Summary
Deze studie beschrijft een geoptimaliseerd protocol voor het vaststellen van primaire fibroblasten uit keloïde weefsels die effectief en gestaag zuivere en levensvatbare fibroblasten kunnen leveren.
Abstract
Fibroblasten, het belangrijkste celtype in keloïde weefsel, spelen een essentiële rol bij de vorming en ontwikkeling van keloïden. De isolatie en kweek van primaire fibroblasten afgeleid van keloïde weefsel vormen de basis voor verdere studies van de biologische functie en moleculaire mechanismen van keloïden, evenals nieuwe therapeutische strategieën voor de behandeling ervan. De traditionele methode voor het verkrijgen van primaire fibroblasten heeft beperkingen, zoals een slechte cellulaire toestand, menging met andere soorten cellen en gevoeligheid voor besmetting. Dit artikel beschrijft een geoptimaliseerd en gemakkelijk reproduceerbaar protocol dat het optreden van mogelijke problemen bij het verkrijgen van fibroblasten zou kunnen verminderen. In dit protocol kunnen fibroblasten 5 dagen na isolatie worden waargenomen en bijna 80% confluentie bereiken na 10 dagen cultuur. Vervolgens worden de fibroblasten gepasseerd en geverifieerd met behulp van PDGFRα- en vimentine-antilichamen voor immunofluorescentietests en CD90-antilichamen voor flowcytometrie. Kortom, fibroblasten uit keloïde weefsel kunnen gemakkelijk worden verkregen via dit protocol, dat een overvloedige en stabiele bron van cellen in het laboratorium kan bieden voor keloïde onderzoek.
Introduction
Keloïde, een fibroproliferatieve ziekte, manifesteert zich als de continue groei van plaques die vaak de omliggende normale huid binnendringen zonder zelfbeperking en verschillende gradaties van jeuk, pijn en cosmetische en psychologische lasten voor patiënten veroorzaken1. Fibroblasten, de primaire cellen die betrokken zijn bij keloïden, spelen een essentiële rol bij de vorming en ontwikkeling van deze ziekte door overmatige proliferatie, redundante extracellulaire matrixproductie en ongeorganiseerd collageen 2,3. De onderliggende pathogenese blijft echter onduidelijk en een effectieve therapeutische methode voor keloïde ontbreekt nog steeds; Daarom is er dringend behoefte aan verder onderzoek 4,5.
Aangezien er geen ideaal diermodel is voor keloïde onderzoek in vivo 6,7, kan het bouwen van een in vitro model door het verkrijgen van primaire fibroblasten uit keloïde weefsels haalbaarheid en betrouwbaarheid bieden voor keloïde onderzoek 2,6. Primaire cellen zijn cellen die rechtstreeks afkomstig zijn van levend weefsel, en het wordt algemeen erkend dat deze cellen meer kunnen lijken op de fysiologische toestand en genetische achtergrond van meerdere individuen in vergelijking met cellijnen 8,9. Het kweken van primaire cellen biedt een krachtig middel om de groei en het metabolisme van cellen te bestuderen, evenals andere celfenotypen.
Op dit moment zijn er twee methoden voor het verkrijgen van primaire fibroblasten: enzymvertering en explantcultuur. Er zijn echter verschillende obstakels geïdentificeerd voor het verkrijgen van primaire fibroblasten, zoals het risico van besmetting door verschillende bacteriën of schimmels, vermenging met andere soorten cellen die niet gemakkelijk kunnen worden verwijderd, de lange periode van de kweekcyclus, de daaropvolgende veranderingen in de celkenmerken in vergelijking met de oorspronkelijke cellen, enzovoort9. Daarom is het ontwikkelen van een haalbaar en effectief proces voor het verkrijgen van primaire fibroblasten de basis voor verdere studies en toepassingen. Deze studie beschrijft een geoptimaliseerd protocol voor het extraheren van primaire fibroblasten uit keloïde weefsels die effectief en gestaag zuivere en levensvatbare fibroblasten kunnen leveren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Deze studie werd goedgekeurd door de institutionele review board van het Dermatology Hospital, Southern Medical University (2020081). Geïnformeerde toestemming van de patiënt werd verkregen voordat weefsels van de individuen werden verzameld.
