Name: Bloccare Registrazioni patch da neuroni della retina del mouse in un Dark-adattato Preparazione Slice (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-12T19:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Impara la registrazione patch-clamp da neuroni della retina del mouse in preparati a fette adattati al buio. Questo metodo consente di studiare le vie di segnalazione retiniche in risposta alla stimolazione luminosa.

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Questo lavoro è stato sostenuto da NIH di Grant EY17606 (APS).

1. Elettrodi preparazione <ol><li> Preparare gli elettrodi di registrazione e di riferimento per immersione entrambi in 1M NaCl e guida 15V tra di loro utilizzando un 1 sinusoide Hz per ~ 20 s. </li><li> Rendere gli elettrodi di registrazione con un estrattore micropipetta (Sutter Instruments P-97). Per le patch-pipette utilizzare un vetro borosilicato con un diametro esterno di 1,2 mm e un diametro interno di 0,69 mm (Sutter Instruments, Cat # B120-69-10). Misurare la resistenza serie attraverso la punta dell'elettrodo. In base alle dimensioni delle cellule bersaglio scegliere un diametro puntale; per corpi cellulari ~ 20 micron di diametro utilizzare ~ 5 MΩ per corpi cellulari ~ 5 micron di diametro utilizzare ~ 12 MW. </li><li> Preparare terra / elettrodi di riferimento. Utilizzando una siringa riempire un piccolo tubo di polietilene sezione (Intramedic, PE205) con 1 mM di NaCl, che include 3,5% agar (Sigma; Cat # A7002) in NaCl 1M. Posto questo ponte agar negli Ag / AgCl elettrodo di riferimento. </li></ol> 2. Soluzioni per la preparazione <ol><li> Bagno di soluzione esterna, Ames 'supporti contenenti bicarbonato (1 L): 1 bottiglia di Ames' Media (Sigma; Cat # A1420), 1,9 g di NaHCO 3, 7 ml di penicillina-streptomicina (Sigma; Cat # P0781) per evitare che batteri crescita. Regolare osmolarità a ~ 280 mOsm. </li><li> Affettare soluzione, Ames 'supporti contenenti il ​​HEPES pH (1 L): 1 bottiglia di Ames' media, 0,887 g di NaCl, 2,38 g di HEPES, 7 ml di penicillina-streptomicina. Portare il pH a ~ 7,4 con NaOH 1M e / o HCl 1M. Regolare osmolarità a ~ 280 mOsm. </li><li> Potassio-aspartato (K-Asp) soluzione di pipetta interne (in mm): 125 K-aspartato, 10 KCl, 10 HEPES, 5 NMG-HEDTA, 0,5 CaCl 2, 1 ATP-Mg, 0,2 GTP-Mg, pH viene regolato ~ 7.3 con NMG-OH, e osmolarità è regolato ~ 280 mOsm. </li><li> Backstop agar per la stabilizzazione a bassa temperatura di gelificazione agarosio contenente la retina (5% in peso), 7,5 g di agar (Sigma; Cat # A7002) sciolto in 150 ml di dH 2 O. </li></ol> 3. Giorno di Esperimento <ol><li> Scongelare ~ 1,5 mL di K-Asp soluzione interna e il fluoroforo di vostra scelta dal congelatore. Diluire il fluoroforo alla concentrazione adeguata, che dovrebbe essere empiricamente determinato. </li><li> Versare Ames 'supporti contenenti NaHCO 3 (~ 200 mL) nella luce contenitore a tenuta stagna di stoccaggio e poi posto nella vasca d'acqua (30-32 ° C) ed equilibrare con il 5% di CO 2 / 95% O 2 gas </li><li> Riempire bottiglie con ~ 110 mL di media Ames 'contenente HEPES, posto su ghiaccio ed equilibrare con il 100% O 2. </li><li> Mettere il restante Ames 'supporti contenenti NaHCO 3 in un serbatoio riscaldato in cima alla gabbia di Faraday, ed equilibrare con il 5% di CO 2 / 95% O 2 gas. Parafilm può essere utilizzato per intrappolare il gas nello spazio sovrastante la soluzione. </li><li> Preparare la bassa temperatura di gelificazione agarosio (3%) con l'aggiunta di 0,75 g (Sigma; Cat # A0701) a 25 mL di media Ames 'con HEPES e riscaldare la soluzione a ~ 115 ° C per sciogliere l'agarosio. Mescolare fino a quando la soluzione limpida senza bolle, e conservare in un bagno d'acqua (~ 42 ° C). </li><li> Riempire una pipetta di registrazione con il K-Asp soluzione interna e controllare la resistenza punta. </li></ol> 4. Iniziare Esperimento <ol><li> Euthanize il mouse e rimuovere rapidamente gli occhi con le forbici curve. Occhiali a raggi infrarossi deve essere utilizzato per tutte le procedure per prevenire lo sbiancamento del pigmento visivo. </li><li> Mettere gli occhi su un pezzo di carta da filtro per impedire loro di rotolamento, e utilizzando una sottile lama a doppio lato, praticare un'incisione nella cornea mentre si tiene l'occhio con le pinze. </li><li> Non appena il bulbo oculare è forato, trasferimento che gli occhi in un piatto pieno di mezzi di Ames '. </li><li> Utilizzando la fessura nella cornea come punto di ingresso, forbicine sono usati per tagliare via le parti rimanenti della cornea, dopo di che l'obiettivo e il corpo vitreo può essere rimossa. Fare attenzione che la retina rimane attaccato al oculare, e