Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Micronização mecânica de Lipoaspirates para terapia regenerativa

Published: March 15, 2019 doi: 10.3791/58765
Automatic Translation
1, 1, 1, *1, *1
1Department of Plastic and Cosmetic Surgery, Nanfang Hospital, Southern Medical University
* These authors contributed equally

Summary

Aqui, apresentamos um protocolo para obter a fração vascular do estroma do tecido adiposo através de uma série de processos mecânicos, que incluem emulsificação e múltiplas centrifugações.

Abstract

Fração de vascular do estroma (SVF) tornou-se uma ferramenta regenerativa para várias doenças; no entanto, a legislação estritamente regula a aplicação clínica dos produtos de célula usando a colagenase. Aqui, apresentamos um protocolo para gerar uma mistura injectável de células SVF e nativo da matriz extracelular do tecido adiposo, por um processo puramente mecânico. Lipoaspirates são colocar em uma centrífuga e girou a 1.200 x g durante 3 min. A camada média é coletada e separada em duas camadas (alta densidade de gordura na parte inferior) e baixa densidade de gordura na parte superior. A camada superior é diretamente emulsionada deslocando-se intersyringe, a uma taxa de 20 mL/s para 6 x 8 x. A gordura emulsionada é centrifugada a 2.000 x g durante 3 min, e a substância pegajosa sob a camada de óleo é coletada e definida como a matriz extracelular (ECM) / SVF-gel. O óleo sobre a camada superior é coletado. Cerca de 5 mL de óleo é adicionado à 15 mL de gordura de alta densidade e emulsionado deslocando-se intersyringe, a uma taxa de 20 mL/s para 6 x 8 x. A gordura emulsionada é centrifugada a 2.000 x g durante 3 min, e a substância pegajosa é também ECM/SVF-gel. Após o transplante do ECM/SVF-gel em camundongos, o enxerto é colhido e avaliado através do exame histológico. O resultado mostra que este produto tem o potencial para se regenerar em tecido adiposo normal. Este procedimento é um procedimento de dissociação mecânica simples, eficaz para condensar as células SVF incorporadas em sua natural apoio ECM para fins regenerativos.

Introduction

Terapias de células-tronco fornecem uma mudança de paradigma para a regeneração e reparação tecidual para que eles possam oferecer um regime terapêutico alternativo para várias doenças1. Células-tronco (por exemplo, as células-tronco pluripotentes induzidas e células-tronco embrionárias) têm um grande potencial terapêutico, mas são limitadas devido ao regulamento de célula e considerações éticas. Adiposo-derivados mesenquimais estromais/células-tronco (ASCs) são fáceis de obter do lipoaspirates e não sujeitos às mesmas restrições; assim, tornou-se um tipo de célula ideal para medicina regenerativa prática2. Além disso, eles são nonimmunogenic e têm recursos abundantes de gordura autóloga3.

Atualmente, ASCs são obtidos principalmente por mediada por colagenase digestão do tecido adiposo. A fração vascular do estroma (SVF) do tecido adiposo contém células progenitoras endoteliais ASCs, pericitos e células do sistema imunológico. Embora a obtenção de uma elevada densidade de SVF/ASCs enzimaticamente foi mostrado para ter efeitos benéficos, a legislação em vários países estritamente regula a aplicação clínica dos produtos à base de célula usando colagenase4. Digerir o tecido adiposo com colagenase por 30 min a 1 h para obter as células SVF aumenta o risco de ambos material exógeno na preparação e contaminação biológica. A cultura aderente e a purificação de ASCs, que leva dias para semanas, exigem equipamentos laboratoriais específicos. Além disso, na maioria dos estudos, células SVF e ASCs são usados em suspensão. Sem a proteção da matriz extracelular (ECM) ou outra transportadora, células livres são vulneráveis, causar uma retenção de pobre célula após a injeção e comprometer o resultado terapêutico de5. Todas estas razões limitam a aplicação adicional de terapia com células tronco.

