Name: Imágenes de fluorescencia con un nanómetros Precisión (FIONA) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 56 s
Description: Aprende la técnica FIONA para localizar moléculas individuales con precisión nanométrica usando microscopía de fluorescencia. Este método permite estudiar motores moleculares como la miosina y comprender sus mecanismos de movimiento.

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Este trabajo fue apoyado por el NIH subvenciones 068.625, becas NSF 1063188 y Centro de Física de Células Vivas 0822613. Un agradecimiento especial al Dr. Marina Marjanovic en Beckman Instituto de Ciencia y Tecnología Avanzada para el regalo de los ojos del conejo.

Declaración de Ética: El tejido de la córnea de conejos se recogió de acuerdo con la Universidad de Illinois Institucional Cuidado de Animales y el uso de directrices. Configuración 1. TIRFM NOTA: Use gafas láser de seguridad todo el tiempo. <ol><li> Asegúrese de que todos los componentes ópticos necesarios que figuran en la Lista de Materiales están disponibles y listos para la alineación. Si es necesario, use sustitutos con funciones equivalentes de otras compañías. Asegúrese de que los espejos y las lentes deben tener (AR) recubrimientos antirreflectantes que coinciden con el láser en uso. </li><li> Establecer las alturas de todos los componentes ópticos a la altura del centro del microscopio de nuevo puerto. </li><li> Montar el láser, disparo de láser y el filtro ND (s). Uso de filtros ND para atenuar la potencia del láser hacia abajo tan bajo como sea posible mientras se mantiene el haz visible. Apriete los tornillos con llaves hexagonales apropiadas. </li><li> Planee una ruta de viga y marcarlo con cinta o marcador en la mesa óptica (puntoted líneas azules en la Figura 1). Para simplificar, mantener caminos rectos a lo largo de las líneas de agujeros en la mesa óptica. </li><li> Lugar espejo M1 (Figura 1) en el primer giro en ángulo recto. Coloque los dos iris lo largo de la segunda sección recta de la trayectoria del haz planeado. Ajustar la posición y la inclinación de M1 tal que el láser pasa a través de los iris. </li><li> Lugar espejo M2 (Figura 1) en el segundo giro en ángulo recto. Coloque el expansor de haz de 10X (L1 y L2, la Figura 1) a lo largo de la tercera sección recta de la trayectoria. Ajustar su inclinación tal que el expansor de haz es paralelo tanto a la mesa óptica y la trayectoria del haz planeado. <ol><li> Ajuste M1 y M2 iterativamente de manera que el láser va recto a través de los centros de ambas lentes del expansor de haz. Repita este paso hasta que el perfil de la viga de la viga ampliado no es recortado de Gauss. </li></ol></li><li> Ajuste M1 para centrar el haz en L1 (Fifigura 1) y M2 para centrar el haz sobre L2 (Figura 1) de manera iterativa. Un perfil del haz mala por lo general significa que el láser se recorta; usar un pedazo de papel blanco para bloquear el haz después del expansor de haz para comprobar el perfil del haz con los ojos. Para el análisis de alta precisión, utilizar un perfilador haz óptico. </li><li> Ajustar la distancia entre L1 y L2 de tal manera que el haz se colima. Repita el paso 1.8 y 1.9 si es necesario. NOTA: Cuando el tamaño del haz no cambia con la distancia, el haz colimado es suficiente para una configuración TIRFM. Para mejorar aún más la colimación del haz, se podrían utilizar herramientas tales como un interferómetro de cizalladura. Un típico tamaño del haz después de la expansión es de ~ 20 mm. </li><li> Obturador del láser. Aflojar el objetivo del microscopio y el tornillo en un objetivo de alineación fluorescente. Lugar espejos M3 y M4 (Figura 1) para dirigir el haz expandido en el puerto de microscopio y sobre el espejo dicroico dentro de la torreta. Asegúrese de que el rayo láser rebota en tél dicroico y hacia el techo. </li><li> Ajuste M3 para centrar la parte más brillante del haz sobre el blanco fluorescente, y M4 para ajustar la inclinación del haz de ser vertical. </li><li> Obturador del láser y atornillar el objetivo de nuevo. Si la alineación en el paso anterior se hace bien debe haber un punto simétrico de salir del objetivo. Perfeccionar las inclinaciones de M3 y M4 para optimizar la potencia del láser y perfil del haz fuera del objetivo. </li><li> Montar una cámara EMCCD al microscopio y conecte la cámara a un ordenador. Inicie el software de la cámara. </li><li> Montar una muestra fluorescente (solución de fluoróforos) en el microscopio. Mira la mancha fluorescente brillante en la cámara. Compruebe que el punto no se desplaza en la pantalla a medida que cambia el enfoque. </li><li> Coloque la lente TIR (L3, Figura 1) en la etapa de traducción XYZ a una distancia desde el plano focal posterior del objetivo que es igual a la longitud focal de L3 (~ 30 cm). Ajuste la posición de L3de tal manera que el láser pasa a través del centro de la lente. </li><li> Traducir L3 a lo largo de la trayectoria del haz para ajustar la colimación del haz. Asegúrese de que el haz se sigue centrada en el monitor y simétrica en forma. NOTA: El área de iluminación en el plano de la muestra aumenta con la disminución de la lente TIR longitud focal. En general, utilice la longitud focal más pequeño que podría caber en el set-up. </li><li> Traducir L3 perpendicular a la trayectoria del haz para inclinar el haz fuera del objetivo. Mantener la traducción de la lente TIR TIR de tal manera que se consigue. Observar una muestra de perlas fluorescentes a través de la cámara EMCCD y L3 ajustar para obtener una buena SNR. </li></ol><img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig1highres.jpg" width="500"> Figura 1. configuración óptica para la microscopía de reflexión interna total de fluorescencia (TIRFM). 