conservare l'oculare nel buio a 32 ° C in media equilibrata con 5% di CO 2 / 95% O 2 Ames '. </li></ol> 5. Affettare <ol><li> Hemisect uno degli oculari e dissociare la retina da dell'epitelio pigmentato retinico. Rimuovere i bordi della retina per permettere al tessuto di mentire piatto. </li><li> Utilizzare un piccolo bicchiere pipetta Pasteur con un bulbo in lattice per riempire un piatto 35 millimetri Petri con agar fuso, e trascinare il forcipe che attraversi l'agar per testare la sua consistenza. </li><li> Quando si può cominciare a vedere l'agar solidificare: <ol class="lalpha"><li> Trasferire la retina alla parte superiore della agar. </li><li> Usare un pezzo ritorto di Kimwipe per assorbire l'eccesso di soluzione attorno alla retina. </li><li> Luogo 2-3 gocce di Agar direttamente sulla retina e rapidamente posto un cilindro di plastica sopra la retina per formare un muro intorno. Poi a goccia ulteriori agar fuso ai lati del cilindro di plastica mentre centrare la retina all'interno del agar. </li><li> Trasferire la piastra di Petri to un bagno di acqua ghiacciata per raffreddare. </li></ol></li><li> Dopo ~ 45 secondi rimuovere il tessuto dal bagno acqua ghiacciata e utilizzare un pistone per estrudere l'agar blocco fuori dal cilindro di plastica, spingendo dal lato più lontano dalla retina. </li><li> Utilizzare il unilaterale lama di rasoio per tagliare un piccolo blocco di agar contenente la retina e supercolla il blocco in posizione contro l'arresto agar sul disco campione. </li><li> Trasferire il disco di preparato al vassoio microtomo vibrante e versare il ghiaccio freddo HEPES Ames nel cassetto che permette il blocco con la retina di essere completamente sommerso. </li><li> Fette della retina con uno spessore di circa 200 micron può essere tagliato al tasso massimo lama vibrante e una velocità di lama in avanti impostato in modo che ci vogliono 4-5 secondi per tagliare la retina su ogni fetta. </li><li> Utilizzare una lama di bisturi n ° 11 per rimuovere ognuna utilizzabile fetta alla volta </li><li> Fette di buon contenenti retina sono inseriti in alloggiamenti di registrazione e sono ponderati con le ancore fetta con fili di nylon che li attraversano. I fili di nylon tenere premuto l'agar circostanti della retina, lasciando la retina senza ostacoli per le registrazioni. </li><li> Trasferire la camera di registrazione alla fase del microscopio in posizione verticale, chiudere le tende e accendere la sorgente di luce a infrarossi per visualizzare la fetta su una telecamera a raggi infrarossi sensibile. </li></ol> 6. Registrazione <ol><li> Una volta che una buona fetta della retina (fotorecettori con intatta e l'angolo di taglio del caso) viene identificato iniziare perfusione la retina ad un tasso superiore a 5 ml / min con i media riscaldata Ames 'che viene riscaldato a 35 37 ° C ed equilibrata con 5% CO 2 / 95% O 2. </li><li> Alcuni danni superficie può essere evidente a causa del processo di taglio. Questo strato di solito sottile di cellule possono essere rimosse con una pipetta con una punta rotta, e delicatamente succhiare via i corpi delle cellule morte. Questo genere rivelare cellule vive sotto. Identificare un corpo sano cellula la cui posizione si trova negli strati di interesse. </li><li> Riempire una micropipetta con la soluzione KAsp interno e applicare positivo (verso l'esterno) della pressione attraverso la punta della pipetta, e abbassare la punta della pipetta nella camera di registrazione e fino al livello della cellula con un micromanipolatore. </li><li> Spostare la punta della pipetta tale da fossette la membrana cellulare, e applicare dolce negativa (verso l'interno), la pressione per fare un sigillo ad alta resistenza. A cellula intera modalità può essere ottenuto mediante l'applicazione di pressione negativa per l'elettrodo di entrare in cella. </li><li> Stimolare il tessuto retinico tramite LED possono evocare reazioni alla luce. </li><li> Fotografare la cella da cui è stata effettuata la registrazione evocando fluorescenza dal fluoroforo pipetta nella soluzione interna. </li></ol> 7. Rappresentante Risultati <img src="/files/ftp_upload/2107/2107fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Qui, la luce potenziali evocati di un adattato all'oscurità dei neuroni della retina di lampi di luce di forza maggiore sono mostrati. <img src="/files/ftp_upload/2107/2107fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Un'immagine fluorescenza da una fetta della retina in cui le cellule sono stati riempiti con il fluoroforo, Lucifero Giallo. Fluorescenza evocato mostra la morfologia delle cellule da cui sono state fatte le registrazioni di patch.

