control de actividad mitótica. </li></ol> 3. Tiramida amplificación de la señal (TSA) de Educación de señal <ol><li> Agregar solución al 1% a cada bloque de TSA cubreobjetos y se incuba durante 30 minutos a temperatura ambiente. <ul><li> Hacer l 6000 de la solución de bloqueo del 1% TSA pesando 0,06 g de reactivo de bloqueo de la TSA (TSA # 12 kit, componente D) y agregarlo a 6.000 l de PBS 1X. Vortex para mezclar. Además de suero de cabra al 5% en la solución de bloqueo del 1% de TSA a menudo ayuda a reducir la unión no específica. </li></ul></li><li> En pocas palabras girar la anti-Oregon Green acciones peroxidasa conjugado (Componente I del ensayo clic en él Edu microplacas), preparado 2-24 horas antes de la TSA. Diluir el anticuerpo primario 1:300 en solución al 1% e invertir el bloqueo de la TSA o una pipeta hacia arriba y abajo suavemente para mezclar. No vórtice a fin de no perturbar el anticuerpo conjugado con HRP. Quitar el 1% solución bloque TSA, añadir 75 l de cada cubreobjetos y se incuba durante la noche a 4 ° C. <ul><li> El anticuerpo se puede utilizar más concentrado, como 1:150, pero que se suministra en cantidades limitadas, por lo que utilizar con moderación. Una vez más, la adición de suero de cabra al 5% en la solución de bloqueo del 1% de TSA a menudo ayuda a reducir la unión no específica del anticuerpo anti-Oregon Green peroxidasa de rábano conjugada. </li><li> Hacer 2.560 l de una solución de anticuerpos 1:300 añadiendo 8,53 l del conejo acciones anti-Oregon Green-HRP (Click-iT Edu microplacas de ensayo) a 2560 l 1% de bloqueo de la TSA. Mezclar por pipeteo suave o inversión. </li></ul></li><li> Al día siguiente, retire la solución de anticuerpos y enjuáguese la boca tres veces con PBS 1X. Incubar los cubreobjetos en el lavado final por otros 30-60 minutos a temperatura ambiente para asegurar que el anticuerpo no fijado principal sea removida. </li><li> Prepare reacción tiramida de 2560 l (32 x 80 cubreobjetos l). <ul><li> Hacer 400 l de un 0,15% de H 2 O 2 solución (100X) mediante la adición de 2 l de 30% H 2 O 2 (TSA kit n. º 12, de componente F) a 398 l tampón de amplificación (TSA # 12 kit, componente E) . Esto debe hacerse justo antes de que sea necesario. </li><li> Para un volumen final de 2560 l se combinan: <ul><li> 25.6 tiramida-488 l (TSA Juego de componentes A) </li><li> 2.508,8 Buffer amplificación l (TSA E Juego de componentes) </li><li> 25,6 l 0,15% de H 2 O 2 (de arriba para una final de 0,0015% H 2 O 2) </li><li> Quitar 1X PBS e incubar la reacción tiramida durante 15 minutos a temperatura ambiente. </li></ul></li></ul></li><li> Quitar reacción tiramida y enjuague tres veces con PBS 1X, la incubación en el lavado final por 30-60 minutos a temperatura ambiente, como antes. </li><li> Compruebe que el etiquetado del ADNmt en un microscopio epi-fluorescente. <ul><li> Cubreobjetos se montan en portaobjetos de vidrio con un medio Antifade de montaje, tales como prolongar oro con DAPI. Por otra parte, el etiquetado de Educación y la amplificación puede ser seguido por inmunocitoquímica fluorescentes estándar para etiquetar otros marcadores celulares. </li></ul></li></ol> 4. Los resultados representativos: Visualización de la replicación del ADN mitocondrial como marcador de la biogénesis mitocondrial Estamos interesados ​​en cómo las neuronas sensoriales (Figura 1) regular el número de mitocondrias. Este protocolo etiqueta nueva síntesis de ADN mitocondrial