2. FIONA en Cy3-ADN <ol><li> Cdiapositivas de microscopio y cubreobjetos magras: Limpiar los portaobjetos y cubreobjetos con ddH2O e isopropanol y secarlos con nitrógeno gaseoso; Colocar los portaobjetos y cubreobjetos en el limpiador de plasma durante 5 min bajo argón plasma. </li><li> Construir cámaras de muestra (como esbozado en la Figura 2). <ol><li> Coloque un pañuelo en el banco y luego poner un pedazo de papel de la lente en la parte superior del tejido. Posicionar el cursor en el papel de la lente. Asegúrese de que el lado limpio de la diapositiva es hacia arriba. </li><li> Aplicar dos tiras de cinta de doble cara sobre el portaobjetos a lo largo de los bordes largos, dejando un espacio de 3-5 mm en el centro. Coloque el cubreobjetos limpiado en la parte superior de la corredera. Asegúrese de que el lado limpio de la cubreobjetos se enfrenta a la diapositiva. </li><li> Utilice una punta de pipeta para presionar hacia abajo sobre la cinta de doble cara. Utilice una maquinilla de afeitar para eliminar el exceso de cinta de la diapositiva para que la cinta sigue siendo sólo bajo el cubreobjetos. NOTA: Los extremos abiertos de la cámara se dejan abiertas y sirven como entrada y salidadejar. El volumen de la cámara es de varios microlitros. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig2highres.jpg" width="500"> Figura 2 Esquema de una cámara de muestra típica (a) Vista superior.; (B) Vista lateral desde la derecha; (C) La vista lateral de la parte delantera. <ol start="3"><li> Inmovilizar Cy3-ADN en las superficies interiores de las cámaras de muestra. <ol><li> Preparar T-50 tampón (10 mM Tris-HCl pH 8,0, NaCl 50 mM). Preparar BSA-biotina en T-50 a una concentración final de 1 mg / ml. Preparar tampón T50-BSA por disolución de BSA en T-50 a una concentración final de 10 mg / ml. </li><li> Preparar 0,5 mg / ml en tampón de neutravidina T50-BSA. Preparar biotinilado Cy3 ADN marcado (Cy3-DNA) en T50-BSA a una concentración final de 5-10 pM. </li><li> Pipetear 10 l de BSA-biotina (1 mg / ml) en la cámara de muestra. Espere 5 min. </li><li lave la c con l t50-bsa. pipetear neutravidina mg ml en de muestra. incubar durante min.><li> Lave la cámara con 40 l T50-BSA. Colocar 20 l Cy3-ADN en la cámara de muestras. Incubar durante 5 min y luego lavar la cámara con 80 l T50-BSA. </li></ol></li><li> Imagen Cy3-ADN moléculas individuales bajo TIRFM. <ol><li> Preparar buffer de imágenes (100 l) mediante la mezcla de 1 l protocatecuato-3,4-dioxigenasa (PCD, 5 M), 4 l de ácido protocatéquico (PCA, 62,5 mM), 50 l 6-hidroxi-2,5,7,8- tetramethylchromane-2-carboxílico (Trolox, 2 mM en T-50), y 45 l T50-BSA. </li><li> Pipetear en buffer de imágenes 30 l y esperar 8-10 min. </li><li> Montar la muestra para formación de imágenes en un TIRFM que está equipado con un láser verde (532 nm), un objetivo de inmersión en aceite 100X (1,45 NA), y una cámara de EMCCD. </li><li> Ajuste el tiempo de exposición a 100 a 500 ms y EM ganancia para 25 a 100 Adquirir una película de la muestra de 1,000 marcos. </li></ol></li><li> Realizar análisis de datos FIONA en las imágenes grabadas de Cy3-ADN. <ol><li> Determinar el tamaño efectivo de píxel (es decir, factor de conversión de píxeles a nanómetros) dividiendo el tamaño de píxel físico (leída de la hoja de especificaciones de la cámara EMCCD) por el aumento total (el aumento del objetivo de microscopio multiplicado por cualquier aumentos adicionales). </li><li> Determinar el factor de conversión de intensidades de los píxeles de fotones números dividiendo sensibilidad CCD (es decir, electrones por conteo A / D, leer la hoja de especificaciones de la cámara CCD) por el multiplicador de electrones (EM) ganancia utilizada durante la adquisición de imágenes. </li><li> Compila y ejecuta FIONA.pro para el análisis FIONA. Utilice este programa IDL para importar la imagen adquirida, para introducir el tamaño de los píxeles efectivos (del Paso 2.5.1) y el factor de conversión de intensidad para el número de fotones (de la etapa 2.5.2), y elegir los puntos para el análisis de FIONA. NOTA: Al final, el program voluntad de salida de los resultados apropiados con funciones gaussianas 2D, así como el número total de fotones y la precisión de la localización. Un resultado típico se muestra en la sección de los resultados y las figuras representativas 4c-4d. </li><li> Compila y ejecuta phcount.pro caracterizar recuento de fotones. Utilice este programa IDL para medir el número medio de fotones emitidos por un fluoróforo antes de photobleaching, para importar la imagen adquirida y para introducir el factor de conversión de intensidad a número de fotones (de la etapa 2.5.2). NOTA: El programa detectará manchas fluorescentes automáticamente (selección manual es una opción), el cálculo de recuentos de fotones en función del número de cuadro, y la salida de los restos de recuentos de fotones. <ol><li> Deseche malas trazas y especificar rangos marco después de photobleaching para la corrección de la línea base. Al final, el programa de salida de una lista de números totales de fotones para todos los puntos no se descarta. Se representa la distribución de los números de fotones y adaptarse a la distribuciónción con un decaimiento exponencial para obtener el número medio de fotones. Un resultado típico se muestra en la sección de resultados representativos y las figuras 4e-4f. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. FIONA Aplicada para cuantificar Motor (por ejemplo, la miosina en la actina) Dinámica a escala del nanómetro <ol><li> Polimerizar la actina (es decir, preparar a la actina F) un día antes de FIONA experimento. <ol><li> Reconstituir G-actina (monómero) y biotina G-actina (monómero) a 10 mg / ml con tampón de actina general. Revuelva para asegurarse de que ambos se disuelve por completo, y mantener tanto en el hielo. </li><li> Mezclar 10 l G-actina (monómero) con 1,7 l de biotina G-actina en un tubo de 1.5 ml. Añadir 100 l de tampón de hielo frío polimerización de la actina. </li><li> Deje la mezcla durante la noche a 4 ° C (F-actina formado) y luego añadir ddH2O hasta un volumen total de 1 ml. </li><li> Guarde los filamentos de actina (F-actina) a 4 ° C para su uso posterior en los experimentos. NOTA: Filamentos se desintegrará y acortar el tiempo, pero se puede utilizar durante al menos dos semanas. </li></ol></li><li> Preparar la muestra para la imagen. <ol><li> Hacer una cámara de muestra (como se describe en el Protocolo 2.1 y 2.2). Pipetear en 20 l de BSA biotinilada a 1 