<ol><li>Weblin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmission+along+and+between+rods+in+the+tiger+salamander+retina%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transmission along and between rods in the tiger salamander retina.</a> J Physiol. 280, 449-470 (1978).</li>
<li>Wu, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+connections+among+retina+neurons+in+living+slices%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Synaptic connections among retina neurons in living slices.</a> J Neurosci Methods. 20, 139-149 (1987).</li>
<li>Rieke, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+contrast+adaptation+in+salamander+bipolar+cell%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Temporal contrast adaptation in salamander bipolar cell.</a> J Neurosci. 21, 9445-9454 (2001).</li>
<li>Armstrong-Gold, C., &amp, R. ieke, F, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bandpass+filtering+at+the+rod+to+second-order+cell+synapse+in+salamander+%28Ambystoma+tigrinum%29+retina%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Bandpass filtering at the rod to second-order cell synapse in salamander (Ambystoma tigrinum) retina.</a> J Neurosci. 23, 3796-3806 (2003).</li>
<li>Masland, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fundamental+plan+of+the+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The fundamental plan of the retina.</a> Nat Neurosci. 4, 877-886 (2001).</li>
<li>Wassle, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+processing+in+the+mammalian+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Parallel processing in the mammalian retina.</a> Nat Rev Neurosci. 5, 747-757 (2004).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Registrazione fetta di retina dei vertebrati sono state fatte per decenni 1,2, e sono stati molto efficaci nel fornire una comprensione più profonda di come i circuiti della retina codifica luce incidente. I vantaggi del taglio con un microtomo vibrante, piuttosto che direttamente con una lama di rasoio è che le fette della retina incorrere meno danni in superficie. Con una pipetta di aspirazione è facile da rimuovere questi danni e le cellule bersaglio sane appena sotto la superficie che conservano la loro c...

