Name: Combinaison de adhésif à base de bandes déchantillonnage et de fluorescence In situ pour la détection rapide des Salmonella Sur les produits frais (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-10-18T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 10 s
Description: Découvrez une méthode de détection rapide de Salmonella sur les produits frais combinant échantillonnage par ruban adhésif et hybridation in situ par fluorescence. Cette technique améliore la sécurité alimentaire.

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Le financement de ce travail a été fourni par une croissance Iowa Fonds du Prix Valeurs à BFBS.

1. L'échantillonnage de surface avec du ruban adhésif stérile <ol><li> Sélectionnez une bande à utiliser pour l'échantillonnage. Le commerce des champignons-Tape ou Con-Tact-Il bandes d'échantillonnage sont stériles et spécialement conditionnés pour la facilité d'utilisation. Toutefois, nous avons constaté que la transparence (optiquement clair) de bandes de bureau génériques peuvent également être utilisés. </li><li> Utilisez un marqueur indélébile pour dessiner des carrés de 1 cm 2 sur le côté non collant d'un morceau de 10 cm de ruban adhésif (un modèle de papier peuvent être utilisés). Cela servira de guide visuel pour noter quelle portion de la bande a été utilisée pour l'échantillon de la surface des aliments ou l'environnement. </li><li> Former un «C» en forme de boucle de ruban, avec le côté collant face à la surface à échantillonner. Pour ce faire, tenir les extrémités collantes avec le pouce et le majeur et l'index de position contre le carré dessiné sur le dos (non collante côté) de la bande (figure 1). </li><li> Placez le ruban sur la surface à échantillonner et appuyez doucement sur la zone marquée sur la surface. Sans relâcher les bords de la bande, utiliser l'index pour s'assurer que le côté collant de la bande vient en plein contact avec la surface de l'échantillon, en évitant les bulles. </li><li> Avec un mouvement même, tirez lentement le ruban loin de l'échantillon, à extraire physiquement liée à la surface des microbes. Fixez la bande de cellules chargées, côté collant en haut, sur une lame de microscope en verre à l'aide de bandes de bureau générique transparente. Assurer une bonne tension / étirement de la bande de sorte que d'un appartement, non ridée surface est créée. Cela aidera à minimiser les problèmes de déformation / curling de la bande pendant le chauffage subséquente au cours de l'hybridation. </li></ol> 2. En phase solide d'enrichissement et Miniculture surface liquide <ol><li> Solid-phase d'enrichissement est réalisé en plaçant le ruban à plat ventre sur le xylose-lysine-Tergitol 4 (XLT-4) des plaques d'agar de sorte que les cellules prélevées sont mises en contact direct avec la surface de la gélose. La portion de contact basés sur des modèles / échantillon de la bande est placée au ras de la surface de la gélose et une extrémité de la bande est lâche adhéré à la paroi latérale de la boîte de Pétri pour faciliter le retrait facile de la bande de la surface de la gélose après enrichissement. </li><li> Les plaques sont inversés (pour éviter la condensation) et incubées à 35 - 37 ° C pour permettre une croissance suffisante de Salmonella spp. La longueur de la période d'incubation nécessaire pour enrichir les cellules à un niveau détectable dépendra niveaux initiaux de contamination par Salmonella. Nous avons observé la formation de microcolonies excellente inoculums initial faible après 8 h d'enrichissement. </li><li> Après la période d'enrichissement désiré, ouvrez la plaque de gélose. La bande conserve son adhésivité pendant l'incubation. Appuyez doucement sur le ruban contre la gélose en utilisant l'index pour assurer une récupération maximale de microcolonies formée à l'interface ruban-agar. Saisir la bande du bord attaché à la paroi de la boîte de Petri et de l'enlever avec une lenteur, même le mouvement. Montez la bande cellule chargée, côté collant en haut, sur une lame de microscope comme