con un marcador fluorescente como una forma de medir la producción de nuevas mitocondrias. La incorporación de la Educación sintética de nucleótidos seguido de la química haga clic en la amplificación de Oregon Green-azida y posterior con el Alexa-Fluor 488 resultados tyramide en el etiquetado de ADN mitocondrial con una señal verde fluorescente (Figura 2). Si se hace correctamente, la señal amplificada verde es lo suficientemente mayor que la fluorescencia de fondo (como la autofluorescencia celular o un efecto secundario de la reacción de HRP-TSA). Esta técnica está diseñada para etiquetar ADNmt recién replicado con el fin de visualizar y cuantificar la biogénesis mitocondrial dentro de los compartimentos subcelulares de las neuronas (Figura 3). El etiquetado permite a Edu para inmunocitoquímica fluorescentes con posterioridad a la etiqueta de otros marcadores celulares como neurofilamentos (Figura 3D). La reacción de la TSA también se puede hacer con otras fluorescentes tyramides Alexa Fluor como Alexa Fluor 594-tyramide. Esto se traduce en una señal fluorescente verde de la reacción nuclear clic Oregon Green-azida en el núcleo, pero no hay ninguna señal verde en el ADNmt, que no se puede detectar antes de la TSA. La amplificación con Alexa Fluor 594-tyramide intensifica la etiqueta nuclear y pone de manifiesto la Educación incorpora en el ADNmt, con una señal roja fluorescente (Figura 4). Un procedimiento de amplificación similar se utiliza para visualizar la incorporación de BrdU en nueva síntesis mitocondrial (Figura 5), ​​sin embargo, este método requiere un paso adicional para recuperar el epítopo BrdU por un ácido fuertes (HCl) o digestión enzimática, lo que no es necesario para Edu etiquetado. <img src="/files/ftp_upload/2147/2147fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Representante de contraste de interferencia diferencial (DIC) de las imágenes de embriones (izquierda) y adulto (derecha) ganglio de la raíz dorsal (GRD) neuronas que se utilizan normalmente para su análisis. Bares = 10 micras. <img src="/files/ftp_upload/2147/2147fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Diagrama esquemático que representa el procedimiento para el etiquetado de Edu en el ADN mitocondrial con una señal verde fluorescente. El esquema representa el protocolo de tres pasos para el etiquetado de Edu en el ADN mitocondrial con una señal verde fluorescente. Actividad mitótica F11 células de neuroblastoma servir como un control positivo y muestran el patrón de etiquetado de Edu, que fue incorporado en el ADN nuclear y mitocondrial. El primer paso (P1) es la incorporación de un análogo de la timidina en el ADN mitocondrial de nueva síntesis mediante la incubación de las células en presencia de Edu. El segundo paso (P2) se basa en la química haga clic en la etiqueta Edu incorporado con una Oregon Green-azida. Señal verde es visible en los núcleos de las células que replican su ADN nuclear. El paso final (P3) es amplificar la Gr Oregoneen-azida señal de incubación con un anticuerpo de conejo conjugado HRP-en contra de Oregon Green seguido de incubación con Alexa Fluor 488 tyramide etiquetado de la presencia de peróxido de hidrógeno (H 2 O 2) para visualizar la señal verde en el ADNmt. <img src="/files/ftp_upload/2147/2147fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Edu etiquetado de ADN mitocondrial en el ganglio de la raíz dorsal (GRD) neuronas. Las neuronas se incubaron con