Para obter o ASCs do tecido adiposo sem digestão mediada por colagenase, vários procedimentos de processamento mecânico, incluindo a centrifugação, mecânica, picar, ralar, reduzir a puré e picagem, têm sido desenvolvidos6,7 , 8 , 9. esses métodos são pensados para condensar o tecido e ASCs por perturbar mecanicamente adipócitos maduros e suas vesículas contendo óleo. Além disso, estas preparações, contendo altas concentrações de ASCs, mostraram considerável potencial terapêutico como medicina regenerativa em animal modelos8,9,10.

Em 2013, et al . Tonnard introduziu o nanofat enxertia técnica, que envolve produzindo emulsionado lipoaspirates por intersyringe11de processamento. A força de corte criada por intersyringe deslocando seletivamente pode quebrar adipócitos maduros. Baseado em seus findings, desenvolvemos um método de processamento puramente mecânico que remove a maioria dos lipídios e fluido no lipoaspirates, deixando apenas as células SVF e ECM fracionada, o que é ECM/SVF-gel12. Aqui, descrevemos os detalhes do processo mecânico de humanos-derivadas de tecido adiposo para produzir o ECM/SVF-gel.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Esta pesquisa foi aprovada pelo Comitê de revisão ética em Nanfang Hospital, Guangzhou, China. Tecido adiposo foi coletado de saudáveis doadores que deu consentimento informado por escrito para participar no estudo. Todos os experimentos com animais foram aprovados pelo Comitê de uso e Nanfang Hospital institucional Cuidado Animal e executados de acordo com as diretrizes da saúde nacional e Conselho de pesquisa médica (China).

1. ECM/SVF-gel de preparação

  1. Gordura de colheita.
    1. Realizar a lipoaspiração em um ser humano com uma cânula de 3 mm multiporta, que contém vários buracos do lado afiado de 1 mm de diâmetro, -0,75 atm de pressão de sucção.
    2. Recolha 200 mL de lipoaspirates em um saco estéril.
  2. Prepare-se gordura de Coleman.
    1. Transferir o lipoaspirates para quatro tubos de 50 mL e permitir que a gordura colhida ficar parado por 10 min.
    2. Coletar a gordura na camada superior em dois tubos de 50 mL, usando uma pipeta de ponta em toda a transferir e descartar a parte líquida na camada inferior.
    3. Usando tubos de 50 mL, centrifugate a camada de gordura a 1.200 x g , à temperatura ambiente (RT) por 3 min.
    4. Defina a camada superior (cerca de 80 mL) como gordura de Coleman.
    5. Transfira o superior 2/3 da gordura Coleman para um tubo de 20 mL, usando uma pipeta de ponta em todo o e definir esta parte como gordura de baixa densidade.
    6. O 1/3 inferior da Coleman gordura e traslado para outro tubo de 20ml usando uma pipeta de ponta em todo o e definir esta parte como gordura de alta densidade.
  3. Produzir ECM/SVF-gel de baixa densidade de gordura.
    1. Usando duas seringas de 20 mL, conectadas por um conector de Luer-Lock fêmea-fêmea (com um diâmetro interno de 2,4 mm) para intershift de 20 mL de gordura de baixa densidade.
    2. Manter a velocidade de deslocamento estável (a 20 mL/s) e repita para 6 x 8 x.
    3. Centrifugate a mistura a 2.000 x g em RT por 3 min.
    4. Recolha a porção de óleo na parte superior em um tubo de 10 mL, usando uma pipeta de ponta em todo o no RT para utilização posterior.
    5. Coletar a substância pegajosa na camada média, o que é ECM/SVF-gel (Figura 1A), usando uma pipeta de ponta larga e descarte o líquido na camada inferior.
  4. Produzir ECM/SVF-gel de alta densidade de gordura.
    1. Adicione 5 mL de óleo (coletado da etapa 1.3.4) para 15 mL de gordura de alta densidade.
    2. Intershift a gordura mista entre seringas 6 x 8 x até um flocular é observado dentro da emulsão.
    3. Centrifugate a mistura a 2.000 x g em RT por 3 min.
    4. Descarte a porção de óleo na parte superior.
    5. Coletar a substância pegajosa na camada média (ECM/SVF-gel) usando uma pipeta de ponta em todo o e descarte o líquido na camada inferior.
    6. Misture o ECM/SVF-gel da escadaria 1.3.5 e 1.4.5.