mg / ml en ddH2O Incubar durante 10 min. Enjuagar con 30 l ddH 2 O. NOTA: Esto bloquea la superficie de cristal y establece biotina para la unión de los filamentos de actina. Biotinilado poli-L-lisina - polietilenglicol (PEG-PLL) podría servir la misma función. </li><li> Pipetear en 0,5 mg / ml neutravidina. Incubar durante 2 minutos y luego lavar la cámara con tampón M5 30 l. </li><li> Pipetear en el F-actina preparado diluyó 25 veces en tampón de actina en general, a una concentración final ~ 0,004 mg / ml. Espere 10 minutos, enjuague la cámara con 30 l de tampón. </li><li> Diluir la miosina Va con las etiquetas FLAG 30 veces en tampón de M5 (HEPES 20 mM (pH 7,6), 2 mM de MgCl2, 25 mM KCl, 1 mM EGTA) a una concentración final of 250 nM. Mezclar 1 l miosina con 1 l anti-FLAG-Qdot705 (~ 1 M, conjugado de anticuerpos anti-FLAG y Qdot705 utilizando la conjugación Kit Qdot705 anticuerpo de acuerdo con el manual de instrucciones del fabricante). Añadir en 8 l M5 para llenar a 10 l. Pipetear hacia arriba y abajo para mezclar bien. Incubar durante 10 min en hielo. NOTA: Esto produce una mezcla de 1 motor a 4 puntos cuánticos, en ~ 25 nM concentración de miosina. </li></ol></li><li> Obtención de imágenes de la miosina caminando sobre la actina. <ol><li> Preparar buffer de imágenes (100 l) mediante la mezcla de 84 l M5-BSA (tampón M5 con 1 mg / ml de BSA), 1 l ATP (50 mM en ddH 2 O), 2 l de DTT (500 mM en ddH 2 O), 1 l CK (500 U / ml), 5 l CP (200 mM), 1 l PCD, 4 l PCA, 1 l de miosina-Qdot diluyó después otra 10 veces a 2,5 nM concentración de miosina, y 1 l BME. </li><li> Pipetear en buffer de imágenes 20 l para probar la cámara y se incuba durante 8-10 min. </li><li> Imagen de la muestra de TMicroscopio IRF a 30 ms de exposición. Adquirir un mínimo de 1.000 marcos. Ajuste el volumen de la miosina-Qdot en el Paso 3.3.1 si es necesario. </li></ol></li><li> Realizar el análisis de datos y encontrar el tamaño de paso de la miosina a pie. <ol><li> Abra el archivo de vídeo en ImageJ 17 y recortar el vídeo en torno a un punto móvil. Recortar un área lo suficientemente grande que el lugar nunca llega dentro de 20 píxeles del borde, y asegúrese de que no hay otros lugares en el video. Asegúrese de que este punto se mueve en una trayectoria lineal. </li><li> Realizar el seguimiento del punto a través del video para generar coordenadas xey a través del tiempo, en píxeles, mediante la aplicación de análisis de FIONA (Paso 2.5.3) para cada fotograma del vídeo. </li><li> Convertir píxeles a nanómetros, como se describe en la sección anterior. </li><li> Calcular el desplazamiento desde la posición inicial como una función del tiempo. </li><li> Ejecutar la prueba t en el desplazamiento para obtener los pasos de la miosina a pie. NOTA: El programa previsto t-test (step_t_test.zip) se codifica en IDL y en contraconsiste de 14 subprogramas de la carpeta. <ol><li> Abra todas las subrutinas en IDL y compilar todo dos veces. A continuación, ejecute mtltyanalysis_ttest.pro y elija un archivo de texto que contiene sólo los datos de distancia en una sola columna. Un archivo de salida de Excel se generará, que contiene los datos en bruto, la forma, y ​​el tamaño del paso. </li></ol></li><li> Elimine todos los valores cero de la columna de paso grande. Trazar la distribución de los tamaños de paso utilizando Origen o MATLAB. Montar un Gaussian al histograma. NOTA: los tamaños de paso de cero valores necesitan ser suprimido porque un paso de cero significa que no hay paso se toma de la trama anterior. El accesorio da un pico alrededor de 36 nm (como se muestra en la Figura 5). </li></ol></li></ol> 4. gruesa Preparación de muestras para FIONA <ol><li> Preparar los puntos cuánticos encapsulados en sol-gel. <ol><li> Mezclar 4,5 ml de TMOS, 1 ml ddH 2 O y 100 l de HCl (120 mM). Sonicar la mezcla en hielo durante 30 min en el limpiador ultrasónico specified en la Lista de Materiales (frecuencia = 40 kHz, calentador = off). Mezcle la solución cada 10 min. </li><li> Diluir 1,5 l Qdot605 en 1,5 ml de HEPES 50 mM (pH 7,2). Mezclar la solución con 1,5 ml de TMOS de la etapa anterior. </li><li> Vierta la mezcla en un plato con fondo de cristal. Selle el plato de fondo de vidrio con Parafilm y se almacena a 4 º C durante 1, 5 horas. </li><li> Añadir 2 ml de 1% en PBS BME al plato de la muestra y se incuba a temperatura ambiente durante 30 min antes de la formación de imágenes. </li></ol></li><li> Preparar la muestra córnea manchada con puntos cuánticos. NOTA: Conejo-ojos eran regalos de Dr. Marina Marjanovic. <ol><li> Se separa la córnea de los ojos y lo dividirá en 3 mm x 3 mm pedazos. </li><li> Diluir 1 l Qdot 605-estreptavidina en 1 ml de PBS. Incubar el tejido de la córnea con solución 1 nM a 4 qdots º C durante 1 hora. Lave el tejido con PBS. </li><li> Tome un portaobjetos de vidrio limpio y un cubreobjetos # 1.5. Ponga 4 capas de cinta de doble cara en el portaobjetos de vidrio a lo largo del lado más largo, unnd introducir otras 4 capas de cinta de doble cara paralela a la cinta anterior y dejar un canal de aproximadamente 1 cm en el medio. Coloque el tejido de la etapa anterior en el centro del canal, y se cubre con un cubreobjetos. </li><li> Presione suavemente en los lados del cubreobjetos para hacer que se pegue a las cintas. Moje el canal con 50 l de PBS antes de exponer. </li></ol></li><li> Puntos cuánticos de imagen en sol-gel y la córnea. <ol><li> Para FIONA imágenes en muestras gruesas, utilice un objetivo 60X de inmersión en agua con una distancia de trabajo de 0,27 mm, o un objetivo 60X de inmersión en agua con una distancia de trabajo de 0,28 mm. </li><li> Montar la muestra en el microscopio. Ajuste de la lente TIRF tal que alcanza el modo de epi-fluorescencia (es decir, el haz de láser sale del objetivo con un ángulo contra el cubreobjetos). Inserte una lente de aumento adicional (3.3X o 4,0X). </li><li> Mueva el plano focal del objetivo a una posición z deseada (por ejemplo,&gt; 200 m). Graba imágenes de inmóvilpuntos cuánticos en la muestra. </li></ol></li><li> Realizar análisis FIONA como se describe en la sección 2.5 de este protocolo. </li></ol>