décrit dans la section 1.5 ci-dessus. Passez à «Fixation et déshydratation" étape ci-dessous. </li><li> Pour miniculture surface du liquide, commencez par la fixation de la bande utilisée pour l'échantillonnage sur une lame de microscope comme décrit dans la section 1.5 ci-dessus. Ensuite, couvrir la partie de contact basés sur des modèles / échantillon de la bande avec une chambre non stérile en silicone perfusion (Coverwell, Grace Bio-Labs, Inc), formant une enceinte hermétique dont le fond est composé de la bande de cellules chargées, vers le haut. Fermement, mais appuyez doucement sur la chambre en place pour assurer un joint étanche. </li><li> L'utilisation d'un gel souple de chargement pointe de la pipette, transférer ≤ 500 uL de bouillon trypticase-soja ou tout autre support approprié d'enrichissement par l'un des ports de la chambre petite crique. Joint deux ports avec du ruban adhésif transparent pour éviter de bureau diapositives évaporation et incuber à 35 -37 ° C selon les besoins d'enrichissement suffisant. Bien que toutes les opérations devraient être effectuées conformément aux bonnes pratiques d'échantillonnage et la manutention, la stérilité de Port-ruban d'étanchéité ou de chambres de perfusion n'est pas nécessaire lors de miniculture surface du liquide. La combinaison de la FISH et cytométrie en flux permettra une discrimination claire de Salmonella spp. à partir de bactéries non-cibles qui peuvent être présents, avec la plus grande contribution des non-cibles flore devrait provenir de l'échantillon lui-même. Passez à «Fixation et déshydratation" étape ci-dessous. </li></ol> 3. Fixation et déshydratation <ol><li> Pour l'échantillonnage de surface directe ou pour l'enrichissement en phase solide de Salmonella spp. pour XLT-4 agar, effectuer la fixation des cellules sur cassette pendant 30 min à 25 ° C en couvrant la surface de contact de l'échantillon avec 500 ul de 10% du formol tamponné neutre. </li><li> Jeter fixateur dans un récipient hermétique (sous une hotte chimique pour réduire l'exposition aux irritants / vapeurs toxiques). </li><li> Déshydrater dans une série d'éthanol (50%, 80% et 95%; 300 pl / 3 min de chaque concentration). Passez à "hybridation" étape ci-dessous. </li><li> Pour la fixation d'échantillon de 500 uL surface liquide minicultures, des chambres de perfusion sont descellés, et une flexibilité de chargement de gel pointe de la pipette est utilisée pour extraire l'enrichate. Pipetage rapide de haut en bas est utilisé pour aider à assurer l'élimination effective de toute restantes bande liée cellules. </li><li> Ensuite, l'ensemble du volume de 500 uL miniculture est transféré à un tube de centrifugation et centrifugés à 2000 xg (5 min). Le surnageant est éliminé, le culot est vortexé vigoureusement pendant 30-60 s, puis remis en suspension dans un volume égal de 10% du formol tamponné neutre. Les cellules sont fixées pendant 30 min à 25 ° C. </li><li> Ensuite, fixateur est enlevé et l'échantillon est remis en suspension dans un tampon de stockage des cellules, comme suit. L'échantillon est centrifugé à 2000 xg (5 min, 25 ° C) le surnageant est éliminé, le culot est vortexé vigoureusement pendant 30 - 60 s, la remise en suspension dans un volume égal de 50% éthanol non dénaturé-50% de phosphate une solution saline tamponnée. Les cellules fixées peuvent être stockées indéfiniment (ans) à -20 ° C. Note: Lorsque des liquides sont modifiées (par exemple, lorsque l'introduction d'un tampon de fixatif ou autre), il est important de bien resuspendre (avec vortex) de la cellule dans une partie minime de pellets (~ 10 - 20 pl) du système liquide "sortants" . Cela aidera à empêcher l'agglutination et d'assurer que les suspensions, même des cellules individuelles sont obtenues. Passez à "hybridation" étape ci-dessous. </li></ol> 4. Hybridation <ol><li> Préparer hybridation / tampon de lavage en utilisant les commerciaux de biologie moléculaire de qualité des solutions noté dans le tableau des matériaux. Concentrations finales composant tampon de 0,7 M de NaCl, 0,1 M Tris [pH 8,0], EDTA 10 mM, du sulfate de sodium à 0,1% dodécyle, constitué au volume final désiré avec moléculaires de qualité de l'eau et filtré à l'aide d'une seringue de 0,22 um ou le filtre coupe. Le même tampon, sans l'ajout de sondes (voir ci-dessous) est utilisé comme un tampon de lavage. Préchauffer l'hybridation et le lavage tampons à 55 ° C. </li><li> Ajouter marqués à la fluorescence Sal3 (Nordentoft et al, 1997;. 