Name: La visualización de frecuencia Stromule con microscopía de fluorescencia (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Aprende a visualizar la frecuencia de estromúlulos en cloroplastos de Nicotiana benthamiana mediante microscopía confocal de fluorescencia en células vivas. Este método genera datos reproducibles sobre la dinámica de estos tubulos estromáticos en biología vegetal.

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J.O.B. y A.M.R. fueron apoyados por becas predoctorales de la National Science Foundation.

NOTA: Para este protocolo, se han centrado en el ensayo de la frecuencia stromule en la epidermis de N. deja benthamiana. Varias líneas transgénicas estables que se han generado que se puede utilizar para este propósito, incluyendo 35S PRO: FNRtp: EGFP 13 y NRIP1: Cerulean 6. Ambas líneas muestran la expresión robusta de fluoróforos en el estroma del cloroplasto de hojas cultivadas en una amplia gama de condiciones. Alternativamente, fluoróforos cloroplasto orientada se pueden expresar de forma transitoria en N. benthamiana utilizando Agrobacterium Transformaciones 13. Esto es menos ideal que las líneas transgénicas, ya que las infiltraciones de Agrobacterium inducen unas respuestas de defensa basal en N. benthamiana y las interacciones con Agrobacterium pueden alterar la frecuencia stromule en la hoja 14, lo que podría complicar la interpretación de los resultados. Por último, para visualizar la formación de stromule in vitro,cloroplastos pueden ser extraídos de cualquier especie vegetal, ya sea utilizando fluoróforos genéticamente codificados o un colorante fluorescente, tal como se describe en la sección 5 a continuación. 9,15 NOTA:. Métodos detallados de cultivo de plantas se han descrito previamente 16 Brevemente, crecer N. benthamiana plantas en macetas de 4 &quot;con cualquier mezcla de tierra profesional que ofrece un buen drenaje. Cubra plántulas con una cúpula de plástico transparente para los primeros 10-14 días para proporcionar un ambiente húmedo para la germinación. añadir cualquier mezcla de fertilizante estándar siguiendo las instrucciones del fabricante para 14- plantas días de edad. cultivar plantas bajo luz blanca, utilizando ~ 100 mmol fotones m-2 s-1 de intensidad de luz. Las plantas de agua con regularidad. 1. Preparación de muestras de hojas para la visualización NOTA: la dinámica Stromule se ven afectados por hiriendo a 8, por lo que la preparación del tejido debe llevarse a cabo inmediatamente antes de visualizar stromules por microscopía de fluorescencia confocal. Idealmente, una muestra debe ser visualizado con 15 min después de la eliminación de la planta. <ol><li> Cortar una pequeña sección de la hoja usando una hoja de afeitar muy agudo. Utilice siempre la misma región de la hoja de coherencia, y estar seguro de visualizar la misma superficie (adaxial o abaxial) en todos los experimentos. </li><li> Inmediatamente después de cortar la sección de hoja, sumergir la sección de hoja en un 5 ml jeringa sin aguja llena de agua, eliminar el aire de la jeringa, y aplicar un vacío al cubrir el orificio de la jeringa con un dedo y tirando del émbolo. <ol><li> Liberar el émbolo suavemente para evitar daños en la sección de la hoja. Repita esto dos o tres veces, o hasta que la mayor parte del aire se ha eliminado y la hoja parece ser de color verde oscuro. NOTA: Este paso elimina el aire de la hoja que puede interferir con la visualización precisa de stromules. </li></ol></li><li> Añadir una gota de agua a un portaobjetos y colocar la hoja en la sección de esta caída. A continuación, añadir otro drop de agua a la parte superior de la hoja, y colocar un cubreobjetos sobre la hoja. Si hay burbujas de aire, golpee suavemente la hoja de la cubierta hasta que se eliminan. El portaobjetos ahora está listo para