Name: Etiquetado específico de nucleoides mitocondriales para microscopía de iluminación estructurada de lapso de tiempo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 53 s
Description: Aprende a etiquetar nucleoides mitocondriales en células vivas con SYBR Gold para microscopía de iluminación estructurada de superresolución. Este método evita artefactos de sobreexpresión de proteínas fluorescentes y permite el seguimiento cuantitativo del movimiento nucleoide en tiempo real en células HeLa.

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Los autores reconocen a Asifa Akhtar y Angelika Rambold (Instituto Max Planck de Inmunobiología y Epigenética) por proporcionar células de HeLa.

NOTA: Todas las líneas celulares mencionadas aquí se cultivaron en el medio de águila modificada (DMEM) de Dulbecco alto de glucosa complementado con 10% de suero bovino fetal (FBS), glutamina, penicilina/estreptomicina y piruvato. Equilibrar todos los medios y suplementos que se utilizarán el día del etiquetado y la toma de imágenes calentándolos hasta 37 oC en una incubadora establecida en 5% de CO2. Todo el trabajo de cultivo celular, incluido el etiquetado, se lleva a cabo en condiciones estériles bajo una campana de flujo laminar.
1. Etiquetado de celdas en vivo
<ol><li>Un día antes del procedimiento de etiquetado, cultivo 4 x 105 células HeLa en 2 ml de medio en un plato de Petri de 35 mm con fondo de cristal #1,5. Se pueden utilizar portaobjetos con cámara de varios pozos, pero los volúmenes deben ajustarse proporcionalmente al volumen del pozo. Diluir la suspensión celular para tener aproximadamente 50.000 células/ml y semilla 2 ml de la suspensión celular en una placa Petri de 35 mm.</li>
	<li>Preparar las siguientes diluciones de la solución de stock comercial SYBR Gold (SG): 1:5,000. Preparar Mitotracker Deep Red (mancha roja lejana) o Mitotracker CMXRos Rojo (mancha roja)(Tabla de Materiales;stock comercial diluido 1:2,000) en medio de cultivo libre de rojo fenol. Prepare las mismas diluciones de picoGreen que para SG. NOTA: Las soluciones descritas en el paso 1.2 son las soluciones de etiquetado 2x. Proteja todas las soluciones que contienen colorantes fluorescentes de la luz tanto como sea posible.</li>
	<li>Lavar las células adherentes con 2 ml de PBS una vez. Añadir 1 ml de fenol medio de cultivo libre de rojo a la placa Petri de 35 mm. Para una corredera con cámara de 8 pocús, utilice un volumen igual a 1/2 de la capacidad total del pozo (por ejemplo, añada 125 l si la capacidad total del pozo es de 250 l).</li>
	<li>Agregue 1 mLof la solución de etiquetado 2x preparada en la placa Petri de paso 1.2 a 35 mm. Para una corredera de cámara de 8 pozos, utilice un volumen igual a 1/2 de la capacidad total del pozo. Incubar las células durante 30 min a 37oC por debajo del 5% de CO2. NOTA: No incubar las células con solución de etiquetado SG durante más de 1 h, ya que una incubación más larga provocará el etiquetado del ADN nuclear.</li>
	<li>Aspirar cuidadosamente el medio que contiene los tintes fluorescentes y lavar las células una vez con PBS.</li>
	<li>Añadir medio de cultivo de células libres de rojo fenol y mantener las células en la oscuridad en una incubadora deCO2 a 37 oC hasta la toma de imágenes.</li>
	<li>Imagen de células vivas en un microscopio SR-SIM equipado con una unidad de incubación (ver más abajo).</li>
</ol>2. Adquisición de imagen SR-SIM
<ol><li>Instale una incubadora de la parte superior del escenario en la etapa del microscopio. Establezca la temperatura deseada y la concentración deCO2 (p. ej., 37 oC y 5 % para las células de mamíferos) y manténgase caliente durante al menos 1 h antes de iniciar la adquisición de la imagen.</li>
	<li>Encienda todos los componentes del microscopio SR-SIM, incluidos los láseres, y déjelos calentar durante al menos 1 h.</li>
	<li>Elija un objetivo de inmersión de alta ampliación y alta apertura numérica (NA) (por ejemplo, aceite 100x 1.46 NA) recomendado para SR-SIM por el fabricante del microscopio.</li>
	<li>Instale un portaobjetos con cámara o un plato de 35 mm con células etiquetadas (del paso 1.6) en la etapa del microscopio incubado.</li>
	<li>Localice el área de interés de la muestra, preferiblemente con los oculares. Para lograr la mejor calidad de imagen SR-SIM, elija las células que están bien conectadas al vidrio.</li>
	<li>Utilice una cámara de dispositivo acoplado de carga (EM-CCD) de electrones de alta gama con electrones de alta gama para adquirir imágenes SR-SIM.</li>
	<li>Con el software de adquisición de imágenes, establezca una alta ganancia EM recomendada para la cámara utilizada (por ejemplo, 300).</li>
	<li>Antes de adquirir la serie de lapso de tiempo para el seguimiento de nucleoides, adquiera una imagen SR-SIM de dos colores del mismo campo de visión: un canal para la tinción mitocondrial y otro para SG. Establezca el primer canal de color adecuado a la mancha mitocondrial utilizada (por ejemplo, para una mancha mitocondrial roja, ajuste la excitación a 633 nm o más y un filtro de emisión de paso largo de 650 nm). Para la señal SG, ajuste la excitación en 488 nm y un filtro de emisión de paso de banda de 500-550 nm.</li>
	<li>Usando el software, establezca la potencia láser más baja posible para las líneas de tinción de 488 nm y rojo lejano. NOTA: Un ajuste típico es 1% de potencia de salida láser ajustada por un filtro sintonizable acousto-óptico (AOTF).</li>
	<li>Si el microscopio SIM adquiere canales solo secuencialmente (configuración de una sola cámara), apague el canal de detección de manchas de color rojo lejano.</li>
	<li>Establezca la adquisición de un único plano focal desactivando la adquisición de la pila Z desmarcando la caja de la pila Z en el software.</li>
	<li>Establezca el menor tiempo de exposición posible de la cámara EM-CCD.</li>
	<li>Establezca tres rotaciones de la cuadrícula en lugar de cinco rotaciones.</li>
	<li>Para aumentar la velocidad de fotogramas, en la pestaña Adquisición del software, configure la cámara para que lea los datos solo desde el área central del sensor de la cámara en lugar de"Full Chip". NOTA: Por ejemplo, cambiar de leer un área de 1.000 x 1.000 píxeles de sensor completo a leer solo 256 x 256 píxeles permite una reducción en el tiempo de exposición de la cámara de 50 ms a 13,4 ms y el tiempo total de fotograma de 1,8 s a 1,2 s. Si sólo se lee una parte central del sensor de la cámara, entonces el campo de visión será muy pequeño para un objetivo de 63x o 100x que se utiliza normalmente para SR-SIM. Un tiempo de exposición más corto reducirá la relación señal-ruido de las imágenes.</li>