5'-AAT CAC GTG TTC ACC TAC-3 ') et de la Salm-63 (Kutter et al, 2006;. 5'-TCG ACT GAC TTC AGC TCC-3' ) des sondes oligonucléotidiques (Tableau Matériaux) au tampon d'hybridation préchauffé. Une concentration totale de la sonde de 5 pl ng -1 est utilisée (par exemple 2,5 ng -1 uL chaque sonde; Bisha et Brehm-Stecher, 2009a). </li><li> Pour direct-to-bande et l'enrichissement des échantillons solides de phase, la superposition de la zone de l'échantillon modélisé de contact de la bande avec 300 ul de tampon d'hybridation contenant la sonde et cocktail de s'hybrider bandes lié cellules dans un milieu humide, chambre d'incubation étanche fixé à 55 ° C. Si un incubateur à contact direct, comme l'instrument Moat Slide (Tableau Matériaux) est utilisée, les échantillons sont hybridées pendant 15 min et&gt; 20 diapositives peuvent être traitées simultanément. Si un four à hybridation rotatif de style telles que l'instrument Bambino (Tableau Matériaux) est utilisé, les lames sont placées dans des tubes de centrifugeuse de 50 ml en polypropylène pour l'hybridation, une diapositive par tube. Parce que le transfert de chaleur n'est pas direct, ces échantillons sont hybridées pour de plus longues périodes (jusqu'à 30 min). </li><li> Après l'hybridation, les lames sont retirés et la sonde contenant superposition tampon d'hybridation est éliminé. Les lames sont ensuite soit brièvement et doucement rincée avec un tampon de lavage préchauffée par pipetage un petit volume de tampon sur une lame inclinée (3 rinçages de 300 uL de chaque), ou officiellement lavés (jusqu'à 30 min) avec soit une superposition de tampon de lavage préchauffé ou immersion dans un tube à centrifuger en polypropylène de 50 ml contenant du tampon de lavage préchauffé. Dans notre expérience, même si un lavage régulier et offre une amélioration des résultats (moins brume de la sonde non liée), un simple rinçage est suffisante pour la détection sans ambiguïté de Salmonella spp. Ensuite, les lames sont séchées à l'air avant de passer à la "détection" étape ci-dessous. </li><li> L'hybridation des échantillons de liquide de surface miniculture est effectuée par le bas filer des échantillons (fraîchement fixe ou conservés dans un tampon de stockage à -20 ° C) pendant 5 min à 2000 xg, suivi par vortex vigoureux de la pastille et la remise en suspension dans 100 uL de tampon d'hybridation préchauffé contenant le cocktail de la sonde. Les échantillons sont hybridées à 55 ° C pendant 30 min sur un bloc de chaleur ou d'autres station d'incubation approprié (Tableau Matériaux), suivie par l'addition de 500 uL de tampon de lavage préchauffé. Comme avec du ruban lié échantillons, ces échantillons peuvent être officiellement lavés pour un maximum de 30 min avec une nouvelle incubation à 55 ° C dans ce tampon de lavage, avec vortex intermittente. Alternativement, les échantillons peuvent être soigneusement vortexés après ajout de 500 uL de tampon de lavage préchauffé, suivie par une récolte immédiate pour l'analyse (ci-dessous). </li><li> En préparation pour la détection de Salmonella spp. par cytométrie en flux, liquide des échantillons de surface sont miniculture centrifugés à 2000 xg pendant 5 min, le surnageant est éliminé et les échantillons sont remis en suspension dans 300 uL température ambiante (~ 25 ° C) PBS. Si les échantillons nécessitent un transport vers une installation éloignée, ou si un délai est prévu entre l'hybridation et l'analyse, les échantillons peuvent être réfrigérés ou détenus sur la glace avant d'Analyse. Alternativement, les échantillons peuvent être transférés