Summary
Diese Publikation zeigt die Anwendung von Röntgenbeugung und dynamischer Differenzkalorimetrie als Goldstandards für die Untersuchung des Festkörpers lipidbasierter Hilfsstoffe (LBEs). Das Verständnis der Festkörperveränderung in LBEs und ihrer Auswirkungen auf die Leistung pharmazeutischer Produkte ist der Schlüsselfaktor für die Herstellung robuster lipidbasierter Darreichungsformen.
Abstract
Lipidbasierte Hilfsstoffe (LBEs) sind wenig toxisch, biokompatibel und natürlich, und ihre Anwendung unterstützt die Nachhaltigkeit der pharmazeutischen Herstellung. Die größte Herausforderung ist jedoch ihr instabiler Festkörper, der die Stabilität des pharmazeutischen Produkts beeinträchtigt. Kritische physikalische Eigenschaften von Lipiden für ihre Verarbeitung - wie Schmelztemperatur und Viskosität, Rheologie usw. - hängen mit ihrer molekularen Struktur und ihrer Kristallinität zusammen. Additive sowie thermische und mechanische Belastungen im Herstellungsprozess beeinflussen den Festkörper von Lipiden und damit deren Leistungsfähigkeit. Daher ist es entscheidend, die Veränderung im Festkörper zu verstehen. In dieser Arbeit wird die Kombination aus Pulverröntgenbeugung und dynamischer Differenzkalorimetrie (DSC) als Goldstandard für die Charakterisierung des Festkörpers von Lipiden eingeführt. Die Röntgenbeugung ist die effizienteste Methode, um Polymorphie und Kristallwachstum zu screenen. Die polymorphe Anordnung und die Lamellenlänge sind im Weitwinkel- bzw. Kleinwinkelbereich der Röntgenbeugung charakterisiert. Der Bereich der Röntgenkleinwinkelstreuung (SAXS) kann weiter genutzt werden, um das Kristallwachstum zu untersuchen. Phasenübergang und Trennung können angezeigt werden. DSC wird verwendet, um das thermische Verhalten von Lipiden zu screenen, die Mischbarkeit von Zusatzstoffen und/oder pharmazeutischen Wirkstoffen (API) in der Lipidmatrix abzuschätzen und Phasendiagramme bereitzustellen. Es werden vier Fallstudien vorgestellt, in denen LBEs entweder als Beschichtungsmaterial oder als Verkapselungsmatrix verwendet werden, um lipidbeschichtete multipartikuläre Systeme bzw. Lipidnanosuspensionen bereitzustellen. Der Lipid-Festkörper und seine mögliche Veränderung während der Lagerung werden untersucht und mit der Veränderung in der API-Freisetzung korreliert. Qualitative mikroskopische Methoden wie die Polarisationslichtmikroskopie und die Rasterelektronenmikroskopie sind komplementäre Werkzeuge zur Untersuchung der Kristallisation auf Mikroebene. Weitere Analysemethoden sollten basierend auf dem gewählten Herstellungsverfahren hinzugefügt werden. Die Beziehung zwischen Struktur-Funktion und Verarbeitbarkeit sollte sorgfältig verstanden werden, um robuste und stabile lipidbasierte pharmazeutische Produkte zu entwickeln.
Introduction
Lipide sind eine Klasse von Materialien, die langkettige aliphatische Kohlenwasserstoffe und deren Derivate enthalten. Sie decken ein breites Spektrum chemischer Strukturen ab, darunter Fettsäuren, Acylglycerine, Sterole und Sterolester, Wachse, Phospholipide und Sphingolipide1. Die Verwendung von Lipiden als pharmazeutische Hilfsstoffe begann 1960 zum Einbetten von Arzneimitteln in eine Wachsmatrix, um Formulierungen mit verzögerter Freisetzung bereitzustellen2. Seitdem haben lipidbasierte Hilfsstoffe (LBEs) für verschiedene Anwendungen wie modifizierte Wirkstofffreisetzung, Geschmacksmaskierung, Arzneimittelverkapselung und verbesserte Bioverfügbarkeit von Arzneimitteln große Aufmerksamkeit erlangt. LBEs können in einer Vielzahl von pharmazeutischen Darreichungsformen über vielseitige Herstellungsverfahren angewendet werden, nämlich unter anderem Hotmelt-Beschichtung, Sprühtrocknung, Feststofflipidextrusion, 3D-Druck, Tablettierung und Hochdruckhomogenisierung. Darreichungsformen wie Tabletten, oral zerfallende Filme, multipartikuläre Systeme, Nano- und Mikropartikel, Pellets und 3D-gedruckte Formen sind das Ergebnis 2,3,4.
LBEs besitzen den Status "General Recognized as Safe", geringe Toxizität, gute Biokompatibilität und verbesserte Patientenverträglichkeit. Ihre natürliche Herkunft und breite Verfügbarkeit ermöglichen es ihnen, eine umweltfreundliche und nachhaltige pharmazeutische Herstellung zu ermöglichen. Dennoch wurde die Verwendung von LBEs mit instabilen Darreichungsformen in Verbindung gebracht. Über Veränderungen der Eigenschaften lipidbasierter Produkte nach der Lagerung wurde weithin berichtet. Der Festkörper von LBEs und das Vorhandensein von Lipidpolymorphismus gelten als Hauptgründe für die Instabilität lipidbasierter Darreichungsformen 5,6,7,8.
Die mechanischen und physikalischen Eigenschaften von Lipiden stehen in engem Zusammenhang mit ihren Kristallisationseigenschaften und der Struktur ihres Kristallnetzwerks, das unterschiedliche Hierarchien der strukturellen Organisation aufweist. Wenn Lipide bei der Herstellung von pharmazeutischen Produkten verwendet werden, wird die Kristallstruktur durch die angewendeten Prozessparameter wie Temperatur, organische Lösungsmittel, Scherung und mechanische Kräfte beeinflusst, was wiederum die Leistung des pharmazeutischen Produkts beeinflusst 5,7,9,10,11,12 . Um diese Struktur-Funktions-Beziehung zu verstehen, ist es wichtig, die Grundlagen der Lipidkristallisation und Kristallstruktur sowie analytische Methoden zu kennen, um sie zu screenen.
Auf molekularer Ebene wird die kleinste Einheit eines Lipidkristalls als "Elementarzelle" bezeichnet. Eine regelmäßige dreidimensionale Wiederholung von Elementarzellen baut die Kristallgitter auf, mit stärkeren molekularen Wechselwirkungen entlang ihrer lateralen Richtungen als die longitudinalen, was den geschichteten Aufbau von Lipidkristallen erklärt. Die wiederholte Querschnittspackung von Kohlenwasserstoffketten wird als Teilzelle 1,12,13 bezeichnet (Abbildung 1). Lamellen sind die seitliche Packung von Lipidmolekülen. Im Kristallgehäuse bestehen die Grenzflächen zwischen verschiedenen Lamellen aus Methylendgruppen, während die polaren Glyceringruppen an den inneren Teilen der Lamelle14 angeordnet sind. Zur Unterscheidung jeder Fettsäurekette in der Lamelle wird der Begriff Leaflet verwendet, der eine Unterschicht darstellt, die aus einzelnen Fettsäureketten besteht. Acylglycerole können in doppelten (2L) oder dreifachen (3L) Blättchenkettenlängen14 angeordnet sein. Die Oberflächenenergie der Lamellen treibt sie dazu, sich epitaktisch zueinander zu stapeln, um Nanokristallite bereitzustellen. Verschiedene Verarbeitungsfaktoren wie Abkühltemperatur und -geschwindigkeit beeinflussen die Anzahl der gestapelten Lamellen und damit die Kristallitdicke (~10-100 nm). Die Aggregation von Kristalliten führt zur Bildung von Sphärulite im Mikromaßstab, und die Aggregation von Sphärulite verleiht dem Kristallnetzwerk von LBEs ein definiertes makroskopisches Verhalten13.
