Name: Wizualizacja rekombinowanych kompleksów DNA i białek za pomocą mikroskopii sił atomowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 30 s
Description: Poznaj metodę mikroskopii sił atomowych do wizualizacji DNA i białek w buforach wodnych w czasie rzeczywistym. Technika ta umożliwia badanie struktury i organizacji kompleksów biomolekularnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta została sfinansowana z grantu National Institutes of Health GM086822. Autorzy chcieliby podziękować dr. Alecowi Pakhomovowi i dr. Paulowi Wallace'owi (Univ. of Washington Nanotechnology User Facility (NTUF)) oraz Andrei Slade (Bruker AXS) za ekspercką pomoc techniczną. Obrazowanie DNA za pomocą AFM przeprowadzono w Univ. of Washington NTUF, który jest członkiem National Nanotechnology Infrastructure Network. Plazmid 2xGal4-2xGRE-luciferease został uprzejmie udostępniony przez laboratorium dr. Keitha Yamamoto (Univ. of California, San Francisco).

1. Przygotowanie próbek DNA i białek do obrazowania w sposób wolny od zanieczyszczeń
<ol>
	<li>Wyizolować biomolekuły przeznaczone do obrazowania i umieścić je w odpowiednim buforze wodnym. Białka mogą być oczyszczone za pomocą chromatografii cieczowej 6, immunoadsorpcji z następującym po niej usunięciem przeciwciała i osadu 1,2 lub oczyszczania metodą Profinity eXact z usunięciem znacznika 7 (Rysunek 2A). Cząsteczki DNA przeznaczone do obrazowania wyizolować za pomocą miniprep (Rysunek 2B).</li>
	<li>Potwierdzić skład i czystość próbek białek przeznaczonych do obrazowania za pomocą SDS-PAGE i western blottingu. W przypadku DNA potwierdzić sekwencję i czystość, przeprowadzając trawienie restrykcyjne i elektroforezę w żelu agarozowym.</li>
	<li>Inkubować próbki w buforze adsorpcyjnym do AFM, aby wspomóc przyleganie próbki do miki. Dla próbek białek można zastosować bufor HEPES 10 mM. Można również dodać dodatkowe sole o niskiej sile jonowej lub inne kofaktory. W przypadku próbek DNA należy dodać kation dwuwartościowy (np. Mg2+ lub Ni2+), aby wspomóc adsorpcję do podłoża mikowego. Odpowiednim buforem zawierającym Mg2+ dla DNA jest 10 mM Tris, pH 7.5, 10 mM NaCl, 2 mM MgCl2 3. Alternatywnym buforem z Ni2+ jest 10 mM HEPES, pH 6.8, 10 mM NiCl2.</li>
	<li>Rozcieńczyć próbkę w buforze adsorpcyjnym do stężenia 5 μg/ml. Delikatnie wymieszać. Przechowywać w lodzie podczas przygotowywania mikroskopu.</li>
</ol>
2. Montowanie sondy AFM
<ol>
	<li>Umieść uchwyt sondy do celi z cieczą na odpowiedniej stacji dokującej do instalacji wsporników.</li>
	<li>Zlokalizuj długi, gruby wspornik (oznaczony jako wspornik „B”) sondy z ostrzem z azotku (SNL), która ma zostać użyta do obrazowania. Ostrożnie przenieś go do uchwytu sondy do celi z cieczą, upewniając się, że końcówka pozostaje w pozycji pionowej. Uwaga techniczna: Należy zachować szczególną ostrożność podczas transportu sondy, ponieważ upadek z jakiejkolwiek wysokości może uszkodzić lub zniszczyć wspornik lub końcówkę. Jako alternatywa dla sondy SNL można zastosować sondę z mikro-wspornikiem SNL (MSNL).</li>
	<li>Zdejmij uchwyt sondy ze stacji dokującej i obejrzyj wspornik pod mikroskopem świetlnym, aby upewnić się, że jest nieuszkodzony i prawidłowo osadzony w uchwycie sondy do celi z cieczą.</li>