à la cellule de stockage tampon (50:50 mélange de PBS et de l'éthanol absolu) et maintenue à -20 ° C jusqu'à une semaine sans perte appréciable de sonde sont conférés par fluorescence (Bisha et Brehm-Stecher, 2009b) . </li></ol> 5. Détection <ol><li> Pour le bande de détection de Salmonella spp. par microscopie à fluorescence, direct-to-tape ou solides des échantillons d'enrichissement de phase sont recouvertes de 10 uL ~ Vectashield H-1200 contenant le milieu de montage nucléaires Contre 4 ',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI), monté avec une lamelle, puis incubés dans l'obscurité pendant 10 min. </li><li> Huile à immersion est placé sur la lamelle, et les échantillons sont examinés à l'aide d'un objectif de pétrole à fort grossissement (63x ou 100x). Le filtre DAPI est utilisé pour amener l'échantillon dans le foyer, le microscope est ensuite commuté sur le filtre approprié (vert ou rouge, selon le colorant utilisé pour mettre fin à l'étiquette des sondes) et les cellules de Salmonella sont marqués visuellement selon leur fluorescence (Figures 2 et 3). </li><li> Pour la détection par cytométrie de liquide échantillons miniculture surface, divers instruments peuvent être utilisés, selon les disponibilités locales. Dans notre laboratoire, PBS-suspendus échantillons sont transférés dans des tubes 5 ml à fond rond d'échantillonnage (BD Falcon) et examiné en utilisant un cytomètre en flux FACSCanto avec une excitation à 647 nm (Tableau Matériaux). Pour les échantillons enrichis contenant un nombre élevé de bactéries totales, le "faible débit" de réglage (10 min uL -1) est utilisé et 5,000-50,000 événements sont collectés. Les données sont analysées à l'aide FlowJo logiciel (version 8.8.6, Arbre Star, Inc, Ashland, OR) ou d'autres logiciels d'analyse approprié (voir la figure 4, panneaux A et B). </li></ol> 6. Les résultats représentatifs <img src="/files/ftp_upload/2308/2308fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Utilisez du ruban adhésif pour l'échantillonnage de Salmonella spp. de la surface d'une tomate artificiellement contaminés. <img src="/files/ftp_upload/2308/2308fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Les résultats typiques pour direct-to-tape d'échantillonnage et de détection du poisson de Salmonella Typhimurium ATCC 14028 de la surface de la tomate (100 objectifs du pétrole X). Un cocktail de deux sondes de Texas Red sondes marquées (Sal3/Salm-63) a été utilisée d'étiqueter ces cellules. <img src="/files/ftp_upload/2308/2308fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Microcolonies de Salmonella Typhimurium ATCC 14028 formée sur la surface de xylose lysine Tergitol-4 (XLT-4) gélose après une h 8 sur cassette d'enrichissement à 37 ° C. L'inoculum initial a été échantillonnée à partir de la surface d'une tomate artificiellement contaminés. Solid-phase d'enrichissement augmente le nombre de cellules disponibles pour la détection et améliore également le contenu cellulaire ARNr. <img src="/files/ftp_upload/2308/2308fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Utilisez du ruban adhésif pour l'échantillonnage de S. enterica sérotype Typhimurium de la surface d'une tomate artificiellement contaminés, suivie par l'analyse directe via FISH et cytométrie en flux (panneau A) ou après 5 h d'enrichissement non-sélectif surface liquide miniculture dans une chambre de perfusion remplie avec 500 pi de bouillon trypticase-soja (panneau B ).

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Des méthodes simples et rapides pour la détection des pathogènes sur des surfaces de produire peut aider à atténuer les maladies d&#39;origine alimentaire en fournissant des données pertinentes et appropriées. Adhésif méthodes d&#39;échantillonnage basés sur la cassette ont été utilisés dans l&#39;environnement, clinique et de microbiologie alimentaire depuis les années 1950 et impliquent appuyant sur &quot;Scotch&quot; style de bande à des surfaces pour l&#39;élimination des microorganismes, suivi par l&#39;examen micr...