	<li>Optimizar la potencia del láser y el tiempo de exposición de la cámara: adquiera imágenes bidimensionales SR-SIM (2D) de células etiquetadas a varios valores de potencia láser (por ejemplo, 0,5%, 1%, 1,5%, 2%) y varios tiempos de exposición (por ejemplo, 13,4 ms, 25 ms, 50 ms).</li>
	<li>Procesar los datasets SIM sin procesar (consulte el paso 3.1).</li>
	<li>Elija tiempos de exposición de la cámara y potencia láser que produzcan imágenes SIM con puntos brillantes en las mitocondrias (es decir, los nucleoides) con pocos o ningún artefacto generado por el procesamiento de SIM. Inspeccione las áreas fuera de las mitocondrias (por ejemplo, 1% de potencia del láser de estado sólido de 488 nm y 25 ms de exposición de la cámara EM-CCD).</li>
	<li>Inicie la adquisición de la serie de lapso de tiempo utilizando los ajustes optimizados en los pasos 2.15–2.17.</li>
</ol>3. Procesamiento y análisis de datos
<ol><li>Procesar conjuntos de datos SIM sin procesar con el módulo de iluminación estructurado de un software adecuado (Tabla de materiales):seleccione la casilla De verificación Automático para los parámetros de procesamiento de SIM. Para el procesamiento automático de varios archivos, utilice la herramienta de procesamiento por lotes, anule la selección de Usar actual para lote, haga clic en Ejecutar lote y seleccione varios archivos para el procesamiento de SIM.</li>
	<li>Convierta los conjuntos de datos de series temporales procesados por SIM a formato ims con el software de conversión de archivos Imaris (es decir, la versión correspondiente a la versión del software Imaris).</li>
	<li>Abra un archivo convertido en el software (versión 8.4.1 o posterior) que tenga una licencia para el módulo De línea (o pista).</li>
	<li>Inicie el asistente de creación "Spots"haciendo clic en el icono Agregar nuevos puntos. Se iniciará un asistente para la creación.</li>
	<li>Elija la pestaña Create del asistente.</li>
	<li>En el primer paso del asistente, haga clic en Rastrear puntos (con el tiempo) y continúe con el segundo paso del asistente.</li>
	<li>Establezca Diámetro XY estimado en 0,1-0,15 m, haga clic en Resta de fondo y continúe con el tercer paso.</li>
	<li>Ajuste el umbral en el filtro"Calidad"arrastrando la línea vertical en el histograma para que la mayoría de los nucleoides se detecten como "puntos", mientras que los artefactos no se detectan (es decir, los puntos detectados se marcan como bolas superpuestas en la imagen). Compruebe si este es el caso en cada fotograma y reajuste el umbral si es necesario. Continúe con el cuarto y luego hasta el quinto paso del asistente.</li>
	<li>Elija el algoritmo de movimiento autoregresivo. Establezca Distancia máxima en 0,5 m. Establezca Tamaño máximo de separación en 0.</li>
	<li>Mira cada fotograma de la serie temporal y comprueba si se dibujan pistas falsas y si se introducen espacios entre pistas (las pistas creadas por el asistente con la configuración actual se marcan instantáneamente como líneas superpuestas en la imagen). Ajuste "Distancia máxima" si es necesario. Continúe con el sexto paso del asistente. Elija el filtro Duración de la pista y establezca un umbral de 3 a 5 s.</li>
	<li>Si los puntos o pistas detectados actualmente no son óptimos, vuelva a los pasos anteriores del asistente utilizando los botones de navegación (en la parte inferior de la ventana del asistente) necesarios para ajustar cualquier parámetro para la creación de puntos o pistas.</li>
	<li>Cuando los parámetros ajustados permiten al software detectar todos los puntos y crear pistas correctamente, haga clic en el botón de navegación de flecha verde en el asistente para confirmar la creación de las pistas.</li>
	<li>Extraiga las estadísticas de las pistas haciendo clic en la ventana del icono Estadísticas. Elija los parámetros estadísticos necesarios (pestañas Valores detallados y promedio en Estadísticas) y exporte los valores como archivos csv haciendo clic en el icono Unidad de disquete para cuantificación y visualización. NOTA: La velocidad máxima de la pista, la velocidad media de la pista, la longitud de la pista y el desplazamiento de la pista son ejemplos de parámetros que son importantes.</li>
	<li>Si es necesario presentar o publicar el conjunto de datos de imagen, cree instantáneas o archivos de vídeo que representen la serie de lapso de tiempo con pistas superpuestas opcionalmente mediante las herramientas Instantánea o Animación.</li>
</ol>4. Adquisición de imagen confocal
<ol><li>Instale una incubadora de la parte superior del escenario en la etapa del microscopio, establezca la temperatura deseada y la concentración deCO2 (es decir, 37 oC y 5 % para las células de los mamíferos) y manténgase caliente durante al menos 1 h antes de iniciar la adquisición de la imagen.</li>
	<li>Encienda todos los componentes de un microscopio de escaneo láser confocal, incluidos los láseres, y déjelos calentarse durante al menos 1 h.</li>
	<li>Elija un objetivo de aumento medio a alto deseado y un muestreo espacial según los criterios de Nyquist.</li>
	<li>Para el canal SG, ajuste la excitación en 488 nm y un rango de detección de 500-550 nm. Para el canal de tinción mitocondrial, ajuste a 561 nm y 570–630 nm de emisión para un tinte rojo, o 633 nm de excitación y >650 nm de emisión para un tinte rojo lejano.</li>
	<li>Establezca la potencia láser más baja posible (normalmente 1% o menos) que permita la adquisición de las señales con ganancias del detector PMT de 700 mV.</li>
	<li>Adquiera imágenes confocales de dos colores de las células, donde los nucleoides mitocondriales se detectan en el "canal SG" y las mitocondrias se detectan en el canal "rojo" o "rojo lejano".</li>
</ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Hay varios componentes críticos en el protocolo: Para lograr el etiquetado preferencial del ADN mitocondrial, la concentración del tinte de unión al ADN durante la incubación debe mantenerse muy baja (por ejemplo, una dilución de 1:10.000 de un stock comercial típico), y el tiempo de incubación debe ser de 30 min. El tiempo de incubación nunca debe exceder 1 h. Se debe utilizar el tinte SYBR Gold; otros tintes de unión al ADN no son lo suficientemente brillantes como para generar una señal fuerte al etiquetarse a baja co...