	<li>Ostrożnie zdejmij głowicę AFM z prowadnicy instrumentu, dokręcając radełkowaną śrubę zaciskową głowicy. Uwaga techniczna: Podczas manipulowania głowicą AFM należy zachować szczególną ostrożność, ponieważ upadek nawet z niewielkiej odległości (np. w przypadku nieprawidłowego osadzenia w prowadnicy) może spowodować znaczne uszkodzenia.</li>
	<li>Odwróć głowicę AFM i mocno dociśnij uchwyt sondy do celi z cieczą do czterech pinów u podstawy głowicy AFM. Ostrożnie wprowadź głowicę AFM z powrotem do prowadnicy instrumentu. Poluzuj radełkowaną śrubę zaciskową, aby przymocować głowicę AFM do instrumentu.</li>
</ol>
3. Lokalizacja końcówki wspornika, ustawianie lasera i regulacja fotodetektora
<ol>
	<li>Za pomocą oprogramowania urządzenia AFM zlokalizuj końcówkę wspornika, poruszając pokrętłami wbudowanego mikroskopu świetlnego. W razie potrzeby dostosuj oświetlenie mikroskopu, aby ułatwić identyfikację końcówki. Przesuń koniec końcówki wspornika w bezpośrednie sąsiedztwo przecięcia linii wyświetlanego w oprogramowaniu urządzenia. </li>
	<li>Ustaw ostrość końcówki wspornika, korzystając ze strzałek góra-dół kontrolera optyki w oprogramowaniu. Podczas regulacji optyki stosuj prędkość niską (S) lub średnią (M).</li>
	<li>Wyrównaj laser względem końcówki wspornika, używając pokręteł regulacji lasera. Obracaj pokrętła do momentu, aż czerwona kropka lasera znajdzie się wewnątrz białej plamy oświetlenia. Przesuwaj się wzdłuż ramienia wspornika zygzakiem, aż laser zostanie ustawiony na końcówce wspornika. Po prawidłowym wyrównaniu w przednim oknie głowicy AFM pojawi się silny punkt odbicia.</li>
	<li>Wycentruj fotodetektor, regulując pokrętła fotodetektora na głowicy AFM. Spowoduje to ustawienie kropki lasera w przecięciu linii wyświetlacza fotodetektora w oprogramowaniu urządzenia. Obserwowana suma sygnału powinna wynosić około 4-6.</li>
</ol>
4. Pozycjonowanie głowicy AFM i strojenie wspornika
<ol>
<li>Umieść świeżo oddzielony płatek miki przytwierdzony do metalowego dysku podłóżkowego AFM na namagnesowanym uchwycie próbki, znajdującym się na płycie mocującej AFM. Ta konfiguracja posłuży do ustawienia głowicy AFM przed obrazowaniem próbki DNA lub białka przygotowanej w kroku 1. 
<ol><li>Uwaga techniczna: Namagnesowany uchwyt próbki oraz uchwyt sondy do komórki cieczowej są grubsze niż inne mechanizmy mocowania próbek i uchwyty sond. Jeśli obecnie prześwit między zespołem mika-uchwyt próbki a głowicą AFM jest niewystarczający, przesuń głowicę AFM w górę, kilkakrotnie wybierając ikonę wycofania (withdraw) w oprogramowaniu urządzenia.</li></ol></li>
<li>Obróć płytę mocującą AFM tak, aby dysk z próbką był ustawiony do wstępnego obrazowania. Upewnij się, że podłoże z miki znajduje się w centrum pod głowicą AFM.</li>
<li>Przesuń głowicę AFM w dół w kierunku powierzchni dysku z miką, korzystając z funkcji sterowania ostrością powierzchni w oprogramowaniu urządzenia. Wybierz średnią (M) prędkość silnika Z i zbliżaj się do powierzchni, aż głowica AFM znajdzie się około 2 mm nad miką. W tym momencie przełącz się na wolną (S) prędkość silnika Z, aby uniknąć gwałtownego kontaktu sondy z powierzchnią (tzw. uderzenia końcówki).</li>
<li>Kontynuuj zbliżanie sondy do powierzchni podłoża z miki, aż wyraźne cechy powierzchni miki lub odbicie końcówki zostaną ustawione w ostrości. Przełączaj się między płaszczyznami ogniskowymi powierzchni i odbicia końcówki, korzystając z ikony „focus on:” w oprogramowaniu urządzenia.</li>