<table><tbody><tr><td>Ruban d'échantillonnage Fungi-Tape</td><td>Laboratoire de dispositifs scientifiques</td><td>745</td><td>http://www.scientificdevice.com/</td></tr><tr><td>ruban d'échantillonnage Con-Tact-It</td><td>Birko Corporation, Denver, CO</td><td></td><td>http://www.birkocorp.com/</td></tr><tr><td>Ruban adhésif transparent, générique</td><td>Divers</td><td></td><td>Doit être optiquement clair et présenter une faible fluorescence intrinsèque</td></tr><tr><td>Surface des aliments</td><td>Épicerie locale</td><td></td><td>Tomate&amp;#8211;s (tomate rouge&amp;#8211;s sur la tige, non cirés ni huilés) utilisés ici</td></tr><tr><td>Bouillon de soja trypticase</td><td>Difco Laboratories</td><td>211768</td><td>Pour l'enrichissement en microculture liquide non sélectif de surface</td></tr><tr><td>Base d'agar Xylose-lysine-Tergitol 4</td><td>Difco Laboratories</td><td>223420</td><td>Pour &lt;em&gt;Salmonella&lt;/em&gt;agar sélectif (XLT-4)</td></tr><tr><td>Supplément pour milieu gélosé Xylose-lysine-Tergitol 4</td><td>Difco Laboratories</td><td>235310</td><td>Pour&lt;em&gt; Salmonella&lt;/em&gt;agar sélectif (XLT-4)</td></tr><tr><td>Solution de formol </td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT5011</td><td>solution à 10 %, neutre, tamponnée (fixateur cellulaire)</td></tr><tr><td>Éthanol absolu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E7023</td><td>Qualité biologie moléculaire (déshydratation pré-hybridation)</td></tr><tr><td>Tubes microcentrifugeurs de 1,5 ml</td><td>Divers</td><td></td><td>Sans RNase ni DNase</td></tr><tr><td>Lames et lamelles de microscope</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>solution de NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5150</td><td>Solution à 5 M, qualité biologie moléculaire (composant du tampon d'hybridation)</td></tr><tr><td>Solution tampon Tris-EDTA (concentré 100X)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T9285</td><td>1 M Tris [pH 8,0], 0,1 M EDTA (composant du tampon d'hybridation)</td></tr><tr><td>Solution de dodécylsulfate de sodium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L4522</td><td>Solution à 10 % dans de l’eau à 18 mégohms (composant du tampon d’hybridation)</td></tr><tr><td>Sondes oligonucléotidiques Sal3 et Salm-63</td><td>Integrated DNA Technologies</td><td></td><td>5&amp;rsquo;marqués avec la 6-carboxyfluorescéine (FAM) ou Texas Red (pour la microscopie) ou Cy5 (pour la cytométrie), purifiés par HPLC</td></tr><tr><td>Microcentrifugeuse à vitesse variable</td><td>Divers</td><td></td><td>Utiliser le diamètre du rotor pour calculer les tr/min nécessaires aux valeurs de RCF décrites dans le protocole</td></tr><tr><td>Chambre de perfusion CoverWell </td><td>Grace Bio-Lab Inc.</td><td>PC1R-2.0</td><td>Non stérile</td></tr><tr><td>Pointes de pipette pour chargement de gel (FS MultiFlex)</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>05-408-151</td><td>Embouts longs et fins pour un accès facile à de petits orifices d'échantillonnage et une bonne maniabilité dans l'enceinte</td></tr><tr><td>Bloc chauffant en aluminium ou station de chauffage à commande précise</td><td>Divers</td><td></td><td>Agitateur chauffant et refroidissant à bloc sec Eppendorf Thermomixer R utilisé dans cette étude</td></tr><tr><td>Four d'hybridation Bambino mini</td><td>Boekel Scientific</td><td>Modèle 230300</td><td>Les lames sont placées dans des tubes à centrifuger en polypropylène de 50 ml pour l'hybridation, transfert de chaleur indirect</td></tr><tr><td>Hybridiseur de lame Moat</td><td>Boekel Scientific</td><td>Modèle 240000</td><td>Assure une transmission rapide et directe de la chaleur à travers la lame de verre</td></tr><tr><td>Milieu de montage Vectashield H-1200 avec 4&amp;rsquo;,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI)</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1200</td><td>Réduit l'extinction de la fluorescence pendant la microscopie, fournit une contre-coloration par DAPI</td></tr><tr><td>Microscope à fluorescence</td><td>Divers</td><td></td><td>Leitz Laborlux S utilisé ici</td></tr><tr><td>Appareil photo numérique</td><td>Divers</td><td></td><td>Appareil photo Canon PowerShot A640 utilisé ici</td></tr><tr><td>Logiciel d'acquisition d'images</td><td>Divers</td><td></td><td>Logiciel Axiovision v. 4.6 (Carl Zeiss) utilisé</td></tr><tr><td>Adobe Photoshop</td><td>Adobe</td><td></td><td>Pour un traitement minimal des images (superposition d'images prises dans différents canaux)</td></tr><tr><td>Cytomètre en flux</td><td>Divers</td><td></td><td>Cytomètre en flux FACSCanto (BD Biosciences, San Jose, Californie) avec excitation rouge (647 nm) utilisé</td></tr><tr><td>Logiciel d'analyse de cytométrie en flux</td><td>Divers</td><td></td><td>Logiciel FlowJo v. 8.7.1 (Tree Star, Inc.) utilisé</td></tr></tbody></table>