1. Voorbereiding
OPMERKING: De volgende procedures moeten worden uitgevoerd in een steriele omgeving onder een biologische veiligheidskast.
- Bereid het volledige kweekmedium door 10% foetaal runderserum (FBS) en 1% penicilline-streptomycine-amfotericine B-oplossing (PSA) toe te voegen aan het gemodificeerde Eagle-medium (DMEM) van dulbecco met een hoog glucosegehalte.
- Bereid fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) met PSA door 1% PSA toe te voegen aan 1x PBS. Bereid PBS voor met FBS door 1% FBS toe te voegen aan 1x PBS.
- Bereid verschillende gesteriliseerde scharen, tangen en scalpels voor door autoclaveren.
2. Het verkrijgen van verwijderde weefsels
- Verkrijg weefsels van keloïde patiënten door middel van een operatie. Verzamel de verse keloïde weefsels in een steriele verpakkingszak of steriele centrifugebuis en breng ze zo snel mogelijk over naar een biologische veiligheidskast in het laboratorium.
OPMERKING: In dit protocol was de grootte van het verworven keloïde weefsel ongeveer ~ 20 x 20 x 10 mm3, en de grootte kan variëren afhankelijk van de operatie.
3. Isolatie
- Verwijder het keloïde weefsel met een steriel pincet en plaats het in een steriele centrifugebuis van 50 ml met 10-25 ml PBS met 1% PSA gedurende 10 minuten. Bereid vervolgens een plaat met 6 putten voor en voeg 4 ml PBS aangevuld met 1% PSA toe aan elke put. Verwijder het weefsel met een gesteriliseerd pincet en was het twee keer met PBS aangevuld met 1% PSA. Breng met een steriele tang het weefsel achtereenvolgens over van de ene put naar de andere.
- Verwijder de vet- en epidermislagen met een chirurgische schaar of een chirurgisch scalpel en laat de dermislaag onaangeroerd. Knip en ontleed de dermislaag in3-5 mm 2 stukken met een schaar, breng deze stukken met een steriele tang over naar de volgende put en was ze opnieuw in PBS met 1% PSA-oplossing.
4. Cultuur
- Plaats de stukjes dermisweefsel in petrischaaltjes met behulp van een gesteriliseerde tang; Zorg ervoor dat het aantal stuks tussen 10 en 30 ligt en dat de afstand tussen elk stuk >5 mm is. Zet de petrischaaltjes ondersteboven in een 5% CO 2-incubator bij 37 °C gedurende 30-60 minuten tot de stukjes weefsel een beetje drogen en aan de petrischaal blijven plakken. Voeg vervolgens DMEM aangevuld met 10% FBS en 1% PSA toe en plaats de petrischalen voorzichtig in een 5% CO 2-incubator bij 37 °C.
OPMERKING: Fibroblasten zijn een morfologisch en functioneel heterogene celpopulatie. Gezien deze complexiteit moeten de isolatie- en cultuurstappen met zorg worden uitgevoerd; selecteer de keloïde dermale weefselstukjes gelijkmatig en meng deze stukjes goed voordat u ze in de petrischaal plaatst. - Vervang na 3 dagen de helft van het supernatant door een compleet kweekmedium. Verander het kweekmedium elke 2-3 dagen. Observeer de fibroblasten onder een microscoop met een vergroting van 40x elke dag.
OPMERKING: Alle stappen moeten voorzichtig worden uitgevoerd. Verplaats de petrischaal niet gedurende 2 dagen na het isoleren, omdat de weefselstukken tijd nodig hebben om zich aan de petrischalen te hechten. - Wanneer de fibroblasten die rond de weefselstukken groeien ongeveer 90% confluentie bereiken, verwijdert u de weefselstukken en het kweekmedium. Was de fibroblasten met steriele 1x PBS en voeg 2 ml steriele 1x trypsine-EDTA-oplossing toe aan de platen. Incubeer de cellen gedurende ongeveer ~3-5 minuten bij 37 °C in een bevochtigde 5% CO 2-incubator. Tik zachtjes op de kweekschaal en observeer deze onder een microscoop. Wanneer de meerderheid van de cellen loskomt van de plaat, voeg dan 2 ml volledig medium toe om het verteringsproces te beëindigen.
