Name: Visualisation Fréquence Stromule avec Fluorescence Microscopy (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Apprenez à visualiser la fréquence des stromules chloroplastiques par microscopie confocale à fluorescence sur cellules vivantes de Nicotiana benthamiana. Ces méthodes fiables permettent d'étudier la dynamique des chloroplastes et la biologie cellulaire végétale.

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J.O.B. et A.M.R. ont été soutenus par des bourses prédoctorales de la National Science Foundation.

NOTE: Pour ce protocole, nous avons mis l&#39; accent sur le dosage de la fréquence stromule dans l&#39;épiderme de N. benthamiana laisse. Plusieurs lignées transgéniques stables ont été générés qui peuvent être utilisés à cette fin, y compris 35S PRO: FNRtp: EGFP 13 et NRIP1: Cerulean 6. Ces deux lignées montrent une expression robuste de fluorophores dans le stroma des chloroplastes des feuilles cultivées dans un large éventail de conditions. Alternativement, fluorophores chloroplastiques ciblées peuvent être transitoirement exprimés en N. benthamiana en utilisant Agrobacterium transformations 13. Ceci est moins idéal que les lignées transgéniques, car les infiltrations d&#39;Agrobacterium induisent des réponses de défense de base dans N. benthamiana et les interactions avec Agrobacterium peuvent modifier la fréquence stromule dans la feuille 14, ce qui pourrait compliquer l&#39; interprétation des résultats. Enfin, pour visualiser la formation stromule in vitro,chloroplastes peuvent être extraits de toutes les espèces de plantes, en utilisant soit des fluorophores codés génétiquement ou un colorant fluorescent, tel que décrit dans la section 5 ci - dessous. 9,15 NOTE:. Méthodes détaillées pour la culture des plantes ont été décrites précédemment 16 Brièvement, grandir N. plantes benthamiana en 4 pots &quot;remplis de tout mélange de sol professionnel qui fournit un bon drainage. Couvrir les semis avec un dôme en plastique transparent pour les 10-14 premiers jours pour fournir un environnement humide pour la germination. Ajouter un mix d&#39;engrais standard suivant les instructions du fabricant à 14- day-old plantes. Cultiver les plantes sous une lumière blanche, en utilisant ~ 100 pmol photons m -2 s -1 intensité de la lumière. les plantes aquatiques régulièrement. 1. Préparation des échantillons de feuilles pour la visualisation NOTE: la dynamique de Stromule sont affectés par blessant 8, de sorte que la préparation des tissus doit être effectuée immédiatement avant la visualisation stromules par microscopie à fluorescence confocale. Idéalement, un échantillon doit être visualisé avec 15 min après le retrait de la plante. <ol><li> Couper une petite section de la feuille en utilisant une lame de rasoir très forte. Toujours utiliser la même région de la feuille pour la cohérence, et être certain de visualiser la même surface (adaxial ou abaxial) dans toutes les expériences. </li><li> Immédiatement après la découpe de la section de la feuille, immerger le tronçon de feuille dans une seringue sans aiguille 5 ml remplie d&#39;eau, retirer l&#39;air de la seringue, et d&#39;appliquer un vide, en recouvrant l&#39;orifice de la seringue avec un doigt et en tirant le piston. <ol><li> Relâchez le piston doucement pour éviter d&#39;endommager la section de la feuille. Répétez cette opération deux ou trois fois, ou jusqu&#39;à ce que la majeure partie de l&#39;air a été retiré et la feuille semble être vert foncé. REMARQUE: Cette étape enlève l&#39;air dans la feuille qui peut interférer avec la visualisation précise de stromules. </li></ol></li><li> Ajouter une goutte d&#39;eau sur une lame et placez la section de feuille sur cette baisse. Ensuite, ajoutez une autre drop de l&#39;eau vers le haut de la feuille, et placer une lamelle sur la feuille. S&#39;il y a des bulles d&#39;air, tapotez doucement la lamelle jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient retirés. La diapositive est maintenant prêt pour