July 27th, 2018
楽器と透過型電子顕微鏡のためのナノリットル サイズ サンプル ボリュームの準備のためのメソッドが表示されます。これは蛋白質の大幅にサンプルの損失を削減し、単一細胞ライセート visual プロテオミクス解析を有効にするために持つことができます有害な結果を回避するため、必要な紙しみが付くことのステップはありません。
この方法は、限られた量のタンパク質しか利用できない高感度タンパク質の調製など、構造生物学分野の重要な質問に答えるのに役立ちます。この手法の主な利点は、標準的なサンプル調製方法と比較して、必要なサンプル量が微量で済み、厳しい紙のブロッティングステップが不要なことです。この手法の意味するところは、ビジュアルプロテオミクスによるシングルセル解析、またはタンパク質関連疾患の診断にまで及びます。
私たちが最初にこの方法のアイデアを思いついたのは、約100, 000個の個々の粒子で高解像度の構造を解く技術があったときでした。まず、付属のテキストプロトコルで説明されているようにサンプルを準備します。次に、エタンカップ、クライオボックスホルダー、スパイダーを組み立てます。
そして、極低温容器を液体窒素で縁まで満たします。数分後、カップは冷たくなり、液体窒素がなくなります。次に、エタンガスボトルを開け、ガスをゆっくりとエタンカップに流します。
レベルが上部から2〜3ミリメートル下になるまで、カップに液体エタンを入れます。これには数分かかり、約5ミリリットルの液体エタンが必要です。スパイダーを取り外し、ポリスチロールの蓋を上に置き、クライオライターのマウントにクライオジェンコンテナを置きます。
グロー放電したEMグリッドをクライオライターピンセットでつかみ、ピンセットを電磁石で結び、マイクロマニピュレーターをねじ込んでグリッドをステージ上に平らに合わせます。ソフトウェアに戻り、[grid_save]をダブルクリックします。次に、先端がグリッド表面から約10マイクロメートル上にくるように、マイクロキャピラリーの位置を調整します。
マイクロキャピラリーがグリッド上をどこにも触れることなく、グリッド上を自由に移動できることを確認してください。そして必要ならば、マイクロキャピラリーを数マイクロメートル引き抜きます。次に、グリッドの中央に戻し、新しい位置をグリッドとして保存します。
マイクロキャピラリーをホームポジションに戻します。次に、マイクロキャピラリーを数十ナノリットルのシステム液体で洗い流し、糸くずの出ない組織を使用してマイクロキャピラリーから滴を取り除きます。すべての準備が整ったので、マクロ・スクリプトを開始します。
マクロは最初に所定の位置に移動し、5ナノリットルのシステム液体を分注して先端の気泡を取り除き、次にサンプル位置に移動します。次に、65ナノリットルのサンプルを吸引し、5ナノリットルをサンプルチューブに注入します。これにより、システムのバックラッシュが発生し、同期書き込みが可能になります。
グリッド位置に移動すると、書き込みパターンが開始され、マイクロキャピラリーがグリッド上を移動し、同時に45ナノリットルのサンプルが分注されます。次に、マイクロキャピラリーをグリッドの中心に戻し、さらに10マイクロメートル下げて、余分なサンプル液を引き出します。最後に、マクロはマイクロキャピラリーを引き出し、電磁石をオフにして、プランジフリーズメカニズムを開始します。
磁石から解放されたら、プランジャーから磁気アダプターを慎重に解放し、グリッドをエタンカップからクライオボックスを含むクライオジェンコンテナにすばやく移し、グリッドを空きスロットに配置します。まず、添付のテキストプロトコールに記載されているように細胞を調製し、インジウムスズ酸化物スライドを顕微鏡インサートにマウントします。2本のネジを使用してスライドをアルミニウムインサートに固定し、スライドの酸化インジウムスズコーティングと電気的に接地されたアルミニウムフレームとの間の電気的接触を確保します。
次に、細胞培養培地をウェルから取り出し、300マイクロリットルのエレクトロポレーションバッファーで細胞を2回洗浄します。最後の洗浄後、細胞をエレクトロポレーションバッファーに保持します。次に、酸化インジウムスズスライドを保持しているアルミニウムインサートを生細胞インキュベーターステージのセットアップに置きます。
顕微鏡を使用して、細胞培養物の位置を特定し、細胞がない領域を選択します。スライド面のマイクロキャピラリー先端に近づき、そっと触れます。次に、先端を100マイクロメートルで引き出し、位置を細胞として保存します。
次に、すぐに細胞培養を離れ、マイクロキャピラリーチップを数十ナノリットルのシステム液体で洗い流し、再び細胞培養に入れます。PDMSウェルに浸漬している間に数ナノリットルを分注して、先端に気泡が閉じ込められないようにします。セルの位置をダブルクリックし、酸化インジウムスズスライドの表面にゆっくりと近づき、接触したら先端を10マイクロメートル後退させます。
この時点で、溶解する近くの細胞を選択し、マイクロキャピラリーの先端を標的細胞の上に置きます。次に、シングルセル溶解のマクロスクリプトを開始します。