Festkörperübergänge beginnen auf molekularer Ebene. Der geometrische Übergang von einer Teilzelle zur anderen wird Polymorphismus genannt. Drei Hauptpolymorphe der α-, β'- und β-Form finden sich normalerweise in Acylglycerinen, geordnet nach erhöhter Stabilität. Das Kippen der Lamelle gegenüber den Endgruppen erfolgt während polymorpher Übergänge 1,13. Speicherung und schmelzvermittelte polymorphe Übergänge werden von LBEs erfahren. Speicherübergänge treten auf, wenn die metastabile Form unter ihrer Schmelztemperatur gelagert wird, während schmelzvermittelte Übergänge auftreten, wenn die Temperatur über den Schmelzpunkt einer metastabilen Form steigt, was zum Schmelzen und zur sukzessiven Kristallisation der stabileren Form führt.
Darüber hinaus können auch Phasentrennung und Kristallwachstum auftreten. Die Phasentrennung wird durch anfängliche mehrphasige Kristallisation und Wachstum einer oder mehrerer Phasen vorangetrieben. Partikel-Partikel-Wechselwirkungen, einschließlich Sintern, molekulare Wechselwirkungen, mikrostrukturelle Merkmale und Fremdkomponenten, können ebenfalls Kristallwachstum auslösen 1,5.
Die Überwachung der Festkörperübergänge von LBEs und ihrer Auswirkungen auf die Leistung von Darreichungsformen ist von großer Bedeutung. Unter anderem sind die dynamische Differenzkalorimetrie (DSC) und die Röntgenbeugung, insbesondere die simultane Klein- und Weitwinkel-Röntgenstreuung (SWAXS), zwei Goldstandards für die Beurteilung von Lipidfestkörpern.
DSC wird üblicherweise verwendet, um die Enthalpieänderungen des interessierenden Materials im Zusammenhang mit dem Wärmefluss als Funktion von Zeit und Temperatur zu messen. Das Verfahren wird häufig für das Screening des thermischen Verhaltens von Lipiden verwendet, wie mögliche Schmelz- und Kristallisationswege, entsprechende Temperatur und Enthalpie verschiedener polymorpher Formen sowie Neben- und Hauptfraktionen von Lipidzusammensetzungen. Diese Daten können verwendet werden, um die Heterogenität, mehrere Phasen und den Lipidpolymorphismus 5,7,13 darzustellen.
Röntgenbeugungstechniken sind die leistungsfähigsten Methoden zur Strukturbestimmung im festen Zustand. Mit einer geordneten Nanostruktur mit wiederholten Lamellen kann die Reflexion von Röntgenstrahlen von Lipidkristallen mit dem Braggschen Gesetz untersucht werden:
d = λ/2sinθ (Gleichung 1)
wobei λ die Röntgenwellenlänge von 1,542 Å, θ der Beugungswinkel des gestreuten Strahls und d der interplanare Abstand wiederholter Schichten ist, definiert als Lamellenlänge in Lipiden. Der kleine Winkelbereich des Röntgenbildes kann perfekt genutzt werden, um das Muster mit langem Abstand zu erkennen und die Lamellenlänge (d) zu berechnen. Je größer der wiederholte Abstand d ist, desto kleiner ist der Streuwinkel (1-15°, kleiner Winkelbereich), da d umgekehrt proportional zu sin θ ist. Die Subzellanordnung von Lipiden kann als kurzes Abstandsmuster im Weitwinkelbereich der Röntgenbeugung charakterisiert werden. Sowohl die langen als auch die kurzen Abstandsmuster von Lipiden (Lamellenlänge und Subzellanordnung) können verwendet werden, um die monotrope polymorphe Transformation anzuzeigen. Zum Beispiel kann die α-Form (hexagonal) aufgrund einer Änderung des Neigungswinkels der Ketten zu β (triklin) verändert werden, mit Änderungen in der Lamellenlänge (langes Abstandsmuster, im kleinen Winkelbereich, 1-15°) und im Querschnittspackungsmodus (kurzes Abstandsmuster, im Weitwinkelbereich, 16-25°) (Abbildung 2).
Die aus der SAXS-Region gewonnenen Informationen können weiter verwendet werden, um das Kristallwachstum zu untersuchen, indem seine Dicke (D) über die Scherrer-Gleichung15 gemessen wird:
D = Kλ/FWHMcosθ (Gleichung 2)
Dabei ist FWHM die Breite in Bogenmaß des Beugungsmaximums, gemessen in einer halben Höhe zwischen dem Hintergrund und dem Peak, allgemein bekannt als volle Breite bei halbem Maximum (FWHM); θ ist der Beugungswinkel; λ ist die Röntgenwellenlänge (1,542 Å) und K (Scherrer-Konstante) ist eine dimensionslose Zahl, die Informationen über die Form des Kristalls liefert (im Falle des Fehlens detaillierter Forminformationen ist K = 0,9 eine gute Näherung). Bitte beachten Sie, dass die Scherrer-Gleichung verwendet werden kann, um mittlere Kristallgrößen von bis zu etwa 100 nm zu schätzen, da die Peakverbreiterung umgekehrt proportional zur Kristallitgröße ist. Daher ist seine Anwendung nützlich, um die Dicke von Nanoplättchen und indirekt die Anzahl der aggregierten Lamellen zu bestimmen. Beispiele für die Verwendung dieses bekannten Ansatzes zum Screening der Kristalleigenschaften von Lipiden in der pharmazeutischen Formulierungsentwicklung und der entsprechenden Instabilität der Produktleistung finden sich in 5,12,16,17,18.
Die Überwachung des Festkörpers von LBEs in jeder Entwicklungsphase durch etablierte Analysetechniken bietet eine effektive Strategie für die Entwicklung leistungsstarker Herstellungsprozesse und stabiler lipidbasierter pharmazeutischer Produkte.
Diese Publikation stellt die kritische Anwendung einer umfassenden Festkörperanalyse von LBEs zur Überwachung der Veränderungen im Festkörper und deren Korrelation mit der Veränderung des Freisetzungsprofils von pharmazeutischen Wirkstoffen (API) aus der pharmazeutischen Darreichungsform vor. Als Fallstudien dienen multipartikuläre Systeme, die auf lipidbeschichteten API-Kristallen mittels Hotmelt-Beschichtung basieren, und Nano-Lipidsuspensionen, die durch Hochdruckhomogenisierung hergestellt werden. Der Schwerpunkt dieser Publikation liegt auf der Anwendung von Pulverröntgenbeugung und DSC als Analysewerkzeuge. Die ersten beiden Beispiele zeigen den Effekt der polymorphen Transformation bzw. des Kristallwachstums auf die Veränderung der API-Freisetzung aus beschichteten Proben. Das letzte Beispiel zeigt die Korrelation zwischen dem stabilen Festkörper von Lipid und der stabilen Leistung des pharmazeutischen Produkts in lipidbeschichteten multipartikulären Systemen und in Nano-Lipidsuspensionen.
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Protocol
1. Dynamische Differenzkalorimetrie (DSC)
- Instrumentenvorbereitung
- Verwenden Sie ein Differenzkalorimeter, das mit einem Intracooler, einem Autosampler und der Software für die Gerätesteuerung und Datenanalyse ausgestattet ist.
- Schalten Sie die Stickstoffgaszufuhr ein und stellen Sie den Druck zwischen 0,2–0,5 bar ein und schalten Sie das DSC-Gerät und den automatischen Probenwechsler ein.