la microscopie, et doit être visualisé immédiatement. </li></ol> 2. Visualizing Stromules avec confocale Microscopie Fluorescence <ol><li> Avec la lumière transmise, se concentrer sur un champ de vision à proximité du centre de la section de feuille (loin des cellules endommagées par la lame de rasoir). Utilisez un objectif 20X de sorte que de nombreux chloroplastes peuvent être visualisées simultanément. Enregistrer une image avec la lumière transmise de telle sorte que les types de cellules peuvent être distingués plus tard, si nécessaire. </li><li> Commuter la source d&#39;éclairage à un laser avec des filtres d&#39;excitation et d&#39;émission appropriés pour le fluorophore utilisé. Par exemple, exciter la GFP avec un laser 488 nm, et de recueillir des émissions entre 500 nm et 525 nm. <ol><li> En utilisant le logiciel du microscope, sélectionner le canal de la GFP et cliquez pour régler l&#39;ouverture sténopé à 1 Aiunité de ry. Sélectionnez balayage laser, pour commencer à visualiser l&#39;échantillon, puis cliquez sur le canal de GFP pour ajuster l&#39;intensité du laser et le gain du détecteur afin de minimiser la puissance du laser tout en visualisant clairement stromules. Une fois que ces paramètres ont été déterminés, les garder aussi cohérente que possible dans toutes les expériences. </li></ol></li><li> Préparer une expérience -stack z qui permettra de recueillir une série d&#39;images à travers l&#39;épiderme des feuilles dans le champ de vision. <ol><li> Pour le -stack z, y compris tous les chloroplastes épidermiques dans le champ de vision pour éviter les biais (par exemple, si les chloroplastes près de la surface des feuilles ont plus stromules dans des conditions testées). </li><li> Prenez des photos à l&#39;intervalle maximum qui comprendra tous les stromules mais réduire au minimum le temps nécessaire pour un z -stack. Par exemple, si 1 unité Airy est équivalente à une section de mise au point confocal qui est de 2 um de profondeur, en prenant une image toutes les 2 um est idéal probable. NOTE: Le epidermi feuilles est une surface inégale, de sorte que la profondeur totale de la -stack z varie en fonction de l&#39;échantillon; la plupart z -stacks exigeront 10-20 images, mais peuvent inclure plus. </li><li> Ajustez la vitesse de balayage et la résolution nécessaire de l&#39; image pour vous assurer que le z -stack est collecté rapidement (généralement dans les 5-10 minutes, si possible). Save the z -stack pour une analyse ultérieure. </li></ol></li></ol> Traitement 3. Image <ol><li> Déterminer la fréquence stromule en utilisant un logiciel d&#39;analyse d&#39;image. Pour ce protocole, nous vous recommandons d&#39;utiliser ImageJ, qui est accessible au public du National Institutes of Health (http://imagej.nih.gov/ij/), ou la mise à niveau populaire ImageJ, Fidji (http://fiji.sc / Fidji). </li><li> Fusionner le z -stack en une seule image en utilisant la projection d&#39;intensité maximale dans le logiciel. </li><li> Identifier et compter manuellement tous les chloroplastes dans l&#39;image. </li><li> Pour chaque chloroplaste, de déterminer visuellement si un ou plusieurs stromuleson voit l&#39; extension du chloroplaste à l&#39;image de l&#39;axe z fusionnée. Pour des exemples, voir la figure 1. REMARQUE: Étant donné que les fonctions biologiques de stromules ne sont pas connus, tout mince, stroma-rempli, prolongement tubulaire du chloroplaste peut être considéré comme un &quot;stromule&quot;, indépendamment de la longueur. En règle générale, une extension de stroma remplie à partir du chloroplaste est un stromule si elle est inférieure à environ 1 um de diamètre le long de la majeure partie de sa longueur 7. Assurez-vous que une personne analyse toutes les images pour contrôler les différences subjectives pour déterminer si oui ou non un chloroplaste a un stromule. Un second chercheur doit vérifier indépendamment les fréquences de stromule afin de réduire davantage les biais subjectifs. </li></ol> 4. Conception expérimentale