2. nu Mouse modelo de enxerto de ECM/SVF-gel

  1. Anestesiar os camundongos (8 semanas velho, do sexo feminino) com isoflurano (1-3%) anestesia por inalação em uma sala de operação de animais.
  2. Transferi o ECM/SVF-gel para uma seringa de 1 mL.
  3. Conecte a seringa de 1 mL com uma cânula romba de infiltração.
  4. Inserir a cânula por via subcutânea em cada flanco do mouse.
  5. Injete 0,3 mL do ECM/SVF-gel.

3. tecido colheita na 3, 15 e 90 dias após a injeção de ECM/SVF-gel

  1. Anestesiar os ratos com isoflurano (1-3%) anestesia por inalação.
  2. Sacrifica os ratos pelo método de deslocamento cervical.
  3. Fazer uma incisão na linha média da pele dorsal do mouse com uma tesoura cirúrgica.
  4. Dissecar e colher os enxertos de gordura em ambos os lados do rato. Incorpore os enxertos de gordura no paraformaldeído 4% em RT durante a noite.
  5. Desidratar o tecido em concentrações crescentes de álcool etílico: etanol a 70%, duas alterações, 1 h cada; 80% de etanol, uma mudança, 1 h; etanol a 95%, uma mudança, 1 h; 100% de etanol, três alterações, 1,5 h cada; xileno, três alterações, 1,5 h cada.
  6. Infiltre o tecido com cera de parafina (58-60 ° C), duas alterações, 2h cada.
  7. Incorpore o tecido em blocos de parafina. Seções de corte em uma espessura de cerca de 4 µm e colocá-los em slides.

4. hematoxilina e eosina coloração

  1. Deparaffinize os slides de bloco de parafina mergulhando-os em xilol I, II e III (10 min cada).
  2. Hidratar as secções de tecido, passando-os através de diminuir as concentrações (100%, 100%, 95%, 80%, 70%) de banhos de etanol por 3 min cada.
  3. Enxague as seções de tecido em água destilada (5 min).
  4. Mancha os cortes histologicos em hematoxilina por 5 min.
  5. Enxagúe as seções de tecido em água corrente por 20 min. Decolorize em álcool ácido 1% (1% HCl em álcool a 70%) para 5 s. enxaguar em água corrente, até as seções são azuis novamente.
  6. Adicionar duas a três gotas de corante eosina Y diretamente sobre os slides com uma pipeta e deixe a tinta por 10 min.
  7. Lave as lâminas em água da torneira por 15 min.
  8. Desidratar os slides em aumentar as concentrações (70%, 80%, 95%, 100%, 100%) de etanol por 3 min cada.
  9. Limpe os slides em xilol I e II por 5 min cada.
  10. Monte as lâminas em meios de montagem.

5. imunofluorescência coloração

  1. Deparaffinize os cortes histologicos em xilol I, II e III (5 min cada).
  2. Hidratar as secções de tecido, passando-os através de diferentes concentrações (100%, 100%, 95%, 95%, 70%) de banhos de álcool para 3 min cada.
  3. Incube as secções em solução 3% H2O2 em metanol em RT por 10 min.
  4. Lave os slides 2 x com água destilada, 5 min cada.
  5. Solte os slides em uma cesta de slide. Adicione 300 mL de 10 mM de tampão citrato (pH 6,0) e a incubar em 95-100 ° C por 10 min.
  6. Legal os slides em RT por 20 min.
  7. Lave os slides 2 x com tampão fosfato salino (PBS), 5 min cada.
  8. Adicione 100 µ l de soro bovino fetal de 10% sobre as guias e incubá-los numa câmara umidificada no RT por 1h.
  9. Incube as secções com solução de anticorpo primário (cobaia anti-rato Perilipin, 1: 400) a 4 ° C durante a noite.
  10. Enxágue as lâminas com PBS 3 x, 5 min cada.
  11. Incubar as secções com solução de anticorpo secundário (IgG de cabra anti-Guiné porco-488) por 2 h no RT
  12. Enxágue as lâminas com PBS 3 x, 5 min cada.
  13. Limpe a água ao redor da seção com papel de tecido limpo.
  14. Caem ′ 4, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) e Alexa Fluor 488-conjugado isolectin o círculo para cobrir a seção no slide.
  15. Montar as lamelas e deixe-os secar no escuro.
  16. Observe os slides com um microscópio fluorescente.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Depois de processar a gordura Coleman para ECM/SVF-gel, o volume de óleo descartado ocupa 80% do volume final, e apenas 20% do tecido adiposo, preservado sob a camada de óleo é considerado como ECM/SVF-gel (Figura 1A). ECM/SVF-gel tem uma textura suave do líquido, como que lhe permite passar por uma agulha fina de 27 G; no entanto, Coleman gordura é composta de uma estrutura integral adiposa com grandes fibras e só pode ir através de uma cânula de 18 G (Figura 1B).

