Name: Identificación de las proteínas de unión de pequeños ligandos con la acción capilar radial diferencial del ensayo de ligandos (DRaCALA) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-03-19T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 26 s
Description: Aprende a identificar proteínas diana de (p)ppGpp en Escherichia coli mediante DRaCALA, una técnica rápida y sensible de biología de sistemas para estudiar interacciones proteína-ligando en bacterias.

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El trabajo está respaldado por una subvención del proyecto NNF (NNF19OC0058331) a YEZ, y el programa de investigación e innovación Horizonte 2020 de la Unión Europea en virtud del acuerdo de subvención Marie Skłodowska-Curie (Nº 801199) a MLS.
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/62331/62331img1.jpg">

1. Preparación de lisatos de células enteras
<ol><li>Inocular las cepas de recolección de E. coli K-12 ASKA ORFeome15 en caldo de lisogenia (LB) de 1,5 ml que contiene 25 μg / ml de cloranfenicol en placas de pozos profundos de 96 pozos. Cultivar durante la noche (O/N) durante 18 h a 30 °C con agitación a 160 rpm. Al día siguiente, añadir isopropilo β-d-1-tiogalactopyranoside (IPTG) (0,5 mM final) a los cultivos de O/N para inducir la expresión de proteínas a 30 °C durante 6 h.</li>
	<li>Células de pellet a 500 x g durante 10 min. Congelar los pellets a -80 °C hasta su uso. Para lisar las células, agregue 150 μL de tampón de lisis L1 (40 mM Tris pH 7.5, 100 mM NaCl, 10 mM MgCl2,complementado con 2 mM de fenilmetilsulfonil fluoruro (PMSF), 40 μg / ml DNasa 1 y 0.5 mg / ml lisozima) para resuspend el pellet.</li>
	<li>Congelar las células a -80 °C durante 30 min, y luego descongelar a 37 °C durante 20 min. Repita este ciclo tres veces para lisar las células. Conservar los lisatos a -80 °C antes de su uso.</li>
</ol>2. Purificación de Relseq y GppA
NOTA: Las proteínas recombinantes Relseq de Streptococcus equisimilis y GppA de E. coli K-12 se utilizan para sintetizar las radiomarcadas pppGpp y ppGpp, respectivamente.
<ol><li>Cultivar y recolectar células que sobreexpresan cada proteína.<ol>
<li>Cultive la cepa E. coli BL21 DE3 hasta la fase exponencial (densidad óptica (OD) ~ 0.3-0.4) en caldo LB, y gire hacia abajo 1 ml de cultivo a 6000 x g durante 5 min. Decantar el sobrenadante, y resuspend las células con 100 μL de caldo TSB helado (caldo LB suplementado con 0,1 g/mL PEG3350, 0,05 mL/mL dimetilsulfóxido, 20 mM MgCl2).</li>
		<li>Mezcle los plásmidos que llevan el relseq y gppAmarcados con histidina, cada uno de 100 ng, con las suspensiones celulares anteriores en TSB, e incube en hielo durante 30 min. Choque térmico de las células a 42 °C durante 40 s. Coloque la mezcla en hielo durante 2 min y agregue 1 ml de caldo LB a temperatura ambiente para permitir que las células se recuperen durante 1 h a 37 ° C con agitación a 160 rpm.</li>
		<li>Placa de las células recuperadas en placas de agar LB suplementadas con los antibióticos correspondientes (Relseq:100 μg/mL ampicilina; GppA: 30 μg/ml de kanamicina). Al día siguiente, inocular las colonias en caldo LB para iniciar los precultivos de O/N de ambas cepas a 37 °C.</li>
		<li>Después de 18 h, inocular 500 mL de LB medio con 10 mL de los cultivos O/N y los antibióticos correspondientes. Cultiva los cultivos agitando a 160 rpm a 37 °C. Cuando el OD600nm alcanza 0.5-0.7, induzca la expresión de proteínas agregando 0.5 mM IPTG y creciendo durante 3 h a 30 °C con agitación a 160 rpm.</li>
		<li>Recoge las células girando a 6084 x g durante 10 min a 4 °C. Resuspenda el pellet en 20 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) helada y vuelva a centrifugar a 1912 x g durante 20 min a 4 °C. Decantar el sobrenadante y congelar los gránulos a -20 °C antes de su uso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Purificación de afinidad de ácido nitrilotriacético (Ni-NTA) NOTA: A partir de este momento, asegúrese de que las muestras estén frías.<ol>
<li>Agregue 40 ml de tampón de lisis helado L2 (50 mM Tris pH 7.5, 150 mM NaCl, 5% de glicerol, 10 mM de imidazol, 10 mM de β-mercaptoetanol suplementado con inhibidores de la proteasa (tableta sin EDTA; consulte la Tabla de materiales)para resuspend el pellet. Lise las células mediante sonicación (60% de amplitud, 2 s ON/ 4 s OFF durante 8 min ON). Limpiar el lisato haciendo girar a 23.426 x g durante 40 min a 4 °C, y continuar con el sobrenadante para la purificación.</li>