Edu y la señal es posteriormente amplificada para revelar el ADNmt que incorpora Edu. Representante imágenes de fluorescencia superpuestos en la luz transmitida muestra señales de color verde punteada de amplificación Edu (Edu-OG-TSA, verde) incorporada en el ADNmt de nueva síntesis de los dos embriones (A) y adultos (BD), las neuronas DRG. El procedimiento de etiquetado Edu permite posterior tinción de inmunofluorescencia de marcadores neuronales como neurofilamentos (D, αNF, en rojo). Las barras de escala = 10 micras. <img src="/files/ftp_upload/2147/2147fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Diagrama esquemático que representa el procedimiento para el etiquetado de Edu en el ADN mitocondrial con una señal fluorescente de color rojo. El esquema representa el protocolo de tres pasos para el etiquetado de Edu en el ADN mitocondrial con una señal fluorescente de color rojo. Actividad mitótica F11 células de neuroblastoma servir como un control positivo y muestran el patrón de etiquetado de Edu, que fue incorporado en el ADN nuclear y mitocondrial. El primer paso (P1) es la incorporación de un análogo de la timidina en el ADN mitocondrial de nueva síntesis mediante la incubación de las células en presencia de Edu. El segundo paso (P2) se basa en la química haga clic en la etiqueta Edu incorporado con una Oregon Green-azida. Señal verde es visible en los núcleos de las células que replican su ADN nuclear. El paso final (P3) es amplificar la Oregon Green-azida señal de incubación con un anticuerpo de conejo conjugado HRP-en contra de Oregon Green seguido de incubación con Alexa Fluor 594 tyramide etiquetado de la presencia de peróxido de hidrógeno (H 2 O 2) para visualizar rojo de la señal en el ADNmt. <img src="/files/ftp_upload/2147/2147fig5.jpg" alt="Figura 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"> Figura 5. BrdU y amplificación de la señal tyramide con una señal fluorescente de color verde o rojo en el ADNmt. El diagrama representa el procedimiento para el etiquetado de BrdU en el ADNmt de nueva síntesis, ya sea con una señal fluorescente de color verde o rojo. Un primer paso es necesario para recuperar el epítopo BrdU por un ácido (HCl) o digestión enzimática, lo que no es necesario para el etiquetado de Edu. El siguiente paso es incubar con un ratón primaria de anticuerpos anti-BrdU. Esto es seguido por incubación con peroxidasa de rábano (HRP)-conjugado de cabra anti-ratón. Finalmente, la señal se amplifica con un tyramide verde o rojo marcado con fluorescencia en presencia de peróxido de hidrógeno (H 2 O 2) para visualizar la señal en el ADNmt.

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Hemos desarrollado un método sensible para la etiqueta del ADNmt de nueva síntesis en las células individuales mediante la amplificación de la señal tyramide de Edu. Uno de los mayores problemas durante la optimización de este protocolo fue la divergencia de resultados entre el cubreobjetos. Se introdujeron cambios en los protocolos de Invitrogen kit para evitar la mezcla de pequeños volúmenes en cubreobjetos individuales y soluciones para la toma principal que se utilizará para todos los cubreobjetos. El l 75-80 mm para cada cubreobjetos de vidrio circular 12 es un volumen ideal para cubrir completamente la superficie mientras que proporciona una solución suficiente para dar resultados consistentes entre las muestras. Los tiempos de incubación y las concentraciones