- Breng de celsuspensie over in een steriele centrifugebuis van 15 ml en centrifugeer de buis gedurende 3 minuten bij kamertemperatuur op 300 × g. Gooi het supernatant voorzichtig weg en resuspensie van de celkorrel in volledig medium. Zaai de fibroblasten in een celkweekschaal van 9 cm en incubeer bij 37 °C in een bevochtigde 5% CO 2-incubator.
5. Onderhoud en behoud
- Ongeveer 3-4 dagen later, wanneer de fibroblasten zijn gegroeid tot 80% confluentie, herhaalt u stap 4.2-4.4 en passeert u de fibroblasten in een verhouding van 1: 3. Gebruik de gepasseerde fibroblasten voor verdere experimenten.
OPMERKING: De fibroblastcultuur moet na 10 passages worden gestopt, omdat de cellen veranderde kenmerken kunnen gaan vertonen in vergelijking met de oorspronkelijke cellen. - Cryopreserveer de gepasseerde cellen van P1-P3 in vloeibare stikstof voor verder gebruik.
- Herhaal stap 4.2-4.3. Breng de celsuspensie over in een steriele centrifugebuis van 15 ml en centrifugeer de buis gedurende 3 minuten bij 300 × g. Gooi het supernatant voorzichtig weg, resuspensie van de celkorrel in 1 ml celvriesmedium met 90% FBS en 10% DMSO en breng de suspensie over in celcryobuizen.
- Verplaats de cellen in een bevroren doos en plaats de bevroren doos vervolgens in een vriezer van −80 °C. Breng de cellen na 1 dag over naar vloeibare stikstof voor langdurig behoud.
6. Identificatie van fibroblasten door immunofluorescentiekleuring
- Plaats ronde coverslips in een plaat met 24 putten en kweek de gepasseerde fibroblasten in een concentratie van 1 × 104 cellen / put. Wanneer de fibroblasten 60% confluentie bereiken, verwijdert u het kweekmedium. Voeg 1 ml 4% paraformaldehyde toe om de fibroblasten gedurende 20 minuten bij kamertemperatuur te fixeren en was 3x met PBS gedurende 1 minuut elke keer.
OPMERKING: Tel het aantal cellen met behulp van een hemocytometerglaasje onder een microscoop of een automatische celteller. - Verwijder de PBS, incubeer met 0,5% Triton X-100 gedurende 20 minuten voor de permeabilisatie van celmembranen en was vervolgens 3x met PBS gedurende 1 minuut elke keer. Voeg PBS toe met 0,5% runderserumalbumine en laat 30 minuten weken. Verwijder het vervolgens en voeg het PDGFR-α / vimentine-antilichaam verdund in antilichaamverdunningsmiddel toe bij 1: 1.000. Incubeer een nacht bij 4 °C.
- Verwijder de volgende dag het primaire antilichaam, was de cellen 3x met PBS gedurende 3 minuten en voeg het secundaire antilichaam Alexa Fluor-555 geiten anti-konijn IgG verdund met antilichaamverdunningsmiddel toe op 1:200 om 1 uur te weken.
- Verwijder het secundaire antilichaam en was de cellen 3x met PBS. Verwijder de ronde coverslips met een tang, leg ze op glazen dia's en voeg 50 μL 5 μg / ml 4',6-diamidino-2-fenylindool (DAPI) oplossing toe om de celkernen te kleuren. Bewaar de monsters in een natte, donkere doos en observeer ze onder een laser confocale fluorescentiemicroscoop.
OPMERKING: Voeg een negatieve controlegroep toe zonder een primair antilichaam maar met een secundair antilichaam om niet-specifieke kleuring uit te sluiten.