la microscopía, y debe ser visualizado inmediatamente. </li></ol> 2. Visualizar Stromules con confocal de microscopía de fluorescencia <ol><li> Con luz transmitida, se centran en un campo de visión cerca del centro de la sección de la hoja (lejos de las células dañadas por la cuchilla de afeitar). Utilice un objetivo 20X de modo que muchos cloroplastos pueden ser visualizadas simultáneamente. Guardar una imagen con luz transmitida de modo que los tipos de células se pueden distinguir después, si es necesario. </li><li> Cambiar la fuente de iluminación a un láser con filtros de excitación y emisión apropiados para ser usado fluoróforo. Por ejemplo, excitar GFP con un láser de 488 nm y recoger las emisiones entre 500 nm y 525 nm. <ol><li> El uso de software del microscopio, seleccionar el canal GFP y haga clic para ajustar la apertura del agujero de alfiler de 1 Airy unidad. Seleccionar escaneo láser, para iniciar la visualización de la muestra, y luego haga clic en el canal de GFP para ajustar la intensidad del láser y la ganancia del detector para minimizar la potencia del láser al mismo tiempo visualizar claramente stromules. Una vez que se han determinado estos valores, los mantenga lo más constante posible a lo largo de todos los experimentos. </li></ol></li><li> Preparar un experimento -stack z que recogerá una serie de imágenes a través de la epidermis de la hoja en el campo de visión. <ol><li> Para el -stack z, incluir todos los cloroplastos epidérmicas en el campo de visión para evitar el sesgo (por ejemplo, si los cloroplastos cerca de la superficie de las hojas tienen más stromules en condiciones ensayadas). </li><li> Tomar imágenes en el intervalo máximo posible, que incluirá todos los stromules sino reducir al mínimo el tiempo necesario para que una -stack z. Por ejemplo, si 1 unidad de Airy es equivalente a una sección confocal de enfoque que es 2 m de profundidad, teniendo una imagen cada 2 micras es probable ideal. NOTA: La hoja epidermis es una superficie irregular, por lo que la profundidad total de la z -stack variará dependiendo de la muestra; la mayoría de -stacks z requerirán 10-20 imágenes, pero pueden incluir más. </li><li> Ajustar la velocidad de exploración y la resolución de la imagen si es necesario para asegurarse de que el -stack z es recogida rápidamente (normalmente dentro de 5-10 minutos, si es posible). Guarde el -stack z para su posterior análisis. </li></ol></li></ol> Procesamiento 3. Imagen <ol><li> Determinar la frecuencia stromule usando cualquier software de análisis de imágenes. Para este protocolo, se recomienda utilizar ImageJ, que está disponible públicamente de los Institutos Nacionales de Salud (http://imagej.nih.gov/ij/), o la actualización popular de ImageJ, Fiji (http://fiji.sc / Fiji). </li><li> Combinar la -stack z en una sola imagen con la proyección de intensidad máxima en el software. </li><li> Identificar y contar manualmente todos los cloroplastos en la imagen. </li><li> Para cada cloroplasto, determinar visualmente si una o más stromulesson vistas que se extiende desde el cloroplasto en la imagen de la z fusionada -stack. Para ejemplos, véase la figura 1. NOTA: Dado que no se conocen las funciones biológicas de stromules, ninguna, estroma llenas, extensión tubular delgada del cloroplasto puede ser considerado un &quot;stromule&quot;, independientemente de la longitud. Como regla general, una extensión de estroma llenas desde el cloroplasto es un stromule si es menos de aproximadamente 1 m de diámetro a lo largo de la mayor parte de su longitud 7. Asegúrese de que una persona se analizan todas las imágenes para controlar las diferencias subjetivas en la determinación de si o no un cloroplasto tiene una stromule. Un segundo investigador debe verificar de forma independiente las frecuencias stromule para