		<li>Durante la centrifugación anterior, prepare la resina Ni-NTA.<ol>
<li>Transfiera 500 μL de resina de Ni-NTA homogeneizada a una columna de cromatografía de polipropileno en pie, y deje que se asiente durante 15 minutos y la solución de almacenamiento se drene. Lave la resina con 15 ml de agua ultrapura dos veces, y luego lave la columna con 15 ml del tampón de lisis L2.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Cargue el sobrenadante despejado del lisado de celda del paso 1 en la columna y déjelo fluir. Lavar la columna con 30 mL de tampón de lavado (50 mM Tris pH 7.5, 150 mM NaCl, 5% glicerol, 20 mM imidazol).</li>
		<li>Eluyen las proteínas con 400 μL del tampón de elución (50 mM Tris pH 7.5, 150 mM NaCl, 5% glicerol, 500 mM imidazol) tres veces. Luego, repita la elución con otros 300 μL del tampón de elución. Combine las proteínas eluidas a un volumen final de 700 μL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Filtración en gel<ol>
<li>Prepare el tampón de filtración en gel (50 mM Tris, pH 7.5; 200 mM NaCl; 5% de glicerol). Lave la columna de exclusión de tamaño con un volumen de columna (25 ml) del tampón de filtración de gel.</li>
		<li>Cargue la muestra anterior de 700 μL utilizando un bucle de 500 μL, corra a 0,5 ml / min y recolecte 2-3 fracciones, cada una de 0,5 ml de volumen, que contengan las proteínas respectivas.</li>
		<li>Combine y concentre las fracciones que contienen cada una de las proteínas utilizando una columna de espín, y mida la concentración de proteínas utilizando el ensayo de Bradford.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Síntesis de 32pppGpp y ppGpp marcados con P
<ol><li>Montar una reacción Relseq a pequeña escala en un tubo de tapón de rosca (ver Tabla 1). NOTA: Trabaje con reactivos radiactivos solo en un lugar con licencia y con equipo de protección personal.</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">Volumen (μL)</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Pequeña escala</td>
			<td>A gran escala</td>
		</tr>
<tr>
<td>Agua ultrapura</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>10x búferRel seq*</td>
			<td>2</td>
			<td>50</td>
		</tr>
<tr>
<td>ATP (final de 8 mM)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Relseq (4 μM final)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>
32 P-α-guanosina trifosfato (GTP) (final 120 nM) (PRECAUCIÓN)</td>
			<td>0.2</td>
			<td>5</td>
		</tr>
<tr>
<td>total</td>
			<td>20</td>
			<td>500</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 1: Información de ensamblaje para las reacciones de síntesis a pequeña y gran escala de 32pppGpp marcados con P. *10x el tampón Relseq contiene 250 mM Tris-HCl, pH 8.6; 1M NaCl; 80 mM MgCl2. Abreviatura: pppGpp = pentafosfato de guanosina.
<ol start="2"><li>Incubar el tubo a 37 °C en un termomezclador durante 1 h, luego a 95 °C durante 5 min, y colocar sobre hielo durante 5 min. Gire hacia abajo la proteína precipitada a 15.700 x g durante 5 min, y transfiera el sobrenadante (sintetizado 32P-pppGpp) a un nuevo tubo de tapón de rosca.</li>
	<li>Para sintetizar 32P-ppGpp a partir de 32P-pppGpp, transfiera la mitad del producto de 32p-pppGpp a un nuevo tubo de tapón de rosca y agregue 1 μM GppA. Incubar el tubo a 37 °C durante 10 min, a 95 °C durante 5 min, y luego colocar sobre hielo durante 5 min.</li>
	<li>Gire hacia abajo la proteína precipitada a 15.700 x g durante 5 min, y transfiera el sobrenadante (sintetizado 32P-ppGpp) a un nuevo tubo de tapón de rosca.</li>
	<li>Analizar los 32P-pppGpp y 32P-ppGpp ejecutando 1 μL de las muestras en una placa de cromatografía en capa fina (TLC) (placas TLC de celulosa modificada con polietileneimina) utilizando el 1,5 M KH2PO4,pH 3,4, como fase móvil. NOTA: Utilice la guanosina 5'-trifosfato con etiquetaα-32P(32P-α-GTP) como control.</li>
	<li>Seque la placa TLC por completo, colóquela entre una carpeta de plástico transparente y expóndala a una pantalla de fósforo de almacenamiento durante 5 minutos. Visualice y cuantifique las señales mediante el uso de un fosforador. NOTA: Cuando las proporciones de 32P-pppGpp y 32P-ppGpp son superiores al 85%, se podría ensamblar y sintetizar una reacción a gran escala (500 μL, suficiente para el cribado de 20 placas de 96 pozos) utilizando la Tabla 1.</li>