et d&#39;échantillonnage NOTE: Stromule fréquence est très variable entre les feuilles, mais plusieurs rapports suggèrent qu&#39;il ya peu de variation de la fréquence stromule dans un individouble 9,17 feuille. <ol><li> Calculer la fréquence feuille stromule d&#39;un seul champ de vision d&#39;une feuille. Jeter la feuille, et considérer cela comme un échantillon indépendant. Ne considérez pas des champs séparés de vue d&#39;une feuille sous forme d&#39;échantillons indépendants. NOTE: Il n&#39;y a pas un fort consensus sur la façon de meilleurs changements de mesure de l&#39;activité stromule, et jusqu&#39;à ce que la fonction de stromules est plus clairement définie, les chercheurs doivent continuer à faire preuve de créativité dans la quantification de la dynamique de stromule. A titre de comparaison dans la littérature, cependant, des normes communes de reporting devraient être utilisées en plus des approches plus créatives. Au minimum, toujours signaler la fréquence des chloroplastes qui ont un ou plusieurs stromules. </li><li> Déterminer la fréquence des chloroplastes ayant stromules dans un champ de vision. ImageJ utiliser pour identifier tous les chloroplastes dans un champ de vision. Ensuite, pour chaque chloroplaste, déterminer si le chloroplaste a formé au moins un stromule. Rapport fréquence stromule comme pourcentage des chloroplastes avec stromule. REMARQUE: Certains chercheurs transforment le pourcentage, par exemple à la transformation arcsinus, avant de rapporter les fréquences stromule; tout cela est une option pour l&#39;analyse statistique, l&#39;arcsinus de la fréquence stromule est pas une valeur intuitive, et n&#39;a pas besoin d&#39;être signalés dans le texte principal ou les chiffres d&#39;une étude. <ol><li> Comme une approche alternative, compter le nombre total de stromules, et le diviser par le nombre total de chloroplastes. REMARQUE: Dans la plupart des cas, cela donnera des résultats similaires à aborder 4.2; il peut surestimer la fréquence de stromule, cependant, si un seul chloroplaste a formé de nombreux stromules. Dans l&#39;exemple illustré dans des résultats représentatifs, par exemple, plusieurs chloroplastes ont deux ou plusieurs stromules, portant le nombre de stromules par chloroplaste à 40/87 (par rapport à une fréquence de stromule du 33/87). </li><li> Vous pouvez également déterminer la longueur de stromule au lieu de la fréquence stromule. La longueur peut être mesuréedans ImageJ en traçant le stromule avec l&#39;outil de ligne à main levée. NOTE: Étant donné que le rôle biologique de stromules reste inconnue, on ne sait pas que la longueur stromule affecte leur fonction. Rapporter des différences significatives dans la longueur stromule si elles sont observées, mais aussi un rapport des fréquences de stromule (comme décrit en 4.2). REMARQUE: la fréquence Stromule peut être très variable entre les différentes feuilles dans les mêmes conditions de croissance. Par conséquent, bien que la détermination de la fréquence de stromule peut prendre du temps, les expériences doivent être conçues avec soin pour inclure de grandes tailles d&#39;échantillon. Utilisation des ensembles de données de notre laboratoire, nous avons déterminé que la taille de l&#39;échantillon d&#39;au moins 16 plantes pour chaque traitement est habituellement suffisamment puissant pour déterminer s&#39;il y a une différence statistiquement significative d&#39;au moins un changement de 1,5 fois la fréquence stromule entre deux conditions (à la norme α = β = 0,05 et 0,80). </li></ol></li><li> L&#39;analyse statistique des résultats. <ol><li> Pour comparer le moiune fréquence de stromule de deux traitements, utiliser le test t de Welch (également connu comme le test hétéroscédastiques test t ou t en supposant une variance inégale). NOTE: Ce test est pas aussi puissant que le test t de Student classique, mais le test t de Welch est avantageuse car elle ne suppose pas que la variance de la distribution de fréquence stromule est