reducir aún más los sesgos subjetivos. </li></ol> 4. Diseño Experimental y Toma de Muestras NOTA: Stromule frecuencia es muy variable entre las hojas, pero varios informes sugieren que hay poca variación en la frecuencia stromule dentro de un indivi9,17 hoja dual. <ol><li> Calcular la frecuencia hoja stromule de un solo campo de visión de una hoja. Desechar la hoja, y considerar esta una muestra independiente. No considere campos separados de vista de una hoja como muestras independientes. NOTA: No hay un fuerte consenso sobre la forma de mejores miden los cambios en la actividad stromule, y hasta que la función de stromules se define más claramente, los investigadores deben seguir siendo creativa en la cuantificación de la dinámica stromule. Para la comparación a través de la literatura, sin embargo, las normas comunes de presentación de informes se deben utilizar, además de los enfoques más creativos. Como mínimo, siempre informar de la frecuencia de cloroplastos que tienen uno o más stromules. </li><li> Determinar la frecuencia de cloroplastos que tienen stromules en un campo de visión. Utilice ImageJ para identificar todos los cloroplastos en un campo de visión. Entonces, para cada cloroplasto, determinar si el cloroplasto se ha formado al menos un stromule. Informe de frecuencia stromule como el Percentage de los cloroplastos con una stromule. NOTA: Algunos investigadores transforman el porcentaje, por ejemplo, con la transformación arcoseno, antes de informar de frecuencias stromule; mientras que esta es una opción para el análisis estadístico, el arco seno de la frecuencia stromule no es un valor intuitivo, y no necesita ser informado en el texto principal o cifras de un estudio. <ol><li> Como un enfoque alternativo, contar el número total de stromules, y se divide por el número total de los cloroplastos. NOTA: En circunstancias normales, esto va a producir resultados similares de acercarse a 4,2; puede sobreestimar la frecuencia stromule, sin embargo, si un solo cloroplasto ha formado muchos stromules. En el ejemplo mostrado en virtud de los resultados representativos, por ejemplo, varios cloroplastos tienen dos o más stromules, elevando el número de stromules por cloroplasto a 40/87 (en comparación con una frecuencia stromule de 33/87). </li><li> Como alternativa, determinar la longitud stromule lugar de la frecuencia stromule. La longitud se puede mediren ImageJ trazando el stromule con la herramienta de línea a mano alzada. NOTA: Como el papel biológico de stromules sigue siendo desconocida, no está claro que la longitud stromule afecta a su función. Reportar diferencias significativas en la duración stromule si se observan, sino también informar de las frecuencias stromule (como se describe en el apartado 4.2). NOTA: frecuencia Stromule puede ser muy variable entre diferentes hojas en las mismas condiciones de crecimiento. Por lo tanto, aunque la determinación de la frecuencia stromule puede llevar mucho tiempo, los experimentos deben ser cuidadosamente diseñadas para incluir muestras de gran tamaño. El uso de conjuntos de datos de nuestro laboratorio, se determinó que un tamaño de muestra de al menos 16 plantas para cada tratamiento es por lo general suficientemente potente para determinar si hay una diferencia estadísticamente significativa de al menos un cambio de 1,5 veces en la frecuencia stromule entre dos condiciones (con la norma α = 0,05 y β = 0,80). </li></ol></li><li> El análisis estadístico de los resultados. <ol><li> Para comparar el youn stromule frecuencias de dos tratamientos, use la prueba t de Welch (también conocida como la prueba de la prueba t o t heterocedástico suponiendo una varianza desigual). NOTA: Esta prueba no es tan poderoso como prueba de la t de Student convencional, pero la prueba t de Welch es ventajoso porque