Las moléculas circulares de ADN de 16,5 kbp constituyen el material genético de las mitocondrias, codificando 22 tRNAs, 2 rRNAs y 13 polipéptidos necesarios para los complejos de fosforilación oxidativa mitocondrial. ADN mitocondrial unido al factor de transcripción mitocondrial a (TFAM) y varias otras proteínas forman los nucleoides mitocondriales1,2,3,4. Los nucleoides mitocondriales se mueven y redistribuyen entre los componentes de la red mitocondrial5,6 durante su remodelación morfológica, fisión o fusión dependiendo de la fase del ciclo celular, el estrés y otros factores (revisados en Pernas et al.7). Además, el movimiento de los nucleoides mitocondriales, está implicado en la enfermedad eritemológica del lupus sistémico8 y puede desempeñar un papel en otras enfermedades. La microscopía de fluorescencia es una técnica sencilla para los estudios de células vivas de orgánulos, pero la técnica tiene una resolución de >200 nm, que es mayor que el tamaño de los nucleoides mitocondriales (100 nm9,10,11,12). Este límite ha sido eludido por las técnicas denominadas "superresolución", como el agotamiento estimulado de las emisiones (STED) y la microscopía de localización de molécula única (SMLM)13,,14. Hasta ahora, los nucleoides mitocondriales y otros ADN fueron imageados en células vivas mediante microscopía directa de reconstrucción óptica estocástica (dSTORM)15. El STED observó estructuras submitocondriales finas con posiciones correlacionadas con el ADNs en células vivas16. Sin embargo, estas técnicas de super resolución requieren una alta intensidad de iluminación, lo que causa efectos fototóxicos en las células vivas17. Por lo tanto, la toma de imágenes de lapso de tiempo de nucleoides mitocondriales con resolución más allá del límite de difracción es un desafío. Para hacer frente a esto, utilizamos microscopía de iluminación estructurada de superror resolución (SR-SIM)18. SIM requiere una dosis de potencia de iluminación mucho menor que STED y SMLM19. Además, a diferencia de las técnicas STED y SMLM, SIM permite imágenes tridimensionales multicolores (3D) directas, y no requiere propiedades fotofísicas particulares de los fluoróforos ni de la composición del búfer de imágenes19.
La estrategia convencional para etiquetar nucleoides mitocondriales en células vivas es el etiquetado fluorescente de una proteína nucleoides mitocondrial, como TFAM20. Sin embargo, en muchos casos, esta estrategia no es adecuada. Además, la sobreexpresión de TFAM con etiqueta de proteína fluorescente produce un artefacto grave21. El etiquetado del ADN con tintes orgánicos tiene ventajas sobre una estrategia basada en proteínas fluorescentes (FP). Los tintes orgánicos están libres de restricciones relacionadas con el etiquetado de FP: se pueden utilizar para cualquier tipo de células o tejidos y se pueden aplicar en cualquier momento de un experimento. Se han notificado imágenes celulares vivas de nucleoides mitocondriales con varios tintes de unión al ADN: DAPI22,SYBR Green23,Vybrant DyeCycle24y picoGreen15,,25,,26. Un inconveniente sustancial de la mayoría de los tintes de unión al ADN para el etiquetado nucleoide es que manchan todo el ADN dentro de la célula. Dirigir un tinte únicamente al ADN mitocondrial es altamente deseable. Para lograrlo, es necesaria una cuidadosa selección de un tinte que posea propiedades fisicoquímicas adecuadas. Se sabe que los tintes lipofílicos que poseen carga positiva deslocalizada, como la rhodamine 123, se acumulan en las mitocondrias vivas, que preservan su potencial de membrana negativo. Además, un tinte ideal para el etiquetado específico de nucleoides mitocondriales debe unir el ADN con alta afinidad y emitir fluorescencia brillante al unirse al ADN. Teniendo en cuenta estos requisitos, ciertas cianinas son prometedoras (por ejemplo, picoGreen), pero el ADN nuclear está abundantemente manchado por estos tintes simultáneamente con ADN mitocondrial15,,25,,26. El presente protocolo describe el etiquetado específico de nucleoides mitocondriales en células vivas con otro tinte de cianina, SYBR Gold (SG), y el seguimiento de los nucleoides en videos SIM de superrescronidad de lapso de tiempo. Además, las células vivas teñidas de SG pueden ser imágenes por cualquier tipo de microscopio fluorescente invertido (confocal, disco giratorio, epifluorescencia, etc.) adecuado para células vivas y equipado con una fuente de luz de 488 nm.