similaire entre les traitements. NOTE: Comme la fréquence stromule est une «proportion», sa distribution d&#39;échantillonnage est prévu pour être binomiale plutôt que la normale, ce qui pourrait l&#39;analyse statistique théoriquement skew si la taille des échantillons est très faible ou si la fréquence stromule est très faible (proche de 0%) ou très élevé (près de 100%). Certains rapports ont utilisé des transformations arcsinus avant l&#39; analyse statistique, qui est destiné à transformer une distribution binomiale à une distribution normale, et ainsi satisfaire aux exigences de la norme de test t ou ANOVA Student. Dans la pratique, toutefois,transformations rcsine ont peu ou pas d&#39;effet sur l&#39;analyse statistique, et ne sont donc pas recommandées. Au lieu de cela, répéter des expériences pour augmenter la taille de l&#39;échantillon, ce qui augmentera la puissance statistique et de réduire les erreurs dans l&#39;interprétation des données. </li><li> Quelle que soit l&#39; approche statistique est utilisée, assurez - vous de signaler attentivement la stratégie d&#39;échantillonnage, taille de l&#39; échantillon, test statistique, et la valeur de p pour chaque expérience. NOTE: Comme avec d&#39; autres domaines de la biologie, une valeur de p inférieure à 0,05 peut être considéré comme «statistiquement significatif», bien que les chercheurs devraient certainement déclarer la valeur de p précise obtenue. Si p est légèrement supérieur à 0,05, ce qui augmente la taille de l&#39; échantillon avec deux ou trois expériences peuvent contribuer à déterminer si oui ou non la différence observée est reproductible et statistiquement significative. </li></ol></li></ol> 5. Extraire chloroplastes intacts pour visualiser les Stromule Dynamics NOTE: Plusieurs méthodesont été utilisées pour isoler les chloroplastes de feuilles, y compris un protocole légèrement différent dans une étude récente sur la formation stromule in vitro 15. Le protocole décrit ci - dessous utilise une méthode relativement simple qui ne donne pas d&#39; échantillons de chloroplastes biochimiquement pur, mais n&#39;isole la place d&#39; une grande quantité de chloroplastes intacts, sains 9,18. <ol><li> Préparer un tampon d&#39;extraction à froid: NaOH 50 mM Hepes, 330 mM de sorbitol, 2 mM d&#39; EDTA, 1,0 mM de MgCl2 et 1,0 mM MnCl 2. Ajuster le pH à 6,9 avec du NaOH et de HCl et mettre au réfrigérateur avant utilisation. NOTE: Bien que pas nécessaire, en utilisant des tampons froids et de garder des échantillons sur la glace si possible donnera une plus grande proportion de chloroplastes intacts. </li><li> Préparer un tampon d&#39;isolement: NaOH 50 mM Hepes, 330 mM de sorbitol, 2 mM d&#39; EDTA, 1,0 mM de MnCl2, 1,0 mM de MgCl2, 10 mM de KCl et 1,0 mM de NaCl. Ajuster le pH à 7,6 avec du NaOH et de HCl et mettre au réfrigérateur avant utilisation. </li><li> Si les feuilles ne sont pasexprimant un fluorophore stromale codé génétiquement, préparer le diacétate de carboxyfluorescéine (CFDA) solution: solution mère mM CFDA 50 dans le diméthylsulfoxyde (DMSO) (2,3 mg de CFDA par 1,0 ml de DMSO). REMARQUE: La concentration exacte ne soit pas critique. Gardez CFDA stocks dans l&#39;obscurité à tout moment. Stocker petites portions de mM CFDA 50 à -20 ° C. </li><li> Pour isoler les chloroplastes, retirez ~ 5-10 g de feuilles de plusieurs plantes et rincer brièvement à l&#39;eau froide. transférer immédiatement à 50 ml de tampon d&#39;extraction à froid. feuilles Grind en utilisant un mélangeur avec plusieurs impulsions courtes. Filtrer à travers deux ou trois couches de gaze pour éliminer les débris de feuilles, il faut diviser les chloroplastes extraites dans deux tubes de 50 ml de centrifugation et centrifuger pendant 1 min à 750 x g. </li><li> Jeter le surnageant et remettre en suspension les chloroplastes verts dans un tampon d&#39;isolement de 10 ml. Centrifuger pendant 1 min à 750 x g, éliminer le surnageant et les chloroplastes de remettre en suspension dans un tampon