</ol>4. Cribado DRaCALA de las proteínas diana de (p)ppGpp
<ol><li>Descongelar y transferir 20 μL de lisatos de células enteras a una placa de microtitulación de fondo en V de 96 pozos. Añadir 2,5 U/pozo de endonucleasa de Serratia marcescense incubar a 37 °C durante 15 min para reducir la viscosidad del lisato. Coloque los lisates en hielo durante 20 min.</li>
	<li>Mezcle 32P-pppGpp y 32P-ppGpp en una proporción de 1:1, y agregue 1x tampón de lisis L1 para que la concentración final de (p)ppGpp sea igual a 4 nM. NOTA: Dada la similitud química entre pppGpp y ppGpp, una mezcla de ambos productos químicos simplificará el proceso de selección.</li>
	<li>Utilice una pipeta multicanal y puntas de pipeta filtradas para agregar y mezclar 10 μL de la mezcla (p)ppGpp con el lisato celular. Incubar a temperatura ambiente (RT) durante 5 min.</li>
	<li>Lave la herramienta de 96 x pasador colocando en una solución al 0,01% de detergente no iónico durante 30 s, y séquelo en un papel de seda durante 30 s. Repita el lavado de la herramienta de pasador 3x.</li>
	<li>Coloque la herramienta de pasador en las placas de muestra de 96 pozos anteriores y espere 30 s. Levante la herramienta de pasador hacia arriba y colóquela directamente hacia abajo sobre una membrana de nitrocelulosa durante 30 s. NOTA: Si falta un punto, anote 2 μL de las muestras correspondientes con una pipeta y puntas filtradas. Es recomendable hacer un punto duplicado de la misma muestra como se indica a continuación.</li>
	<li>Seque la membrana durante 5 minutos en RT. Coloque la membrana entre una carpeta de plástico transparente y expóndala a una pantalla de fósforo de almacenamiento durante 5 minutos. Visualice usando un fosforrimager.</li>
</ol>5. Cuantificación e identificación de posibles proteínas diana
<ol><li>Utilice el software de análisis asociado con el fosforimager para abrir el archivo .gel de las placas visualizadas. Utilice la función de análisis Array para definir los 96 puntos configurando una cuadrícula de 12 columnas x 8 filas.</li>
	<li>Defina círculos grandes para circunscribir el borde exterior de todos los puntos (ver Figura 1B). Exporte el Volumn+Background y el área de los círculos grandes definidos y guárdelo en una hoja de cálculo. NOTA: Si es necesario, reposicione cada círculo individual para que se superponga perfectamente con los puntos y redimensione cada círculo individual para que sea un poco más grande que el punto real.</li>
	<li>Baja el tamaño de los círculos definidos para circunscribir los pequeños puntos internos. Exporte Volumn+Backgroundy El área de los círculos pequeños definidos y guárdelo en una hoja de cálculo.</li>
	<li>Calcule las fracciones de enlace en la hoja de cálculo utilizando la ecuación de la Figura 1By trace los datos. Identificar las proteínas de unión potencial en los pozos que muestran altas fracciones de unión en comparación con la mayoría de los otros pozos.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62331/62331fig02.jpg"> Figura 2: Flujo de trabajo general del proceso de selección de DRaCALA. Se induce la producción de proteínas a partir de una colección de ASKA de Escherichia coli y se lisan las células. Mientras tanto, las proteínas recombinantes Relseq-His y GppA-His se purifican y se utilizan para sintetizar 32pppGpp y ppGpp etiquetados con P a partir de 32P-α-GTP. Las moléculas (p)ppGpp etiquetadas radiactivamente se mezclan con los lisatos, y se utiliza una herramienta de 96 pines para detectar las mezclas en una membrana de nitrocelulosa para su posterior exposición a una pantalla de almacenamiento de fósforo, imágenes y cuantificación de las señales radiactivas. Abreviaturas: DRaCALA = Acción Capilar Radial Diferencial del Ensayo de Ligandos; p)ppGpp = pentafosfatos de guanosina y tetrafosfatos; RT = temperatura ambiente; IPTG = isopropilo β-d-1-tiogalactopyranoside; GTP = guanosina 5'-trifosfato; SDS-PAGE = electroforesis en gel de dodecilsulfato de sodio-poliacrilamida; TLC = cromatografía en capa delgada. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62331/62331fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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</ol>