- Öffnen Sie die Software und aktivieren Sie den Standby-Modus, indem Sie auf die Schaltfläche Ja klicken. Lassen Sie das Gerät mindestens eine Stunde lang äquilibrieren
- Reinigen Sie den Ofen mit Stickstoff, klicken Sie auf das Symbol Neue Methode und gehen Sie zur Methodendefinition. Aktivieren Sie im Übersichtsfenster die Option Temperaturmodulation. Gehen Sie zur Registerkarte Kopfzeile und wählen Sie die Methode aus, indem Sie auf "Beispiel" klicken.
- Gehen Sie auf die Registerkarte Temperaturprogramm, wählen Sie Purge 2 MFC und auf Protective MFC, beide bei 50 ml/min.
- Fügen Sie folgende Messmethode ein: Standby bei 20 °C, Heizzyklus bei 5 K/min von 20 °C bis über die Schmelztemperatur des Lipids, isothermes Halten bei dieser Temperatur für 5 min, Kühlzyklus auf 0 °C bei 5 K/min bis -20 °C, endgültige Notrückstelltemperatur bei einer Temperatur 10 Grad °C über der höchsten Temperatur des Programms, und Endstandby-Temperatur bei 20 °C.
- Gehen Sie zur Registerkarte Kalibrierung und wählen Sie die entsprechende Temperatur- und Empfindlichkeitsdatei aus. Speichern der Methode
- Probenvorbereitung und -messung
- Wiegen Sie 3-4 mg jeder Probe in Aluminiumtiegel. Notieren Sie das genaue Gewicht, das in jeden Tiegel geladen wird, und verschließen Sie den Aluminiumtiegel mit einem durchbrochenen Deckel.
- Legen Sie die Tiegel in das Autosampler-Fach und aktivieren Sie den Autosampler-Modus in der Software und ladebezogenen Methode für jede Probe.
- Geben Sie die Probenposition, den Probennamen und das Gewicht jeder Probe sowie die Position des Referenztiegels im Fenster Sample Tray View (Probenfachansicht) aus und starten Sie die Messungen.
- Datenanalyse
- Öffnen Sie die Rohdaten mit der Software zur Datenanalyse und zeichnen Sie die Temperatur im Vergleich zum Wärmestrom, indem Sie auf die Schaltfläche "X-Zeit / X-Temperatur" klicken.
- Klicken Sie im Popup-Fenster auf "Isotherme Segmente ausblenden". Wählen Sie auf der linken Seite des Bildschirms nur die Kurven aus, die analysiert werden sollen (z.B. deaktivieren Sie die "zusätzlichen" Daten).
- Überprüfen Sie das thermische Verhalten von Lipiden als endotherme und exotherme Ereignisse absorbierter bzw. freigesetzter Energie in Form von Wärme als Funktion der Temperatur.
- Klicken Sie auf die Kurve, gefolgt von Auswertung und Fläche, um die Schmelzenthalpie als Fläche unter der Kurve der Endothermen zu berechnen.
- Wählen Sie die Integrationsgrenzen aus, indem Sie die vertikalen Linien vor und nach Beginn und Endpunkt des Peaks um 2 bis 3 Grad Celsius verschieben.
- Wählen Sie eine lineare Baseline für die Spitzenintegration aus. Die Fläche zwischen der Kurve und der Basislinie ist proportional zur Änderung der Enthalpie. Klicken Sie auf Anwenden, um die Berechnung abzuschließen. In ähnlicher Weise berechnen Sie die Kristallisationsenthalpie als die Fläche unter der Kurve der Exothermen
- Bestimmen Sie den Beginn der Schmelztemperatur (To), indem Sie auf die zu analysierende Kurve und dann auf Auswertung und Beginn klicken.
- Wählen Sie die Quantifizierungsgrenzen aus, indem Sie die vertikalen Linien auf den geradesten Abschnitt der Kurve verschieben. Dies liegt normalerweise bei 5-10 ° C vor und nach dem Höhepunkt. Bestimmen Sie dann die Schmelztemperatur, indem Sie auf die zu analysierende Kurve klicken, gefolgt von Auswertung und Peak. Der erhaltene Wert ist das Spitzenmaximum.
2. Klein- und Weitwinkel-Röntgenstreuung (SWAXS)
- Instrumentenvorbereitung
- Verwenden Sie ein Röntgenstreusystem, indem Sie eine Kamera mit Punktfokussierung zusammenstellen, die an einem Röntgengenerator mit versiegelter Röhre befestigt und mit einer Steuereinheit und der zugehörigen Software ausgestattet ist.
- Verwenden Sie Cooper (λ = 1,54 Å) bei 50 kV und 1 mA als Röntgenquelle und zwei linear positionierte empfindliche Detektoren, um sowohl kleine als auch weitwinklige Röntgenstreubereiche abzudecken.
- Stellen Sie Sicherheitsanforderungen zum Schutz vor Röntgenstrahlenbelastung sicher.
- Schalten Sie das Kühlwassersystem an der Steuereinheit, der Vakuumpumpe, den Gasventilen und der Leistungs- und Sicherheitssteuerung ein.
- Schalten Sie die Spannungsregel- und Spülventile für die Detektoren bei einem Gasfluss zwischen 10–20 ml/min ein.
- Schalten Sie die Röntgenröhre und die Standby-Option ein und warten Sie ca. 10 Minuten. Schalten Sie den Standby-Modus aus und schalten Sie die Röntgenröhre auf volle Leistung (>50kV) ein und warten Sie mindestens 30 Minuten.
- Starten Sie die Steuerungssoftware und klicken Sie auf RESET TPF. Wählen Sie Tugsten Filter und legen Sie die Position fest. Gehen Sie zu Position, um die Position des Wolframfilters zu korrigieren
- Probenvorbereitung und -messung
- Stellen Sie sicher, dass die Proben als feines Pulver verfügbar sind. Wenn nötig, mahlen Sie die Proben vorsichtig bei niedrigen Temperaturen, um ein feines Pulver zu erhalten.
- Füllen Sie die Proben in spezielle Glaskapillaren mit einem Außendurchmesser von ca. 2 mm, wobei Lufteinschlüsse in den Kapillaren vermieden werden. Verschließen Sie die Glaskapillare mit Wachs und legen Sie sie vorsichtig in den Kapillarhalter.
- Schalten Sie den Motor für die Probenrotation ein und schließen Sie das Vakuumventil, bis der Druck unter 5 mbar liegt.
- Korrigieren Sie in der Software die Messeinstellung, indem Sie eine Positionsauflösung von 1024 auswählen. Fixieren Sie die Belichtungszeit auf 1200 s.
- Richten Sie die Energiegrenzen ein, indem Sie auf Extras klicken, dann auf Energie und Auflösung klicken und auf Neustart klicken. Stellen Sie die Energiegrenzen auf einen geeigneten Bereich zwischen 400-900 ein.
- Öffnen Sie den Sicherheitsverschluss und starten Sie die Messungen. Stellen Sie sicher, dass das Messfenster maximal 80 Zählungen pro Sekunde anzeigt. Wenn dies nicht gegeben ist, passen Sie die Filterposition an.
- Datenanalyse
- Exportieren Sie die Daten als p00-Dateien. Die Daten bestehen aus der Intensität der Transmission und Absorption gegenüber der Kanalanzahl und dem Beugungswinkel.
- Übertragen Sie die Daten zur Auswertung in eine statistische Software und korrigieren Sie die Daten, indem Sie die Intensitäten anhand der mit dem Wolframfilter gemessenen Streumasse normalisieren.