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<li>Rasnik, I., McKinney, S. A., Ha, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonblinking+and+long-lasting+single-molecule+fluorescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Nonblinking and long-lasting single-molecule fluorescence imaging.</a> Nature Methods. 3 (11), 891-893 (2006).</li>
<li>Zhuang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Single-Molecule+Study+of+RNA+Catalysis+and+Folding%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A Single-Molecule Study of RNA Catalysis and Folding.</a> Science. 288 (5473), 2048-2051 (2000).</li>
<li>Aitken, C. E., Marshall, R. A., Puglisi, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Oxygen+Scavenging+System+for+Improvement+of+Dye+Stability+in+Single-Molecule+Fluorescence+Experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">An Oxygen Scavenging System for Improvement of Dye Stability in Single-Molecule Fluorescence Experiments.</a> Biophysical Journal. 94 (5), 1826-1835 (2008).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

FIONA es una técnica para localizar la posición de un emisor fluorescente (fluoróforo orgánico o punto cuántico) con una precisión nanométrica y resolución temporal a 1 mseg 4 8. Cuando se recojan suficientes fotones, esta técnica permite determinar la posición de un emisor fluorescente mucha más precisión que el límite de difracción (~ 200 nm) y por lo tanto esta técnica abre un camino para observar lo que no se ha visto con el microscopio óptico convencional / tradicional 4 - 8. Desde su invenció...

Alrededor de 1882, Ernst Abbe encontró que la resolución de un microscopio de luz visible es de ~ λ / 2NA, o ~ 200 nm (donde λ es la longitud de onda y NA es la apertura numérica) 1,2. Por lo tanto cualquier objeto más pequeña que esta dimensión aparecería como un punto de difracción limitada en un microscopio óptico. Sin embargo, es posible determinar el centro de la mancha, es decir, la ubicación del objeto, con una precisión mucho más alta 3. Imágenes de fluorescencia con una precisión de un nanómetro (FIONA) es una técnica sencilla pero útil para la localización de fluoróforos individuales con precisión nanométrica en el plano xy 4. La precisión de la localización, σ μ (es decir, el error estándar de la media), depende del número total de fotones recogidos, <img alt="Ecuación 1" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51774/intro_eqn.jpg" width="100"> , Donde N es el recuento de fotones, s es la desviación estándar de la mancha fluorescente, a esel tamaño de píxel del detector de formación de imágenes, y b es la desviación estándar de los antecedentes 3,4. Para un fluoróforo que emite fotones ~ 10.000, Fiona puede alcanzar ~ 1 nm de precisión 4. FIONA se puede utilizar para determinar con precisión la posición de un emisor fijo, o uno móvil (suponiendo que las imágenes pueden tomarse lo suficientemente rápido). FIONA se puede aplicar secuencialmente a las tramas de la película y por lo tanto seguir el movimiento de la molécula única de 4 8. Reactivos fotoprotectores pueden ser necesarias para asegurar que la muestra no fotodegrada. Además, el objeto fluorescente en sí puede ser de cualquier tamaño, menor o mayor que la de difracción LIMIT- por ejemplo, puede consistir de un orgánulo (~ 1 m) con muchas proteínas fluorescentes dispersos en su membrana. Usando FIONA todavía puede producir un (nanómetros) promedio muy precisa de su centro de masa media. La gran mejora en la precisión de localización por FIONA permite resolver nanomemovimientos ter-escala en el tiempo. Esto ha empujado a la microscopía en la escala de longitud molecular 4 8. Desde su invención, se han desarrollado variantes de FIONA. Por ejemplo, las imágenes de campo claro con exactitud de un nanómetro (bFIONA) 9, una ligera variante de FIONA, imágenes y localiza objetos densos como melanosomas in vivo (objetos oscuros que contienen el pigmento melanina) con luz transmitida. Además, Fiona se ha empleado para resolver múltiples colorantes. Por ejemplo, una sola molécula de alta resolución de imagen con fotoblanqueo (camarones) 10,11 o de una sola molécula de alta resolución colocalización (SHREC) 12 se han desarrollado para resolver dos colorantes dentro de aproximadamente 10 nm. (Tenga en cuenta que esta es la resolución, es decir, con qué precisión se puede saber colorantes idénticos aparte.) Más recientemente, el análisis FIONA ha contribuido al proceso de localización de cierta super-resolución de microscopía óptica como reco estocásticomicroscopía nstruction (TORMENTA) 13 y 15 y la localización microscopía foto-activado (PALMA) 16, en el que fluoróforos oscuros temporales están entusiasmados, y luego la fluorescencia se localiza. Por repetidamente emocionante bastante baja densidad de tintes (menos de uno por difracción limitado punto), y luego recoger la fluorescencia, el análisis de cada uno de ellos por Fiona, se puede construir un mapa de alta resolución. La resolución está a continuación, sólo limitado por el número de fotones cada colorante pone a cabo, así como cosas como mantener estacionaria la muestra (incluyendo, por ejemplo, la platina del microscopio) durante la adquisición. En este trabajo, un resumen de la técnica FIONA y describa brevemente ejemplos de investigaciones que se han realizado utilizando FIONA se informó. En primer lugar, cómo configurar el equipo necesario para los experimentos de FIONA, es decir, un microscopio de fluorescencia de reflexión interna total (TIRFM), con detalles sobre la alineación de la óptica, se describe. Entonces, ¿cómollevar a cabo un sencillo experimento FIONA sobre la localización de las moléculas individuales de ADN-Cy3 inmovilizada utilizando protocolos apropiados, se ilustra. Después de eso, el uso de FIONA para medir el tamaño de paso de 36 nm de un solo miosina Va motor truncada marcada con un punto cuántico se presenta. La miosina Va es una proteína motora processive esencial que transporta carga celular mientras que a lo largo de los filamentos de actina translocación. Aquí una miosina Va construir truncado se utiliza para eliminar dominios irrelevantes para el tamaño del paso, y con una etiqueta FLAG añadió a la C-terminal para permitir la facilidad de etiquetado con puntos cuánticos funcionalizados con anticuerpos anti-FLAG. Este experimento se realiza en condiciones de baja ATP para ralentizar la miosina y permitir el uso de tiempos de exposición suficientemente largo para conseguir un buen recuento de fotones en cada fotograma. Cualquier marcador fluorescente suficientemente brillante podría ser sustituido en el siguiente protocolo. Por último, se informó reciente esfuerzo de extender la aplicación de FIONA para muestras gruesas. Como prueba de principio-, se empaparon los puntos cuánticosen sol-geles y las córneas de los ojos de conejo y luego fotografiada y localizada usando FIONA. Para imágenes, un objetivo de inmersión 60X agua con NA = 1,2 fue utilizado porque este objetivo tiene una distancia de trabajo de más de 100X objetivo de inmersión en aceite utilizado anteriormente. Para compensar la pérdida en la escala de reproducción en el objetivo, un objetivo extra-ampliación (3.3X o 4,0X) fue colocado en la trayectoria de emisiones. Además, epi-fluorescencia (no TIR) necesita microscopía para ser utilizado para acceder a regiones profundas en las muestras gruesas. Se demuestra que los puntos cuánticos empapados profundo de sol-gel y en las córneas de los ojos de conejo (Z&gt; 200 m) se pueden localizar con 2-3 nm precisión.

<table><tbody><tr><td>Cinta adhesiva de doble cara</td><td>3M</td><td></td><td>~75 &#181; </td></tr><tr><td>Cámara EMCCD</td> de m de espesor <td>Andor Technology</td><td>DU-897E-CS0-#BV</td><td></td></tr><tr><td>Limpiador ultrasónico</td><td>Branson</td><td>2510</td><td></td></tr><tr><td>Juego de filtros de fluorescencia</td><td>Chroma</td><td>49016</td><td></td></tr><tr><td>Tampón de polimerización de actina&nbsp;</td><td>Citoesqueleto&nbsp;</td><td>BSA02</td><td></td></tr><tr><td>Biotina G-actina</td><td>Citoesqueleto&nbsp;</td><td>AB07</td><td></td></tr><tr><td>G-actina&nbsp;</td><td>Citoesqueleto&nbsp;</td><td>AKL95</td><td></td></tr><tr><td>Tampón general de actina&nbsp;</td><td>Citoesqueleto&nbsp;</td><td>BSA01</td><td></td></tr><tr><td>Obturador láser (con controlador)</td><td>Electro-Optical Products Corp.&nbsp;</td><td>SH-10-MP</td><td></td></tr><tr><td>IDL</td><td>Exelis Soluciones</td><td></td><td></td>de Información Visual</tr><tr><td>Neutravidin&nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>PI-31000</td><td></td></tr><tr><td>Cubreobjetos</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td>22X30-1.5</td><td>0.16-0.19 mm de espesor</td></tr><tr><td>Portaobjetos de microscopio</td><td>Gold Seal Microslides&nbsp;</td><td>30103X1</td><td>0,93-1,05 mm de espesor</td></tr><tr><td>Limpiador de plasma</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-001</td><td></td></tr><tr><td>Plato con fondo de vidrio&nbsp;</td><td>In Vitro Scientific</td><td>D35-20-1.5-N Cy3-DNA</td><td></td></tr><tr><td>oligos</td><td>Integrated DNA Technologies</td><td></td><td>5'-Cy3/GCCTCGCTGCCGTCGCCA-3'Bio</td></tr><tr><td>Perlas fluorescentes&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>T-7280</td><td></td></tr><tr><td>Qdot 605-estreptavidina&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>Q10101MP</td><td></td></tr><tr><td>Qdot605&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>Q21301MP</td><td></td></tr><tr><td>Qdot705</td><td>Invitrogen</td><td>Q22021MP&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Qdot705 Kit de conjugación de anticuerpos</td><td>Invitrogen</td><td>Q22061MP</td><td></td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>MathWorks</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mesa óptica</td><td>Newport Corp</td><td></td><td>Serie RS4000</td></tr><tr><td>Objetivo 60X</td><td>Nikon</td><td>Plan Apo VC 60x WI</td><td></td></tr><tr><td>100X</td><td>Olympus</td><td>PlanApo 100X/1.45 Aceite &infin;/0.17</td><td></td></tr><tr><td>60X Objetivo</td><td>Microscopio invertido Olympus</td><td>UPlanApo 60X/1.20W</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Olympus</td><td>IX71/IX70/IX81</td><td></td></tr><tr><td>Origin</td><td>OriginLab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-FLAG anticuerpo</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F7425-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>ATP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7699</td><td></td></tr><tr><td>BME&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>63689-25ML-F</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>BSA-biotina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A8549-10MG</td><td></td></tr><tr><td>CK</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C3755</td><td>Creatina Fosfoquinasa de músculo de conejo</td></tr><tr><td>CP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P1937</td><td>Fosfocreatina di(tris)</td></tr><tr><td>sal DTT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>43815</td><td>DL-Ditiothreitol</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E3889</td><td>Etilenglicol-bis(2-aminoetiléter)-N,N,N&prime;,N&prime; Ácido -tetraacético</td></tr><tr><td>HCl&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93363-500G</td><td></td></tr><tr><td>HEPES&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H0887</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M1028</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>PCA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>03930590</td><td>Ácido protocatecuico&nbsp;</td></tr><tr><td>PCD</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P8279</td><td>Protocatecuato-3,4-dioxigenasa&nbsp;</td></tr><tr><td>TMOS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>341436-25G</td><td>Ortosilicato de tetrametilo</td></tr><tr><td>Tris-HCl&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93363</td><td></td></tr><tr><td>Trolox</td><td>Sigma Aldrich</td><td>238813</td><td>ácido 6-hidroxi-2,5,7,8-tetrametilcromano-2-carboxílico</td></tr><tr><td>espejos dieléctricos de banda ancha de 1" de diámetro con soportes</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BB1-E02, KM100</td><td>Cantidad: 2</td></tr><tr><td>&frac12; &rdquo; diámetro de los postes</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>TR4</td><td>Cantidad &ge; 6</td></tr><tr><td>Expansor de haz 10X</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BE10M-A 2" de</td><td></td></tr><tr><td>diámetro f = lente de 300 mm con montura</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>LA1256-A, lente LMR2</td><td>TIR</td></tr><tr><td>Objetivo de alineación fluorescente&nbsp;</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td></td><td></td>VRC2SM1</tr><tr><td>Gafas de seguridad láser</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>Filtro(s) LG3</td><td></td></tr><tr><td>NDs)</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>FW1AND</td><td></td></tr><tr><td>Perfilador de haz óptico</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BP209-VIS</td><td></td></tr><tr><td>Diafragma de iris posteado</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>ID25</td><td>Cantidad: 2</td></tr><tr><td>Interferómetro de cizallamiento</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>SI100</td><td></td></tr><tr><td>Etapa de traducción XYZ, &frac12; &rdquo; viajes&nbsp;</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>T12XYZ</td><td></td></tr><tr><td>Laser World</td><td>Star Technologies&nbsp;</td><td>TECGL-30</td><td>532 nm, 30 mW</td></tr></tbody></table>

imágenes de fluorescencia con un nanómetros precisión (fiona)

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

Imágenes de fluorescencia con una precisión de un nanómetro (FIONA) es una técnica sencilla pero útil para la localización de fluoróforos individuales con precisión nanométrica en el plano xy. Aquí un resumen de la técnica FIONA se informa y ejemplos de investigaciones que se han realizado utilizando FIONA se describen brevemente. En primer lugar, cómo configurar el equipo necesario para los experimentos de FIONA, es decir, un microscopio de fluorescencia de reflexión interna total (TIRFM), con detalles sobre la alineación de la óptica, se describe. Entonces cómo llevar a cabo un sencillo experimento FIONA en la localización de moléculas individuales de ADN-Cy3 inmovilizada usando protocolos apropiados, seguido por el uso de FIONA para medir el tamaño de paso de 36 nm de un solo miosina Va motor truncada marcada con un punto cuántico, se ilustra. Por último, se informó reciente esfuerzo para extender la aplicación de FIONA para muestras gruesas. Se muestra que, utilizando un objetivo de inmersión en agua y puntos cuánticos empapado profundamente en sol-geles oculares y córneas de conejo (&gt;200 micras), la localización de precisión de 2-3 nm se puede lograr.

Una configuración típica TIRFM tipo objetivo se muestra en la Figura 3. En primer lugar, la muestra Cy3-ADN inmovilizado en la superficie fue fotografiada. Una imagen típica se muestra en la Figura 4a. La imagen fue tomada con el tiempo de exposición de 0,5 segundos, con el aumento de EM = 50 y la sensibilidad CCD = 12,13 para la cámara. La propagación--función de punto (PSF) de una sola molécula de Cy3-DNA se muestra en la Figura 4b (desde el punto indicado por la flec...

Fluoróforos individuales pueden ser localizados con precisión nanométrica utilizando FIONA. Aquí se reporta un resumen de la técnica de FIONA, y la forma de llevar a cabo experimentos de FIONA se describe.

Imágenes de fluorescencia con un nanómetros Precisión (FIONA)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...