Los autores no tienen ningún conflicto de intereses que revelar.

Uno de los pasos críticos para realizar el cribado de DRaCALA es obtener buenos lisados de células enteras. Primero, las proteínas probadas deben producirse en grandes cantidades y en formas solubles. En segundo lugar, la lisis de las células debe ser completa, y la viscosidad del lisato debe ser mínima. La inclusión de lisozima y el uso de tres ciclos de congelación-descongelación son a menudo suficientes para lisar las células por completo. Sin embargo, el ADN cromosómico liberado hace que el lisato sea viscoso y gener...

Las bacterias utilizan varias moléculas de señalización pequeñas para adaptarse a entornos en constante cambio1,2. Por ejemplo, los autoinductores, las lactonas de N-acilhomoserina y sus oligopéptidos modificados, median la comunicación intercelular entre las bacterias para coordinar el comportamiento de la población, un fenómeno conocido como detección de quórum2. Otro grupo de moléculas de señalización pequeñas son los NSM, incluidos el ampliamente estudiado monofosfato de adenosina cíclico (cAMP), el di-AMP cíclico, el monofosfato de di-guanosina cíclico (di-GMP cíclico) y los pentafosfatos de guanosina y tetra (p)ppGpp1. Las bacterias producen estos NSM como respuesta a una variedad de diferentes condiciones de estrés. Una vez producidas, estas moléculas se unen a sus proteínas diana y regulan varias vías fisiológicas y metabólicas diferentes para hacer frente a las tensiones encontradas y mejorar la supervivencia bacteriana. Por lo tanto, la identificación de las proteínas diana es un requisito previo inevitable para descifrar las funciones moleculares de estas pequeñas moléculas.
La última década ha sido testigo de un auge del conocimiento de estas pequeñas moléculas de señalización, principalmente debido a varias innovaciones técnicas que dieron a conocer las proteínas objetivo de estas pequeñas moléculas. Estos incluyen la técnica del compuesto de captura3,4,5y la acción capilar radial diferencial del ensayo de ligando (DRaCALA)6 que se discutirá en este artículo.
Inventado por Vincent Lee y sus compañeros de trabajo en 20116,DRaCALA despliega la capacidad de una membrana de nitrocelulosa para secuestrar diferencialmente ligandos libres y unidos a proteínas. Las moléculas como las proteínas no pueden difundirse en una membrana de nitrocelulosa, mientras que los ligandos pequeños, como los NSM, pueden hacerlo. Al mezclar el NSM(por ejemplo,ppGpp) con la proteína a probar y detectarlos en la membrana, se pueden esperar dos escenarios (Figura 1): Si (p)ppGpp se une a la proteína, el radiomarcado (p)ppGpp será retenido en el centro del punto por la proteína y no se difundirá hacia afuera, dando un punto pequeño intenso (es decir, señal radiactiva fuerte) bajo un fosforrimager. Sin embargo, si (p)ppGpp no se une a la proteína, se difundirá libremente hacia afuera para producir una gran mancha con una señal radiactiva de fondo uniforme.
Además, DRaCALA puede detectar la interacción entre una molécula pequeña y una proteína no purificada en un lisato de células enteras si la proteína está presente en una cantidad suficiente. Esta simplicidad permite el uso de DRaCALA en la identificación rápida de objetivos de proteínas mediante el uso de una biblioteca de expresiones ORFeome. De hecho, las proteínas diana de cAMP7, cíclico di-AMP8, cíclico di-GMP9,10y (p)ppGpp11,12,13 se han identificado sistemáticamente mediante el uso de DRaCALA. Este artículo en vídeo utiliza (p)ppGpp como ejemplo para demostrar y describir los pasos y consideraciones críticos para realizar una proyección exitosa de DRaCALA. Cabe destacar que se recomienda leer una descripción más completa de DRaCALA14 en combinación con este artículo antes de realizar DRaCALA.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62331/62331fig01.jpg"> Figura 1: El principio de DRaCALA. (A) Esquema del ensayo DRaCALA. Consulte el texto para obtener más información. (B) Cuantificación y cálculo de la fracción de enlace. Consulte el texto para obtener más información. Brevemente, las manchas DRaCALA se analizarán dibujando dos círculos que circunscriben toda la mancha y el punto oscuro interno(es decir,el (p) ppGpp retenido debido a la unión de la proteína probada). La señal de unión específica es la señal radiactiva del círculo interior (S1) después de restar la señal de fondo no específica (calculada por A1 × ((S2-S1)/(A2-A1))). La fracción de unión es la señal de unión específica dividida por la señal radiactiva total (S2). Abreviaturas: DRaCALA = Acción Capilar Radial Diferencial del Ensayo de Ligandos; p)ppGpp = pentafosfatos de guanosina y tetrafosfatos; RT = temperatura ambiente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62331/62331fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<table><tbody><tr><td>32P-&alpha;-GTP</td><td>Perkinelmer</td><td>BLU006X250UC</td><td></td></tr><tr><td>96 x herramienta de clavija</td><td>V& P Scientific</td><td>VP 404</td><td>96 Replicador de pernos, en centros de 9 mm, 4,2 mm de diámetro del perno, 24 mm de largo</td></tr><tr><td>Placa de microtitulación con fondo en V de 96 pocillos</td><td>Sterilin</td><td>MIC9004</td><td>Microplaca Sterilin V Well 611V96</td></tr><tr><td>Agar</td><td>OXOID - Thermo Fisher</td><td>LP0011</td><td>Agar n.