7. Identificatie van fibroblasten door flowcytometrie
- Verzamel de celpellet in een steriele centrifugebuis van 1,5 ml en resuspensie met 50 μL PBS met 1% FBS. Incubeer met anti-CD90 gedurende 30 minuten in het donker en voeg een anti-IgG isotypecontrole toe aan de controlegroep. Voeg vervolgens 200 μL PBS met 1% FBS toe en centrifugeer de buis gedurende 10 minuten bij 300 × g bij 4 °C.
- Verwijder het supernatant en voeg 200 μL PBS met 1% FBS toe. Resuspensie en filter de suspensie door een celzeef (70 mesh). Voeg een 5 μg/ml stockoplossing van DAPI op 1:100 toe aan het filtraat en verkrijg vervolgens de resultaten door flowcytometrie. Stel de voorwaartse verstrooiing (FSC) in als de abscis en de zijverstrooiing (SSC) als de ordinaat en omcirkel de hoofdcelpopulatie. Selecteer de celpopulatie en stel de phycoerythrin in als de abscis en de telling als de ordinaat voor analyse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De tijdlijn van het protocol is samengevat in figuur 1A. Enkele representatieve beelden van het isolatieproces zijn weergegeven in figuur 2; de epidermis- en vetlagen werden zorgvuldig verwijderd en de dermislaag werd gescheiden in kleine fragmenten van 3-4 mm2, die in de petrischalen werden ingeënt.
Zoals te zien is in figuur 3A, werden 5 dagen na verwerking verschillende fibroblastuitwassen van de weefselstukken onder de microscoop waargenomen. Zoals te zien is in figuur 3B, vertoonden de fibroblasten hoge proliferatiesnelheden en bereikten ze na 10 dagen een hoog niveau van confluentie. Deze fibroblasten hadden langwerpige, spindelachtige cellichamen en werden in bundels uitgelijnd wanneer ze een hoog niveau van samenvloeiing bereikten. Door dit protocol te volgen, werden de fibroblasten binnen 2-3 weken gepasseerd en uitgebreid tot de gewenste hoeveelheid.
Om de identiteit en zuiverheid van de fibroblasten te verifiëren, werd een immunofluorescentiekleuringstest gebruikt voor het detecteren van de fibroblastspecifieke markers PDGFRα10 en vimentine. Zoals verwacht laten figuur 4A en figuur 4C zien dat alle fibroblasten positief gekleurd waren door het PDGFRα/vimentine-antilichaam, met rode immunofluorescentie en blauwe immunofluorescentie in de celkern. Zoals aangetoond in figuur 4C, toonde de flowcytometrietest ook CD90-positiviteit in bijna alle fibroblasten.
Figuur 1: Overzicht van de keloïde fibroblastisolatie en kweekprocedure. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Representatieve beelden van de isolatie en kweek van fibroblasten uit keloïde weefsels. (A) Was het weefsel. (B) Verwijder de epidermis- en vetlagen. (C) Ontleed de dermis in3-4 mm 3 stukken en was opnieuw met PBS. (D) Plaats de weefselfragmenten in een petrischaaltje. (E) Zet de petrischaaltjes ondersteboven in de 5% CO 2-incubator bij 37 °C gedurende 30-60 minuten om de stukjes weefsel een beetje te laten drogen en aan de petrischaal te plakken. (F) Voeg een volledig kweekmedium toe aan de petrischaal en kweek in de CO2-bevattende celincubator. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Representatieve beelden van fibroblastuitwassen uit de keloïde weefselstukken. (A) Fibroblastuitwassen uit de weefselstukken in ~ 5 dagen. (B) De fibroblasten bereikten een hoog niveau van confluentie in ~ 10 dagen. Schaalbalken = 200 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Identificatie van sterk gezuiverde fibroblasten door immunofluorescentiekleuring en flowcytometrie. (A) Immunofluorescencekleuring van fibroblasten door anti-PDGFRα. (B) Negatieve controlegroep zonder het primaire antilichaam voor PDGFRα. (C) Immunofluorescencekleuring van de fibroblasten door anti-vimentine. (D) Negatieve controlegroep zonder het primaire antilichaam voor vimentine. (E) Flowcytometrie-analyse van de fibroblasten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het verkrijgen van primaire fibroblasten uit keloïde weefsels is een kritische basis voor verder onderzoek. Tot nu toe waren er twee methoden voor het verkrijgen van primaire fibroblasten: enzymvertering en explantatiecultuur11,12,13,14. Beide traditionele methoden hebben echter beperkingen, zoals gevoeligheid voor besmetting, menging met andere soorten cellen, een lange kweekperiode en een laag succespercentage15,16. Deze studie heeft een geoptimaliseerde methode beschreven en duidelijke instructies gegeven om deze bestaande uitdagingen op te lossen en de kans op succes voor de isolatie en cultuur van keloïde fibroblasten te vergroten.