<table><tbody><tr>Microscopio multimodal de superresolución <td>Elyra PS1</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>que contiene módulo para microscopía de iluminación estructurada de superresolución (SR-SIM)</td></tr><tr><td>DMEM de alta glucosa</td><td>GIBCO/ThermoFisher</td><td>31966021</td><td></td></tr><tr><td>plato ibidi de 35 mm, fondo de cristal</td><td>Ibidi Gmbh</td><td>81158</td><td></td></tr><tr><td>ibidi microSlide de 8 pocillos, fondo de cristal</td><td>Ibidi Gmbh</td><td>80827</td><td></td></tr><tr><td>Paquete de software de visualización y procesamiento de imágenes</td> <td>Imaris 8.4.1</td><td>Bitplane/Oxford Instruments</td><td></td></tr><tr>Cámara EMCCD<td>iXon 885</td><td>Andor Technologies</td><td></td><td>con sensor retroiluminado</td></tr><tr><td>LSM880 Airyscan</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>Microscopio confocal de barrido láser con detector de matrices</td></tr><tr><td>Mitotracker CMXRos Red</td><td>ThermoFischer</td><td>M7512</td><td>glóbulos rojos mitocondriales tinción</td></tr><tr><td>Mitotracker Deep Red FM</td><td>ThermoFischer</td><td>M22426</td><td>rojo lejano tinción mitocondrial de células vivas</td></tr><tr><td>picoGreen</td><td>ThermoFischer</td><td>P7581</td><td>tinción de ADN permeada</td></tr><tr><td>celular Plan Apochromat 100x/1.46 Objetivo de aceite</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SYBR Gold</td><td>ThermoFischer</td><td>S11494</td><td>tinción de ADN permeable celular</td></tr><tr><td>Zen Black 2012 software</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>Software de adquisición y procesamiento de imágenes</td></tr></tbody></table>