<li>Wybierz ikonę strojenia w oprogramowaniu urządzenia i nastroj wspornik. Częstotliwość rezonansowa zalecanych sond z wspornikami SNL i MSNL wynosi 20-60 kHz. Wybierz 5% przesunięcia szczytu (peak offset). Uwaga techniczna: Odpowiednie strojenie wspornika jest niezbędne do prawidłowego obrazowania próbki.</li>
</ol>
5. Obrazowanie powierzchni próbki miki
<ol>
	<li>Przystaw sondę do powierzchni miki. Ustaw początkowy rozmiar skanowania na 10 μm oraz szybkość skanowania na 1 Hz. Wzmocnienie całkowe i proporcjonalne można początkowo ustawić odpowiednio na 0,2 i 0,4. Dostosuj wartości wzmocnień tak, aby skany w przód i w tył (trace i retrace) w przybliżeniu na siebie nachodziły. Zmniejszenie wartości zadanej amplitudy zwiększy oddziaływanie między sondą a miką i zapewni prawidłowy kontakt.</li>
	<li>Wykonaj pełne obrazy skanowania pola o rozmiarze 10 μm. Zmniejsz rozmiar skanowania do 5, 1 i 0,5 μm, a następnie wykonaj pełne obrazy każdego z tych pól. W razie potrzeby dostosuj wzmocnienia i szybkość skanowania. Wykonanie obrazów powierzchni miki stanowi punkt odniesienia do porównania z próbkami zawierającymi DNA i białka.</li>
	<li>Odsuń sondę, klikając raz ikonę odsuwania (disengage) w oprogramowaniu urządzenia.</li>
</ol>
6. Obrazowanie interesujących biomolekuł
<ol>
	<li>Delikatnie wymieszać próbkę DNA lub białka przygotowaną w kroku 1 i przygotować ją do naniesienia na obrazowaną powierzchnię miki. Wymieszać 5 μl przygotowanej próbki z 45 μl świeżego buforu adsorpcyjnego (końcowe stężenie próbki = 0,5 μg/ml).</li>
	<li>Ostrożnie nanieść 50 μl roztworu zawierającego biomolekuły o stężeniu 0,5 μg/ml bezpośrednio na powierzchnię miki. Należy to zrobić bez przesuwania sondy lub głowicy AFM, upewniając się, że roztwór próbki (ale nie końcówka pipety) styka się z sondą.</li>
	<li>Odczekać 5 minut, aby umożliwić biomolekułom w próbce przywieranie do powierzchni miki.</li>
	<li>Po upływie 5 minut nanieść pipetą dodatkowe 50-10 μl buforu adsorpcyjnego do uchwytu sondy w celi płynnej, uważając, aby nie dotknąć końcówką pipety sondy, głowicy AFM ani miki. Pozwoli to na utworzenie menisku i umożliwi obrazowanie w trybie stukającym (tapping mode) AFM w cieczy. Rysunek 3 przedstawia końcowy układ celi płynnej, wspornika, próbki, uchwytu próbki oraz menisku.</li>
	<li>W razie potrzeby ponownie ustawić fotodetektor i wyrównać laser względem wspornika. Uwaga techniczna: obserwacja końcówki sondy i wyrównanie lasera są utrudnione ze względu na wzór dyfrakcyjny powstający po dodaniu buforu próbki do uchwytu sondy. W razie potrzeby ręcznie nastroić wspornik.</li>
	<li>Ponownie wprowadzić sondę do kontaktu, korzystając z oprogramowania urządzenia. W razie potrzeby dostosować ugięcie pionowe, wzmocnienie całkowe (integral gain) i wzmocnienie proporcjonalne (proportional gain). Rozpocznie to proces ponownego obrazowania fragmentu miki skanowanego bezpośrednio przed dodaniem próbki i przechwytywanie obrazów.</li>
	<li>Zwiększyć zakres skanowania (50 nm-10 μm), aby zidentyfikować obszary zainteresowania. Powiększyć obraz i zmniejszyć szybkość skanowania do 0,5 Hz w celu poprawy rozdzielczości obrazu.</li>