De mogelijkheid van microbiële besmetting is een van de grootste problemen bij het verkrijgen van primaire fibroblasten. Alle apparatuur en oplossingen moeten worden gesteriliseerd en standaard aseptische technieken moeten worden geïmplementeerd tijdens alle stappen in het protocol. Het protocol bevat herinneringen om aseptisch te blijven om het risico op besmetting te verminderen. De eerste cruciale stap is het isolatieproces; het doel van het weken van de weefsels in PBS aangevuld met 1% PSA en meerdere keren wassen is om bestaande microben en resterende bloedvlekken te verwijderen. Om de mogelijke overdracht van besmetting te voorkomen, moet een extra paar gesteriliseerde scharen en tangen worden voorbereid; Deze instrumenten kunnen bij de volgende operatie worden vervangen door ongebruikte instrumenten. Bovendien wordt PSA aan het kweekmedium toegevoegd om de uitgroei van microben te voorkomen. Periodieke tests voor het mycoplasma tijdens de isolatie en daaropvolgende kweek van de keloïde fibroblasten moeten in het protocol worden opgenomen. Door deze processen kan de kans op microbiële besmetting aanzienlijk worden verminderd.
De andere uitdaging is het mengen met andere soorten cellen, zoals keratinocyten. Dit celtype heeft ook een intens proliferatief vermogen, waardoor het moeilijk te verwijderen is. De zuiverheid van fibroblasten is sterk afhankelijk van het isolatieproces; De epidermis en vetlagen moeten volledig worden verwijderd om vermenging met andere cellen te voorkomen. PDGFR-α is een fibroblastspecifieke marker die tot expressie komt in het membraan en cytoplasma van fibroblasten10,17,18. CD90 en vimentine zijn ook specifieke mesenchymale markers die specifiek tot expressie komen in de membranen van fibroblasten 19,20,21. De immunofluorescentiekleuringstest in dit werk toonde aan dat alle cellen PDGFR-α en vimentine positief tot expressie brachten. De flowcytometrietest toonde ook direct CD90-positiviteit aan in bijna alle fibroblasten en een grotere CD90-positiviteit in vergelijking met de isotypecontrole, wat bevestigt dat we met behulp van dit protocol relatief hoogzuivere fibroblasten hebben verkregen.
De cruciale aanbevolen stappen om de uitgroei te bevorderen en de proliferatieve efficiëntie van fibroblasten te verbeteren, zijn als volgt. Ten eerste moeten de weefselstukken in de juiste maten van 3-5 mm2 worden gesneden, omdat kleinere weefselstukken eerder zullen zweven tijdens de beweging van de petrischaal en de cellen grotere stukken niet gemakkelijk zullen ontgroeien. Ten tweede moet de eerste mediumverandering na de derde dag zijn, omdat de weefselstukken tijd nodig hebben om zich aan de petrischalen te hechten. Het te vroeg verplaatsen van de petrisalen heeft de neiging om de weefsels te verstoren en de kans op fibroblastuitgroei te verminderen. Ten derde moeten alle stappen in dit protocol voorzichtig worden uitgevoerd; Onjuiste behandeling zal onnodige beweging van de weefselstukken veroorzaken en de uitgroei van de cel schaden.
Fibroblasten zijn een morfologisch en functioneel heterogene celpopulatie die kan worden onderverdeeld in verschillende subpopulaties. Een beperking van deze studie is dat we algemene fibroblasten kunnen verkrijgen uit het gehele keloïde weefsel, maar niet uit de verschillende subpopulaties van fibroblasten. We proberen betere methoden te vinden om dit probleem in de toekomst op te lossen.