d&#39;isolement pour amener le volume final à 5 ​​ml. </li><li> Transfert 201; l des chloroplastes à une lame, couvrir avec une lamelle, et commencer la microscopie. NOTE: Les chloroplastes de plantes transgéniques exprimant des protéines fluorescentes plaste sont maintenant prêts pour la visualisation par microscopie à fluorescence confocale. </li><li> Colorer chloroplastes de plantes qui ne sont pas l&#39;expression de protéines fluorescentes plaste pour visualiser stromules. <ol><li> Ajouter 5 ul de 50 mM CFDA actions pour les 5 ml chloroplastes-suspension dans un tampon d&#39;isolement. Amener la concentration finale de 50 uM. </li><li> Autoriser les chloroplastes à incuber pendant 5 min, puis transférer une petite aliquote (~ 50 pi) à une diapositive, couvrir avec une lamelle, et commencent la microscopie. </li><li> Utilisez un jeu de filtres FITC ou GFP. Utilisez un objectif 20X de visualiser de nombreux chloroplastes simultanément, ou un objectif plus élevé pour visualiser un seul chloroplaste isolé. REMARQUE: CFDA va émettre une fluorescence à l&#39;intérieur du stroma des chloroplastes intacts. </li><li> S&#39;il y a une forte fluorescence de fond, laver le chloroplasts à nouveau dans 10 ml de tampon d&#39;isolement après 5 minutes d&#39;incubation avec le CFDA, centrifuger pendant 1 min à 750 x g, Rejeter le surnageant et remettre en suspension dans 5 ml d&#39;un tampon d&#39;isolement. </li></ol></li></ol>

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Lors de l&#39;instruction stromules, trois facteurs importants doivent être pris en considération tout au long de: (i) la manipulation du tissu végétal doit être maintenu à un minimum absolu, (ii) le système expérimental doit être maintenue constante, et (iii) les stratégies d&#39;échantillonnage doit être soigneusement planifiée pour assurer robuste, des données reproductibles sont analysées. Stromules sont remarquablement dynamiques: ils peuvent prolonger et se rétracter rapidement devant ...

Les chloroplastes sont des organites dynamiques dans les cellules végétales responsables de la photosynthèse et d’une foule d’autres processus métaboliques. Les voies de signalisation du chloroplaste exercent également une influence significative sur la physiologie et le développement des plantes, en coordonnant les réponses des plantes au stress environnemental, aux agents pathogènes et même àla forme des feuilles de 1 à 6. Récemment, les biologistes se sont intéressés à un aspect mal compris de la structure du chloroplaste : les stromules, des tubules très minces remplis de stroma qui s’étendent à partir de la surface du chloroplaste7.
Les fonctions biologiques des stromules restent inconnues, bien que l’on sache que la fréquence des stromules varie en réponse aux stimuli environnementaux7-9, et que les stromules puissent être capables de transmettre des molécules de signalisation entre les organites6. Tous les types de plastes (non seulement les chloroplastes verts et photosynthétiques, mais aussi les leucoplastes clairs, les amyloplastes remplis d’amidon et les chromoplastes pigmentés, pour ne nommer que quelques types de plastes) font des stromules, et les stromules se trouvent dans toutes les espèces de plantes terrestres qui ont été examinées à ce jour. Les stromules peuvent s’étendre et se rétracter de manière dynamique, apparaissant ou disparaissant en quelques secondes, ou ils peuvent rester relativement stationnaires pendant de longues périodes. L’un des principaux obstacles auxquels sont confrontés les biologistes des stromules est que les stromules sont souvent étudiés à l’aide de méthodes, de tissus et d’espèces radicalement différents, ce qui rend difficiles les comparaisons dans la littérature sur la biologie des stromules. À l’avenir, des pratiques standard et des descriptions approfondies des systèmes expérimentaux utilisés pour étudier les stromules seront essentielles pour découvrir la fonction de ces caractéristiques omniprésentes de la morphologie des chloroplastes.