<table><tbody><tr><td>Trattore per micropipette</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Vetro borosilicato</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>B120-69-10</td><td></td></tr><tr><td>Tubazione in polietilene</td><td>Intramedic</td><td>PE205</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7002</td><td></td></tr><tr><td>Agarosio a bassa temperatura di gelificazione</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A0701</td><td></td></tr><tr><td>Mezzo di Ames&amp;rsquo;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1420</td><td></td></tr><tr><td>Penicillina-Streptomicina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0781</td><td></td></tr></tbody></table>

bloccare registrazioni patch da neuroni della retina del mouse in un dark-adattato preparazione slice

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

La nostra esperienza visiva è iniziata quando il pigmento visivo nel nostro fotorecettori della retina assorbe i fotoni di energia luminosa e avvia una cascata di eventi intracellulari che portano alla chiusura del ciclico-nucleotide-gated canali nella membrana cellulare. Conseguente cambiamento di potenziale di membrana porta a sua volta alla riduzione della quantità del rilascio di neurotrasmettitore da entrambi i terminali asta e cono sinaptica. Per misurare come il cambiamento di luce evocati del potenziale di membrana dei fotorecettori porta ad attività a valle nella retina, gli scienziati hanno effettuato registrazioni elettrofisiologiche da preparazioni fetta della retina per 1,2 decenni. In passato queste fette sono state tagliate manualmente con una lama di rasoio sul tessuto retinico che è collegato a carta da filtro, in questi ultimi anni un altro metodo di taglio è stato sviluppato per cui tessuto retinico è incorporato in agar a bassa temperatura di gelificazione e affettati in soluzione fredda con un vibrante microtomo 3,4. Questa preparazione produce fette della retina con danni superficiali e meno risposte luce evocata molto robusto. Qui documentare come questa procedura può essere fatta sotto la luce a infrarossi per evitare lo sbiancamento del pigmento visivo.

Qui si descrive una procedura per la generazione di dark-adattato fette della retina del mouse per le registrazioni elettrofisiologiche.

Bloccare Registrazioni patch da neuroni della retina del mouse in un Dark-adattato Preparazione Slice

L'esperienza visiva ha inizio quando il pigmento visivo nei fotorecettori retinici assorbe i fotoni dell'energia luminosa e innesca una cascata di...

