Un modèle porcin de l'asphyxie néonatale

Modèles animaux de grande taille ont de bonnes valeurs de translation dans l'examen de la physiologie et de la pharmacologie de l'asphyxie néonatale. Utilisation porcelets nouveau-nés, nous développons un protocole expérimental pour simuler l'asphyxie néonatale, qui a des avantages de l'étude des paramètres hémodynamiques systémiques et régionales, transport de l'oxygène aux voies biochimiques et pathologiques et des corrélations.

L’objectif général de l’expérience suivante est d’examiner les changements hémodynamiques systémiques et régionaux qui se produisent au cours des processus d’asphyxie et de réoxygénation et les effets respectifs des interventions applicables. Ceci est réalisé en préparant d’abord chirurgicalement l’animal avec des cathéters vasculaires, trachéaux, mésentériques carotidiens, rénaux et pulmonaires pour l’induction et la surveillance de l’hypoxie. Ensuite, une hypoxie alvéolaire est induite, ce qui provoque une hypoxémie sévère produisant une asphyxie clinique chez l’animal.

Enfin, le processus hypoxique est brusquement interrompu après deux heures par la réoxygénation de l’animal avec 100 % d’oxygène pendant 30 minutes, puis 21 % d’oxygène pendant 3,5 heures, simulant la réanimation d’un nouveau-né asphyxié. Cette méthode peut être utilisée pour surveiller le développement progressif d’un choc cardiogénique, d’une hypotension et d’une acidose métabolique sévère qui se produisent en réponse à deux heures d’hypoxie sévère. Les implications de cette technique s’étendent au traitement de l’asphyxie néonatale en raison de la façon dont la méthode simule l’asphyxie dans un cadre clinique, donnant une valeur translationnelle significative aux données recueillies.

Donc, généralement, les personnes novices dans cette méthode auront du mal à cause des défis techniques de l’intervention chirurgicale et des connaissances médicales requises pour effectuer les manœuvres de réoxygénation de l’hypoxie. Dans la vidéo, le Dr David Bacon fera une démonstration de la procédure en compagnie du Dr Rich Dip Gill, un étudiant diplômé du Laboratoire des sciences neuronales. Le protocole montré ici est une procédure de non-survie.

Surveiller la saturation en oxygène et les signes vitaux du porcelet nouveau-né anesthésié à l’aide d’un pouls, d’une oxymétrie et d’un moniteur cardiorespiratoire, respectivement. Maintenez la température rectale à 38 à 40 degrés Celsius à l’aide d’une couverture chauffante et d’un réchauffeur radiant. Pour préparer l’animal à la mise en place des cathéters vasculaires, faites une incision de deux à trois centimètres de long.

Dans l’aine droite, disséquez un centimètre de l’artère fémorale droite et un centimètre de la veine fémorale droite. Mettez 2, 3, 0 ficelles autour de chaque vaisseau pour le cathétérisme veineux fémoral droit. Légation de l’extrémité distale de la veine.

Insérez un cathéter à 15 centimètres. Placer le cathéter dans l’oreillette droite. Attachez les deux cordes pour fixer le cathéter pour le cathétérisme artériel fémoral droit.

Lister l’extrémité distale de l’artère. Soulevez le cordon proximal pour arrêter la circulation sanguine. Insérez un cathéter à cinq centimètres en plaçant le cathéter artériel au niveau de l’aorte infrarénale pour une mesure continue de la pression artérielle moyenne et un prélèvement sanguin.

Attachez ensuite les deux cordes pour fixer le cathéter et fermer la peau. Pour préparer l’animal à la ventilation mécanique, faites une longue incision horizontale de deux à trois centimètres dans le cou. Après avoir disséqué et exposé un centimètre de la trachée, mettez 2 1 0 ficelles autour de la trachée.

Ensuite, insérez un tube endotrachéal à trois zéros à un centimètre dans la trachée. Connectez le tube à un ventilateur et commencez la ventilation mécanique. Attachez les cordes un zéro pour fixer le tube endotrachéal.

Après avoir disséqué et exposé l’artère carotide commune, encerclez le vaisseau avec une sonde à ultrasons à temps de transit à deux RB pour mesurer en continu le flux sanguin. Après avoir administré à l’animal une anesthésie supplémentaire, allongez-le dans la bonne position latérale et faites une longue incision sous-costale du flanc et disséquez soigneusement les couches musculaires. Ensuite, exposez l’aorte abdominale, minimisant la manipulation vasculaire et les lésions lymphatiques.

Maintenant, disséquez 0,5 à un centimètre de l’artère mésentérique supérieure et placez une sonde de flux transsonique à trois SB autour d’elle. Ensuite, disséquez 0,5 à un centimètre de l’artère rénale gauche et placez une sonde de flux transsonique à deux SB autour d’elle. Fermez ensuite la peau et fixez la sonde d’écoulement à l’aide de ruban adhésif si nécessaire.