Nous décrivons ici des méthodes pour visualiser la formation de stromules dans les chloroplastes épidermiques des feuilles de Nicotiana benthamiana. Dans le mésophylle, les chloroplastes sont densément regroupés dans de grandes cellules tridimensionnelles, ce qui rend difficile la visualisation précise et rapide des stromules par microscopie confocale. En revanche, les cellules épidermiques sont relativement plates, contiennent moins de chloroplastes et se trouvent à la surface de la feuille, ce qui permet une visualisation facile et rapide des stromules. N. benthamiana est un système modèle idéal pour ces expériences car, contrairement à de nombreuses espèces végétales, toutes les cellules de l’épiderme de N. benthamiana fabriquent des chloroplastes10. Dans l’épiderme de la plupart des plantes, y compris Arabidopsis thaliana, seules les cellules de garde stomatiques ont des chloroplastes, tandis que d’autres cellules épidermiques ont des « leucoplastes », des plastes clairs, relativement amorphes et non photosynthétiques9,11,12. Ainsi, alors qu’un seul champ de vision d’un épiderme d’A. thaliana pourrait ne montrer qu’une poignée de chloroplastes dans une paire de cellules de garde, un champ de vision d’un épiderme de N. benthamiana comprendra des dizaines, voire des centaines de chloroplastes. Cependant, toutes les méthodes décrites ici peuvent être modifiées pour étudier d’autres questions en biologie des stromules ; par exemple, nous avons utilisé la même approche pour étudier les stromules leucoplastes d’A. thaliana9.

<table><tbody><tr><td>Hepes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Fischer-Scientific</td><td>S320-1</td><td></td></tr><tr><td>Sorbitol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S1876</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Fischer-Biotech</td><td>BP121</td><td></td></tr><tr><td>MnCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>221279</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M0250</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Microscope confocal à balayage laser&nbsp ;</td><td>Carl Zeiss Inc</td><td>Modèle : LSM710</td><td></td></tr><tr><td>Diacétate de carboxyfluorescéine (CFDA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>21879&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Diméthylsulfoxyde (DMSO)</td><td>EMD</td><td>MX1458-6</td><td></td></tr><tr><td>Mélangeur Waring</td><td>Waring&nbsp ;</td><td>Modèle : 31BL92</td><td></td></tr><tr><td>Fiji</td><td>fiji.sc</td><td></td><td>Logiciel open-source pour l’analyse d’images biologiques</td></tr></tbody></table>

visualisation fréquence stromule avec fluorescence microscopy

Visualizing Stromule Frequency with Fluorescence Microscopy

Les stromules, ou « tubules remplis de stroma », sont des extensions tubulaires étroites de la surface du chloroplaste qui sont universellement observées dans les cellules végétales mais dont les fonctions restent mystérieuses. Parallèlement à l’attention croissante portée au rôle des chloroplastes dans la coordination des réponses des plantes au stress, l’intérêt pour les stromules et leur relation avec la dynamique de signalisation des chloroplastes a augmenté ces dernières années, aidé par les progrès de la microscopie à fluorescence et des fluorophores protéiques qui permettent une visualisation rapide et précise de la dynamique des stromules. Ici, nous fournissons des protocoles détaillés pour tester la fréquence des stromules dans les chloroplastes épidermiques de Nicotiana benthamiana, un excellent système modèle pour étudier la biologie des stromules des chloroplastes. Nous fournissons également des méthodes pour visualiser les stromules des chloroplastes in vitro en extrayant les chloroplastes des feuilles. Enfin, nous décrivons des stratégies d’échantillonnage et des approches statistiques pour analyser les différences de fréquences des stromules en réponse à des stimuli, tels que le stress environnemental, les traitements chimiques ou le silençage génique. Les chercheurs peuvent utiliser ces protocoles comme point de départ pour développer de nouvelles méthodes d’expériences innovantes afin d’explorer comment et pourquoi les chloroplastes fabriquent des stromules.

Ce protocole a été utilisé pour visualiser la fréquence stromule à jour et la nuit dans les cotylédons de jeune N. plantules benthamiana. Les tranches d&#39;une pile z- ont été fusionnées en une seule image (figure 1A). Pour les besoins visuels, cette image était alors désaturée et inversée de telle sorte que stroma apparaît en noir (figure 1B). Les chloroplastes ont été marquées soit comme ayant aucun stromules (astérisque ver...