No dia 3, após o transplante, apareceu um grande número de pequenas preadipocytes com várias gotículas lipídicas intracelulares, bem vascularizado extensa do tecido conjuntivo e infiltrados de células inflamatórias. Começando no dia 15, o número de células inflamatórias começou a reduzida gradualmente, e adipócitos começaram a amadurecer. Por dia 90, a maioria do tecido conjuntivo vascularizado nos enxertos tinha sido substituída por adipócitos maduros (Figura 2, painel superior).

Enxertos de ECM/SVF-gel continham alguns adipócitos perilipin-positivo, 3 dias após o transplante. Preadipocytes de pequeno porte com várias gotículas lipídicas intracelulares começaram a aparecer no dia 15. Cada campo do ECM/SVF-gel enxerto seções no dia 90 mostrou numerosos perilipin-positivo adipócitos e vasos sanguíneos recém-formados (Figura 2, painel inferior).

Figure 1
Figura 1 : Imagens do ECM/SVF-gel. Centrifugado Coleman gordura e ECM/SVF-gel após o processamento (A). ECM/SVF-gel pode ser facilmente injetado através de uma agulha 27G; no entanto, Coleman gordura só pode passar através de uma cânula de 18 G (B). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2 : Alterações histológicas no ECM/SVF-gel após transplante. ECM/SVF-gel mostrou bem vascularizado extensa do tecido conjuntivo e infiltração de células inflamatórias no dia 3. Posteriormente, a maioria do tecido conjuntivo vascularizado foi substituído por uma estrutura que contém adipócitos maduros (painel superior). Imunofluorescência coloração mostra que a maioria do tecido é composto por área de perilipin-negativo no dia 3. No dia 15, uma grande parcela de perilipin + adipócitos apareceu. Numerosos perilipin-positivo adipócitos foram encontrados após 90 dias (painel inferior). As barras de escala = 100 µm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Terapia regenerativa baseada em células-tronco tem mostrado um grande benefício potencial em diferentes doenças. ASCs são excelentes candidatos terapêuticos porque eles são fáceis de obter e ter a capacidade de reparação tecidual e a regeneração de novos tecidos15. No entanto, existem limitações para expandir sua aplicação clínica, pois requer procedimentos complicados para isolar as células e colagenase para processamento6. Assim, é essencial desenvolver uma técnica simples para obter células-tronco sem o uso de colagenase.