no asume que la variación en la distribución de frecuencias stromule es similar entre los tratamientos. NOTA: Dado que la frecuencia stromule es una &quot;proporción&quot;, su distribución muestral se prevé que sea binomial en lugar de lo normal, que podrían análisis estadístico teóricamente sesgo si los tamaños de las muestras son muy bajos o si la frecuencia stromule es muy bajo (cerca del 0%) o muy alta (cerca de 100%). Algunos informes han utilizado transformaciones arcoseno antes del análisis estadístico, que está destinado a transformar una distribución binomial a una distribución normal, y así satisfacer los requisitos de la norma de prueba de la t de Student o ANOVA. En la práctica, sin embargo, unarcsine transformaciones tienen poco o ningún efecto sobre el análisis estadístico, y por lo tanto no se recomiendan. En su lugar, repetir los experimentos para aumentar el tamaño de la muestra, lo que aumentará la potencia estadística y reducir los errores en la interpretación de los datos. </li><li> Cualquiera sea el enfoque estadístico se utiliza, asegúrese de informar cuidadosamente la estrategia de muestreo, tamaño de la muestra, prueba estadística, y el valor de p para cada experimento. NOTA: Al igual que con otros campos de la biología, un valor de p inferior a 0,05 se puede considerar &quot;estadísticamente significativa&quot;, aunque los investigadores deben informar sin duda el valor p obtenido precisa. Si p es ligeramente por encima de 0,05, el aumento de tamaño de la muestra con dos o tres experimentos puede ayudar a clarificar si o no la diferencia observada es reproducible y estadísticamente significativa. </li></ol></li></ol> 5. La extracción de cloroplastos intactos para visualizar Stromule Dinámica NOTA: Existen varios métodosse han utilizado para aislar los cloroplastos de las hojas, incluyendo un protocolo ligeramente diferente en un estudio reciente sobre la formación de stromule in vitro 15. El protocolo se detalla a continuación utiliza un método relativamente simple que no dió muestras cloroplasto bioquímicamente puros, pero en lugar aislar una gran cantidad de cloroplastos, sanos intactos 9,18. <ol><li> Preparar tampón de extracción frío: NaOH Hepes 50 mM, sorbitol 330 mM, EDTA 2 mM, 1,0 mM MgCl 2, y MnCl 1,0 mM 2. Ajustar el pH a 6,9 con NaOH y HCl, y refrigerar antes de su uso. NOTA: Aunque no es necesario, utilizando tampones fríos y conservación en hielo cuando sea posible dará lugar a una mayor proporción de cloroplastos intactos. </li><li> Preparar tampón de aislamiento: NaOH Hepes 50 mM, sorbitol 330 mM, EDTA 2 mM, 1,0 mM MnCl 2, mM MgCl 2 mM, KCl 10, y 1,0 NaCl 1,0 mM. Ajustar el pH a 7,6 con NaOH y HCl y refrigerar antes de su uso. </li><li> Si las hojas no sonexpresar un fluoróforo estromal codificado genéticamente, preparar diacetato de carboxifluoresceína (CFDA) solución: CFDA 50 mM solución madre en dimetil sulfóxido (DMSO) (2,3 mg CFDA por 1,0 ml DMSO). NOTA: La concentración exacta no es crítica. Mantenga CFDA de valores en la oscuridad en todo momento. Almacenar pequeñas alícuotas de CFDA 50 mM a -20 ° C. </li><li> Para el aislamiento de cloroplastos, retire ~ 5-10 g de hojas de varias plantas y enjuagar brevemente en agua fría. transferir inmediatamente a 50 ml de tampón de extracción en frío. Moler las hojas utilizando una licuadora con varios pulsos cortos. Filtrar a través de dos o tres capas de gasa para eliminar los desechos de la hoja, dividir los cloroplastos extraídos en dos tubos de 50 ml de centrífuga y centrifugar durante 1 min a 750 x g. </li><li> Eliminar el sobrenadante y resuspender los cloroplastos verdes en tampón de aislamiento 10 ml. Centrifugar de nuevo durante 1 min a 750 xg, desechar el sobrenadante, y los cloroplastos resuspender en tampón de aislamiento para llevar el volumen final a 5 