de reactivos se han optimizado, pero la mejora podría ser visto con los ajustes a los mismos. El protocolo está diseñado para ejecutar cada proceso una vez. Sin embargo, algunas de las medidas que se han repetido con nuevas soluciones para recuperar muestras de que no después del primer intento. En particular, los pasos, haga clic Edu reacción (3.4 a 3.6) se han repetido sin un aumento significativo de la fluorescencia de fondo. El anti-Oregon Green-HRP incubación del anticuerpo (4.1 a 4.3) y la amplificación tyramide (4.4-4.5) También se han repetido, pero más a menudo resulta en una mala señal a ruido debido al aumento de la fluorescencia de fondo. Los reactivos más sensibles son los aditivos clic en él Edu Buffer (componente G) y el conejo anti-Oregon Green-HRP de anticuerpos (Componente I) del kit clic en él Edu ensayo de microplacas. El aditivo clic en él Edu Buffer poco a poco se vuelve amarillo con el tiempo si se conserva a 4 ° C y entre 6-12 meses se oscurece considerablemente. Almacenamiento de los aditivos Buffer clic en él Edu a -20 ° C a aliviar este problema. El etiquetado y las medidas tyramide amplificación funcionan mejor cuando el conejo anti-Oregon Green-HRP de anticuerpos se utiliza dentro de 4-6 meses para reconstituir en MilliQ dH 2 O. El etiquetado leve de Edu en el ADNmt permite la comparación directa con otros marcadores celulares 9-11 y aumenta la utilidad de esta técnica sobre otros análogos de la timidina, como el 5-bromo-2-desoxiuridina (BrdU), que requiere un trato duro para recuperar su epítopo en el ADN. Nuestro laboratorio de 11-12 y 13-15 a otros han utilizado con éxito para BrdU etiqueta de ADN mitocondrial. La técnica de etiquetado BrdU es similar a la utilizada para la Educación, pero tiene algunas diferencias importantes (figura 5). Después del paso de permeabilización de la lista anterior (3,1 a 3,2), el epítopo BrdU se recupera con un paso de desnaturalización (2 N HCl durante 30 minutos a 37 ° C seguido de tres lavados en PBS 1X). La BrdU es entonces una etiqueta con un anticuerpo primario contra BrdU (Vector Laboratories diluida 1:50 en solución al 1% de bloqueo del equipo de TSA y se incubó durante la noche a 4 ° C). Un paso anticuerpo secundario que se necesita para amplificar la señal de BrdU (cabra anti-IgG de ratón conjugado con HRP de los kits de TSA # 2 y # 5, diluido 1:100 en solución al 1% de bloqueo y se incubó durante 45 min a temperatura ambiente) antes de la los pasos de la TSA (4,3-4,5 por encima). Tener dos análogos de la timidina, Edu y BrdU, con etiqueta de ADNmt es ventajoso para la realización de experimentos de doble etiqueta ADN mitocondrial puede ser secuencial etiquetados en los paradigmas de etiquetado de pulso-11. Nuestro laboratorio está utilizando la UDE y BrdU de ADNmt para examinar la regulación de la biogénesis mitocondrial en el contexto de la neuropatía diabética, una complicación común de diabetes. Hemos utilizado con éxito la amplificación de señal para medir los cambios en el ADN mitocondrial en la biogénesis de las neuronas individuales 11-12. Esta técnica será útil en otros experimentos diseñados para explorar los mecanismos de replicación del ADN mitocondrial y el volumen de negocios o para la identificación de fármacos que inhiben la síntesis de ADN mitocondrial. Además, los principios básicos de amplificar las señales Edu y BrdU se puede aplicar a otros estudios que miden la replicación del ADN o la reparación.