- Erstellen Sie ein Diagramm der normalisierten Intensität im Vergleich zum Zweifachen des Beugungswinkels [(2Θ) 2xtheta].
- Verwenden Sie die Funktion "Screenreader", um Beugungsspitzen in SAXS- und WAXS-Regionen zu finden.
- Wenden Sie die Bragg-Gleichung an, um die Beugungsspitzen mit maximaler Intensität in kurzen und langen d-Abständen für WAXS- bzw. SAXS-Bereiche zu berechnen.
- Berechnen Sie die Verhältnisse der Peakposition der SAXS-Region, um die Kristallsymmetrie der Lipide (z. B. lamellär, hexagonal, kubisch) herauszufinden.
- Verwenden Sie den Hauptbeugungspeak der SAXS-Region, um die Kristallitdicke (D) zu quantifizieren. Passen Sie den Peak über klassische kleinste Quadrate in eine Gaußfunktion ein und erhalten Sie den FWHM, indem Sie auf Analyse, Peaks und Baselines, Peakanalysator, Dialog Öffnen klicken.
- Wählen Sie im Popup-Fenster die Option "Fit Peaks Pro". Wählen Sie eine konstante Baseline mit y = 0, wählen Sie den Hauptbeugungspeak des SAXS-Bereichs und klicken Sie auf "Fit control", um die Peak-Fit-Parameter auszuwählen.
- Wählen Sie die Funktion GaussAmp. Stellen Sie die Parameter y_0, xc_1 und A_1 als fest ein und erhalten Sie die FWHM aus der Passung. Verwenden Sie die Scherrer-Gleichung, um die Kristallitdicke zu berechnen.
3. Auflösungstests
- API-Freisetzung aus beschichteten multipartikulären Systemen
- Verwenden Sie USP-Gerät 2 (Paddel) für Auflösungsstudien.
- Die Auflösungstestgefäße werden mit einem Phosphatpuffer pH 6,8 gefüllt und auf 37 °C erhitzt.
- Proben beschichteter Partikel werden dreifach gewogen und in eine Einzeldosis API gegeben, und die Proben in Auflösungstestgefäße gegeben.
- Starten Sie das Paddel mit einer Drehzahl von 100 U/min.
- Stellen Sie den Autosampler so ein, dass an den folgenden Probenahmestellen Proben von 1 ml entnommen werden: 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h und 24 h.
- Analysieren Sie die Proben mit einer geeigneten HPLC-Methode 5,7,17.
- Analysieren Sie die Daten, indem Sie die kumulative API-Version im Zeitvergleich darstellen.
- Durchführung der Experimente für gelagerte Proben unter Langzeit (25 °C, 60% relative Luftfeuchtigkeit) und beschleunigt (40 °C und 70% relative Luftfeuchtigkeit).
- API-Freisetzung aus festen Lipid-Nanopartikeln (SLN)
- Herstellung der simulierten Lungenflüssigkeit (SLF) durch Mischen von 0,02% (w/w) Dipalmitoylphosphatidylcholin in Dulbeccos Phosphatpuffersalzlösung (D-PBS) mit folgender Zusammensetzung: KCl (2,683 mM),KH2PO4(1,47 mM), NaCl (136,893 mM), Na2HPO 4· 2H2O (8.058 mM), CaCl2· 2H2O(0,884 mM) und MgCl2· 6H2O (0,492 mM). Auf 37 °C vorheizen.
- Verwenden Sie Dialysekassetten mit einem Zellulosemembranbeutel mit einem kontrollierten Cut-off von 7.000 Da in dreifacher Ausfertigung für jede Probe.
- Weisen Sie für jede Probenahmezeit eine Dialysekassette zu: 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h und 24 h. Hydratisieren Sie die Dialysekassetten für 2 Minuten, indem Sie sie in SLF eintauchen. Dann trocknen Sie ihre Oberfläche vorsichtig mit weichen Papiertüchern.
- In jede Kassette werden 3 ml der Probe (Lipid-Nanosuspension), entsprechend 600 μg Dexamethason, injiziert.
- Tauchen Sie jede Kassette in 200 ml SLF bei 37 °C (Sinkbedingungen) und rühren Sie das System bei 125 U/min.
- Nehmen Sie 200 mg Proben aus dem Inneren der Kassette mit einer Spritze zu jedem bestimmten Probenahmezeitpunkt.
- Bestimmung des API-Inhalts mit der entwickelten HPLC-MS-Methode18.
- Berechnen Sie die von SLN freigegebene API nach Massenbilanz gemäß18 kurz als Differenz zwischen der Gesamtmenge der API in SLN und der verbleibenden Menge der API nach der Stichprobe.
- Wiederholen Sie den Vorgang für gespeicherte Proben.
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Representative Results
Korrelation zwischen polymorphem Übergang von Lipid und API-Freisetzung in lipidbeschichteten API-Kristallen:
API-Kristalle, die mit Glycerinmonostearat beschichtet sind, werden mittels DSC und Röntgenstrahlen direkt nach der Beschichtung und nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen (40 °C, 75% relative Luftfeuchtigkeit) gemessen7. Glycerylmonostearat ist ein mehrphasiges System, das 40% -55% Monoglyceride, 30% -45% Diglyceride und 5% -15% Glyceride, hauptsächlich Tristearin19, enthält. Die polymorphen Formen von Sub-α, α, β-prim und β werden für Monostearin20 berichtet. Tristearin und 1 ,2-Distearin zeigen α, β-prim und β polymorphe Formen14.
Die DSC-Daten von T0-Proben und Proben, die unter beschleunigten Bedingungen gelagert wurden, sind in Abbildung 3A dargestellt. Der Heizzyklus an der T0-Probe zeigte ein breites endothermes Ereignis bis zu 10 °C, das mit dem reversiblen Sub-α/α-Übergang korreliert werden kann, der für 1-Monostearin und 1-Monopalmitin21 beschrieben wurde. Zwei endotherme Ereignisse bei To = 54,0 °C und 46,7 korrelieren mit der β-Form und einer koexistierenden Phase mit niedrigerem Schmelzpunkt. Eine koexistierende Phase ist in den Röntgendaten als kurzer d-Abstand von 4,16 Å zu sehen, der der polymorphen α-Form entspricht, in einer lamellaren Phase von 57,3 Å organisiert ist und verschiedenen Komponenten der Mischung entspricht. Die lamellare Anordnung der Lipidbeschichtung der T0-Probe ist aufgrund des verfügbaren harmonischen Peaks bei 18,7 Å gegeben, der der Reflexion dritter Ordnung im SAXS-Diffraktogramm7 entspricht (Abbildung 3B).
DSC-Daten von Proben nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen zeigen eine Endotherme bei To = 55,7 °C, mit zwei überlappenden Ereignissen bei Tm = 60,2 °C für die verbleibende α-Form und bei Tm = 63,8 °C als Hauptereignis für das Schmelzen der β-Form. Der polymorphe Übergang wird mit den Röntgendaten bestätigt, indem kurze d-Abstände von 4,66 Å, 4,58 Å, 4,37 Å, 3,92 Å und 3,83 Å, typisch für die β-Form, kombiniert mit der Verringerung der Lamellendicke von 57,3 Å auf 50,4 Å aufgrund der molekularen Neigung 7 detektiertwerden.
Der Vergleich des Freisetzungsprofils von API aus der Beschichtung bei T0 und nach 3 Monaten Lagerung unter beschleunigten Bedingungen (Abbildung 3C) zeigt eine signifikante Veränderung der Freisetzungsprofile, die durch die offensichtliche polymorphe Umwandlung von α-Form in β-Form mit einer dichteren Subzellanordnung erklärt werden kann, was zu einer wasserabweisenden Oberfläche 7,21 führt.
Korrelation zwischen Kristallwachstum der Lipidbeschichtung, potenzieller Phasentrennung und Freisetzungsänderung in lipidbeschichteten API-Kristallen: API-Kristalle werden mit einer Mischung aus Tripalmitin und Polysorbat 65 im Verhältnis 90:10 % w/w beschichtet. Tripalmitin ist ein Triglycerid mit einer Reinheit von 99%5. Triglyceride zeigen üblicherweise die α, β-Prime und β polymorphen Formen, geordnet durch die erhöhte Dichte des Kristallpakets und die erhöhte Stabilität.
Polysorbat 65 ist ein Emulgator mit einem hydrophil-lipophilen Gleichgewichtswert (HLB) von 10,5 und einer Schmelztemperatur von 32 °C. Triglyceride werden üblicherweise in ihrem α-Polymorph aus der Schmelze kristallisiert. Bestimmte Additive induzieren die Umwandlung von α in β von TAGs, darunter Polysorbat 65. Darüber hinaus wirkt Polysorbat 65 als Verunreinigung im System, was zu einer heterogenen Kristallisation von Tripalmitin bei geringeren Antriebskräften führt und das Kristallwachstum auslöst.
Die DSC- und Röntgendaten von T0-Proben und Proben, die unter beschleunigten Bedingungen gelagert wurden, sind in Abbildung 4A,B dargestellt. Der Heizzyklus der DSC-Messungen an der T0-Probe zeigt ein scharfes endothermes Ereignis mit einem Peak bei 64,8 °C, was der polymophischen β-Form von Tripalmitin5 entspricht. Dies ist auch im WAXS-Bereich nachweisbar und zeigt den kurzen Abstand bei 4,6 Å, der für die Teilzelle der β-Form charakteristisch ist (Abbildung 4A,B). Die Daten zeigen deutlich die induzierte polymorphe β-Form von Tripalmitin in Gegenwart von Polysorbat 65 bei T0-Proben und natürlich in gelagerten Proben. Die entsprechende Lamellendicke wird unter Verwendung der Braggschen Gleichung als d = 2π/q001 = 42 Å5 berechnet.
Die Kristalldicke (D) von T0-Proben und gelagerten Proben kann mit der oben beschriebenen Scherrer-Gleichung gemessen werden. Die Berechnungen zeigen eine Kristalldicke von 24 nm in T0-Proben und eine erhöhte Dicke von 37 nm in gelagerten Proben, was 5,7 bzw. 8,8 Lamellen entspricht.
Der Vergleich des Freisetzungsprofils von API aus der Beschichtung bei T0 und nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen zeigt erneut eine signifikante Veränderung der Freisetzungsprofile nach der Lagerung (Abbildung 4C).
Aufgrund der Tatsache, dass die Mischung aus Tripalmitin und Polysorbat 65 ein zweiphasiges System ist, wird das Kristallitwachstum von Tripalmitin durch das Vorhandensein einer Polysorbatphase ausgelöst, insbesondere unter der beschleunigten Bedingung (40 ° C, 75% relative Luftfeuchtigkeit), wo Polysorbat 65 in seiner flüssigen geschmolzenen Form vorliegt. Der Phasenübergang und das Wachstum der Polysorbatphase unter beschleunigten Bedingungen sind höchstwahrscheinlich auf die Bewegung von flüssigem Material aufgrund der Kapillar- und Schwerkraftkräftezurückzuführen 5,22. Die Folge ist die Veränderung der API-Freisetzung von Beschichtung5.
Korrelation zwischen stabilem Festkörper von Lipiden und stabiler Leistung lipidbasierter pharmazeutischer Produkte: Es werden zwei verschiedene lipidbasierte pharmazeutische Produkte bewertet: (a) eine feste Darreichungsform, die aus API-Kristallen besteht, die mit lipidbasierten Hilfsstoffenbeschichtet sind 17 und (b) eine flüssige Darreichungsform aus suspendierten festen Lipid-Nanopartikeln, die mit einer API18 beladen sind. . Die für beide Produkte verwendeten LBE sind Polyglycerinester von Fettsäuren (PGFAs), eine Gruppe von Lipidmolekülen, die aus oligomeren Hydroxyethern von Glycerin bestehen, die ganz oder teilweise mit Fettsäuren verestert sind. PGFAs zeichnen sich durch monophasische Kristallisation in α-Form, das Fehlen polymorpher Übergänge und die Gesamtstabilität ihrer molekularen, Nano- und Mikrostrukturaus 23.
Im ersten Produkt wurden API-Kristalle mit PG3-C16/C18p beschichtet, einem PGFA, das aus 3 Glycerineinheiten besteht, die teilweise mit Palmitin- und Stearinsäure verestert sind. Die DSC- und Röntgendaten von T0- und 3-Monats-gelagerten Proben unter beschleunigten Bedingungen sind in Abbildung 5 dargestellt. Die DSC-Analyse (Abbildung 5A) zeigt einen einzelnen Schmelzpeak im ersten Heizzyklus, der nur einer polymorphen Form von PG3-C16/C18p mit To = 54,2 °C entspricht. Der Abkühlzyklus zeigt die monophasische Kristallisation des Lipids durch die Existenz eines einzigen Peaks mit Tc = 45,4°C. Eingelagerte Proben zeigen ebenfalls unveränderte Thermogramme, die keinen Polymorphismus und keine Phasentrennung aufweisen. Der stabile Festkörper von PG3-C16/C18p wird durch die SWAXS-Muster bestätigt (Abbildung 5B). Die WAXS-Region zeigt einen Peak, der einem kurzen Abstand von d = 4,15 Å in T0 und gelagerten Proben17 entspricht. Ein solcher kurzer d-Abstand ist mit der α-Form der TAGs 1,13 verbunden. Das unveränderte WAXS-Signal nach der Speicherung bestätigt das Fehlen von Polymorphismus von PG3-C16/C18p. Die SAXS-Region zeigt einen Hauptpeak bei einem langen d-Abstand von d = 63,7 Å, was einer lamellaren Struktur mit 2L-Konfiguration entspricht. Die Kristallitgröße (D) der T0-Proben, die mittels Scherrer-Analyse gewonnen wurden, zeigt 23 nm, was vier gestapelten Lamellen entspricht. Nach der Lagerung werden keine Veränderungen der Lamellendicke (63,5 Å) oder des Kristallwachstums (vier Lamellen) gezeigt. Ein Vergleich des Freisetzungsprofils von T0-Proben und nach der Lagerung (Abbildung 5C) zeigt die hervorragende Stabilität des entwickelten Produkts. Der stabile Festkörper der von PG3-C16/C18p bereitgestellten Lipidmatrix führt zu einer stabilen Leistung des Freisetzungsprofils des Produkts17.
Für das zweite Produkt wurden API-beladene feste Lipid-Nanopartikel (SLN) in Form einer wässrigen Nanosuspension unter Verwendung von PG2-C18f als Lipidmatrix und Poloxamer 188 als Emulgator18 hergestellt. PG2-C18f ist ein PGFA-Molekül, das aus 2 vollständig mit Stearinsäure veresterten Glycerineinheiten besteht. Poloxamer 188 ist ein nichtionisches Blockpolymer mit einem hohen HLB von 29. Die chemische Struktur besteht aus Polyoxypropylen- und Polyoxyethylenteilen. Der Wirkstoff ist in die Lipidmatrix eingekapselt. Innerhalb dieses Produkts kann der Festkörper des Lipids nicht nur durch die Verarbeitungsbedingungen, sondern auch durch Wasser-Nanopartikel-Wechselwirkungen und Emulgator-Lipid-Wechselwirkungen beeinflusst werden. Die DSC- und Röntgendaten von Nanosuspensionen bei T0 und nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen sind in Abbildung 6 dargestellt. Die DSC-Analyse zeigt ein endothermes Ereignis bei To = 55,3 °C, gefolgt von einem breiten endothermen Ereignis bis zu 100 °C. Das erste Ereignis, das dem Schmelzen von SLN von PG2-C18f und der breiten Endotherme zugeschrieben wird, ist auf die Wasserverdampfung zurückzuführen. Da Poloxamer 188 in der Wasserphase gelöst ist, wird im ersten Zyklus keine Endotherme dargestellt. Das stabile thermische Verhalten wird in der DSC-Analyse gelagerter Proben dargestellt, die keine Veränderungen aufweisen. Obwohl der Lipidpolymorphismus in nanoskaligen Systemen normalerweise beschleunigt wird, bestätigt die SWAXS-Analyse das stabile Verhalten der Lipidmatrix. Der gemessene kurze d-Abstand von 4,15 Å für PG2-C18f nach seiner Kristallisation im frisch hergestellten SLN und nach 6-monatiger Lagerung der Proben unter beschleunigtem Zustand (6m/AC) zeigt das Vorhandensein der stabilen α-Form an. Die Lamellendicke von PG2-C18f innerhalb von SLN bei T0 (56,5 Å) und nach Lagerung (56,3 Å) zeigt keine Veränderungen. Die lamellare Struktur des Lipids wird durch ein harmonisches Signal bei 18,7 Å belegt. Die Kristallitgröße (D) von PG2-C18f beträgt nach Scherrer-Analyse 10,8 nm (zwei Lamellen) und zeigt kein Kristallwachstum nach Lagerung der Nanosuspensionen (11,7 nm, zwei Lamellen)18. Die Verwendung von SLN in der pharmazeutischen Industrie wurde durch gut berichtete Stabilitätsprobleme nach der Lagerung behindert, wie Partikelagglomeration und Gelierung, Verlust der Verkapselung (API-Ausstoß) und instabiles Freisetzungsprofil. Stattdessen führt die Anwendung einer stabilen Lipidmatrix, PG2-C18f, wie hierin gezeigt, zu der in Abbildung 7 dargestellten Produktleistung. Es werden keine Partikelagglomeration, stabiles Freisetzungsprofil und stabile Verkapselungseffizienz dargestellt. Die allgemeine Instabilität von SLN wurde dem Lipidpolymorphismus und anderen Festkörperübergängen zugeschrieben24. Polymorphe Lipide erleiden während der Lagerung Übergänge von weniger dichten Kristallformen (α-Form) zu dichteren (β-Prime und β). Dieser polymorphe Übergang kann sich insbesondere dann auf die Oberfläche hergestellter Nanopartikel auswirken, wenn die Oberfläche durch Emulgator nicht ausreichend stabilisiert wird. Die Folge können Instabilitäten wie Agglomeration oder Gelierung sein. Außerdem führt die Änderung der Kristalldichte von α zu β zum Verlust von genügend Platz für die API innerhalb der Lipidmatrix, was zu API-Austreibung, Veränderungen der Verkapselungseffizienz und des Freisetzungsprofils führt. In Anbetracht der geringen Größe von SLN (in dieser Studie x50 = 234,3 nm) werden die Auswirkungen des Kristallwachstums auf die Produktleistung ebenfalls kritisch. Die Verwendung einer Lipidmatrix mit einem stabilen Festkörper führte zu einer stabilen Produktleistung18.
Abbildung 1: Die Konfigurationen der Stimmgabel und des Stuhls eines TAG-Moleküls, der Teilzelle, der Lamelle und des kristallinen Plättchens. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Kurze Abstände (links) und lange Abstände (rechts) von Tritalmitin in Weitwinkel- bzw. Kleinwinkelbereichen von Röntgendiffraktogrammen. (A) Die Alpha-Form und (B) die Beta-Form. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: API-Kristalle, beschichtet mit Glycerinmonostearat: Festkörperanalyse von Lipid als Beschichtungsmaterial und API-Freisetzungsprofil von frisch vorbereiteten Proben (T0) und nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen (AC). (A) DSC, (B) SWAXS und (C) Freisetzungsprofil. Diese Zahl wurde von7 geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: API-Kristalle, beschichtet mit Tripalmitin und Polysorbat 65 (90:10 %w/w): Festkörperanalyse des Beschichtungsmaterials und Wirkstofffreisetzung von frisch vorbereiteten Proben (T0) und nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen (AC). (A) DSC, (B) SWAXS, (C) API-Freisetzungsprofil. Diese Zahl wurde von5 geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: API-Kristalle, beschichtet mit PG3-C16/C18p: Festkörperanalyse von PG3-C16/C18p als Beschichtungsmaterial und API-Freisetzungsprofil von frisch aufbereiteten Proben (T0) und nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen (AC). (A) DSC, (B) SWAXS, (C) API-Release-Profil. Diese Zahl wurde von17 geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 6: Festkörperanalyse von frisch zubereiteten SLN-Proben (T0) nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen (AC) und Rohlipidhilfsstoff . (A) DSC und (B) SWAXS. Diese Zahl wurde von18 geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 7: Produktleistung von frisch zubereiteten SLNs (T0) und nach 3- und 6-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen (3m/AC, 6m/AC). (A) Partikelgrößenverteilung, (B) Freisetzungsprofil, (C) Verkapselungseffizienz. Diese Zahl wurde von18 geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Pulverröntgenbeugung und DSC wurden in diesem Manuskript als Goldstandards für die Festkörperanalyse von LBEs beschrieben. Die Pulverröntgenbeugung hat den herausragenden Vorteil, dass die Messungen in situ verarbeitet werden, mit minimaler Festkörpermanipulation der Proben während der Messungen. Darüber hinaus können die gleich gefüllten Kapillaren nach ersten Messungen unter verschiedenen Bedingungen gelagert werden, um die Festkörperänderung während der Lagerung zu untersuchen. In dieser Arbeit konzentrierten wir uns auf die Weit- und Kleinwinkelbereiche des Röntgens, so dass wir Strukturdaten von Dimensionen bis etwa 100 nm liefern konnten.
Ultra SAXS (USAXS) kann verwendet werden, um die Aggregation und das kristalline Wachstum der kristallithaltigen Nanoplättchen (CNP) in größeren Dimensionen zu verfolgen. Die Methode wurde in bestimmten Systemen erfolgreich zur Analyse von CNP-Größen im Bereich von etwa 100 bis 1.000 nm 15,26,27 eingesetzt. Die Charakterisierung von Lipidkristallen in flüssigen Systemen erfordert eine höhere Auflösung. Synchrotronstrahlung und die Bereitstellung eines Röntgenflusses mit höherer Intensität werden normalerweise für eine solche Charakterisierung verwendet28. Synchrotron-Röntgenbeugung und Kleinwinkel-Neutronenstreuung (SANS) sind leistungsfähige Werkzeuge für die Charakterisierung von Flüssigkristallen und mehrschichtigen selbstemulgierenden Systemen wie Liposomen, die nicht Gegenstand dieses Artikels25,28,29 sind. Die Flüssigkeitssysteme können auch mit dem im Protokoll beschriebenen Röntgenaufbau charakterisiert werden, indem die Bestrahlungszeit für einen längeren Zeitraum angepasst wird.
Die folgenden Punkte sind bei der Durchführung der Röntgenstrahlung für das Screening des Festkörpers von Lipiden und ihrer Zusammensetzung zu beachten: (i) Im Allgemeinen sollte die Bestrahlungszeit individuell ausgewählt werden, basierend auf der Art der Proben und den Geräteeinstellungen. (ii) Die Intensität der Signale ist direkt proportional zur Materialkonzentration in einer Mischung. Daher ist es wichtig, zunächst die physikalische Mischung einer mehrphasigen Zusammensetzung zu screenen. Dadurch wird eine falsche Interpretation von Daten in amorphen Feststoffdispersionen (ASDs) vermieden, wenn die Rekristallisation von amorphem Wirkstoff in seiner verarbeiteten Zusammensetzung mit einem LBE untersucht wird. Um kleine Anteile von Kristallen in solchen Zusammensetzungen zu erkennen, ist es wichtig, auf Bereiche zu zoomen, in denen die Signale erwartet werden. (iii) Das Mahlen der Proben, um feines Pulver für das Abfüllen in Kapillaren bereitzustellen, sollte bei niedriger Temperatur durchgeführt werden, um externe Hitze und Stress zu vermeiden. Dies kann zu einer Veränderung des Festkörpers des Lipids in der Probe führen. Die dichte Füllung der Kapillaren ist wichtig, um Lufteinschlüsse zwischen Partikeln zu vermeiden und die makellose Streuung der Röntgenstrahlung durch Partikel zu gewährleisten.
DSC ist ein leistungsfähiges Werkzeug zum Screening des thermischen Verhaltens von Lipiden, zur Abschätzung der Mischbarkeit von Additiven und/oder API in der Lipidmatrix und zur Bereitstellung von Phasendiagrammen. Das thermodynamische Ereignis, einschließlich der Schmelz- und Kristallisationsbeginne und -peaks sowie der Enthalpie jedes Ereignisses, liefert nützliche Informationen über die verfügbaren polymorphen Formen, mögliche polymorphe Übergänge und verschiedene Phasenübergänge. Im Gegensatz zur Röntgenbeugung kann die bei den DSC-Messungen aufgebrachte Wärme jedoch das Festkörperverhalten von Lipiden manipulieren und während der Messungen polymorphe und Phasenübergänge verursachen. Daher wird dringend empfohlen, die alleinige Verwendung dieser Technik für die Lipid-Festkörperanalyse zu vermeiden. Diese Methode sollte als ergänzende Technik zur Röntgenbeugung verwendet werden. Gekoppelte DSC- und Röntgenbeugung wurde in der Lebensmittelindustrie für die Lipid-Festkörperanalyse 30,31,32,33,34 weit verbreitet. Seine Anwendung in der pharmazeutischen Industrie beschränkt sich eher auf den Nachweis polymorpher Veränderungen in APIs35,36,37. Der andere Nachteil der alleinigen Verwendung von DSC ist die Charakterisierung mehrphasiger Lipidsysteme, da die Intensität thermischer Ereignisse konzentrationsabhängig ist. Darüber hinaus können überlappende thermische Ereignisse auftreten. Temperaturmodulierte DSC kann zur Charakterisierung von mehrphasigen Systemen verwendet werden, was die Trennung von kinetischen Ereignissen und überlappenden Übergängenermöglicht 38,39.
Bei der Durchführung der im Protokoll beschriebenen DSC-Versuche sind folgende Punkte zu beachten: (i) Basierend auf den Versuchen kann bei Bedarf ein zweiter Heizzyklus angewendet werden. (ii) Aufgrund des konstanten Verhaltens der spezifischen Wärmekapazität (Cp) von Lipiden während der Analyse ist die Auswahl einer linearen Basislinie geeignet. iii) Um den Schmelzbeginn (To) zu erhalten, sollten die Berechnungsgrenzen festgelegt werden. Die minimalen und maximalen Grenzwerte sollten den Extrempunkt der Ableitungskurve und den linearsten Bereich der Basislinie umfassen. Der Schnittpunkt zwischen der Flexionstangente und der Basislinie wird als To bestimmt.
Bei Thermogrammen mit gut getrennten Peaks wird empfohlen, die Enthalpie jedes Ereignisses zu berücksichtigen, indem die Fläche unter der Kurve berechnet wird. Die Daten sind nützlich, um den Grad des polymorphen oder Phasenübergangs im System in Kombination mit den Röntgenbeugungsdaten zu erklären.
Dieses Manuskript befasst sich mit den Goldstandards für die Analyse von LBEs und ihren pharmazeutischen Produkten. Andere analytische Methoden können als komplementäre Methoden verwendet werden. Beispiele sind qualitative mikroskopische Methoden wie Polarisationsmikroskopie und Rasterelektronenmikroskopie, um den Einfluss von Prozessstress auf die Kristallisationsgeschwindigkeit und damit die Form und Morphologie von Kristallen zu untersuchen. Der Ansatz der lipidbasierten pharmazeutischen Produktentwicklung sollte auf der Charakterisierung physikalisch-chemischer LBEs basieren, um ihre kritischen Eigenschaften für ausgewählte Herstellungsprozesse zu definieren und ihre Verarbeitbarkeit vorherzusagen. Die Hilfsstoff-API-Interaktionen sollten auch sorgfältig für jede einzelne API40 überprüft werden. Weitere Analysemethoden sollten basierend auf dem gewählten Herstellungsverfahren hinzugefügt werden. Die Beziehung zwischen Struktur-Funktion und Verarbeitbarkeit sollte sorgfältig verstanden werden, um robuste und stabile lipidbasierte pharmazeutische Produkte zu entwickeln.
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Disclosures
Die Autoren legen alle Interessenkonflikte offen.
Acknowledgments
Das Research Center Pharmaceutical Engineering (RCPE) wird im Rahmen von COMET - Competence Centers for Excellent Technologies von BMK, BMDW, Land Steiermark und SFG gefördert. Das COMET-Programm wird von der FFG verwaltet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CaCl2·2H2O | Sigma-Aldrich | 223506 | |
| Cassettes with a cellulose membrane bag with a cut-off of 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K | Fisher Scientific Inco, USA | ||
| Control software of x-ray system | HECUS dedicated house equipment | ||
| Control unit of x-ray system | HECUS dedicated house equipment | ||
| Differential scanning calorimeter (DSC) aluminum crucibles and lids | Netzsch, Germany | ||
| Differential scanning calorimeter DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Germany). | Netzsch, Germany | ||
| Dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC) | Sigma-Aldrich | 850355P | |
| Dissolution paddle apparatus II, Erweka DT 828 LH | Erweka GmbH, Langen, Germany | ||
| Dynasan 116 | IOI OLEO | Tripalmitin | |
| Geleol | Gattefosse | Glyceryl monosterarate | |
| KCl | Sigma-Aldrich | 529552 | |
| KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P0662 | |
| Kolliphor P 188 | BASF Chem Trade | Poloxamer 188 | |
| MgCl2·6H2O | Sigma-Aldrich | M2670 | |
| Na2HPO4·2H2O | Sigma-Aldrich | S9763 | |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S9888 | |
| Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1 | Netzsch, Germany | 6.239.2-64.51.00 | |
| Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (statistical software | OriginLab, Northampton, MA | ||
| Proteous Analysis Software | Netzsch, Germany | ||
| Tween 65 | Polysorbate 65 | ||
| Witepsol PMF 1683 | IOI OLEO | Triglycerol ester of stearatic/palmitic acid (partially esterified) | |
| Witepsol PMF 282 | IOI OLEO | Diglycerol ester of stearic acid | |
| X-ray HECUS system composed of a point-focusing camera and two linearly positioned sensitive detectors | HECUS dedicated house equipment |
References
- Sato, K. Crystallization behaviour of fats and lipids a review. Chemical Engineering Science. 56 (7), 2255-2265 (2001).
- Becker, K., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. Solvent-free melting techniques for the preparation of lipid-based solid oral formulations. Pharmaceutical Research. 32 (5), 1519-1545 (2015).
- Rosiaux, Y., Jannin, V., Hughes, S., Marchaud, D. Solid lipid excipients - Matrix agents for sustained drug delivery. Journal of Controlled Release. 188, 18-30 (2014).
- Siepmann, J., et al. Lipids and polymers in pharmaceutical technology: lifelong companions. International Journal of Pharmaceutics. 558, 128-142 (2019).
- Lopes, D., et al. Microphase separation in solid lipid dosage forms as the cause of drug release instability. International Journal of Pharmaceutics. 517 (1-2), 403-412 (2017).
- Reitz, C., Kleinebudde, P. Solid lipid extrusion of sustained release dosage forms. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 67 (2), 440-448 (2007).
- Salar-Behzadi, S., Corzo, C., Schaden, L., Laggner, P., Zimmer, A. Correlation between the solid state of lipid coating and release profile of API from hot melt coated microcapsules. International Journal of Pharmaceutics. 565, 569-578 (2019).
- Windbergs, M., Gueres, S., Strachan, C. J., Kleinebudde, P. Two-step solid lipid extrusion as a process to modify dissolution behavior. AAPS PharmSciTech. 11 (1), 2-8 (2010).
- Schertel, S., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. Impact of surface properties of core material on the stability of hot melt-coated multiparticulate systems. Pharmaceutics. 13 (3), 366 (2021).
- Tang, D., Marangoni, A. G. Microstructure and fractal analysis of fat crystal networks. Journal of the American Oil Chemists' Society. 83, 377-388 (2006).
- Corzo, C., et al. Lipid-microparticles for pulmonary delivery of active pharmaceutical ingredients: Impact of lipid crystallization on spray-drying processability. International Journal of Pharmaceutics. 610, 121259 (2021).
- Acevedo, N. C. Characterization of the nanostructure of triacylglycerol crystal networks. Structure-Function Analysis of Edible Fats. Marangoni, A. G. , AOCS Press. Urbana, USA. (2012).
- Marangoni, A. G.
- Sato, K. Crystallization of lipids. Fundamentals and Applications in Food, Cosmetics, and Pharmaceuticals. Sato, K. , Wiley. Blackwell, NJ, USA. (2018).
- Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. Toward nanoscale engineering of triacylglycerol crystal networks. Crystal Growth and Design. 10 (8), 3334-3339 (2010).
- Lopes, D. G., et al. Role of lipid blooming and crystallite size in the performance of highly soluble drug-loaded microcapsules. Journal of Pharmaceutical Sciences. 104 (12), 4257-4265 (2015).
- Salar-Behzadi, S., et al. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 2: Application of polyglycerol esters of fatty acids as hot melt coating excipients. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 107-117 (2020).
- Corzo, C., Meindl, C., Lochmann, D., Reyer, S., Salar-Behzadi, S. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 3: Application of polyglycerol esters of fatty acids for the next generation of solid lipid nanoparticles. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 152, 44-55 (2020).
- Tylor, A. K. Glyceryl monostearate. Handbook of Pharmaceutical Excipients. Rowe, R. C., Sheskey, P. J., Quinn, M. E. , Pharmaceutical Press and American Pharmacists Association. UK, USA. 290-293 (2009).
- Lutton, R. S., Jackson, F. L. The polymorphism of 1- monostearin and 1-monopalmitin. Journal of the American Chemical Society. 70 (7), 2445-2449 (1948).
- Fang, W., Mayama, H., Tsujii, K. Spontaneous formation of fractal structures on triglyceride surfaces with reference to their super water-repellent properties. The Journal of Physical Chemistry. B. 111 (3), 564-571 (2007).
- Maleky, F., Marangoni, A. Nanoscale effects on oil migration through triacylglycerol polycrystalline colloidal networks. Soft Matter. 7, 6012-6024 (2011).
- Corzo, C., et al. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 1: Screening of solid-state and physical properties of polyglycerol esters of fatty acids as advanced pharmaceutical excipients. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 134-147 (2020).
- Gordillo-Galeano, A., Mora-Huertas, C. E. Solid lipid nanoparticles and nanostructured lipid carriers: A review emphasizing on particle structure and drug release. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 133, 285-308 (2018).
- Fan, Y., Marioli, M., Zhang, K. Analytical characterization of liposomes and other lipid nanoparticles for drug delivery. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 192, 113642 (2021).
- Peyronel, F., Pink, D. A., Marangoni, A. G. Triglyceride nanocrystal aggregation into polycrystalline colloidal networks: Ultra-small angle X-ray scattering, models and computer simulation. Current Opinion in Colloid & Interface Science. 19 (5), 459-470 (2014).
- Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. Functionalization of non-interesterified mixtures of fully hydrogenated fats using shear processing. Food and Bioprocess Technology. 7 (2), 575-587 (2014).
- Dong, Y. D., Boyd, B. J. Applications of X-ray scattering in pharmaceutical science. International Journal of Pharmaceutics. 417 (1-2), 101-111 (2011).
- Di Cola, E., Grillo, I., Ristori, S. Small angle X-ray and neutron scattering: Powerful tools for studying the structure of drug-loaded liposomes. Pharmaceutics. 8 (2), 10 (2016).
- Lopez, C., Lesieur, P., Bourgaux, C., Ollivin, M. Thermal and structural behavior of anhydrous milk fat. 3. Influence of cooling rate. Journal of Dairy Science. 88 (2), 511-526 (2005).
- Kalnin, D., Garnaud, G., Amenitsch, H. Ollivon. Monitoring fat crystallization in aerated food emulsions by combined DSC and time-resolved synchrotron X-ray diffraction. Food Research International. 35 (10), 927-934 (2002).
- Bugeat, S., et al. Unsaturated fatty acid enriched vs. control milk triacylglycerols: Solid and liquid TAG phases examined by Synchrotron radian X-ray diffraction coupled with DSC. Food Research International. 67, 91-101 (2015).
- Brubach, J. B., et al. Structural and thermal characterization of glyceryl behenate by X-ray diffraction coupled to differential calorimetry and infrared spectroscopy. International Journal of Pharmaceutics. 336 (2), 248-256 (2007).
- Chong, C. L., et al. Thermal and structural behaviour of crude palm oil: Crystallisation at very low cooling rate. European Journal of Lipid Science and Technology. 109 (4), 410-421 (2007).
- Askin, S., et al. A simultaneous differential scanning calorimetry-X-ray diffraction study of olanzapine crystallization from amorphous solid dispersions. Molecular Pharmaceutics. 17 (11), 4364-4374 (2020).
- Clout, A., et al. Simultaneous differential scanning calorimetry - synchrotron X-ray powder diffraction: A powerful technique for physical form characterization in pharmaceutical materials. Analytical Chemistry. 88 (20), 10111-10117 (2016).
- Jendrzejewska, I., Goryczka, T., Pietrasik, E., Klimontko, J., Jampilek, J. X-ray and thermal analysis of selected drugs containing acetaminophen. Molecules. 25 (24), 5909 (2020).
- Righetti, M. C. Crystallization of Polymers Investigated by Temperature-Modulated DSC. Materials. 10 (4), 442 (2017).
- Sauer, B. B., Kampert, W. G., Neal Blanchard, E., Threefoot, S. A., Hsiao, B. S. Temperature modulated DSC studies of melting and crystallization in polymers exhibiting multiple endotherms. Polymer. 41 (3), 1099-1108 (2000).
- Ali, F., Kumar, R., Lal Sahu, P., Singh, G. N. Physicochemical characterization and compatibility study of roflumilast with various pharmaceutical excipients. Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 130, 1627-1641 (2017).