Des protocoles pour étudier la dynamique des stromules des chloroplastes, les tubules remplis de stroma qui s’étendent à partir de la surface des chloroplastes, sont décrits.

Visualisation Fréquence Stromule avec Fluorescence Microscopy

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but ...

L'objectif général de cette procédure est de visualiser et de déterminer la fréquence des stromules à l'aide de la microscopie à fluorescence confocale sur cellules vivantes dans les feuilles, ainsi que de visualiser les stromules in vitro à l'aide de chloroplastes extraits de feuilles. Ces méthodes expérimentales peuvent aider à répondre à des questions clés en biologie cellulaire végétale et en recherche sur les chloroplastes en permettant de découvrir le fonctionnement des stromules. Le principal avantage de ces techniques réside dans leur capacité à produire des données reproductibles et robustes, même pour ces structures chloroplastiques hautement dynamiques.L'idée de l'étude sur l'isolement des chloroplastes est née du fait que certaines recherches suggéraient que la formation des stromules nécessitait des structures cytosoliques, telles que le cytosquelette, pour se produire. Nous avons donc décidé de broyer la cellule et d'observer si les stromules pouvaient encore se former. Pour préparer les échantillons de feuille, commencez par utiliser une lame de rasoir très aiguisée pour couper une petite section d'une feuille de Nicotiana benthamiana.Immédiatement après avoir découpé la section de feuille, plongez-la dans une seringue de cinq millilitres remplie d'eau. Ensuite, retirez l'air de la seringue et appliquez un vide en bouchant l'orifice de la seringue avec un doigt, puis en tirant sur le piston. Relâchez doucement le piston afin d'éviter d'endommager la section de feuille.Ensuite, répétez l'élimination de l'air deux ou trois fois, ou jusqu'à ce que tout l'air soit éliminé et que la feuille apparaisse d'un vert foncé. Ajoutez une goutte d'eau sur une lame, puis placez le fragment de feuille sur la goutte. Ajoutez ensuite une autre goutte d'eau sur le dessus du fragment de feuille, puis posez une lamelle.S'il y a des bulles d'air, tapez doucement sur la lamelle jusqu'à ce qu'elles soient éliminées. En utilisant une lumière transmise et un objectif 20x, focalisez-vous sur un champ proche du centre de la section foliaire, en visualisant simultanément plusieurs chloroplastes. Enregistrez une image en lumière transmise afin de pouvoir distinguer les types cellulaires ultérieurement si nécessaire.Ensuite, passez à l'illumination laser avec les filtres d'excitation et d'émission appropriés pour le fluorophore utilisé, puis enregistrez une autre image. À l'aide du logiciel du microscope, sélectionnez le canal GFP et cliquez pour régler l'ouverture du diaphragme à une unité airy. Sélectionnez le balayage laser pour commencer à visualiser l'échantillon, puis cliquez sur le canal GFP et le gain du détecteur afin de minimiser la puissance laser tout en visualisant clairement les stromules.Ensuite, préparez une expérience en coupe Z qui permettra d'acquérir une série d'images à travers l'épiderme foliaire dans le champ de vision. Ajustez la vitesse de balayage et la résolution d'image selon les besoins afin de garantir un enregistrement rapide de la coupe Z. Ensuite, enregistrez la coupe Z pour une analyse ultérieure.À l'aide d'ImageJ, fusionnez la pile Z en une seule image en utilisant l'intensité maximale dans le logiciel. Identifiez ensuite tous les chloroplastes présents sur l'image et comptez-les manuellement. Pour chaque chloroplaste, déterminez visuellement si un ou plusieurs stromules s'étendent à partir du chloroplaste sur l'image fusionnée de la pile Z.Pour extraire des chloroplastes intacts, préparez un tampon d'extraction froid en utilisant les réactifs suivants. Ensuite, à l'aide de NaOH et de HCl, ajustez le pH à 6,9, puis réfrigérez avant utilisation. Préparez le tampon d'isolement et ajustez le pH à 7,6.Si les feuilles n'expriment pas un stromofluorophore codé génétiquement, préparez une solution de diacétate de carboxyfluorescéine, ou CFDA. Pour isoler les chloroplastes, retirez environ 5 à 10 grammes de feuilles provenant de plusieurs plantes et rincez-les brièvement à l'eau froide. Transférez ensuite immédiatement les feuilles dans 50 millilitres de tampon d'extraction froid.