<table><tbody><tr><td>Cubreobjetos de 12 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-545-82</td><td></td></tr><tr><td>Placa BioAssay de 245 mm x 245 mm</td><td>Corning</td><td>431111</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Fisher Scientific</td><td>PM-996</td><td></td></tr><tr><td>paraformaldehído</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T-8532</td><td></td></tr><tr><td>Solución 10X de tampón salino fosfato</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP399</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta de transferencia</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-7M</td><td></td></tr><tr><td>Peróxido de hidrógeno, 30% en agua</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2633</td><td></td></tr><tr><td>Kit de ensayo Click-iT EdU para microplaca</td><td>Invitrogen</td><td>C10214</td><td></td></tr><tr><td>Kit TSA #12, con HRP&amp;#8212;inmunoglobulina G de cabra anti-conejo y tirosina marcada con Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>T20922</td><td></td></tr><tr><td>Kit TSA #15, con HRP&amp;#8211;inmunoglobulina G de cabra anti-conejo y tirosina marcada con Alexa Fluor 594</td><td>Invitrogen</td><td>T20925</td><td></td></tr><tr><td>Reactivo antifade ProLong Gold con DAPI</td><td>Invitrogen</td><td>P-36931</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo policlonal de conejo anti-neurofilamento</td><td>Chemicon International</td><td>AB1981</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo monoclonal de ratón anti-BrdU</td><td>Vector Laboratories</td><td>VP-B209</td><td></td></tr><tr><td>Kit TSA #2, con HRP&amp;#8212;inmunoglobulina G de cabra anti-ratón y tirosina marcada con Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>T20912</td><td></td></tr><tr><td>Kit TSA #5, con HRP&amp;#8212;inmunoglobulina G de cabra anti-ratón y tirosina marcada con Alexa Fluor 594</td><td>Invitrogen</td><td>T20915</td><td></td></tr></tbody></table>

visualización de la replicación del adn mitocondrial en las células individuales de amplificación de la señal edu

Visualization of Mitochondrial DNA Replication in Individual Cells by EdU Signal Amplification

Las mitocondrias son los principales reguladores de la energía celular y la biogénesis mitocondrial es un componente esencial de la regulación de los números mitocondrias en las células sanas 1-3. Un enfoque para el monitoreo biogénesis mitocondrial es medir el índice de ADN mitocondrial (ADNmt) de replicación 4. Hemos desarrollado una técnica sensible para la etiqueta del ADNmt de nueva síntesis en las células individuales con el fin de estudiar la biogénesis mitocondrial. La técnica combina la incorporación de 5-etinil-2&#39;-desoxiuridina (EDU) 5-7 con una amplificación de la señal tyramide (TSA) 8 protocolo para visualizar la replicación del mtDNA dentro de los compartimentos subcelulares de las neuronas. Edu es superior a otros análogos de la timidina, como el 5-bromo-2-desoxiuridina (BrdU), debido a que la reacción inicial haga clic en la etiqueta de Edu 5.7 no requiere que los tratamientos ácidos fuertes o digestión enzimática que se requieren para la exposición del epítopo BrdU . El etiquetado más leve de Educación permite la comparación directa de su incorporación con otros marcadores celulares 90-10. La capacidad de visualizar y cuantificar la biogénesis mitocondrial ofrece una herramienta esencial para la investigación de los mecanismos utilizados para regular la biogénesis mitocondrial y que proporcionar información sobre la patogénesis relacionados con la toxicidad del fármaco, el envejecimiento, el cáncer y las enfermedades neurodegenerativas. Nuestra técnica es aplicable a las neuronas sensoriales, así como otros tipos de células. El uso de esta técnica para medir la biogénesis mitocondrial tiene importantes implicaciones en la promoción de la comprensión de la fisiología celular normal, así como deterioro de los estados de enfermedad.

Hemos desarrollado una técnica sensible para la etiqueta nueva síntesis de ADN mitocondrial (ADNmt) en las células individuales con el fin de estudiar la biogénesis mitocondrial. La técnica combina la incorporación de la Educación junto con una amplificación de la señal tyramide (TSA) de protocolo para visualizar la replicación del mtDNA dentro de los compartimentos subcelulares de las neuronas.

Visualización de la replicación del ADN mitocondrial en las células individuales de amplificación de la señal Edu

Las mitocondrias son reguladores clave de la energía celular y la biogénesis mitocondrial es un componente esencial para la regulación del número de mitocondrias en estados saludables...