開始すると、スクリプトは、細胞が正常に溶解された後にマイクロキャピラリーを移動する位置を求めます。EMグリッドの目的の位置(グリッドなど)を入力します。その後、マクロはユーザーの介入なしに進行し、細胞培養の顕微鏡ステージを左に100マイクロメートル移動させることから始まり、そこで標的細胞のスナップショットを撮影します。
次に、15ナノリットルの二重蒸留水がマイクロキャピラリーチューブから分注され、高塩緩衝液を置換して希釈し、細胞に浸透圧を加えます。次に、ステージは戻り、先端を再び標的細胞の上に配置します。そこで、あらかじめ定義された電圧バーストが印加され、500ミリ秒後、ポンプシステムは毎分2マイクロリットルの流量で3ナノリットルのサンプルを吸引し始めます。
最後に、ステージが再び左に移動し、セルを検査できるようになります。ユーザー入力を求めるウィンドウが表示されます。セルが成功した場合は、yesと入力して、溶解したセルのスナップショットを撮ります。
その後、マイクロキャピラリーは内縁位置に移動し、リザーバー液に浸されます。マイクロキャピラリーをノズルの形状にもよりますが、8〜12分間浸しておきます。次に、5ナノリットルのコンディショニングされた細胞溶解物をグリッドに分注します。
マイクロキャピラリーを引き出し、調整したサンプルを露点ステージでゆっくりと乾燥させます。最後に、グリッドをステージから取り外し、室温でグリッドボックスに保管します。ここに示されているのは、説明されているCryoWriterセットアップを使用した凍結サンプルの一般的なクライオ画像です。
グリッドオーバービューでは、ガラス質の氷の周囲がはっきりと見えます。ガラス質の氷を含む穴の開いた炭素膜のあるグリッドスロットを詳しく調べると、ホワイトホールが見つかり、すべての穴がサンプルバッファーで満たされているわけではないことがわかります。炭素穴を含むサンプルの1つでは、バクテリオファージの尾部が詳細にはっきりと見ることができます。
シングルセルビジュアルプロテオミクスを実行するためにセットアップされたCryoWriterを使用すると、個々のタンパク質、たとえば糸状アクチンやタンパク質が付着した膜パッチなどを見ることができます。パネル6bで見ることができる画像は、有機タングステン化合物に基づいて、2%ネガティブ染色で陰性染色されています。パネルcは、クライオ電子顕微鏡用に調製したシングルセルライセートを示しています。このビデオを見れば、ナノリットルの総量のタンパク質サンプルまたはシングルセル抽出物から、ネガティブステインまたはクライオEMグリッドを調製する方法を十分に理解できるはずです。
液体エタンと窒素の取り扱いは非常に危険である可能性があるため、この手順を実行して、安全メガネや白衣の着用などの予防策を常に講じる必要があることを忘れないでください。
この記事では、ペーパーブロッティングのステップを必要とせずに、透過型電子顕微鏡用のナノリットルサイズのサンプル体積を準備する新しい方法を提示します。この技術はサンプルの損失を大幅に減少させ、視覚的プロテオミクスのための単一細胞ライセート分析を可能にします。
This method addresses a critical bottleneck in structural biology by enabling high-resolution protein analysis from nanoliter sample volumes, directly supporting target validation when protein availability is limited. By eliminating paper blotting and reducing sample loss, it enhances sample integrity and reproducibility—key factors for reliable assay development and mechanistic de-risking in early discovery. The capability to integrate with single-cell lysis opens pathways for visual proteomics, expanding the utility of cryo-EM in phenotypic screening and biomarker discovery workflows.
The method fits within the early discovery continuum, supporting target validation through structural insight and enabling progression to lead identification by reducing biological uncertainty in protein targets.