etiquetado específico de nucleoides mitocondriales para microscopía de iluminación estructurada de lapso de tiempo

Specific Labeling of Mitochondrial Nucleoids for Time-lapse Structured Illumination Microscopy

Los nucleoides mitocondriales son partículas compactas formadas por moléculas de ADN mitocondrial recubiertas de proteínas. El ADN mitocondrial codifica los ARN, los ARN y varios polipéptidos mitocondriales esenciales. Los nucleoides mitocondriales se dividen y distribuyen dentro de la red mitocondrial dinámica que sufre fisión/fusión y otros cambios morfológicos. La microscopía de fluorescencia en vivo de alta resolución es una técnica sencilla para caracterizar la posición y el movimiento de un nucleoide. Para esta técnica, los nucleoides se etiquetan comúnmente a través de etiquetas fluorescentes de sus componentes proteicos, a saber, el factor de transcripción a (TFAM). Sin embargo, esta estrategia necesita sobreexpresión de una construcción etiquetada con proteínas fluorescentes, que puede causar artefactos (informados para TFAM) y no es factible en muchos casos. Los tintes orgánicos de unión al ADN no tienen estas desventajas. Sin embargo, siempre muestran manchas de ADN nucleares y mitocondriales, por lo que carecen de especificidad a los nucleoides mitocondriales. Al tener en cuenta las propiedades fisicoquímicas de estos tintes, seleccionamos una mancha de gel de ácido nucleico (SYBR Gold) y logramos el etiquetado preferencial de nucleoides mitocondriales en células vivas. Las propiedades del tinte, particularmente su alto brillo al unirse al ADN, permiten la cuantificación posterior del movimiento nucleocio mitocondrial utilizando series temporales de imágenes de iluminación estructurada de superresorción.

Caracterización del etiquetado de células vivas con SG En primer lugar, la distribución de SG en las células tras la incubación con el tinte en varias diluciones se caracterizó por microscopía confocal. Después de la incubación con altas concentraciones de SG o picoGreen, ambos tintes etiquetaron principalmente los núcleos y mostraron una tinción punctata en el citoplasma (Figura 1), de forma similar a los datos publicados para otro tinte ...

El protocolo describe el etiquetado específico de nucleoides mitocondriales con una mancha de gel de ADN disponible comercialmente, la adquisición de la serie time lapse de células etiquetadas en vivo mediante microscopía de iluminación estructurada de superresor resolución (SR-SIM) y el seguimiento automático del movimiento nucleoide.

Etiquetado específico de nucleoides mitocondriales para microscopía de iluminación estructurada de lapso de tiempo

Mitochondrial nucleoids are compact particles formed by mitochondrial DNA molecules coated with proteins. Mitochondrial DNA encodes tRNAs, rRNAs, and ...

El protocolo permite el etiquetado específico de nucleoides mitocondriales en células vivas y el estudio cuantitativo de su movimiento a alta resolución. La incubación con el tinte fluorescente sólo evita la necesidad de proteína fluorescente sobre la expresión, evitando artefactos y limitaciones relacionados y permitiendo que nuestro protocolo se aplique a células no transfetables. Para lograr la tinción de nucleoides preferencial, uno debe utilizar SYBR Gold y nada más en las condiciones que hemos optimizado.De lo contrario, el ADN celular total puede estar manchado. Un día antes del procedimiento de etiquetado, cultivo cuatro veces 10 a las quintas células de HeLa en dos mililitros de medio en un plato de Petri de 35 milímetros. A la mañana siguiente, lave las células en dos mililitros de PBS antes de añadir un mililitro de medio de cultivo libre de rojo fenol y un mililitro de la solución de etiquetado 2X adecuada.Después de 30 minutos a 37 grados centígrados y 5% de dióxido de carbono, aspira cuidadosamente el tinte que contiene sobrenadante de cada plato Petri de 35 milímetros y lava las células con dos mililitros de PBS. Luego alimente las células con un medio de cultivo de

specific-labeling-mitochondrial-nucleoids-for-time-lapse-structured

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Fuente: Kennedy, L. H., et. al. Visualización e imagen en vivo de orgánulos de oligodendrocitos en cortes de cerebro organotípicos utilizando virus adenoasociados y microscopía confocal. J. Vis. Exp. (2017)Este video muestra la imagen de las mitocondrias de oligodendrocitos en cortes de cerebro de ratón organotípicos. La loncha se coloca dentro de una cámara de baño con circulación continua de fluido y temperatura controlada. Después de configurar varios parámetros del microscopio confocal, se...

Imágenes confocales del movimiento mitocondrial dentro de los oligodendrocitos en cultivos organotípicos de cortes de cerebro

Aquí, presentamos un protocolo para la localización de varios color de proteínas de membrana único en organelos de células vivas. Para colocar fluoróforos, se usan proteínas auto etiquetadas. Proteínas, situadas en compartimientos diferentes membranas de la mismo orgánulo, se pueden localizar con una precisión de ~ 18 nm.

Microscopía de localización de varios colores solo de proteínas de membrana en organelos de células mamíferas vivas

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Mitocondrias y endoplasmática retícula imagen por microscopía electrónica de luz y volumen correlativa

El genoma mitocondrial de levadura de Baker codifica ocho polipéptidos. El objetivo del protocolo actual es etiquetarlos todos ellos y posteriormente visualizarlos como bandas separadas.

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Monitoreo de actina desmontaje con la Microscopía de Time-lapse

Aprende a etiquetar nucleoides mitocondriales en células vivas con SYBR Gold para microscopía de iluminación estructurada de superresolución. Este método evita artefactos de sobreexpresión de proteínas fluorescentes y permite el seguimiento cuantitativo del movimiento nucleoide en tiempo real en células HeLa.

Etiquetado específico de nucleoides mitocondriales para microscopía de iluminación estructurada de lapso de tiempo

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