º 1</td></tr><tr><td>Colección ASKA cepa</td><td>NBRP, SHIGEN, JAPÓN</td><td></td><td>Ref: DNA Research, volumen 12, número 5, 2005, páginas 291-299. https://doi.org/10.1093/dnares/dsi012</td></tr><tr><td>Benzonase</td><td>SIGMA</td><td>E1014-25KU</td><td>endonucleasa modificada genéticamente de Serratia marcescens</td></tr><tr><td>Bradford Protein Assay Dye</td><td>Bio-Rad</td><td>5000006</td><td>Reagent Concentrate</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>SIGMA</td><td>D8418</td><td>&ge; 99,9%</td></tr><tr><td>DNasa 1</td><td>SIGMA</td><td>DN25-1G</td><td></td></tr><tr><td>filtración en gel10x300 columna</td><td>GE Healthcare</td><td>28990944</td><td>contiene un 20% de etanol como conservante</td></tr><tr><td>Glicerol</td><td>PanReac AppliChem</td><td>122329.1214</td><td>Glicerol 87% para análisis</td></tr><tr><td>Hypercassette</td><td>Amersham</td><td>RPN 11647</td><td>20 x 40 cm</td></tr><tr><td>Imidazol</td><td>SIGMA</td><td>56750</td><td>puriss. p.a., &ge; 99.5% (GC)</td></tr><tr><td>Pantalla de fósforo de almacenamiento IP</td><td>FUJIFILM</td><td>28956474</td><td>BAS-MS 2040 20x 40 cm</td></tr><tr><td>Isopropilo &beta;-d-1-tiogalactopiranósido (IPTG)</td><td>SIGMA</td><td>I6758</td><td>Isopropilo &beta;-D-tiogalactósido</td></tr><tr><td>Caldo de lisogén (LB)</td><td>Invitrogen - Thermo Fisher</td><td>12795027</td><td>Miller's LB Base</td></tr><tr><td>de caldo Lysozyme</td><td>SIGMA</td><td>L4949</td><td>de clara de huevo de gallina; BioUltra, polvo liofilizado, &ge; 98%</td></tr><tr><td>MgCl2 (Cloruro de magnesio)</td><td>SIGMA</td><td>208337</td><td></td></tr><tr><td>MilliQ water</td><td></td><td></td> pipeta multicanal para <td>agua ultrapura</td></tr><tr><td></td><td>Thermo Scientific</td><td>4661110</td><td>F1 - Punta de clip; 1-10 ul, 8 x canales</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>VWR Chemicals</td><td>27810</td><td>AnalaR NORMAPUR, ACS, Reag. Ph. Eur.</td></tr><tr><td>Ni-NTA Agarosa</td><td>Qiagen</td><td>30230</td><td></td></tr><tr><td>Membrana de transferencia de nitrocelulosa</td><td>Amersham Protran</td><td>10600003</td><td>Premium 0,45 mmm 300 mm x 4 m</td></tr><tr><td>PBS</td><td>OXOID - Thermo Fisher</td><td>BR0014G</td><td>Solución salina tamponada con fosfato (Dulbecco A), Comprimidos</td></tr><tr><td>PEG3350 (Polietilenglicol 3350)</td><td>SIGMA</td><td>202444</td><td></td></tr><tr><td>fluoruro de fenilmetilsulfonilo (PMSF)</td><td>SIGMA</td><td>93482</td><td>Solución de fluoruro de fenilmetanosulfonilo - 0,1 M en etanol (T)</td></tr><tr><td>Generador de imágenes de fósforo</td><td>GE Healthcare</td><td>28955809</td><td>Typhoon FLA-7000 Generador de imágenes de fósforo</td></tr><tr><td>Puntas de pipeta, filtradas</td><td>Thermo Scientific</td><td>94410040</td><td>ClipTip 12,5 &mu; l no estéril</td></tr><tr><td>Columna de cromatografía Poly-Prep</td><td>Bio-Rad</td><td>7311550</td><td>columna de cromatografía de polipropileno</td></tr><tr><td>Inhibidor de la proteasa Mini</td><td>Pierce</td><td>A32955</td><td>Comprimidos, sin EDTA</td></tr><tr><td>tubo con tapón de rosca</td><td>Thermo Scientific</td><td>3488</td><td>Microcentifuge Tubes, 2,0 ml con tapón de rosca, no estéril</td></tr><tr><td>SLS de 96 grados de profundidad Placas de pocillos</td><td>Greiner</td><td>780285</td><td>MASTERBLOCK, 2 ML, PP, V-Bottom,</td></tr><tr><td>Columna de centrifugación</td><td>natural Millipore</td><td>UFC500396</td><td>Amicon Ultra -0,5 ml Filtros centrífugos</td></tr><tr><td>Thermomixer</td><td>Eppendorf</td><td>5382000015</td><td>Thermomixer C</td></tr><tr><td>Placa TLC (placas de PEI-celulosa F TLC)</td><td>Merck Millipore</td><td>105579</td><td>DC PEI-celulosa F (20 x 20 cm)</td></tr><tr><td>Tris</td><td>SIGMA</td><td>BP152</td><td>Tris Base para Biología Molecular</td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>SIGMA</td><td>P1379</td><td>detergente viscoso no iónico</td></tr><tr><td>&beta;-mercaptoetanol</td><td>SIGMA</td><td>M3148</td><td>99% (GC/valoración)</td></tr></tbody></table>