combinaison de adhésif à base de bandes d&#39;échantillonnage et de fluorescence in situ</emhybridation> pour la détection rapide des salmonella sur les produits frais

Combination of Adhesive-tape-based Sampling and Fluorescence in situ Hybridization for Rapid Detection of Salmonella on Fresh Produce

Ce protocole décrit une méthode simple pour les adhésifs à base de bandes d&#39;échantillonnage de tomate et d&#39;autres surfaces de produits frais, suivi par le bande hybridation fluorescente in situ (FISH) pour rapidement indépendante de la culture de détection de Salmonella spp. Cell-bandes chargées peuvent également être placées face cachée sur une gélose sélective pour l&#39;enrichissement en phase solide avant la détection. Alternativement, les enrichissements de liquide de faible volume (miniculture surface du liquide) peut être effectuée sur la surface de la bande dans un bouillon non sélectif, suivis par les poissons et l&#39;analyse par cytométrie en flux. Pour commencer, ruban adhésif stérile est mis en contact avec des produits frais, une légère pression est appliquée, et la cassette est retirée, extraire physiquement les microbes présents sur ces surfaces. Les bandes sont montées collant vers le haut sur des lames de microscope en verre et les cellules prélevées sont fixés avec du formol à 10% (30 min) et déshydratés à l&#39;aide d&#39;une série d&#39;éthanol à (50, 80 et 95%; 3 min de chaque concentration). Ensuite, la cellule chargée des bandes sont repérés avec le tampon contenant un cocktail de Salmonella ciblées sonde ADN et hybrides pour les 15 - 30 min à 55 ° C, suivi par un bref rinçage dans un tampon de lavage pour enlever la sonde non liée. Adhérents, FISH cellules marquées sont ensuite contre-colorées avec de l&#39;ADN de teinture 4 &#39;,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) et les résultats sont considérés en utilisant la microscopie à fluorescence. Pour en phase solide enrichissement, la cellule chargée des bandes sont placées face cachée sur une surface de gélose sélective adaptés et mis en incubation pour permettre la croissance in situ des microcolonies Salmonella, suivis par les poissons et la microscopie comme décrit ci-dessus. Pour miniculture surface du liquide, la cellule chargée des bandes sont placées côté collant et une chambre de perfusion de silicone est appliqué de telle sorte que le ruban et la forme de la lame de microscope fond d&#39;une chambre étanche dans laquelle un petit volume (≤ 500 pi) de trypticase soja Bouillon (BST) est introduit. Les ports d&#39;entrée sont fermées et les chambres sont incubées à 35 - 37 ° C, permettant une croissance basée sur l&#39;amplification de la bande-extrait de microbes. Après incubation, les ports d&#39;entrée sont descellés, les cellules sont détachées et mélangées avec le dos vigoureuse-et-vient de pipetage, récolté par centrifugation et fixés dans 10% du formol tamponné neutre. Enfin, les échantillons sont hybridés et examiné par cytométrie en flux pour révéler la présence de Salmonella spp. Comme il est décrit ici, notre &quot;bande-FISH» approche peut fournir d&#39;échantillonnage simple et rapide et la détection de Salmonella sur des surfaces de tomates. Nous avons également utilisé cette approche pour l&#39;échantillonnage d&#39;autres types de produits frais, y compris les épinards et les piments jalapeño.

Ce protocole décrit un simple adhésif à base de bandes approche pour l&#39;échantillonnage de tomate et d&#39;autres surfaces de produits frais, suivie d&#39;une détection rapide des cellules de l&#39;ensemble du<em&gt; Salmonella</em&gt; En utilisant la fluorescence<em&gt; In situ</emL&#39;hybridation&gt; (FISH).

Combinaison de adhésif à base de bandes d&#39;échantillonnage et de fluorescence In situ</emHybridation> pour la détection rapide des Salmonella Sur les produits frais

Ce protocole décrit une approche simple pour l'échantillonnage à l'aide de ruban adhésif des surfaces de tomates et d'autres produits frais, suivi d'une analyse par fluorescence sur ruban dans...