Neste estudo, apresentamos um processo puramente mecânico do tecido adiposo para obter células SVF, que são protegidas pelo ECM adiposa nativo. Além disso, este processo é isento de colagenase. Um anterior estudo comparado diferentes intersyringe tempos de processamento e mostrou que a intersyringe o processamento de gordura Coleman padrão para 1 min a uma taxa de fluxo de 10 mL/s é o protocolo ideal para a produção de ECM/SVF-gel12. Usando o deslocamento intersyringe, a maioria dos adipócitos no lipoaspirates são destruídos, com a maioria das células SVF e ECM preservada. Assim, intersyringe de deslocamento é o passo chave de todo o processo. A velocidade de deslocamento intersyringe e o tempo gasto na realização do deslocamento determinam o nível de destruição do tecido adiposo, porque a força de tosquia criada pelo processo de intersyringe está associada com a velocidade de deslocamento. Sugerimos que a velocidade de deslocamento deve ser estável a 20 mL/s. destruição insuficiente conduz à restantes adipócitos indesejados, enquanto overdestruction resulta em danificar as células SVF. O produto do presente protocolo pode ser definido como ECM/SVF-gel somente se alcançou os seguintes critérios: 1) seu volume final é ~ 20% do volume inicial; 2) facilmente é injetada através de uma agulha de 27G. Um estudo anterior demonstrou que o ECM/SVF-gel contém altas densidades de ambos CD45-/ CD31- / CD34 + ASCs e a densidade celular do SVF é > 4.0 x 105 células/mL12.

Durante o processo de criação de ECM/SVF-gel, centrifugação foi realizado 2 x, antes e depois da mudança de intersyringe. Antes da intersyringe de deslocamento, usamos centrifugação para criar "densidade graduada" de gordura. Este é outro passo fundamental. Está provado que a camada de gordura de alta densidade na parte inferior, após a centrifugação, é rica em ECM condensada mas tem menos óleo, enquanto a camada de gordura de baixa densidade no topo tem mais óleo, mas menos ECM fibra16,17. Assim, estas duas camadas devem ser processadas de maneiras diferentes. Gordura de baixa densidade pode diretamente submetida ao tratamento intersyringe para destruir os adipócitos. No entanto, a alta densidade de gordura na camada de fundo requer óleo adicional para facilitar a destruição dos adipócitos. O óleo adicionado pode diminuir a densidade de gordura de alta densidade, tornando o movimento mais fácil. Além disso, o óleo pode ajudar a extrair mais petróleo dos adipócitos quebrados; no entanto, não o líquido aquoso. Assim, nós adicionamos óleo extra à alta densidade de gordura. A centrifugação após o intersyringe de deslocamento é separar a porção de óleo das células SVF e ECM. Óleo deve ser evitado no produto final.

O transplante de ECM/SVF-gel resultou em uma taxa de retenção grande. Como mencionado acima, o passo fundamental do tratamento do ECM/SVF-gel é intersyringe de deslocamento, que destrói a maioria dos adipócitos. Assim, pouco adipócitos permaneceram no ECM/SVF-gel. Como mostrado na Figura 2, uma pequena área de perilipin-positivo apareceu no transplantado ECM/SVF-gel no dia 3. No entanto, depois de 15 dias, lotes de adipócitos perilipin-positivo apareceram e tornou-se maduro, após 90 dias. Um estudo anterior mostrou que o transplante de ECM/SVF-gel induzido anfitrião mediada por células adiposo tecido regeneração14. Usando o antígeno leucocitário humano para identificar a origem dos adipócitos recém-formado, descobrimos que, apesar da maioria das células o SVF derivado de enxerto, a maioria do tecido adiposo recém-formado foi derivado de anfitrião. ECM/SVF-gel tem uma grande função regenerativa, como informamos anteriormente. Este produto teve grandes efeitos terapêuticos em12de cicatrização de feridas. Além disso, ajudou a melhorar a taxa de sobrevivência do retalho livre em um modelo do rato ao acelerar a angiogênese10.

SVF-gel é um autólogo injetável contendo ECM nativo e componentes celulares funcionais. O produto é gerado a partir de lipoaspirate por um processo mecânico simples, que pode ser realizado facilmente, sem qualquer preocupação em relação a assuntos regulatórios. No entanto, o efeito regenerativo do ECM/SVF-gel permanece obscuro. Para melhor caracterizar os efeitos benéficos do ECM/SVF-gel, investigações para caracterizar os mecanismos moleculares subjacentes do efeito regenerativo do ECM/SVF-gel estão a caminho.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de ciência natural da China (81471881, 81601702, 81671931), a Fundação de ciências naturais da província de Guangdong de China (2014A030310155) e a Fundação administrador de Hospital Nanfang (2014B009, 2015Z002, 2016Z010, 2016B001).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alexa Fluor 488-conjugated isolectin GS-IB4 Molecular Probes I21411
guinea pig anti-mouse perilipin Progen GP29
DAPI Thermofisher D1306
wide tip pipet Celltreat 229211B
Confocal microscope  Leica  TCS SP2
nude nice  Southern Mdical University /
light microscope  Olympus /
50 mL tube Cornig 430828
sterile bag Laishi /
microtome Leica  CM1900
centrifuge Heraus