El objetivo general de este procedimiento es demostrar cómo llevar a cabo imágenes de fluorescencia con una precisión de un nanómetro o experimentos de Fiona. Esto se logra configurando primero el equipo requerido y alineando la óptica para la reflexión interna total, la fluorescencia, la microscopía o el césped. El siguiente paso es inmovilizar CY 3D NA en la superficie interna de una cámara de muestras y localizar moléculas individuales de CY 3D NA con precisión nanométrica.Posteriormente, se aplica Fiona para estudiar el movimiento de una sola miosina truncada cinco un motor marcado con un punto cuántico. En última instancia, el tamaño del paso de la miosina a medida que camina, Acton, se midió como 36 nanómetros mediante el análisis de Fiona. Aunque este método puede proporcionar información sobre los motores moleculares, también se puede aplicar a otros sistemas, como el seguimiento de receptores en la membrana de las células.La demostración visual de este método es fundamental ya que los detalles experimentales son difíciles de aprender. Es importante usar gafas de seguridad láser en todo momento durante la configuración. Para reflexión interna total, fluorescencia, microscopía o césped.Para comenzar, configure las alturas de todos los componentes ópticos a la altura del centro del microscopio, el puerto posterior, monte el láser, el obturador láser y los filtros ND. Utilice filtros ND para atenuar la potencia del láser lo más bajo posible mientras mantiene el haz visible. Apriete los tornillos con las llaves hexagonales adecuadas.Planifique una trayectoria de haz como se ilustra con las líneas azules punteadas. En este esquema, marque la trayectoria del haz con cinta adhesiva o marcador en la mesa óptica. Coloque el espejo M1 en el primer giro en ángulo recto, coloque los dos iris a lo largo de la segunda sección recta de la trayectoria del haz planificada.Ajuste tanto la posición como la inclinación de M1 de modo que el láser atraviese el iris, coloque el espejo M dos. En el segundo giro en ángulo recto, coloque el expansor de haz 10 x a lo largo de la tercera sección recta del camino. Ajuste su inclinación de modo que el expansor de haz quede paralelo tanto a la mesa óptica como a la trayectoria del haz planificada.El siguiente paso es ajustar M1 y M dos de forma iterativa de modo que el láser pase directamente por los centros de ambas lentes, L uno y L dos del expansor de haz. Use un pedazo de papel blanco para bloquear el haz después del expansor de haz para verificar el perfil del haz a ojo. Ajuste hasta que el perfil de la viga expandida no sea ED.Gaussiano ajusta la distancia entre L uno y L dos de modo que el haz se intercale. El láser desenrosca el objetivo del microscopio y lo atornilla en una alineación fluorescente. Coloque el objetivo en los espejos M tres y M cuatro para dirigir el haz expandido hacia el puerto del microscopio y hacia el espejo dicroico.Dentro de la torreta. Ajuste M tres para centrar la parte más brillante del haz en el objetivo fluorescente y M cuatro para hacer que el haz se incline verticalmente, obstruya el láser y vuelva a atornillar el objetivo. Multa. Ajuste las inclinaciones de M tres y M cuatro para optimizar la potencia del láser y el perfil del haz fuera del objetivo.Monte una cámara E-M-C-C-D en el microscopio y conecte la cámara a una computadora. Inicie el software de la cámara. Monta una muestra fluorescente en el microscopio.Mira el punto fluorescente brillante de la cámara. Compruebe que el punto no se desplaza en la pantalla ya que el enfoque ha cambiado. Coloque la lente TIR en la etapa de traslación XY, Z a una distancia del plano focal posterior del objetivo que sea igual a la distancia focal, la L tres, que es de aproximadamente 30 centímetros.Ajuste la posición de L tres de modo que el láser atraviese el centro de la lente. Traslade L tres a lo largo de la trayectoria de la viga para ajustar la intercalación de la viga. Asegúrese de que el haz de luz siga centrado en el monitor y tenga una forma simétrica.Traslade L tres perpendiculares a la trayectoria del haz para inclinar el haz fuera del objetivo. Siga traduciendo la lente TIR de manera que se logre TIR antes de realizar una Fiona. Experimento sobre la localización y movilización de CY 3D NA. Las moléculas individuales construyen cámaras de muestra como se detalla en el texto del protocolo.Se aplican dos tiras de cinta adhesiva de doble cara en el portaobjetos a lo largo de los bordes largos, dejando un espacio de tres a cinco milímetros en el centro y luego se coloca un cubreobjetos limpio en la parte superior del portaobjetos, se muestran las vistas laterales de la cámara desde la derecha y desde el frente. Los extremos abiertos de la cámara se dejan abiertos y sirven como entrada y salida para inmovilizar SI 3D NA en las superficies internas de la cámara de muestras. Pipetear 10 microlitros de biotina BSA en la cámara.Espere cinco minutos. Lave la cámara de muestras pipeteando 40 microlitros de T 50 BSA en la cámara. A continuación, pipetear 10 microlitros de travaína neutra en la cámara e incubar durante cinco minutos.Lavar de nuevo la cámara con 40 microlitros de pipeta T 50 BSA, 20 microlitros de SI 3D NA en la cámara de muestras e incubar durante cinco minutos. Por último, lavar la cámara con 80 microlitros de T 50 BSA. Para comenzar el procedimiento de obtención de imágenes de moléculas individuales de SI 3D NA bajo césped, pipetee 30 microlitros de tampón de imagen en la cámara de muestras y espere de ocho a 10 minutos.Monte la muestra para obtener imágenes en un microscopio de césped que esté equipado con un láser verde, un objetivo de inmersión en aceite de 100 X y una cámara E-M-C-C-D. Ajuste el tiempo de exposición y la ganancia EM. Adquiera una película de la muestra por 1000 fotogramas.Compile y ejecute Fiona Pro para el análisis de Fiona. Utilice este programa IDL para importar la imagen adquirida para ingresar el tamaño de píxel efectivo y el factor de conversión de intensidad a número de fotones y para elegir puntos para el análisis de Fiona. Al final, el programa generará los resultados de ajuste con funciones gaussianas 2D, así como el número total de fotones y la precisión de la localización, compilará y ejecutará pH count pro.Para caracterizar el conteo de fotones, use este programa DL para medir el número promedio de fotones emitidos por una flora. Cuatro antes del fotoblanqueo para importar la imagen adquirida e introducir el factor de conversión de intensidad a número de fotones. El programa detectará puntos fluorescentes, calculará automáticamente los recuentos de fotones en función del número de fotograma y generará las trazas de los recuentos de fotones.Prepare la muestra para este experimento pipeteando 20 microlitros de BSA biotinilado a un miligramo por mililitro en DD H2O en una cámara de muestra. Incubar durante 10 minutos. Enjuagar con 30 microlitros de D ddh, dos pipetas O en 0,5 miligramos por mililitro de neutro travaína e incubar durante dos minutos.Lavar la cámara con 30 microlitros de M five PSA. El acton para este experimento debe prepararse el día anterior como se describe en el texto del protocolo. Diluya la actina preparada 25 veces en general, tampón de actina hasta una concentración final de aproximadamente 0,004 miligramos por mililitro.Pipetee la solución de actina en la cámara y espere 10 minutos. Enjuague la cámara con 30 microlitros de tampón diluido miosina cinco A con etiquetas de bandera por 30. Doble un tampón M five hasta una concentración final de 250 nano molares.Mezclar un microlitro de miosina diluida con un microlitro de Anti-Flag Q.Do 7 0 5. Agregue ocho microlitros de M cinco para llenar hasta 10 microlitros y pipetee hacia arriba y hacia abajo para mezclar. Incubar bien durante 10 minutos en hielo.Pipetee 20 microlitros de tampón de imagen que contiene miosina Q dot en la cámara de muestras. Incubar durante ocho a 10 minutos. Visualice la muestra en el microscopio de césped con una exposición de 30 milisegundos.Adquiera al menos 1000 fotogramas para comenzar el análisis de datos. Abra el archivo de video en la imagen J y recorte el video alrededor de un punto en movimiento. Rastrea el anuncio a través del video para generar coordenadas X e Y a través del tiempo en píxeles aplicando el análisis de Fiona a todos y cada uno de los fotogramas del video.Convierta píxeles a nanómetros como se describe en el texto del protocolo. Calcule el desplazamiento desde la posición inicial en función del tiempo. Realice una prueba T en el desplazamiento para obtener los pasos de la miosina al caminar.Elimine todos los valores cero de la columna de tamaño de paso. Trace la distribución de los tamaños de paso utilizando origin o matlab. Ajuste un gaussiano al histograma.En esta imagen típica de superficie inmovilizar SI 3D NA. La flecha amarilla apunta a una sola molécula SI 3D NA cuya función de dispersión de puntos o PSF se muestra aquí. El PSF está equipado con una función gaussiana bidimensional, y también se muestran los residuos de ajuste. Este gráfico es una traza típica del recuento de fotones frente al número de fotogramas y el ajuste exponencial da el número promedio de fotones de aproximadamente 1,4 veces 10 al sexto para medir el tamaño del paso de miosina un archivo de video con buena señal a ruido de una sola miosina.A medida que camina, se captura un filamento de actina. Se muestran tres fotogramas de ejemplo. La aplicación de Fiona a cada fotograma produce una traza de distancia frente al tiempo trazada en rojo.Se utiliza un algoritmo de búsqueda de pasos basado en la prueba T para extraer pasos individuales y la salida se superpone en blanco, los tamaños de paso y nanómetros se etiquetan en blanco. Cuando los pasos de varias trazas se combinan en un histograma, los tamaños de paso medidos se distribuyen gaussianos aproximadamente 35,8 más o menos 0,4 nanómetros. Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo llevar a cabo experimentos con Fiona, incluida la configuración de un microscopio de césped Para lograr los mejores resultados Con estos procedimientos, es importante minimizar el daño fotográfico por el uso de fuerza y experimentos en el piso.No olvide que trabajar con microscopía de césped y Fiona puede ser extremadamente peligroso y se deben usar precauciones como gafas de seguridad mientras se realiza este procedimiento.