El objetivo general de este procedimiento es marcar y visualizar la replicación del ADN mitocondrial en neuronas cultivadas. Esto se logra primero incubando las neuronas con el análogo de timidina EDU durante dos a 24 horas. El segundo paso del procedimiento consiste en marcar el EDU que contiene un alquino con el azida verde fluorescente orgon 488 mediante una reacción covalente catalizada por cobre.El paso final del procedimiento consiste en amplificar la señal de orgon verde mediante un paso de amplificación de señal con aramida para visualizar el EDU que se incorporó en el ADN mitocondrial recién sintetizado. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestran la replicación del ADN mitocondrial en compartimentos subcelulares específicos de las neuronas, mediante la combinación de la química de click del EDU y la posterior amplificación de señal por técnica de amplificación de señal. La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la marcación con BRDU es que la marcación con EDU es más sencilla y más suave, lo que permite realizar tinciones inmunofluorescentes adicionales de marcadores neuronales.Este método puede responder preguntas clave en la regulación del número de mitocondrias, como cómo las neuronas satisfacen las demandas energéticas cambiantes en sus compartimentos subcelulares, incluyendo cuerpos celulares, axones, dendritas y terminales sinápticos. Por lo tanto, este método puede proporcionar información sobre los mecanismos subyacentes a la patogénesis de múltiples enfermedades neurológicas basadas en mitocondrias, incluyendo neuropatías y neurodegeneración. Pero, de manera importante, también puede aplicarse a otros sistemas en los que los cambios en el número de copias del ADN mitocondrial probablemente subyagan a la patogénesis del estado patológico, incluyendo la toxicidad por fármacos, el cáncer y el envejecimiento.Este video demostrará cómo marcar el ADN mitocondrial recién sintetizado, abreviado como M-T-D-N-A, en neuronas de ganglios de la raíz dorsal cultivadas sobre cubreobjetos estériles de 12 milímetros. En una placa de cultivo de 24 pocillos, diluya el stock de 10 milimolar de cinco etinil-2'-desoxiuridina, abreviado como EDU del kit de ensayo Clicka EDO Microplate, uno a 100 en medio de cultivo para obtener un stock de 10 XEDU. Luego se agrega directamente el stock de 10 XEDU al medio en cada pocillo. Incube las neuronas tratadas durante dos a 24 horas a 37 grados Celsius y 5 % de dióxido de carbono en una campana extractora.Fije las neuronas en paraformaldehído al 2% durante 10 a 15 minutos a temperatura ambiente. Lave dos veces en PBS 1X durante dos a cinco minutos por cada lavado. Las neuronas fijadas pueden almacenarse en PBS 1X fresco a cuatro grados Celsius durante hasta un mes.Prepare una cámara húmeda según se describe en el texto adjunto. Utilice pinzas de punta fina para transferir 28 cubreobjetos fijados, incluyendo controles positivos y negativos de EDU, a láminas de paraform hidrofóbico dentro de la cámara húmeda. Aplique nuevamente entre 200 y 300 microlitros de un XPBS para cubrir la superficie de cada cubreobjeto.Prepare el kit de ensayo Click it según se describe en el texto y siga las instrucciones del fabricante para marcar el ADN mitocondrial con 75 a 80 microlitros de una solución permeabilizante que contiene 0,1 % de Triton X en 1X PBS sobre cada cubreobjetos, incube a temperatura ambiente durante 10 minutos. Utilice una pipeta de bulbos con una punta de 200 microlitros acoplada al extremo para retirar suavemente el líquido sin perder las células.Utilice una pipeta con pera para inundar suavemente la cubeta. Enjuague con 200 a 300 microlitros de un XPBS para eliminar completamente la solución anterior. Enjuague cada cubeta dos veces.Pipetee de 75 a 80 microlitros de peróxido de hidrógeno fresco al 1 % en un XPBS sobre cada cubreobjetos. Incube cubierto durante 30 minutos a temperatura ambiente para inhibir la actividad de peroxidasa endógena. Enjuague dos veces con un XPBS como antes, y prepare frescamente el cóctel de reacción de click según se detalla en el texto adjunto.Aspire arriba