À l’aide d’un mélangeur, broyer les feuilles en plusieurs impulsions courtes, puis filtrer le mélange à travers deux à trois couches de gaze pour éliminer les débris foliaires. Répartir les chloroplastes extraits dans deux tubes à centrifuger de 50 millilitres et centrifuger pendant une minute à 750 x g. Jeter le surnageant et utiliser 10 millilitres de tampon d’isolement pour resuspendre les chloroplastes verts.Ensuite, centrifuger à nouveau pendant une minute à 750 x g, éliminer le surnageant et utiliser le tampon d'isolement pour resuspendre les chloroplastes jusqu'à un volume final de cinq millilitres. Si les chloroplastes proviennent de plantes transgéniques exprimant des protéines fluorescentes ciblant les plastes, transférer 20 microlitres des chloroplastes sur une lame et ajouter une lamelle. Puis réaliser la microscopie.Pour colorer les chloroplastes de plantes qui n'expriment pas de protéines fluorescentes ciblant les plastes, ajoutez cinq microlitres de la solution mère de CFDA à 50 millimolaire aux cinq millilitres de chloroplastes dans le tampon d'isolement. Après avoir laissé les chloroplastes s'incuber pendant cinq minutes, transférez un petit aliquot sur une lame, ajoutez une lamelle et réalisez la microscopie. Enfin, utilisez un jeu de filtres FITC ou GFP et un objectif 20x pour visualiser simultanément plusieurs chloroplastes.Ou un objectif de plus grande puissance pour visualiser un chloroplaste unique isolé. Une pile fusionnée montrant la fréquence des stomules GFP dans la codoledence de jeunes semis de N. benthamiana est présentée ici. Dans ce panneau, l'image a été désaturée et inversée afin que le stroma apparaisse en noir.Les chloroplastes ont été classés soit comme n'ayant pas de stromules, soit comme possédant au moins un stromule. Sur les 87 chloroplastes épidermiques visualisés, 33 présentent des stromules, soit une fréquence de 37,9 pour cent dans cette feuille. Ce graphique représente l'analyse de plus de 23 000 chloroplastes et de plusieurs centaines de cellules provenant d'une seule feuille de 21 plantes différentes.La fréquence moyenne des stromules pendant la journée était de 20,8 ± 1,8 %, et la fréquence moyenne nocturne des stromules était de 12,8 ± 0,9 %, indiquant une fréquence diurne significativement plus élevée, comme déterminé par le test T de Welch. Sur cette figure, les stromules des chloroplastes ont été observés in vitro après isolement à partir de N.benthamiana exprimant une GFP ciblée vers les plastes, ou après utilisation de CFDA pour colorer les chloroplastes provenant de N.benthamiana, ou de Spinachia oleracea. Lors de l'acquisition d'images en temps réel des stromules, il est important de travailler rapidement et de manipuler le tissu végétal le moins possible.Après avoir suivi cette procédure, d'autres méthodes telles que l'inactivation génique ou les traitements chimiques peuvent être utilisées pour découvrir d'autres acteurs moléculaires ou voies impliqués dans la formation et la fonction des stromules. Cette technique a été utilisée par des chercheurs en biologie cellulaire végétale et en immunité des plantes pour étudier le rôle des stromules dans les voies de signalisation cellulaire et les réponses des plantes aux agents pathogènes. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de calculer la fréquence des stromules dans une feuille, ainsi que d'observer les stromules dans des chloroplastes extraits.Et n'oubliez pas que les lasers et la tension électrique alimentant un microscope confocal à balayage électronique peuvent être extrêmement dangereux, et il est important de bien comprendre les exigences du système pour utiliser cet équipement.

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