ml. </li><li> Transferencia 201; l de los cloroplastos a una diapositiva, cubrir con un cubreobjetos, y comenzar la microscopía. NOTA: Los cloroplastos de las plantas transgénicas que expresan proteínas fluorescentes plastid orientada ahora están listos para la visualización por microscopía de fluorescencia confocal. </li><li> Manchar los cloroplastos de las plantas que no están expresando proteínas fluorescentes plastid orientada para visualizar stromules. <ol><li> Añadir 5 l de 50 mM CFDA a los 5 ml cloroplastos a suspender en tampón de aislamiento. Llevar la concentración final a 50 mM. </li><li> Permitir a los cloroplastos incubar durante 5 minutos, y luego transferir una pequeña alícuota (~ 50 l) a una diapositiva, cubren con un cubreobjetos, y comienzan microscopía. </li><li> Use un filtro para FITC o GFP. Utilice un objetivo de 20X para visualizar muchos cloroplastos de forma simultánea, o un objetivo superior para visualizar un solo cloroplasto aislado. NOTA: CFDA será fluorescente en el interior del estroma de los cloroplastos intactos. </li><li> Si hay una fuerte fluorescencia de fondo, lavar el Chloroplasts de nuevo en 10 ml de tampón de aislamiento después de la 5 min de incubación con CFDA, centrifugar durante 1 min a 750 xg, desechar el sobrenadante, y resuspender en 5 ml de tampón de aislamiento. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Al investigar stromules, tres factores importantes deben ser considerados a lo largo de: (i) la manipulación del tejido de la planta deben mantenerse a un mínimo absoluto, (ii) el sistema experimental debe mantenerse constante, y (iii) las estrategias de muestreo debe ser planeada cuidadosamente para asegurar robusta, se analizan los datos reproducibles. Stromules son muy dinámicas: se pueden extender y retraer rápidamente ante los ojos de un observador bajo el microscopio. Por otra parte, l...

Los cloroplastos son orgánulos dinámicos en las células vegetales responsables de la fotosíntesis y de una serie de otros procesos metabólicos. Las vías de señalización del cloroplasto también ejercen una influencia significativa en la fisiología y el desarrollo de las plantas, coordinando las respuestas de las plantas al estrés ambiental, los patógenos e incluso la forma de las hojas1-6. Recientemente, los biólogos se han interesado en un aspecto poco conocido de la estructura del cloroplasto: los estrómulos, túbulos muy delgados llenos de estroma que se extienden desde la superficie del cloroplasto7.
Las funciones biológicas de los estrómulos siguen siendo desconocidas, aunque se sabe que la frecuencia de los estrómulos varía en respuesta a los estímulos ambientales7-9, y los estrómulos pueden ser capaces de transmitir moléculas de señalización entre orgánulos6. Todos los tipos de plastos (no solo los cloroplastos fotosintéticos verdes, sino también los leucoplastos transparentes, los amiloplastos llenos de almidón y los cromoplastos pigmentados, por nombrar algunos tipos de plastos) producen estrómulos, y los estrómulos se encuentran en todas las especies de plantas terrestres que se han examinado hasta la fecha. Los estrómulos pueden extenderse y retraerse dinámicamente, apareciendo o desapareciendo en segundos, o pueden permanecer relativamente estacionarios durante mucho tiempo. Uno de los principales obstáculos a los que se enfrentan los biólogos de estrómulos es que los estrómulos a menudo se estudian utilizando métodos, tejidos y especies radicalmente diferentes, lo que dificulta las comparaciones entre la literatura de biología de los estrómulos. En el futuro, las prácticas estándar y las descripciones exhaustivas de los sistemas experimentales utilizados para estudiar los estrómulos serán fundamentales para descubrir la función de estas características ubicuas de la morfología de los cloroplastos.