L'objectif général de cette procédure est d'associer un prélèvement sur produits frais à l'aide de ruban adhésif à une détection moléculaire en cellules entières d'espèces de salmonelles par hybridation rapide par fluorescence en deux composants, également connue sous le nom de fish. Cette approche est réalisée en appliquant d'abord un ruban adhésif sur le matériau souhaité afin d'extraire les cellules liées à la surface. Les rubans contenant les cellules peuvent être analysés directement ou soumis à des enrichissements en phase solide ou liquide.La deuxième étape de la procédure consiste à fixer sur bande, par auto-fixation, et à déshydrater dans une série d'éthanol les cellules mentionnées ou enrichies dans un bouillon. La deuxième étape implique la fixation des cellules en suspension, suivie de la resuspension des cellules dans un tampon de conservation. La troisième étape de la procédure consiste à effectuer une hybridation rapide sur bande à l'aide d'un mélange de sondes oligonucléotidiques spécifiques de Salmonella, puis à éliminer l'excès de sonde par un rinçage avec un tampon de lavage ; pour les échantillons analysés par fax, l'étape FISH est réalisée en suspension, et l'excès de sonde peut être éliminé par une simple dilution avant l'analyse.La dernière étape de la procédure consiste à contre-colorer les cellules fixées sur le ruban hybridé avec du DPI et à les examiner par microscopie en fluorescence. Pour les analyses fondées sur des faits, un contre-colorage n'est pas nécessaire. En fin de compte, cette méthode permet une détection visuelle ou cytométrique d'espèces de salmonelles pouvant être présentes sur les produits frais échantillonnés.J'ai eu pour la première fois l'idée de cette méthode en lisant un article sur un groupe italien qui utilisait une approche similaire pour examiner les communautés bactériennes présentes sur des vestiges romains en pierre aéro. Mais r et moi avons dirigé une discussion sur ce travail dans un cours que j'enseignais sur les méthodes rapides en microbiologie alimentaire. Quelques semaines plus tard, une éclosion de salmonelle liée à des produits frais a commencé, rendant finalement près de 1500 personnes malades dans 43 États différents.Bien que notre approche expérimentale offre une méthode opportune et pratique pour la détection de types bactériens spécifiques sur les produits frais, elle est également suffisamment portable pour permettre des tests sur le terrain ou dans un environnement de production alimentaire. Commencez par sélectionner un ruban adhésif à utiliser pour l'échantillonnage. Certaines options incluent le ruban adhésif pour champignons disponible dans le commerce ou les contacts stériles, qui sont également conditionnés pour faciliter leur utilisation.Avec un marqueur indélébile, dessinez des carrés d'un centimètre de côté sur le côté non collant d'une bande adhésive de 10 centimètres à l'aide d'un gabarit en aluminium stérile. Ceci servira de guide visuel pour indiquer quelle portion de la bande a été utilisée pour prélever un échantillon de la surface alimentaire ou environnementale en formant une boucle en forme de C avec la bande, le côté collant tourné vers la surface à échantillonner. Pour ce faire, tenez les extrémités collantes entre le pouce et le majeur, et placez l'index contre le carré dessiné au dos de la bande.Placez le ruban adhésif sur la surface à échantillonner et appuyez doucement la zone marquée contre la surface sans relâcher les bords du ruban. Utilisez l'index pour vous assurer que la face collante du ruban entre pleinement en contact avec la surface de l'échantillon. Évitez les bulles en effectuant un mouvement uniforme.Tirez lentement le ruban adhésif loin de l'échantillon. L'extraction physique des micro-organismes liés à la surface fixe la charge cellulaire. Placez le ruban, côté collant vers le haut, sur une lame de microscope en verre. En utilisant un ruban adhésif transparent ordinaire, assurez-vous d'appliquer une tension et une extension adéquates du ruban afin de créer une surface plane sans plis.Cela permettra de minimiser les problèmes de déformation ou de recourbement du ruban pendant le chauffage ultérieur. Pendant l'hybridation, placez le ruban face vers le bas sur des plaques XLT4 (xylose slicing tertile four) afin que les cellules prélevées soient en contact direct avec la surface agri, ce qui facilite le retrait du ruban de la surface agri.Après l'enrichissement, la partie du ruban contenant l'échantillon mis en culture est placée à fleur de la surface de l'agar, et une extrémité du ruban est légèrement fixée. Les boîtes de Petri sont retournées pour éviter la condensation et incubées à 35 degrés Celsius. Afin de permettre une croissance suffisante des espèces de salmonelles, la durée d'incubation nécessaire pour enrichir les cellules à un niveau détectable dépendra du niveau initial de contamination