La nostra esperienza visiva inizia quando il pigmento visivo nei fotorecettori retinici assorbe i fotoni di energia luminosa, portando infine alla chiusura dei canali attivati da nucleotidi ciclici nella membrana cellulare. Questo sopprime il rilascio del neurotrasmettitore glutammato sia dai bastoncelli che dai coni. Il glutammato rilasciato viene rilevato dalle cellule retiniche a valle per lo studio dei segnali a valle.Gli occhi vengono rimossi da un topo sottoposto a eutanasia. I S vengono isolati, inclusi in un blocco di agar e tagliati utilizzando un microtomo vibrante. Successivamente, le sezioni retiniche vengono posizionate sotto un microscopio e stimolate con illuminazione a LED.Mentre si effettuano registrazioni con il metodo del patch clamp per misurare le correnti o i potenziali sinaptici generati, le persone nuove rispetto a questa tecnica incontrano generalmente difficoltà a causa delle complessità aggiuntive legate al lavoro al buio. Pertanto, poter visualizzare l'intero processo fornisce una sensazione che altrimenti sarebbe difficile da descrivere.Iniziare questa procedura rivestendo gli elettrodi a filo di registrazione e di riferimento che verranno utilizzati con uno strato di cloruro d'argento. Immergere gli elettrodi in cloruro di sodio uno molare. Quindi, utilizzando una fonte di alimentazione da 15 volt con un'onda sinusoidale da un hertz, applicare 15 volt tra di essi per circa 20 secondi.Utilizzando un tiratore di micropipette, preparare le pipette per il patching a partire da vetro in silice BO lucidato a fiamma, scegliendo una resistenza della punta della pipetta in base alle dimensioni delle cellule bersaglio, per corpi cellulari di circa 20 micron di diametro. Utilizzare una pipetta con una resistenza della punta compresa tra cinque e dieci megaohm per i corpi cellulari. Per cellule con un diametro di circa cinque micron, utilizzare una resistenza della punta compresa tra 12 e 15 megaohm.Per preparare gli elettrodi di riferimento a terra, utilizzare una siringa per riempire un tubo di polietilene con una soluzione di agar al 3,5% preparata in cloruro di sodio un millimolare. Successivamente, preparare le seguenti soluzioni seguendo le istruzioni riportate nel protocollo scritto allegato: soluzione esterna per il bagno, soluzione per il taglio, soluzione interna per la pipetta a base di aspartato di potassio e il tampone di agar.Conservare tutte le soluzioni a quattro gradi Celsius fino al momento dell'uso. Il giorno dell'esperimento, prelevare circa 1,5 millilitri di soluzione interna di aspartato di potassio. Quindi aggiungere Fluor diluito.Versare circa 50 millilitri di mezzo aims contenente bicarbonato di sodio nel contenitore di stoccaggio impermeabile alla luce. Collegare il tubo di plastica a una bombola di gas contenente il 5% di anidride carbonica e il 95% di ossigeno per equilibrare il mezzo aims con il gas, quindi collocare il contenitore in un bagno d'acqua a una temperatura compresa tra 30 e 32 gradi Celsius. Successivamente, riempire una bottiglia con 110 millilitri di mezzo aims contenente gli hPEAS e posizionarla sul ghiaccio.Equilibrare il mezzo facendo gorgogliare la soluzione con gas ossigeno al 100%. Collocare il mezzo aimes rimanente contenente bicarbonato di sodio in un serbatoio riscaldato posto sopra la gabbia di Faraday. Avvolgere il paraformaldeide attorno al tubo e al tappo della bottiglia per trattenere il gas nello spazio sopra la soluzione ed equilibrare con una miscela di gas al 5% di anidride carbonica e 95% di ossigeno.Utilizzando un tubo di dispersione dell'aria in vetro, preparare l'agarosio a bassa temperatura di gelificazione al 3% aggiungendo 0,75 grammi a 25 millilitri di mezzo aims con riscaldamento intenso. La soluzione raggiunge una temperatura di circa 115 gradi Celsius durante l'agitazione. Quando la soluzione diventa limpida e priva di bolle, versare la soluzione di agarosio fuso in un bagno d'acqua a 42 gradi Celsius.Impostare la camera di registrazione sul microscopio invertito. Far scivolare un ponte di agar di cinque centimetri sull'elettrodo di riferimento al argento/cloruro di argento e posizionarlo nella camera di registrazione. La resistenza della punta della pipetta può essere misurata riempiendo una pipetta con soluzione interna, posizionandola sul supporto della pipetta, inserendo il supporto nella testa dell'amplificatore e abbassando la pipetta nella soluzione; per preservare il pigmento visivo durante le registrazioni fisiologiche, tutte le procedure devono essere eseguite alla luce infrarossa utilizzando occhiali a infrarossi, ma tutte le procedure saranno mostrate qui alla luce ambiente.Dopo aver soppresso il topo, utilizzare forbici curve per rimuovere rapidamente gli occhi. Posizionare gli occhi su un pezzo di carta da filtro per impedire che rotolino. Quindi tenere fermo un occhio con una pinzetta e utilizzare una lama sottile bifacciale per praticare una fessura nella cornea.Non appena il bulbo oculare