identificación de las proteínas de unión de pequeños ligandos con la acción capilar radial diferencial del ensayo de ligandos (dracala)

Identifying the Binding Proteins of Small Ligands with the Differential Radial Capillary Action of Ligand Assay (DRaCALA)

La última década ha visto un tremendo progreso en la comprensión de pequeñas moléculas de señalización en la fisiología bacteriana. En particular, las proteínas diana de varios mensajeros secundarios derivados de nucleótidos (NSM) se han identificado y estudiado sistemáticamente en organismos modelo. Estos logros se deben principalmente al desarrollo de varias técnicas nuevas, incluida la técnica de compuestos de captura y la acción capilar radial diferencial del ensayo de ligando (DRaCALA), que se utilizaron para identificar sistemáticamente las proteínas diana de estas pequeñas moléculas. Este artículo describe el uso de los NSM, penta- y tetrafosfatos de guanosina (p)ppGpp, como ejemplo y demostración en video de la técnica DRaCALA. Usando DRaCALA, se identificaron 9 de las 20 proteínas diana conocidas y 12 nuevas de (p)ppGpp en el organismo modelo, Escherichia coli K-12, lo que demuestra el poder de este ensayo. En principio, DRaCALA podría usarse para estudiar pequeños ligandos que pueden ser etiquetados por isótopos radiactivos o colorantes fluorescentes. Los pasos críticos, los pros y los contras de DRaCALA se discuten aquí para una mayor aplicación de esta técnica.

Seguir el protocolo descrito anteriormente normalmente producirá dos tipos de resultados(Figura 3).
La Figura 3A muestra una placa con señales de unión de fondo relativamente bajas (fracciones de unión &lt; 0.025) de la mayoría de los pozos. La señal de unión positiva del pozo H3 da una fracción de unión de ~0.35 que es mucho más alta que la observada para los otros pozos. Incluso sin cuantificación, el pozo H3 es notable, lo que sugi...

El ensayo Differential Radial Capillary Action of Ligand Assay (DRaCALA) se puede utilizar para identificar pequeñas proteínas de unión a ligandos de un organismo mediante el uso de una biblioteca ORFeome.

Identificación de las proteínas de unión de pequeños ligandos con la acción capilar radial diferencial del ensayo de ligandos (DRaCALA)

The past decade has seen tremendous progress in the understanding of small signaling molecules in bacterial physiology. In particular, the target proteins ...