Après avoir administré au porcelet une anesthésie supplémentaire et effectué une thoracotomie au quatrième espace intercostal gauche, utilisez un écouvillon dentaire pour appuyer sur le poumon gauche et augmenter l’oxygène si nécessaire. Bien que la mise en place du cathéter artériel pulmonaire et de la sonde de débit soient les parties les plus difficiles de la procédure expérimentale, la libération des artères du canal perméable est importante pour l’utilisation du flux artériel pulmonaire comme substitut du débit cardiaque. Ainsi, une attention particulière avec les étapes suivantes permettra d’obtenir une simulation plus précise de l’hypoxie clinique.

Ouvrez ensuite le péricarde. Identifiez l’artériose du canal canalaire, qui va de l’aorte à l’artère pulmonaire. Le canal artériel peut être ligaturé en plaçant un épais lien de soie trois zéros à son origine.

Ensuite, libérez l’artère polaire principale, puis passez une écharpe vasculaire sous l’artère à l’aide d’une épaisse attache zéro. Ensuite, utilisez une suture à cinq zéros proline à la base de l’artère pour créer une corde pour le placement du cathéter de l’artère pulmonaire. Prenez maintenant un angio de calibre 20 avec trois trous latéraux à moins d’un centimètre de l’extrémité du cathéter et insérez-le à travers la corde jusqu’à un maximum d’un centimètre.

Vérifiez ensuite que le cathéter ne s’écoule pas librement du sang veineux. Connectez le cathéter au transducteur de pression et vérifiez la pression de l’artère pulmonaire et la forme d’onde. Ensuite, serrez le cordon de la bourse pour fixer le cathéter pulmonaire.

Placez ensuite une sonde de flux transsonique six SB autour de l’artère pulmonaire principale. Enfin, placez du gel à ultrasons entre la sonde d’écoulement et l’artère pour permettre une transduction optimale du signal et couvrez la plaie avec de la gaze saline humide pour induire l’hypoxie. Réduire la concentration d’oxygène inspiré à 12 % en augmentant la concentration d’azote gazeux inhalé.

Ajustez ensuite la concentration en oxygène inspirée entre 10 et 15 % pour obtenir une pression partielle artérielle d’oxygène de 20 à 40 millimètres de mercure et une saturation artérielle en oxygène de 30 à 40 % pendant deux heures. Ensuite, effectuez une analyse de sang artériel pour évaluer la pression partielle artérielle de dioxyde de carbone et ajustez le débit du ventilateur en conséquence. Continuez à surveiller les changements dans le flux sanguin au niveau de la carotide commune, du mésentérique supérieur et des artères rénales gauches.

Au cours de la deuxième heure d’hypoxie, le stress hypoxique est augmenté pour abaisser progressivement le débit cardiaque à 30 à 40 % de la pression artérielle moyenne de base à 30 à 35 millimètres de mercure et le pH artériel à 6,95 à 7,05. Augmentez brusquement la concentration d’oxygène inspirée à 100 % en arrêtant l’azote gazeux tout en continuant l’oxygène pur. Notez la récupération spectaculaire du débit cardiaque, de la pression artérielle moyenne et d’autres paramètres hémodynamiques.

Continuez la réanimation avec de l’oxygène à 100 % pendant une demi-heure après cette période. Réduire rapidement la concentration d’oxygène inspirée à 21 %L’induction de l’hypoxémie chez le porcelet nouveau-né au cours de la première heure d’hypoxie entraîne une augmentation du débit cardiaque ou du débit artériel pulmonaire à 130 % à 140 % de la ligne de base. En règle générale, le débit cardiaque atteint son maximum de compensation entre les 30 et 60 premières minutes d’hypoxie.

Une augmentation de la fréquence cardiaque pendant l’hypoxie est également observée. Le flux sanguin devient centralisé, ce qui entraîne une diminution de la perfusion mésentérique et rénale. Dans le même temps, un flux artériel carotidien commun préservé ou accru est observé au cours de la deuxième heure d’hypoxie.

Il y a une diminution constante du débit cardiaque, un développement de l’hypotension et un ralentissement du rythme cardiaque avec ou sans arythmie. L’hypoxie induit également une hypotension pulmonaire avec une augmentation de la pression artérielle pulmonaire, comme le montre cette figure finale. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de surveiller et de mesurer en permanence l’état hémodynamique systémique et régional chez un porcelet nouveau-né.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 75 minutes si elle est exécutée correctement en suivant la procédure. D’autres méthodes, comme le placement de capteurs de radicaux libres au niveau du cortex cérébral, peuvent être effectuées pour répondre à des questions supplémentaires telles que : quel est le rôle de la génération de radicaux libres dans l’encéphalopathie hypoxique ischémique ?