viene perforato, trasferire l'occhio in una piastra di Petri da 60 millimetri riempita con mezzo AIMs. Utilizzando la fessura nella cornea come punto di ingresso, usare forbici piccole per rimuovere le parti rimanenti della cornea.Quindi rimuovere il cristallino e l'umor vitreo, assicurandosi che la retina rimanga attaccata alla coppa oculare. Posizionarla in un contenitore impermeabile alla luce riempito con il mezzo AIMs equilibrato con il 5% di anidride carbonica in ossigeno al 95% a 32 gradi Celsius.Tagliare successivamente a metà uno dei cupola oculare utilizzando una lama da bisturi numero 10. Separare la retina dall'epitelio pigmentato retinico.Rimuovere i bordi della retina per consentire al tessuto di adagiarsi piatto. Utilizzare una piccola pipetta di vetro per pasta con bulbo di lattice per riempire una piastra di Petri da 35 millimetri con agar fuso a bassa temperatura di gelificazione e trascinare la pinzetta attraverso l'agar per verificarne la consistenza. Una volta che l'agar inizia a solidificare, trasferire la retina sulla superficie dell'agar.Quindi, senza toccare la retina, utilizzare un pezzo di carta Kim strizzata per assorbire la soluzione in eccesso intorno ad essa. Aggiungere due o tre gocce aggiuntive di agar direttamente sulla retina e posizionare rapidamente un cilindro di plastica per formare una parete intorno ad essa, mantenendo la retina vicino al centro del cilindro; aggiungere ulteriore agar fuso a gocce, quindi trasferire la piastra di Petri in un bagno di acqua ghiacciata per raffreddare. Dopo 30 secondi, rimuovere il tessuto ed utilizzare un pistone per espellere il blocco di agar, spingendo dal lato più lontano rispetto alla retina.Utilizzare una lametta monouso per ritagliare un piccolo blocco di agar che contenga la retina e fissare il blocco con colla cianoacrilica contro il fermo in agar sul disco del campione. Trasferire il disco del campione sull'apposito albero del microtomo a vibrazione e versare nell'albero abbondante soluzione AIMS fredda, in modo da immergere completamente il blocco contenente la retina. Tagliare sezioni retiniche di spessore pari a circa 200 micron utilizzando la massima velocità di vibrazione della lama e una velocità di avanzamento regolata in modo che siano necessari quattro-cinque secondi per completare il taglio della retina.Utilizzare una lama di bisturi numero 11 per tagliare ogni sezione utilizzabile dal blocco, una alla volta. Posizionare le sezioni contenenti la retina nelle camere di registrazione e fissarle. Utilizzando gli ancoraggi per sezioni, i fili di nylon attraversano l'ancoraggio per sezioni.Tenere premuto l'agar intorno alla retina, lasciando la retina libera da ostacoli. Per le registrazioni, trasferire la camera di registrazione sul palco del microscopio eretto.Chiudere la tenda e accendere la sorgente di luce infrarossa per visualizzare la sezione con una telecamera sensibile agli infrarossi. Al microscopio, identificare una sezione retinica con fotoricettori integri all'angolo di taglio appropriato. Alcuni danni superficiali possono essere evidenti a causa del processo di sezionamento.Utilizzando una pipetta con la punta rotta, aspirare delicatamente i corpi cellulari morti. Per rimuovere questo sottile strato di cellule, una volta rivelato uno strato sano di cellule vive, identificare un corpo cellulare la cui posizione si trova nello strato di interesse. Spostare la punta della pipetta in modo da creare una leggera depressione nella membrana cellulare ed applicare una pressione negativa o interna delicata per formare un sigillo ad alta resistenza. La modalità a cellula intera può essere ottenuta applicando una pressione negativa all'elettrodo per penetrare all'interno della cellula.Successivamente, stimolare il tessuto retinico con la luce utilizzando LED per evocare risposte. Alla fine della registrazione, acquisire un'immagine utilizzando la luce di eccitazione appropriata per il fluoroforo che si è dializzato nella cellula dalla soluzione interna della pipetta. Qui vengono mostrati i potenziali evocati dalla luce di un neurone retinico adattato al buio in risposta a impulsi luminosi di intensità crescente.Questa figura è un'immagine di fluorescenza ottenuta da una sezione retinica in cui le cellule sono state riempite con il fluorocromo Lucifer yellow; la fluorescenza indotta mostra la morfologia delle cellule da cui sono state effettuate le registrazioni in patch. Dopo aver visionato questo video, si dovrebbe avere una comprensione migliore di alcune delle complessità associate all'effettuare registrazioni con tecnica del patch clamp su sezioni retiniche adattate al buio. L'obiettivo di questa procedura è misurare le risposte indotte dalla luce in condizioni di illuminazione controllata.Per fare ciò, dobbiamo prima isolare la retina, incorporarla in agar e quindi preparare sezioni retiniche da cui possiamo effettuare registrazioni da singola cellula.

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