Aquí describimos métodos para visualizar la formación de estrómbulos en los cloroplastos epidérmicos de las hojas de Nicotiana benthamiana. En el mesófilo, los cloroplastos están densamente empaquetados en grandes células tridimensionales, lo que dificulta la visualización precisa y rápida de los estrómulos mediante microscopía confocal. Por el contrario, las células epidérmicas son relativamente planas, contienen menos cloroplastos y se encuentran en la superficie de la hoja, lo que permite una visualización fácil y rápida de los estrómulos. N. benthamiana es un sistema modelo ideal para estos experimentos porque, a diferencia de muchas especies de plantas, todas las células de la epidermis de N. benthamiana producen cloroplastos10. En la epidermis de la mayoría de las plantas, incluida la Arabidopsis thaliana, solo las células protectoras de los estomas tienen cloroplastos, mientras que otras células epidérmicas tienen "leucoplastos", plastos transparentes, relativamente amorfos y no fotosintéticos9,11,12. Así, mientras que un solo campo de visión de una epidermis de A. thaliana puede mostrar sólo un puñado de cloroplastos en un par de células protectoras, un campo de visión de una epidermis de N. benthamiana incluirá docenas o incluso cientos de cloroplastos. Todos los métodos descritos aquí, sin embargo, pueden ser modificados para investigar otras cuestiones en la biología de los estrómulos; por ejemplo, hemos utilizado el mismo enfoque para estudiar los estrómulos leucoplásticos de A. thaliana9.

<table><tbody><tr><td>Hepes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Fischer-Scientific</td><td>S320-1</td><td></td></tr><tr><td>Sorbitol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S1876</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Fischer-Biotech</td><td>BP121</td><td></td></tr><tr><td>MnCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>221279</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M0250</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Confocal de Barrido Láser&nbsp;</td><td>Carl Zeiss Inc</td><td>Modelo: LSM710</td><td></td></tr><tr><td>Diacetato de carboxifluoresceína (CFDA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>21879&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dimetilsulfóxido (DMSO)</td><td>EMD</td><td>MX1458-6</td><td></td></tr><tr><td>Batidora Waring</td><td>Waring&nbsp;</td><td>Modelo: 31BL92</td><td></td></tr><tr><td>Fiji</td><td>fiji.sc</td><td></td><td>Software de código abierto para el análisis de imágenes biológicas</td></tr></tbody></table>

la visualización de frecuencia stromule con microscopía de fluorescencia

Visualizing Stromule Frequency with Fluorescence Microscopy

Los estrómulos, o "túbulos llenos de estroma", son extensiones estrechas y tubulares de la superficie del cloroplasto que se observan universalmente en las células vegetales, pero cuyas funciones siguen siendo misteriosas. Junto con la creciente atención sobre el papel de los cloroplastos en la coordinación de las respuestas de las plantas al estrés, el interés en los estrómulos y su relación con la dinámica de señalización de los cloroplastos ha aumentado en los últimos años, ayudado por los avances en microscopía de fluorescencia y fluoróforos de proteínas que permiten una visualización rápida y precisa de la dinámica de los estrómulos. Aquí, proporcionamos protocolos detallados para analizar la frecuencia de los estrómulos en los cloroplastos epidérmicos de Nicotiana benthamiana, un excelente sistema modelo para investigar la biología de los estrómulos de cloroplastos. También proporcionamos métodos para visualizar los estrómulos de cloroplastos in vitro mediante la extracción de cloroplastos de las hojas. Finalmente, describimos estrategias de muestreo y enfoques estadísticos para analizar las diferencias en las frecuencias de los estrómulos en respuesta a estímulos, como el estrés ambiental, los tratamientos químicos o el silenciamiento génico. Los investigadores pueden utilizar estos protocolos como punto de partida para desarrollar nuevos métodos de experimentos innovadores que exploren cómo y por qué los cloroplastos producen estrómulos.

Este protocolo se utiliza para visualizar la frecuencia stromule en el día y por la noche en los cotiledones de joven N. plántulas benthamiana. Rebanadas de una pila z se fusionaron en una sola imagen (Figura 1A). Para los propósitos visuales, que la imagen fue entonces desaturado y se invierte de manera que el estroma aparece en negro (Figura 1B). Los cloroplastos se marcaron o bien como no tener stromules (asterisco verde) o ...