y abajo para mezclar. No vortexar; fije los neuronas con 75 a 80 microlitros de fijador click en EDU por cubreobjetos e incube a temperatura ambiente durante cinco minutos. Durante la incubación de fijación posterior, diluya el cóctel de reacción con un volumen igual de fijador clicka EDU.Añada el cóctel de reacción a cada cubreobjetos para protegerlo de la luz e incube a temperatura ambiente durante 25 minutos. Retire suavemente el cóctel de reacción y lave dos veces con tampón de bloqueo diluido al uno x bajo un microscopio epifluorescente. Verifique la tinción verde orgánica en los núcleos cuando la tinción de EDU esté completa.Comience la amplificación de señal con termitas o TSA agregando solución bloqueadora de TSA al 1 % a cada cubreobjetos e incube a temperatura ambiente durante 30 minutos. Gire brevemente por centrifugación el anticuerpo stock conjugado con peroxidasa de rábano picante verde, preparado entre dos y 24 horas antes de la dilución en TSA. Diluya el anticuerpo primario uno a 300 en la solución bloqueadora de TSA e invierta o pase por pipeta para mezclar; agite suavemente en vórtex. Añada 75 microlitros a cada cubreobjetos e incube a cuatro grados Celsius durante la noche.Al día siguiente, lavar tres veces con un XPBS a temperatura ambiente. Incubar las laminillas en el lavado final durante 30 a 60 minutos adicionales para asegurar la eliminación del anticuerpo primario no unido. Preparar la reacción IDE de acuerdo con la sección de texto de este protocolo inmediatamente antes de su uso.Incubar los cubreobjetos con la reacción IDE durante 15 minutos a temperatura ambiente. Lavar tres veces con un XPBS, incubando en el último lavado de 30 a 60 minutos como antes bajo el microscopio. Verificar la etiqueta de ADN mitocondrial y montar neuronas teñidas con éxito sobre portaobjetos de vidrio con un medio de montaje ANTIFA que contiene DPI; las imágenes mostradas aquí son representativas de imágenes de contraste de interferencia diferencial de neuronas del ganglio de la raíz dorsal embrionarias y adultas que se utilizan típicamente para el análisis.Estos diagramas esquemáticos representan el procedimiento para etiquetar EDU en el ADN mitocondrial con una señal fluorescente verde. Las células de neuroblastoma F11 con actividad mitótica sirven como control positivo y muestran el patrón de etiquetado de EDU incorporado en el ADN nuclear y mitocondrial en estas imágenes representativas de fluorescencia superpuestas a campo claro. Las señales verdes punteadas muestran la señal amplificada de EDU incorporada en el ADN mitocondrial recién sintetizado de neuronas del ganglio raquídeo dorsal embrionarias y adultas.El procedimiento de etiquetado con EDU permite la posterior tinción inmunofluorescente de marcadores neuronales como neurofilamento en rojo. Estos diagramas esquemáticos representan el procedimiento para etiquetar EDU y MTD NA con una señal fluorescente roja. Las células de neuroblastoma F11 con actividad mitótica sirven como control positivo e ilustran el patrón de etiquetado de EDU incorporado en el ADN nuclear y mitocondrial.Este diagrama esquemático representa el procedimiento para marcar BRDU en M-T-D-N-A recién sintetizado con una señal fluorescente verde o roja. Al realizar este procedimiento, es importante recordar incluir controles utilizando células mitóticamente activas para verificar el etiquetado exitoso de EDU y los núcleos celulares antes de pasar a los pasos de amplificación para visualizar el marcado de ADN mitocondrial siguiendo este procedimiento. Se pueden realizar otros métodos, como la inmunofluorescencia estándar, para responder preguntas adicionales, como cómo se regula la síntesis del ADN mitocondrial en subpoblaciones específicas de neuronas o compartimentos neuronales. Debido a su desarrollo, esta técnica allanará el camino para que los investigadores en el campo de la neurobiología exploren la regulación del número de mitocondrias en modelos celulares tanto de fisiología normal como de modelos celulares que simulan enfermedades alteradas.Estados neurológicos.

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