Zoals aangetoond in onze eerdere studies door RNA-seq, zijn er veel verschillen tussen keloïde fibroblasten en normale fibroblasten. Keloïde fibroblasten produceren meer collageen I en collageen III. Bovendien drukken keloïde fibroblasten specifieke markers uit, zoals POSTN, onder andere. Na het passeren behouden de fibroblasten deze kenmerken nog steeds, wat bewijst dat primaire fibroblasten ook enkele kenmerken kunnen vertonen die bij keloïde patiënten worden aangetroffen.
Kortom, deze studie biedt een geoptimaliseerde methode en geeft duidelijke instructies om de bestaande problemen bij keloïde fibroblastextractie, zoals microbiële besmetting, het mengen met andere celtypen en de lange kweekperiode, op te lossen en de kans op succes te vergroten. Het huidige werk biedt een eenvoudige en reproduceerbare methode voor het isoleren en kweken van keloïde primaire fibroblasten, die een rijke bron zullen bieden voor toekomstige studies en onderzoek of kunnen worden ingevroren in vloeibare stikstof voor bankieren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Er zijn geen belangenconflicten te melden.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door subsidies van de National Natural Science Foundation of China (subsidienummers 81903189 en 82073418) en de Science and Technology Foundation of Guangzhou (subsidienummer 202102020025).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL sterile centrifuge tube | JETBIOFIL | CFT002015 | |
| 15 mL sterile centrifuge tube | JETBIOFIL | 8076 | |
| 4% polyformaldehyde | Beyotime Biotechnology | P0099 | Cell fixation |
| 50 mL sterile centrifuge tube | JETBIOFIL | 8081 | Put keloid tissue |
| Alexa Fluor-555 goat anti-rabbit IgG | Abcam | Alexa Fluor 555 | second antibody for immunofluorescence staining assay |
| Anti human CD90 | BioLegend | B301002 | Identify the purity of fibroblasts |
| Antibody diluent | Beyotime Biotechnology | P0262 | |
| Biological safety cabinet | Thermo Scientific | 1300 series A2 | Isolation and culture cells |
| Bovine serum albumin | aladdin | B265993 | Blocking for immunofluorescence staining assay |
| Carbon dioxide incubator | ESCO | CCL-170B-8 | Using for culturing cells |
| Cell cryotubes | Corning | 43513 | Store the cells in low temperature |
| centrifugal machine | Thermo Fisher | ST 16R | Discard supernatant |
| DAPI | Beyotime Biotechnology | C1006 | Stain the cellular nucleus |
| DMSO | MP Biomedicals | 196055 | Using for preserving cells |
| Dulbecco's modified eagle medium | Gibco | C11995500BT | Culture medium solution |
| Fetal bovine serum | BI | 04-001-1A | |
| Flow cytometer | BD | BD FACSCelesta | Observing the identity of cells |
| frozen box | Thermo Scientific | 5100-0050 | |
| Inverted microscope | Nikon | ECLIPSE Ts2 | |
| Laser confocal microscope | Nikon | AIR-HD25 | Observing the immunofluorescence staining assay |
| PDGFR-α antibody | CST | 3174T | First antibody for immunofluorescence staining assay |
| Penicillin-streptomycin-Am solution | Solarbio | P1410 | Add in culture medium solution to avoid contamination |
| petri dish | JETBIOFIL | 7556 | Culture fibroblasts |
| Phosphate buffered saline solution | Gibco | C10010500BT | Culture medium solution |
| Rabbit (DAIE) mAB IgG XR (R) Isotuge Control (PE) | Cell Signaling Technology | 5742S | As a control for flow cytometry |
| Round coverslip | Biosharp | 801007 | Cell culture |
| Triton X 100 | Solarbio | T8200 | Punch holes in the cell membrane |
| Trypsin-EDTA | Gibco | 25200072 | Used for passaging cells |
| Vimentin antibody | Abcam | ab8978 | First antibody for immunofluorescence staining assay |
References
- Zhu, Y. Q., et al. Genome-wide analysis of Chinese keloid patients identifies novel causative genes. Annals Of Translational Medicine. 10 (16), 883 (2022).