Se describen protocolos para investigar la dinámica de los estrómulos de cloroplastos, los túbulos llenos de estroma que se extienden desde la superficie de los cloroplastos.

La visualización de frecuencia Stromule con microscopía de fluorescencia

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but ...

El objetivo general de este procedimiento es visualizar y determinar la frecuencia de estromulos mediante microscopía de fluorescencia confocal en células vivas dentro de hojas, y para visualizar estromulos in vitro utilizando cloroplastos extraídos de hojas. Estos métodos experimentales pueden ayudar a responder preguntas clave en biología celular vegetal e investigación de cloroplastos al descubrir cómo funcionan los estromulos. La principal ventaja de estas técnicas es que producen datos reproducibles y robustos, incluso de estas estructuras de cloroplastos altamente dinámicas.Tuvimos la idea del estudio de aislamiento de cloroplastos porque algunas investigaciones sugerían que la formación de estromulillas requería estructuras citoplasmáticas, como el citoesqueleto, para desarrollarse. Por lo tanto, decidimos homogeneizar la célula y observar si las estromulillas aún podían formarse. Para preparar las muestras de hoja, comience utilizando una cuchilla muy afilada para cortar una pequeña sección de una hoja de Nicotiana benthamiana.Inmediatamente después de cortar la sección de la hoja, sumérjala en una jeringa de cinco mililitros llena de agua. Luego, retire el aire de la jeringa y aplique un vacío cubriendo la abertura de la jeringa con un dedo, antes de tirar del émbolo. Suelte suavemente el émbolo para evitar dañar la sección de la hoja.Luego repita la eliminación del aire dos o tres veces, o hasta que el aire haya sido eliminado y la hoja aparezca de color verde oscuro. Añada una gota de agua a un portaobjetos y coloque el trozo de hoja sobre la gota. A continuación, añada otra gota de agua sobre la hoja y coloque una cubreobjetos.Si hay burbujas de aire, golpee suavemente la cubreobjetos hasta eliminarlas. Con luz transmitida y un objetivo de 20x, enfoque un campo de visión cerca del centro de la sección de la hoja, visualizando múltiples cloroplastos simultáneamente. Guarde una imagen con luz transmitida para que los tipos de células puedan distinguirse posteriormente si es necesario.Luego cambie a la iluminación con láser utilizando los filtros de excitación y emisión adecuados para el fluoróforo que se esté usando, y guarde otra imagen. Mediante el software del microscopio, seleccione el canal GFP y haga clic para ajustar la abertura del diafragma a una unidad airy. Seleccione el escaneo con láser para comenzar a visualizar la muestra, y luego haga clic en el canal GFP y la ganancia del detector para minimizar la potencia del láser mientras sigue visualizando claramente las estromulas.A continuación, prepare un experimento de apilamiento Z que recopilará la serie de imágenes a través del epidermis de la hoja en el campo de visión. Ajuste la velocidad de escaneo y la resolución de la imagen según sea necesario para asegurarse de que el apilamiento Z se realice rápidamente. Luego, guarde el apilamiento Z para su análisis posterior.Mediante ImageJ, combine la pila Z en una sola imagen utilizando la intensidad máxima en el software. Luego, identifique y cuente manualmente todos los cloroplastos en la imagen. Para cada cloroplasto, determine visualmente si se observan una o más estromulas extendiéndose desde el cloroplasto en la imagen combinada de la pila Z.Para extraer cloroplastos intactos, prepare un tampón de extracción frío utilizando los siguientes reactivos. Luego, con NaOH y HCl, ajuste el pH a 6,9 y refrigere antes de usar. Prepare el tampón de aislamiento y ajuste el pH a 7,6.Si las hojas no expresan un estromofluoróforo codificado genéticamente, prepare una solución