	<li>Po zakończeniu obrazowania wycofać sondę, kilkakrotnie klikając ikonę wycofania w oprogramowaniu urządzenia. Przed demontażem celi płynnej lub dysku z próbką upewnić się, że zachowano wystarczający odstęp między głowicą AFM a dyskiem z próbką.</li>
	<li>Dokładnie wypłukać uchwyt sondy celi płynnej oraz dysk z próbką wodą destylowaną, aby zapobiec tworzeniu się kryształów soli podczas odparowywania pozostałości buforu adsorpcyjnego. Osuszyć sprężonym powietrzem.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki: 
Przykłady obrazów AFM przedstawiono na Rysunku 4. Podłoże z miki (A) zapewnia powierzchniowo płaską strukturę molekularną, na której mogą adsorbować się DNA i białka. Obrazowanie miki przed analizą próbek biomolekuł służy jako kontrola negatywna i pozwala na ocenę szumu obrazowania. Zapewnia to również pewność, że wspornik jest odpowiednio nastrojony i że późniejsze obrazowanie próbek przebiegnie pomyślnie. Dwuniciowe plazmidowe DNA (B, D), prawdopodobnie superzwinięte, jest łatwo identyfikowalne dzięki asymetrycznemu wyglądowi i jednorodnemu osadzaniu się na wcześniej niepozbawionym cech charakterystycznych podłożu z miki. Kompleksy białkowe o określonych rozmiarach cząsteczek (C, E) są również wyraźnie odróżnialne od podłoża z miki. Różnice w wielkości cząsteczek wskazują na heterogeniczność próbki i mogą być przydatne przy szacowaniu stechiometrii kompleksów białkowych lub ich aktywności biochemicznej. Ogólny kształt diagonalny i spójna orientacja cząsteczek białkowych zaobserwowana w panelu C jest artefaktem obrazowania, ponieważ białka powinny orientować się na podłożu z miki w sposób losowy. Możliwymi przyczynami zaobserwowanego artefaktu są fizyczne uszkodzenie końcówki lub zbyt szybka prędkość skanowania podczas obrazowania AFM. Chociaż splot końcówki (zilustrowany na Rysunku 1B) uniemożliwia dokładne obliczenia długości w osiach x i y, pomiary wysokości (oś z) oraz względne pomiary w osiach x i y mogą być niemniej jednak użyteczne do szacowania właściwości biofizycznych obrazowanych biomolekuł.
<img src="/files/ftp_upload/3061/3061fig1.jpg" alt="Schemat mikroskopii sił atomowych przedstawiający laser, wspornik i skaner, służący do analizy obrazowania powierzchni." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1: Schematyczny przedstawienie mikroskopii sił atomowych (AFM) w trybie stukowym. A, mikroskop. Na końcu wspornika znajduje się ostra końcówka, która oscyluje w pionie podczas skanowania powierzchni podłoża z miki, do którego adsorbują się kompleksy biomolekularne. Podczas ruchu skanera w kierunkach x i y wiązka lasera jest odbijana od tylnej części wspornika na detektor w postaci fotodiody czułej na pozycję, co pozwala na mapowanie odległości w pionie (z), o jaką przemieszcza się końcówka, przechodząc nad kompleksami biomolekularnymi osadzonymi na mice. B. Zniekształcenie obrazu w kierunkach x i y spowodowane splotem końcówki. Nominalny promień konwencjonalnej końcówki z azotku krzemu jest większy niż cząstki poddawane obrazowaniu, a krawędź końcówki styka się z próbką podczas przesuwania się po powierzchni. Splot końcówki powoduje, że obrazowane cząstki wydają się większe w kierunkach x i y, ale nie w kierunku z. Efekt ten można zminimalizować, stosując końcówki o mniejszym promieniu nominalnym.