par la salmonelle.Après la période d'enrichissement souhaitée, ouvrez la boîte de Pétri ; le ruban conservera son adhérence durant l'incubation. Appuyez délicatement le ruban contre l'agar à l'aide de l'index afin d'assurer une récupération maximale des microcolonies formées à l'interface entre le ruban et l'agar. Saisissez le ruban par le bord fixé à la paroi de la boîte de Pétri et retirez-le d'un mouvement lent et régulier. À l'aide d'un ruban adhésif transparent ordinaire, fixez le ruban portant les cellules, côté collant vers le haut, sur une lame de microscope, de manière à obtenir une surface plane et sans plis.Réaliser une fixation cellulaire sur ruban pendant 30 minutes à 25 degrés Celsius en recouvrant la zone de contact de l'échantillon avec 500 microlitres de formol tamponné neutre à 10 %. Jeter le fixateur dans un récipient hermétique sous une hotte chimique afin de minimiser l'exposition aux vapeurs irritantes ou toxiques, puis rincer le ruban une fois dans du tampon salin phosphate 1 x ou PBS en inondant doucement la surface du ruban avec du PBS pour déshydrater l'échantillon. À l'aide d'une série progressive d'éthanol, préparer les tampons de pré-hybridation, d'hybridation et de lavage à partir de solutions commerciales de qualité biologie moléculaire, filtrer à l’aide d’une seringue de 0,22 micromètre et préchauffer les tampons d'hybridation et de lavage à 55 degrés Celsius.Ajouter des sondes d'oligonucléotides marquées par fluorescence au tampon d'hybridation préchauffé pour obtenir une concentration finale de sonde de cinq nanogrammes par microlitre. Recouvrir la zone de contact de l'échantillon matricé sur le ruban avec 300 microlitres de tampon d'hybridation contenant le mélange de sondes, puis hybridiser les cellules fixées sur le ruban dans une chambre d'incubation humide et hermétique réglée à 55 degrés Celsius ; pour un incubateur à contact direct, tel que l'instrument en mode lame, effectuer l'hybridation pendant 15 minutes. Après l'hybridation, retirer les lames et éliminer la couche de tampon d'hybridation contenant la sonde. Rincer brièvement et délicatement avec le tampon de lavage préchauffé à l'aide d'une pipette.Un petit volume de tampon déposé sur une lame inclinée permet de faire sécher les lames à l'air pour la détection de *Salmonella* spp. par microscopie à fluorescence. Recouvrir la lame d'environ 10 microlitres de Vector Shield H 1200, milieu de montage contenant du DAPI, colorant nucléaire de contre-coloration, puis incuber à l'obscurité pendant 10 minutes. Déposer de l'huile à immersion sur la lamelle et examiner les échantillons à l'aide d'un objectif à immersion à fort grossissement.Le filtre DPI sert à mettre l'échantillon au point. Le microscope est ensuite basculé sur le filtre approprié, et les cellules de salmonelle sont comptées visuellement selon leur fluorescence verte ou rouge, en fonction du colorant utilisé pour marquer les sondes. Pour la détection par cytométrie en flux, transférer les échantillons en suspension dans du PBS vers des tubes de prélèvement ronds de cinq millilitres et examiner à l'aide d'un cytomètre en flux avec une excitation à 647 nanomètres.Analyser les données à l'aide du logiciel FlowJo. L'échantillonnage par ruban adhésif de la sérovar de *Terica*, *Ty Murium*, à partir de la surface d'une tomate artificiellement contaminée permet une analyse directe post-fish par microscopie ou cytométrie en flux de la charge cellulaire. Les rubans ont été traités pour une hybridation rapide en fluorescence in situ en deux couleurs en utilisant une combinaison de sondes d'ADN spécifiques de *Salmonella* marquées au Texas Red, selon la concentration locale initiale de cellules de *Salmonella* sur le ruban.L'enrichissement en phase solide a donné des résultats allant de microcolonies isolées à une croissance confluente. Les cellules prélevées par méthode adhésive peuvent être analysées par cytométrie en flux combinée à la technique FISH, soit immédiatement après le prélèvement, soit après un enrichissement en culture liquide de cinq heures à la surface, à 35 degrés Celsius.Bien que nous ayons décrit l'utilisation de la technique du poisson-adhésif pour la sécurité alimentaire, cette méthode présente également un bon potentiel d'application dans d'autres disciplines, telles que la microbiologie environnementale, la pathologie végétale ou la microbiologie clinique. Parallèlement à cette procédure, des expériences supplémentaires telles que des tests biochimiques ou des analyses par PCR peuvent être réalisées à partir d'enrichissements en phase solide ou liquide provenant d'échantillons extraits par la méthode adhésive. Ces tests permettent de répondre à des questions concernant une éventuelle présence de salmonelle, des questions qui dépassent le cadre de la procédure du poisson-adhésif.

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