de diacetato de carboxifluoresceína, o CFDA. Para aislar cloroplastos, retire aproximadamente de 5 a 10 gramos de hojas de varias plantas y enjuáguelas brevemente con agua fría. Luego transfiera inmediatamente las hojas a 50 mililitros de tampón de extracción frío.Usando una licuadora con varios pulsos cortos, triture las hojas y luego filtre la mezcla a través de dos o tres capas de gasa para eliminar los restos de hojas. Divida los cloroplastos extraídos en dos tubos centrífugos de 50 mililitros y centrifugue durante un minuto a 750 × g. Deseche el sobrenadante y use 10 mililitros de tampón de aislamiento para resuspender los cloroplastos verdes.Luego, centrifugue nuevamente durante un minuto a 750 x g, deseche el sobrenadante y use el tampón de aislamiento para resuspender los cloroplastos hasta un volumen final de cinco mililitros. Si los cloroplastos provienen de plantas transgénicas que expresan proteínas fluorescentes dirigidas al plastidio, transfiera 20 microlitros de los cloroplastos a un portaobjetos y agregue un cubreobjetos. Luego, realice la microscopía.Para teñir cloroplastos de plantas que no expresan proteínas fluorescentes dirigidas al plastidio, agregue cinco microlitros de la solución stock de CFDA 50 milimolar a cinco mililitros de cloroplastos en tampón de aislamiento. Después de permitir que los cloroplastos se incuben durante cinco minutos, transfiera una pequeña alícuota a un portaobjetos, agregue un cubreobjetos y realice la microscopía. Finalmente, utilice un conjunto de filtros para FITC o GFP y un objetivo de 20x para visualizar múltiples cloroplastos simultáneamente.O un objetivo más alto para visualizar un cloroplasto aislado individual. Aquí se muestra una pila fusionada que indica la frecuencia de estomatopodos en la cofolicencia de plántulas jóvenes de N. benthamiana. En este panel, la imagen fue desaturada e invertida de modo que el estroma aparezca negro.Los cloroplastos se etiquetaron ya sea como sin estromulas o como teniendo al menos una estromula. De los 87 cloroplastos epidermicos visualizados, 33 presentan estromulas, lo que representa una frecuencia del 37,9 por ciento en esta hoja. Este gráfico representa el análisis de más de 23.000 cloroplastos y de varias centenas de células de una sola hoja procedente de 21 plantas diferentes.La frecuencia promedio de estromulias durante el día fue de 20,8 ± 1,8 por ciento, y la frecuencia promedio nocturna fue de 12,8 ± 0,9 por ciento, lo que indica una frecuencia significativamente mayor durante el día, según se determinó mediante la prueba T de Welch. En esta figura, las estromulias de cloroplastos se observaron in vitro tras el aislamiento de N. benthamiana que expresaba GFP dirigido a plastidios, o tras usar CFDA para teñir cloroplastos de N. benthamiana o de Spinachia oleracea. Al realizar imágenes en células vivas de estromulias, es importante trabajar rápidamente y manipular el tejido vegetal lo menos posible.Después de seguir este procedimiento, se pueden utilizar otros métodos como la silenciación génica o tratamientos químicos para descubrir otros actores moleculares o vías adicionales implicados en la formación y función de las estromulas. Investigadores en biología celular vegetal e inmunidad vegetal han utilizado esta técnica para estudiar el papel de las estromulas en las vías de señalización celular y en las respuestas de las plantas a patógenos. Después de ver este video, deberías tener una buena comprensión de cómo calcular la frecuencia de estromulas en una hoja y cómo observar estromulas en cloroplastos aislados.Y recuerde que los láseres y el voltaje eléctrico que alimentan un microscopio confocal de electrones de barrido pueden ser extremadamente peligrosos, y es importante comprender los requisitos del sistema para utilizar este equipo.

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