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bateman, M. E., et al. Using Fat to Fight Disease: A Systematic Review of Non-Homologous Adipose-Derived Stromal/Stem Cell Therapies. Stem Cells. 36 (9), 1311-1328 (2018).
  2. Baer, P. C., Geiger, H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells International. , 812693 (2012).
  3. Gimble, J. M., Katz, A. J., Bunnell, B. A. Adipose-derived stem cells for regenerative medicine. Circulation Research. 100 (9), 1249-1260 (2017).
  4. Halme, D. G., Kessler, D. A. FDA regulation of stem-cell-based therapies. New England Journal of Medicine. 355 (16), 1730-1735 (2006).
  5. Cheng, N. C., Wang, S., Young, T. H. The influence of spheroid formation of human adipose-derived stem cells on chitosan films on stemness and differentiation capabilities. Biomaterials. 33 (6), 1748-1758 (2012).
  6. van Dongen, J. A., et al. Comparison of intraoperative procedures for isolation of clinical grade stromal vascular fraction for regenerative purposes: a systematic review. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (1), 261-274 (2018).
  7. van Dongen, J. A., et al. The fractionation of adipose tissue procedure to obtain stromal vascular fractions for regenerative purposes. Wound Repair and Regeneration. 24 (6), 994-1003 (2016).
  8. Mashiko, T., et al. Mechanical Micronization of Lipoaspirates: Squeeze and Emulsification Techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (1), 79-90 (2017).
  9. Feng, J., et al. Micronized cellular adipose matrix as a therapeutic injectable for diabetic ulcer. Regenerative Medicine. 10 (6), 699-708 (2015).
  10. Zhang, P., et al. Ischemic flap survival improvement by composition-selective fat grafting with novel adipose tissue derived product - stromal vascular fraction gel. Biochemistry and Biophysics Research Communication. 495 (3), 2249-2256 (2018).
  11. Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (4), 1017-1026 (2013).
  12. Yao, Y., et al. Adipose Extracellular Matrix/Stromal Vascular Fraction Gel: A Novel Adipose Tissue-Derived Injectable for Stem Cell Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 139 (4), 867-879 (2017).
  13. Yao, Y., et al. Adipose Stromal Vascular Fraction Gel Grafting: A New Method for Tissue Volumization and Rejuvenation. Dermatologic Surgery. 44 (10), 1278-1286 (2018).
  14. Zhang, Y., et al. Improved Long-Term Volume Retention of Stromal Vascular Fraction Gel Grafting with Enhanced Angiogenesis and Adipogenesis. Plastic and Reconstructive Surgery. 141 (5), 676-686 (2018).
  15. Sun, B., et al. Applications of stem cell-derived exosomes in tissue engineering and neurological diseases. Reviews in the Neurosciences. 29 (5), 531-546 (2018).
  16. Allen, R. J., et al. Grading lipoaspirate: is there an optimal density for fat grafting. Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (1), 38-45 (2013).
  17. Qiu, L., et al. Identification of the Centrifuged Lipoaspirate Fractions Suitable for Postgrafting Survival. Plastic and Reconstructive Surgery. 137 (1), 67-76 (2016).

Tags

Medicina edição 145 células-tronco derivadas adiposo processo mecânico lipoaspirates gordura enxertia terapia de células-tronco gel de fração vascular do estroma
Micronização mecânica de Lipoaspirates para terapia regenerativa
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Zhu, H., Ge, J., Chen, X., Lu, F.,… More

Zhu, H., Ge, J., Chen, X., Lu, F., Cai, J. Mechanical Micronization of Lipoaspirates for Regenerative Therapy. J. Vis. Exp. (145), e58765, doi:10.3791/58765 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter