Name: Electrotaxis microfluidos basados en On-Demand Análisis cuantitativo de Caenorhabditis elegans Locomotion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-05-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 23 s
Description: Aprende a analizar la locomoción de Caenorhabditis elegans mediante electrotaxis microfluídica para evaluar la salud neuronal. Este método permite detectar anomalías en señalización neuromuscular de forma cuantitativa y escalable.

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Los autores desean agradecer a las Ciencias Naturales e Ingeniería del Consejo de Investigación de Canadá, Canadá Programa de Cátedras de Investigación, Institutos Canadienses de Investigación en Salud y Ontario Ministerio de Investigación e Innovación a través de su Programa de Premios investigadores temprana de apoyo financiero.

1. La fotolitografía de fabricación Molde Maestro <ol><li> Bañar una oblea de silicio de 3 pulgadas en acetona durante 30 segundos y después metanol durante 30 segundos. Enjuague con dH 2 0 agua durante 5 minutos. </li><li> Seque la superficie de la oblea con una pistola de aire comprimido N2. Se calienta la oblea en una placa caliente a 140 ° C durante 2 min. </li><li> Plasma oxidar la superficie de la oblea de silicio (1 min, 50 W). </li><li> Spin-capa de la superficie de la oblea con 3 ml SU-8 100 fotosensible (40 seg; 1.750 rpm). </li><li> Pre-hornear la oblea recubierta sobre una placa caliente a 65 ° C durante 10 min, a continuación, la rampa la temperatura hasta 95 ° C durante 2 min. Mantener esta configuración durante 1 h adicional. </li><li> Alinear una fotomáscara con el diseño de canal deseado. Exponer al resistirse a 550-600 mJ / cm 2 de la luz UV (350-400 nm). Photomasks se pueden diseñar en AutoCAD y se imprimen en una transparencia con la impresión de alta resolución. </li><li> Post-hornear la oblea en una placa caliente a 65 ° C durante 1 min y 95 ° C durante 10 min, el aumento gradual de tque la temperatura que antes. </li><li> Sumerja la oblea de SU-8 solución de revelado durante 10-15 min. Compruebe la finalización del desarrollo de un enjuague con isopropanol. Si aparece un precipitado blanco, continuar con el desarrollo. El molde maestro se muestra en la Figura 2A. </li></ol> 2. Litografía blanda para Fabricación Microchannel <ol><li> Mezclar 35 ml de polidimetilsiloxano (PDMS) con base de elastómero de 3,5 ml de agente de curado PDMS. </li><li> Coloque el molde maestro fabricada (patrón hacia arriba) y una oblea de silicio en blanco en placas de Petri llenas de papel de aluminio. </li><li> Verter 20 ml PDMS prepolímero en el plato de molde maestro y 15 ml en el segundo plato. Eliminar las burbujas de aire debajo de las obleas presionando suavemente con un aplicador de madera desechable. </li><li> Cubra ambos platos y dejar de lado por un día para curar. Alternativamente, para el curado más rápido, eliminar las burbujas de aire de la PDMS con un desgasificador de vacío y luego dejar los platos en una placa caliente a 80 ° C durante 2hora </li><li> Quite el papel de aluminio y la cáscara de la PDMS de las obleas. </li><li> Utilice la Harris Uni-Core (2,5 mm) para perforar los puertos de acceso de fluidos en ambos extremos del canal. Cortar el canal y en blanco PDMS en tiras de tamaño similar. </li><li> Cargar el canal, la tira de PDMS en blanco y un portaobjetos de vidrio (75 × 25 mm 2) en un plasma oxidante, probablemente situado en una sala limpia. Exponer al plasma de oxígeno durante 40 segundos a potencia 40 W. </li><li> Pegar la pieza del canal y portaobjetos de vidrio a los lados opuestos de la tira en blanco. Ponga a un lado durante 2 horas para completar la unión. </li><li> Coloque el conjunto sobre una placa caliente a 120 ° C. Conecte el tubo de plástico (diámetro interior de 1/32 &quot;, diámetro exterior de 3/32&quot;), cada uno por lo menos 6 pulgadas de largo, a los depósitos perforados utilizando PDMS prepolímero. Fije un conector de plástico fluídico a uno o ambos tubos para permitir la fijación jeringa, o utilizar accesorios disponibles comercialmente. </li><li> Permitir el PDMS asegurar el tubo para curar. Inserte 3 &quot;longitudes de calibre 22 alambre de cobre aislado en each depósito, entre el tubo de entrada y el canal, y seguro con PDMS prepolímero. El producto terminado se muestra en la Figura 2B. </li></ol> 3. Electrotaxis Experiment <ol><li> Coloque el microcanal en la etapa (preferiblemente XY-móvil) de un microscopio con una cámara montada conectado a un monitor (Figura 1). </li><li> Conecte la fuente de alimentación o cables de salida del amplificador a los electrodos del microcanal. Una fuente de alimentación de CC simple es suficiente si sólo se desea una señal de CC, pero un amplificador conectado a un generador de funciones permite la aplicación de señales de CA y CC pulsada así. </li><li> Fije el tubo de salida del microcanal a una jeringa desechable. Sumergir la boca del tubo de entrada en tampón fisiológico M9 y suavemente aspiran líquido en el canal mediante la aplicación de una presión negativa dentro de la jeringa (ya sea manualmente o usando una bomba de jeringa). Cuando los tubos de entrada y de salida son a la vez lleno de M9, desconecte la jeringa fROM del tubo. Nivel ambos tubos a la misma altura para evitar el flujo accionado hidrostáticamente. </li><li> Aplicar un voltaje de CC para el canal y garantizar que la resistencia (R = V / I) es de alrededor de 0,6 mW (para una 50 mm de largo, 0,3 mm de ancho y 0,1 mm ~ microcanal profundo). </li><li> Si está satisfecho con la integridad de la cadena, siga los pasos anteriores para cargar los gusanos de una suspensión diluida en el canal. </li><li> Desconecte la jeringa y hidrostáticamente manipular el flujo mediante el ajuste de altura relativa de los tubos. Utilice este método para colocar un tornillo sin fin en el centro del canal y a continuación, establecer ambos tubos plana a la misma elevación. </li><li> Establecer la fuente de alimentación a la tensión apropiada: 4-12 V / cm para L3 animales etapa, 4-10 V / cm para L4s, y 2-4 V / cm para los adultos jóvenes. Active la señal eléctrica y deje 1 min de pre-exposición para el gusano para aclimatarse al campo. El gusano debería comenzar a moverse hacia el cátodo. Cuando el momento ha pasado, usar la cámara para comenzar a grabar. </li><li> Para CA y pulsod experimentos DC, el campo eléctrico máximo de respuesta puede ser adoptado de ciclo de la señal anterior y la frecuencia y actividad puede ser modulada deseada como 7, 8. </li><li> Una vez finalizada experimento, eliminar todo el líquido (y gusanos) de la canal, enjuagarlo con dH 2 0, y dejar el dispositivo en una placa caliente a 125 ° C para secar. </li><li> Extraer datos de locomoción de los vídeos grabados utilizando manualmente NIH ImageJ ( <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a> ) o software de seguimiento del gusano MATLAB basado personalizado. </li></ol>

<ol><li>Kuwahara, T., Koyama, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Familial+Parkinson+mutant+%CE%B1-synuclein+causes+dopamine+neuron+dysfunction+in+transgenic+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Familial Parkinson mutant α-synuclein causes dopamine neuron dysfunction in transgenic Caenorhabditis elegans.</a> J. Biol. Chem. 281 (1), 334-340 (2006).</li>
<li>Kuwahara, T., Koyama, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+RNAi+screen+reveals+involvement+of+endocytic+pathway+in+neuronal+dysfunction+in+a-synuclein+transgenic%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">A systematic RNAi screen reveals involvement of endocytic pathway in neuronal dysfunction in a-synuclein transgenic.</a> 17 (19), 2997-3009 (2008).</li>
<li>Su, L. J., Auluck, P. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compounds+from+an+unbiased+chemical+screen+reverse+both+ER-to-Golgi+trafficking+defects+and+mitochondrial+dysfunction+in+Parkinson%27s+disease+models%5BTitle%5D)+AND+%22Dis.+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Compounds from an unbiased chemical screen reverse both ER-to-Golgi trafficking defects and mitochondrial dysfunction in Parkinson's disease models.</a> Dis. Model Mech. 3 (3-4), 194-208 (2010).</li>
<li>Rezai, P., Siddiqui, A., Selvaganapathy, P. R., Gupta, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrotaxis+of+Caenorhabditis+elegans+in+a+microfluidic+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Electrotaxis of Caenorhabditis elegans in a microfluidic environment.</a> Lab Chip. 10 (2), 220-226 (2010).</li>
<li>Salam, S., Ansari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidics+set+up+to+study+neuronal+degeneration+and+identification+of+neuroprotective+compounds+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">A microfluidics set up to study neuronal degeneration and identification of neuroprotective compounds in C. elegans.</a> , Submitted (2013).</li>
<li>Rezai, P., Salam, S., Selvaganapathy, P. R., Gupta, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+sorting+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Electrical sorting of Caenorhabditis elegans.</a> Lab Chip. 12 (10), 1831-1840 (2012).</li>
<li>Rezai, P., Salam, S., Selvaganapathy, P. R., Gupta, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+pulse+direct+current+signals+on+electrotactic+movement+of+nematodes+Caenorhabditis+elegans+and+Caenorhabditis+briggsae%5BTitle%5D)+AND+%22Biomicrofluidics%22%5BJournal%5D)">Effect of pulse direct current signals on electrotactic movement of nematodes Caenorhabditis elegans and Caenorhabditis briggsae.</a> Biomicrofluidics. 5 (4), 044116(2011).</li>
<li>Rezai, P., Siddiqui, A., Selvaganapathy, P. R., Gupta, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior+of+Caenorhabditis+elegans+in+alternating+electric+field+and+its+application+to+their+localization+and+control%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Phys.+Lett%22%5BJournal%5D)">Behavior of Caenorhabditis elegans in alternating electric field and its application to their localization and control.</a> Appl. Phys. Lett. 96 (15), 153702(2010).</li>
<li>van Ham, T. J., Thijssen, K. L., Breitling, R., Hofstra, R. M., Plasterk, R. H., Nollen, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C.+elegans+model+identifies+genetic+modifiers+of+alpha-synuclein+inclusion+formation+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">C. elegans model identifies genetic modifiers of alpha-synuclein inclusion formation during aging.</a> PLoS Genet. 4, e1000027(2008).</li>
<li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).</li>
<li>Gabel, C. V., Gabel, H., Pavlichin, D., Kao, A., Clark, D. A., Samuel, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+circuits+mediate+electrosensory+behavior+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neural circuits mediate electrosensory behavior in Caenorhabditis elegans.</a> J. Neurosci. 27 (28), 7586-7596 (2007).</li>
<li>Chuang, H. -S., Raizen, D. M., Lamb, A., Dabbish, N., Bau, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dielectrophoresis+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Dielectrophoresis of Caenorhabditis elegans.</a> Lab Chip. 11 (4), 599-604 (2011).</li>
<li>Cronin, C. J., Mendel, J. E., Mukhtar, S., Kim, Y. -M., Stirbl, R. C., Bruck, J., Sternberg, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+automated+system+for+measuring+parameters+of+nematode+sinusoidal+movement%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Genet%22%5BJournal%5D)">An automated system for measuring parameters of nematode sinusoidal movement.</a> BMC Genet. 6, 5(2005).</li>
<li>Manière, X., Lebois, F., Matic, I., Ladoux, B., Meglio, J. -M. D. i, Hersen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Running+worms%3A+C.+elegans+self-sorting+by+electrotaxis%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Running worms: C. elegans self-sorting by electrotaxis.</a> PLoS One. 6 (2), e16637(2011).</li>
</ol>

El ensayo de la tecnología de microfluidos electrotaxis ha sido presentada por patente en los Estados Unidos de América y Canadá.

Aprovechando el fenómeno de comportamiento descrito por primera vez por Gabel y sus colegas y basándose en el trabajo de manipulación dielectroforética de Chuang et al 11,12, nuestro ensayo electrotaxis microfluidos basada en un método sencillo, robusto y sensible para investigar la actividad neuronal en los gusanos que utilizan el movimiento como una salida. El análisis de los parámetros de movimiento permite la comparación cuantitativa entre diferentes genotipos. La precisión de la fabricación de microcanal...

<table><tbody><tr><td>Acetona</td><td>CALEDON Labs</td><td>1200-1-30</td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>CALEDON Labs</td><td>6700-1-30</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>CALEDON Labs</td><td>8600-1-40</td><td></td></tr><tr><td>SU-8</td><td>Microchem Corp.</td><td>Y131273</td><td>SU-8 100</td></tr><tr><td>SU-8 Desarrollador</td><td>Microchem Corp.</td><td></td><td></td>Y020100</tr><tr><td>Placa de Petri de 92x16mm</td><td>Sarstedt</td><td>82.1473.001</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Kit de Elastómero de Silicona</td><td>Dow Corning</td><td></td><td>Contiene base de elastómero y agente de curado</td></tr><tr><td>Generador de funciones</td><td>Tektronix Inc.</td><td></td><td>Modelo AFG3022B</td></tr><tr><td>Amplificador</td><td>Trek Inc.</td><td></td><td>Modelo 2210-CE Bomba de</td></tr><tr><td>jeringa</td><td>Harvard Apparatus</td><td>70-4506</td><td>Modelo 11 ELITE</td></tr><tr><td>Placa calefactora</td><td>Fisher Scientific</td><td>11675916Q</td><td>Modelo HP131725Q</td></tr></tbody></table>

electrotaxis microfluidos basados ​​en on-demand análisis cuantitativo de<em&gt; caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;locomotion

Microfluidic-based Electrotaxis for On-demand Quantitative Analysis of Caenorhabditis elegans' Locomotion

Los nematodo Caenorhabditis elegans es un organismo modelo para la investigación biomédica versátil debido a su conservación de los genes y las vías relacionadas con la enfermedad, así como su facilidad de cultivo. Varios C. modelos de enfermedad elegans han sido reportados, incluyendo trastornos neurodegenerativos tales como la enfermedad de Parkinson (EP), que implica la degeneración de dopaminérgico (DA), las neuronas 1. Tanto los transgenes y los productos químicos neurotóxicos se han utilizado para inducir la neurodegeneración DA y defectos movimiento consiguientes en gusanos, lo que permite las investigaciones sobre la base de la neurodegeneración y las pantallas de los genes neuroprotectores y compuestos 2,3. Pantallas en eucariotas inferiores como C. elegans proporcionan un medio eficiente y económico para identificar compuestos y genes que afectan a la señalización neuronal. Pantallas convencionales se realizan típicamente de forma manual y marcados por inspección visual y, en consecuencia, son el tiempo-contrasUming y propenso a errores humanos. Además, la mayoría se centran en el análisis de nivel celular, mientras que haciendo caso omiso de la locomoción, que es un parámetro especialmente importante para los trastornos del movimiento. Hemos desarrollado un nuevo sistema de selección de microfluidos (Figura 1) que controla y cuantifica C. locomoción elegans &#39;utilizando estímulos de campo eléctrico en el interior de microcanales. Hemos demostrado que un campo de corriente continua (CC) puede inducir robustamente en-demanda locomoción hacia el cátodo (&quot;electrotaxis&quot;) 4. Invertir la polaridad del campo hace que el tornillo sin fin de revertir rápidamente su dirección. También hemos demostrado que los defectos en las neuronas sensoriales y dopaminérgicas otra alteran la respuesta de natación 5. Por lo tanto, las anormalidades en la señalización neuronal se puede determinar utilizando la locomoción como una lectura de salida. La respuesta del movimiento se puede cuantificar con precisión mediante una serie de parámetros tales como la velocidad de natación, frecuencia de flexión cuerpo y el tiempo de reversión. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Nuestro trabajo ha puesto de manifiesto que la respuesta electrotactic varía con la edad. Específicamente, los adultos jóvenes responden a un rango inferior de los campos eléctricos y se mueven más rápido en comparación con las larvas de 4. Estos hallazgos llevaron a diseñar un nuevo dispositivo de microfluidos para ordenar pasivamente gusanos por la edad y el fenotipo 6. También hemos puesto a prueba la respuesta de los gusanos a impulsos DC y alterna los campos eléctricos de corriente (AC). Campos de CC pulsada de diversos ciclos de trabajo efectivamente electrotaxis generados en tanto C. elegans y su primo C. briggsae 7. En otro experimento, los campos de CA simétricas con frecuencias que van desde 1 Hz a 3 KHz inmovilizados gusanos en el interior del canal 8. Aplicación del campo eléctrico en un entorno microfluídico permite una ejecución rápida y automatizada del ensayo electrotaxis. Este enfoque promete para facilitar pantallas genéticas y químicas de alto rendimiento para los factoresque afecta a la función neuronal y la viabilidad.

Un representante de vídeo electrotaxis una de tipo salvaje joven de nematodos adultos y su posición y salidas de velocidad desde el software de seguimiento de gusano se muestran en la complementaria de vídeo 1 y la Figura 3. El software de análisis de movimiento en sí mismo no reconoce la dirección de la polaridad de campo y el momento de la inversión de la polaridad; más bien, esta información se debe obtener de la fuente de vídeo. Esto se podría hacer utilizando una señal de audio o v...

Un método de micro-electro-fluido semi-automático para inducir la locomoción en la demanda de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Se describe. Este método se basa en el fenómeno neurofisiológica de gusanos que responden a los campos eléctricos suaves (&quot;electrotaxis&quot;) dentro de los canales de microfluidos. Microfluidos electrotaxis sirve como una técnica rápida, sensible, de bajo costo, y escalable para la detección de factores que afectan a la salud neuronal.

Electrotaxis microfluidos basados ​​en On-Demand Análisis cuantitativo de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; &#39;Locomotion

The nematode Caenorhabditis elegans is a versatile model organism for biomedical research because of its conservation of disease-related genes and ...

El objetivo general de este procedimiento es identificar anomalías en la señalización neuronal y neuromuscular en el organismo modelo de C Allergan tras la exposición a productos químicos o manipulaciones genéticas. Esto se logra primero diseñando y grabando un patrón de microcanales en una oblea de silicio. Durante el segundo paso, se utiliza el molde de silicio para moldear uno o más microcanales de PDMS.Luego se fijan componentes accesorios al molde de PDMS. A continuación, se registra mediante una cámara montada en un microscopio el comportamiento de los gusanos mientras se les estimula para nadar a través del microcanal. Finalmente, se utiliza la microfluídica electroquímica para determinar los cambios en los sistemas neuronal y muscular de los nematodos inducidos por manipulaciones químicas o genéticas, utilizando la locomoción como parámetro de lectura.Por lo tanto, la principal ventaja de esta técnica frente a las técnicas existentes, especialmente los ensayos conductuales basados en placas, es que con este método se puede controlar rigurosamente la dirección de la locomoción del gusano, lo que permite una cuantificación precisa de los comportamientos locomotores, como la f

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Un dispositivo microfluídico simple ha sido desarrollado para realizar anestésico...

Simples dispositivos de microfluidos para<em&gt; In vivo</em&gt; Imágenes de<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; Y pez cebra

Los organismos microscópicos como el nematodo de nado...

Estudio cuantitativo de Locomotion libremente Piscina microorganismos utilizando la difracción láser

Los investigadores pueden desencadenar el movimiento a demanda en C. elegans mediante la aplicación de un campo eléctrico que los gusanos detectan y responden. Este video presenta el comportamiento electrotáctico y muestra un protocolo de muestra que se realiza en un dispositivo microfluídico.

Ensayo de electrotaxis: un método para observar la locomoción en C. elegans

Este video describe el uso de software de video y seguimiento para registrar el movimiento de los gusanos en una arena. El protocolo de ejemplo mide el efecto de la exposición al etanol en la locomoción de los gusanos.

C. elegans Seguimiento del movimiento: un método para evaluar la locomoción en gusanos

La técnica presentada aquí mide el camino de nadar libremente especies microscópicas utilizando exposición única longitud de onda. C. elegans se utilizan para demostrar sombra de formación de imágenes como una alternativa económica a los microscopios costosos. Esta técnica se puede adaptar para acomodar varias orientaciones, entornos y especies para medir la dirección, la velocidad, la aceleración y fuerzas.

Longitud de onda única Shadow Imaging de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Locomotion incluida la fuerza Estimaciones

El uso de un chip olfativo de"adaptado" para la proyección de imagen del calcio eficiente de los machos de C. elegans se describe aquí. También se muestran estudios de exposición masculina a glicerol y una feromona.

Usando un Chip de microfluidos adaptado olfativo para la proyección de imagen de la actividad Neuronal en respuesta a las feromonas en las neuronas de cabeza de macho de C. Elegans

Nuevas herramientas para la investigación de la mecanobiología se necesitan entender cómo mecánico estrés activa vías bioquímicas y produce respuestas biológicas. Aquí, nos muestra un nuevo método de estimulación mecánica selectiva de animales inmovilizados con una trampa de microfluidos que permite proyección de imagen de alta resolución de las respuestas celulares.

Usando un dispositivo de microfluidos para la estimulación mecánica y alta resolución de imagen de C. elegans

En este artículo demostramos en proyección de imagen de gusanos individuales empleando un dispositivo de microfluidos personalizado. En el dispositivo, gusanos varios individualmente se limitan para separar compartimientos, lo que permite vigilancia longitudinal multiplexada de varios procesos biológicos.

Una plataforma de microfluidos para la proyección de imagen Longitudinal en Caenorhabditis elegans

Se ha establecido una serie de métodos de inmovilización para permitir la irradiación dirigida de vivo Caenorhabditis elegans individuos utilizando un microfluídicos polidimetilsiloxano ultrafino recientemente desarrollados de la viruta con retención de agua. Esta novela inmovilización de la en-viruta también es adecuado para observaciones de imágenes. El tratamiento detallado y ejemplos de aplicación de la viruta se explican.

Inmovilización de personas en Caenorhabditis elegans con un Chip de microfluidos polidimetilsiloxano ultra-delgada de retención de agua

Este estudio presenta protocolos para dos enfoques semiautomatizado de análisis de actividad locomotora en gusanos gas-1(fc21)de la enfermedad de C. elegans complejo I, a saber, ZebraLab (un ensayo de rendimiento medio) y WormScan (un ensayo de alto rendimiento) y proporcionan un análisis comparativo entre una amplia gama de métodos de investigación para cuantificar el comportamiento de los nematodos y la función neuromuscular integrada.

Análisis comparativo de métodos experimentales para cuantificar la actividad animal en modelos de enfermedad mitocondrial de Caenorhabditis elegans

Este estudio examina el efecto de la edad en la locomoción en C. elegans midiendo el exponente de Lyapunov (LLE) más grande. A medida que envejecen, C. elegans muestra un aumento y posterior disminución en el control motor. Los resultados muestran un pico de LLE a los cinco días, seguido de una disminución a medida que los gusanos envejecen.

Dinámica de la locomoción dependiente de la edad en Caenorhabditis elegans: un análisis de exponentes de Lyapunov

Aprende a analizar la locomoción de Caenorhabditis elegans mediante electrotaxis microfluídica para evaluar la salud neuronal. Este método permite detectar anomalías en señalización neuromuscular de forma cuantitativa y escalable.

Electrotaxis microfluidos basados ​​en On-Demand Análisis cuantitativo de

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