Pequeñas moléculas de señalización se dirigen a varias proteínas efectoras para controlar la virulencia bacteriana y la biología humana. Sin embargo, estas proteínas efectoras son difíciles de identificar. Como herramienta de biología de sistemas, DRaCALA permite una identificación factible, rápida y altamente sensible de las proteínas efectoras desconocidas mediante el uso de una biblioteca OVium.DRaCALA podría usarse para estudiar cualquier molécula de señalización pequeña, siempre y cuando se pueda etiquetar con isótopos radiactivos o colorantes fluorescentes. Comience inoculando E. coli en 1.5 mililitros de LB suplementados con 25 microgramos por mililitro de cloranfenicol en cada pozo de placas de pozos de 96 pomos de profundidad para una incubación nocturna a 30 grados Celsius y 160 rotaciones por minuto. A la mañana siguiente, trate los cultivos nocturnos con 500 IPTG micromolar durante seis horas a 30 grados centígrados para inducir la expresión de proteínas.Al final de la incubación, peletizar las células por centrifugación, eliminar el sobrenadante y congelar las muestras a menos 80 grados centígrados. Para iniciar la lisis, vuelva a colocar los gránulos en 150 microlitros de tampón de lisis uno por pozo durante una incubación de 30 minutos a menos 80 grados centígrados antes de descongelar las células durante 20 minutos a 37 grados centígrados. El lisato debe almacenarse a menos 80 grados centígrados antes de su uso.Para completar la lisis de las células con proteínas sobreexpresadas, resuspenda las muestras en 40 mililitros de tampón de lisis helada dos y sonicar las muestras a una amplitud del 60% a dos segundos en cuatro segundos apagados durante ocho minutos, luego limpiar los lisados por centrifugación. Mientras se centrifugan las muestras, agregue 500 microlitros de resina de níquel-NTA homogeneizada a una columna de cromatografía de polipropileno en pie. Después de 15 minutos, lave la resina asentada dos veces con 15 mililitros de agua ultrapura y una vez con 15 mililitros de tampón de lisis dos.Al final de la centrifugación, cargue el sobrenadante lisado despejado sobre la columna. Cuando todo el lisato haya fluido a través de la columna, lave la columna con 30 mililitros de tampón de lavado. Para eludir las proteínas, agregue 400 microlitros de volumen de tampón de elución a la columna y repita la elución tres veces.Otro volumen de 300 microlitros del tampón de elución para repetir la elución tres veces y combinar las proteínas eluidas en un volumen final de 700 microlitros. Para la filtración en gel de la muestra eluida, después de lavar una columna de exclusión de tamaño con 25 mililitros de tampón de filtración de gel recién preparado, cargue todo el volumen de proteína eluida en la columna utilizando un bucle de 500 microlitros. Ejecute a 500 microlitros por minuto y recolecte de dos a tres fracciones de volumen de 500 microlitros de las proteínas respectivas.Luego use columnas de espín individuales para concentrar cada proteína y use el kit de ensayo de Bradford para medir las concentraciones de proteínas de acuerdo con los protocolos estándar. Para sintetizar el pentafosfato de guanosina etiquetado con fósforo 32, ensamble una reacción Relseq a pequeña escala en un tubo tapado con tornillo como se describe en la tabla e incube la reacción en un ThermoMixer durante una hora a 37 grados Celsius y cinco minutos a 95 grados Celsius, seguido de cinco minutos en hielo. Al final de las incubaciones, haga girar la proteína precipitada por centrifugación y transfiera el pentafosfato de guanosina sintetizado 32 etiquetado que contiene sobrenadante a un nuevo tubo tapado con tornillo.Para la síntesis de tetrafosfato de guanosina de fósforo 32, agregue un GppA micromolar a la mitad del producto de pentafosfato de guanosina marcado con fósforo 32 en un nuevo tubo tapado con tornillo e incube la reacción durante 10 minutos a 37 grados Celsius, cinco minutos a 95 grados Celsius y cinco minutos en hielo. Al final de la incubación, haga girar el precipitado por centrifugación y transfiera el tetrafosfato de guanosina etiquetado con fósforo 32 que contiene sobrenadante a un nuevo tubo. Para analizar las proteínas diana aisladas, ejecute un microlitro de cada muestra en una placa de cromatografía de capa delgada utilizando fosfato monopotásico molar de 1,5 como fase móvil.Después del análisis, coloque la placa seca en una carpeta de plástico transparente y exponga la placa a una pantalla de fósforo de almacenamiento durante cinco minutos antes de visualizar y cuantificar los datos en una imagen de fósforo. Para el cribado DRaCALA de las proteínas objetivo, agregue 20 microlitros de los lisatos al por mayor descongelados a los pozos individuales de una placa de microtitulación de fondo en V de 95 pozos y agregue 2.5 unidades de endonucleasa Serratia marcescens a cada pozo. Después de 15 minutos a 37 grados centígrados, coloque los lisados en hielo durante 20 minutos.A continuación, mezcle volúmenes iguales de pentafosfato de guanosina y tetrafosfato de guanosina etiquetados con fósforo 32 y agregue 1X tampón de lisis uno a la mezcla para obtener una solución de pentafosfato de guanosina de cuatro nanomolares. Usando una pipeta multicanal y puntas de pipeta filtradas, mezcle 10 microlitros de la mezcla de pentafosfato de guanosina con el lisato celular durante una incubación de cinco minutos a temperatura ambiente. Al final de la incubación, lave una herramienta de pasador 96X tres veces en una solución al 0,01% de detergente no iónico durante 30 segundos, seguido de 30 segundos de secado en una toalla de papel por lavado antes de colocar la herramienta de pasador en la placa de muestra de 96 pomos.Después de 30 segundos, levante la herramienta de pasador hacia arriba y colóquela directamente sobre una membrana de nitrocelulosa durante 30 segundos. Después de cinco minutos de secado, coloque la membrana de nitrocelulosa en una carpeta de plástico transparente para almacenar la exposición a la pantalla de fósforo y la visualización por imágenes de fósforo como se ha demostrado. Para cuantificar e identificar posibles proteínas diana, en el software de análisis asociado con el imager de fósforo, abra el archivo de gel de las placas visualizadas.Para definir los puntos que se analizarán, utilice la función de análisis de matriz para configurar una cuadrícula de 12 columnas por ocho filas. Para circunscribir el borde exterior de los puntos del agujero, defina círculos grandes, exporte el volumen más el fondo y el área de los círculos grandes definidos a una hoja de cálculo. Para circunscribir los pequeños puntos internos, baje el tamaño de los círculos definidos, exporte el volumen más el fondo y el área de los círculos pequeños definidos y guarde todos los datos en la hoja de cálculo.Coloque los círculos para que se superpongan con los puntos según sea necesario, cambiando el tamaño de los puntos ligeramente más grandes que los reales. Utilice la ecuación para calcular las fracciones de enlace en la hoja de cálculo y trazar los datos. Luego identifique las proteínas de unión potenciales en los pozos que muestran altas fracciones de unión en comparación con la mayoría de los otros pozos.En este análisis representativo, se puede observar una placa con señales de unión de fondo relativamente bajas en la mayoría de los pozos. La señal de unión positiva en el pozo H3 exhibió una fracción de unión que fue mucho mayor que la observada para los otros pozos debido a la sobreexpresión de la proteína de unión al pentafosfato de guanosina Hpt. En las placas representativas, varios pozos mostraron señales de unión de fondo relativamente más altas, como lo indican los puntos internos relativamente fuertes observados en muchos pozos, así como las fracciones de unión consistentemente altas observadas después de la cuantificación.En particular, algunos objetivos también dieron fracciones de enlace variables, como los falsos positivos. Para aclarar aún más, los investigadores utilizaron proteínas purificadas para probar la unión nuevamente. Una vez que se identifican las proteínas objetivo, se pueden purificar hasta la homogeneidad y confirmar la fuerza y especificidad de la interacción mediante el uso de DRaCALA, calorimetría de titulación isotérmica u otros métodos.La identificación de las proteínas diana de pequeñas moléculas de señalización allana el camino para una comprensión profunda de los roles que surgen de la virulencia bacteriana a la biología humana.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biochemistry

Bioquímica

Este video describe el método para analizar la interacción proteína-ligando mediante electroforesis capilar de afinidad por cambio de movilidad. Este método se puede utilizar para caracterizar el comportamiento de unión de una proteína con varios ligandos cargados.