- Feng, F., et al. Biomechanical regulatory factors and therapeutic targets in keloid fibrosis. Frontiers in Pharmacology. 13, 906212 (2022).
- Cohen, A. J., Nikbakht, N., Uitto, J. Keloid disorder: Genetic basis, gene expression profiles, and immunological modulation of the fibrotic processes in the skin. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. , (2022).
- Wang, W., et al. Current advances in the selection of adjuvant radiotherapy regimens for keloid. Frontiers in Medicine. 9, 1043840 (2022).
- Ghadiri, S. J., Kloczko, E., Flohr, C. Topical treatments in the management of keloids and hypertrophic scars: A critically appraised topic. British Journal of Dermatology. 187 (6), 855-856 (2022).
- Neves, L. M. G., Wilgus, T. A., Bayat, A. In vitro, ex vivo, and in vivo approaches for investigation of skin scarring: Human and animal models. Advances in Wound Care. 12 (2), 97-116 (2023).
- Supp, D. M. Animal models for studies of keloid scarring. Advances in Wound Care. 8 (2), 77-89 (2019).
- Künzel, S. R., et al. Ultrasonic-augmented primary adult fibroblast isolation. Journal of Visualized Experiments. (149), e59858 (2019).
- He, Y., et al. An improved explants culture method: Sustainable isolation of keloid fibroblasts with primary characteristics. Journal of Cosmetic Dermatology. 21 (12), 7131-7139 (2022).
- Philippeos, C., et al. Spatial and single-cell transcriptional profiling identifies functionally distinct human dermal fibroblast subpopulations. Journal of Investigative Dermatology. 138 (4), 811-825 (2018).
- Li, L., et al. Hydrogen sulfide suppresses skin fibroblast proliferation via oxidative stress alleviation and necroptosis inhibition. Medicine and Cellular Longevity. 2022, 7434733 (2022).
- Zhou, B. Y., et al. Nintedanib inhibits keloid fibroblast functions by blocking the phosphorylation of multiple kinases and enhancing receptor internalization. Acta Pharmacologica Sinica. 41 (9), 1234-1245 (2020).
- Wang, X. M., Liu, X. M., Wang, Y., Chen, Z. Y. Activating transcription factor 3 (ATF3) regulates cell growth, apoptosis, invasion and collagen synthesis in keloid fibroblast through transforming growth factor beta (TGF-beta)/SMAD signaling pathway. Bioengineered. 12 (1), 117-126 (2021).
- Sato, C., et al. Conditioned medium obtained from amnion-derived mesenchymal stem cell culture prevents activation of keloid fibroblasts. Plastic and Reconstructive Surgery. 141 (2), 390-398 (2018).
- Li, J., et al. Long-term explant culture: An improved method for consistently harvesting homogeneous populations of keloid fibroblasts. Bioengineered. 13 (1), 1565-1574 (2022).
- Wang, Q., et al. Altered glucose metabolism and cell function in keloid fibroblasts under hypoxia. Redox Biology. 38, 101815 (2021).
- Fan, C., et al. Single-cell transcriptome integration analysis reveals the correlation between mesenchymal stromal cells and fibroblasts. Frontiers in Genetics. 13, 798331 (2022).
- Yao, L., et al. Temporal control of PDGFRα regulates the fibroblast-to-myofibroblast transition in wound healing. Cell Reports. 40 (7), 111192 (2022).
- Domdey, M., et al. Consecutive dosing of UVB irradiation induces loss of ABCB5 expression and activation of EMT and fibrosis proteins in limbal epithelial cells similar to pterygium epithelium. Stem Cell Research. 40, 102936 (2022).
- Lin, Z., et al. Renal tubular epithelial cell necroptosis promotes tubulointerstitial fibrosis in patients with chronic kidney disease. FASEB Journal. 36 (12), e22625 (2022).
- Korosec, A., et al. Lineage identity and location within the dermis determine the function of papillary and reticular fibroblasts in human skin. Journal of Investigative Dermatology. 139 (2), 342-351 (2019).