fluorescence-imaging-with-one-nanometer-accuracy-fiona

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Se describe un método para localizar proteínas etiquetadas fluorescentemente en micrografías electrónicas. La fluorescencia se localiza primero mediante foto-activado microscopía de localización en secciones ultrafinas. Estas imágenes se alinean entonces a micrografías electrónicas de la misma sección.

Nano-FEM: Proteína localización usando la foto activada por microscopía de localización y Microscopía Electrónica

Se describe la preparación de puntos cuánticos coloidales con un tamaño minimizado hidrodinámico para imágenes de fluorescencia de una sola molécula. En comparación con los puntos cuánticos, estas nanopartículas son similares en tamaño a las proteínas globulares y están optimizados para el brillo de una sola molécula, la estabilidad contra la fotodegradación, y la resistencia a la unión no específica a proteínas y células.

Compact Puntos Cuánticos for Imaging sola molécula

Demostramos el uso de la microscopía de localización por fotoactivación de fluorescencia (FPALM) para obtener imágenes simultáneas de múltiples tipos de moléculas marcadas con fluorescencia dentro de las células. Las técnicas descritas producen la localización de miles a cientos de miles de proteínas individuales marcadas con fluorescentes, con una precisión de decenas de nanómetros dentro de células individuales.

Imágenes Multicolor Simultáneas de Estructuras Biológicas con Microscopía de Localización de Fotoactivación de Fluorescencia

Cuatro dimensiones (4D) de formación de imágenes se utiliza para estudiar el comportamiento y las interacciones entre los dos tipos de endosomas en los terminales nerviosos de vertebrados vivían. Movimiento de estas pequeñas estructuras se caracteriza en tres dimensiones, permitiendo la confirmación de eventos tales como la fusión endosoma y la exocitosis.

Visualización de la Dinámica en Endosoma Vivir terminaciones nerviosas con imágenes de fluorescencia en cuatro dimensiones

Se presenta un protocolo para la aplicación de interferométrico fotoactivados localización Microscopy (iPalm), un método súper resolución microscopía 3-dimensional de una sola molécula de localización, a la formación de imágenes del citoesqueleto de actina en células de mamífero adherentes. Este enfoque permite la visualización basada en la luz de las características estructurales a nanoescala que de otro modo permanecerían sin resolver por microscopía óptica de difracción limitada...

Tridimensional súper resolución Microscopía de filamentos de actina F por interferométrica photoactivated localización de Microscopía (iPalm)

Presentamos la configuración y el procedimiento experimental para obtener datos smFRET de grandes redes de donantes-aceptores con un microscopio TIRF. El análisis paso a paso de estas mediciones con el software de inferencia bayesiana Fast-NPS proporciona información estructural de alta resolución mediante la aplicación de modelos de colorantes adaptados.

La información estructural a partir de una sola molécula de FRET experimentos utilizando el Nano-posicionamiento Sistema Rápido

Etiquetar el dominio extracelular de una proteína de membrana con un fluoróforo sensible al pH, superecliptic pHluorin (SEP), permite la localización subcelular, la expresión y el tráfico que se determinen. proteínas de imágenes SEP-etiquetado con total de microscopía de fluorescencia de reflexión interna (TIRFM) permite la cuantificación de los niveles de proteína en el ER y la membrana plasmática periférica.

La utilización de receptores de etiquetado pHluorin de Seguimiento de localización subcelular y el Tráfico

El objetivo general de esta metodología es darle las condiciones experimentales óptimas de preparación de la muestra para la adquisición de imágenes y reconstrucción para realizar imágenes 2D color doble dSTORM de microtúbulos y filamentos intermedios de células...

Filamentos intermedios y microtúbulos con microscopía de reconstrucción óptica estocástica directo 2-dimensional de imágenes

Aquí presentamos una guía práctica de la construcción de un sistema de microscopía integrado, que combina la proyección de imagen de epi-fluorescente convencional, proyección de imagen de una sola molécula basada en la detección de súper resolución y detección de una sola molécula de varios color, incluyendo transferencia de energía de resonancia de la fluorescencia de una sola molécula la proyección de imagen, en una puesta en marcha de una manera costo-eficiente.

Realización de múltiples modos de la proyección de imagen con un microscopio de fluorescencia

Este flujo de trabajo permite la producción de láminas dirigidas a estructuras biológicas marcadas con fluorescencia que son pequeñas (&lt;1 μm de extensión axial) y raras (1 copia por célula) utilizando una plataforma de imágenes criogénicas tricoincidentes. Esta plataforma integra microscopía de fluorescencia, fresado por haz de iones enfocado y microscopía electrónica de barrido en una sola posición focal y permite la microscopía de fluorescencia simultánea durante el fresado.

Flujo de trabajo que utiliza un microscopio criogénico de fluorescencia coincidente, electrones y haz de iones para la molienda dirigida de células

Aprende la técnica FIONA para localizar moléculas individuales con precisión nanométrica usando microscopía de fluorescencia. Este método permite estudiar motores moleculares como la miosina y comprender sus mecanismos de movimiento.

Imágenes de fluorescencia con un nanómetros Precisión (FIONA)

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