Electroforesis capilar de afinidad por cambio de movilidad: un método para analizar las interacciones muestra-ligando en función de la migración diferencial de los complejos proteína-ligando

Este video demuestra la acción capilar radial diferencial del ensayo de ligandos, una técnica para el cribado sistemático de alto rendimiento de proteínas de unión a segundo mensajero de nucleótidos intracelulares. Esta técnica permite la unión directa de los mensajeros a la proteína diana sobreexpresada en el lisado celular, evitando la necesidad de purificación de la proteína.

Acción capilar radial diferencial del ensayo de ligando: una técnica de alto rendimiento para identificar proteínas intracelulares de unión a segundo mensajero de nucleótidos bacterianos

Termoforesis microescala (MST) puede ser ampliamente utilizado para la determinación de la afinidad de unión sin la purificación de la proteína diana a partir de lisados ​​celulares. El protocolo implica la sobreexpresión de la proteína GFP-fundido, lisis de las células en condiciones no desnaturalizantes, y la detección de la señal de MST en presencia de concentraciones variables del ligando.

Purificación de proteínas libre de Método de Determinación afinidad de unión por termoforesis Microscale

La fluorimetría diferencial de barrido es un método ampliamente utilizado para el cribado de bibliotecas de moléculas pequeñas en busca de interacciones con proteínas. Aquí, presentamos un método sencillo para ampliar estos análisis para proporcionar una estimación de la constante de disociación entre una molécula pequeña y su proteína asociada.

Determinación de las interacciones proteína-ligando Uso diferencial de barrido Fluorimetría

Los protocolos presentados describen dos técnicas basadas en el ensayo de inmunoabsorción enzimática (ELISA) para la investigación rápida de interacciones ligando-receptor: El primer ensayo permite la determinación de la constante de disociación entre ligando y receptor. El segundo ensayo permite una detección rápida de péptidos bloqueadores para las interacciones ligando-receptor.

Un ELISA basado Encuadernación y método Competencia determinación rápida interacciones ligando-receptor

Describimos aquí un método para la identificación de proteínas de unión a moléculas pequeñas utilizando el marcaje de fotoafinidad. La ventaja de esta técnica es que la unión y el marcaje covalente de las proteínas diana se producen dentro del entorno celular vivo, lo que elimina el riesgo de alterar la estructura de la proteína nativa y las condiciones de unión durante la lisis celular.

Identificación de las pequeñas proteínas de unión a la molécula-celular en un entorno nativo de Células vivas marcado por fotoafinidad

El protocolo aquí describe las interacciones de la proteína de canal de iones hEAG1 purificada con la pequeña molécula lipídica ligando fosfatidilinositol 4, 5-bifosfato (PIP2). La medición demuestra que BLI podría ser un método potencial para la detección de iones de molécula pequeña novela canal ligando.

Captura de la cinética de la interacción de una proteína de canal iónico con moléculas pequeñas por el ensayo de interferometría de la Bio-capa

Se describe un protocolo detallado para llevar a cabo una valoración de ELISA. Por otra parte, se presenta un nuevo algoritmo para evaluar valoración ELISAs y obtener una constante de disociación de la Unión de un ligando soluble a un receptor inmovilizado en la placa de microtitulación.

Valoración de ELISA como método para determinar la constante de disociación de la interacción del ligando del Receptor

Aquí, presentamos un protocolo para la producción y purificación de proteínas que están marcados con isótopos estables y posterior caracterización de las interacciones de la proteína-proteína usando la espectroscopia de resonancia magnética Nuclear (RMN) y microescala Los experimentos de Thermophoresis (MST).

Medición de las interacciones de las proteínas globulares y filamentosas por espectroscopia de resonancia magnética Nuclear (RMN) y microescala Thermophoresis (MST)

El método de autorradiografía se utiliza habitualmente para estudiar atascamiento de radioligands para las secciones de tejido para la determinación de la farmacología cuantitativa o cualitativa.

Autorradiografía como un método sencillo y potente para la visualización y caracterización de dianas farmacológicas

Aprende a identificar proteínas diana de (p)ppGpp en Escherichia coli mediante DRaCALA, una técnica rápida y sensible de biología de sistemas para estudiar interacciones proteína-ligando en bacterias.

Identificación de las proteínas de unión de pequeños ligandos con la acción capilar radial diferencial del ensayo de ligandos (DRaCALA) (Video) | JoVE Journal

Identificación de las proteínas de unión de pequeños ligandos con la acción capilar radial diferencial del ensayo de ligandos (DRaCALA)

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