<img src="/files/ftp_upload/3061/3061fig2.jpg" alt="Schemat procesu immunoadsorpcji przedstawiający uwalnianie kompleksu białkowego i adsorpcję DNA do celów obrazowania." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rysunek 2: Ilustracja przygotowania próbek białek i DNA po immunoadsorpcji. A, Uwalnianie immunoadsorbowanego kompleksu białkowego GR•hsp70 z osadu przeciwciała monoklonalnego (mAb)-białko A-Sepharose (PAS). Inkubacja immunoosadu z peptydem zawierającym epitop mAb ułatwi uwolnienie kompleksu białkowego GR•hsp70 z osadu, co pozwoli na zebranie kompleksu z supernatantu i jego wizualizację za pomocą AFM. B, Przygotowanie DNA do obrazowania AFM wymaga zastosowania buforu adsorpcyjnego z kationami dwuwartościowymi. Kation dwuwartościowy zwiększa powinowactwo DNA do podłoża z miki.
<img src="/files/ftp_upload/3061/3061fig3.jpg" alt="Konfiguracja skaningowej mikroskopii sił atomowych; głowica AFM, celła cieczowa, dysk do preparatów do badania próbek." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> Rysunek 3: Końcowy układ głowicy AFM, uchwytu sondy celi cieczowej, próbki, uchwytu preparatu oraz menisku buforu. A, Należy zachować ostrożność podczas nakładania próbki i dodatkowego buforu na podłoże z miki, aby uniknąć kontaktu fizycznego końcówki pipety z głowicą AFM, celą cieczową i podłożem z miki. B, Powiększenie A. Menisk buforu rozciąga się od dysku z preparatem do uchwytu sondy celi cieczowej. 
<img src="/files/ftp_upload/3061/3061fig4.jpg" alt="Mikroskopia sił atomowych; obrazy AFM; struktury molekularne; analiza nanostruktury; morfologia powierzchni." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 4"> Rycina 4: Mikrografie sił atomowych podłoża z miki (A), plazmidowe DNA 2xGal4-2xGRE-lucyferaza 8 (B, D) oraz kompleksów białkowych GR•hsp70 (C, E) w roztworze buforowym. Mika służy jako obraz kontrolny do porównania z wizualizacjami DNA i białek. Kompleksy białkowe GR•hsp70 przygotowano poprzez immunoadsorpcję GR z dodatkiem hsp70, a następnie uwolniono je z osadu przeciwciał na kuleczkach, stosując konkurencyjne przeciwciało mAb (przedstawiono na Rysunku 2A). DNA przygotowano za pomocą konwencjonalnej metody miniprep plazmidów. Panele A, B i C mają takie samo powiększenie (skala = 20 nm), podobnie jak panele D i E (skala = 40 nm).

<ol><li>Murphy, P. J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+and+mechanism+of+assembly+of+a+glucocorticoid+receptor%C2%95hsp70+complex+that+is+primed+for+subsequent+Hsp90-dependent+opening+of+the+steroid+binding+cleft%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Visualization and mechanism of assembly of a glucocorticoid receptorhsp70 complex that is primed for subsequent Hsp90-dependent opening of the steroid binding cleft.</a> J Biol Chem. 278, 34764-34773 (2003).</li>
<li>Harrell, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+glucocorticoid+receptor+transport+on+microtubules+by+dynein%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Evidence for glucocorticoid receptor transport on microtubules by dynein.</a> J Biol Chem. 279, 54647-54654 (2004).</li>
<li>Pastre, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adsorption+of+DNA+to+mica+mediated+by+divalent+counterions%3A+a+theoretical+and+experimental+study%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Adsorption of DNA to mica mediated by divalent counterions: a theoretical and experimental study.</a> Biophys J. 85, 2507-2518 (2003).</li>
<li>Guthold, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+observation+of+one-dimensional+diffusion+and+transcription+by+Escherichia+coli+RNA+polymerase%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Direct observation of one-dimensional diffusion and transcription by Escherichia coli RNA polymerase.</a> Biophys J. 77, 2284-2294 (1999).</li>
<li>Petrucco, S., Volpi, G., Bolchi, A., Rivetti, C., Ottonello, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+nick-sensing+DNA+3%27-repair+enzyme+from+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">A nick-sensing DNA 3'-repair enzyme from Arabidopsis.</a> J Biol Chem. 277, 23675-23683 (2002).</li>
<li>Murphy, P. J. M., Morishima, Y., Kovacs, J. J., Yao, T. P., Pratt, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+the+dynamics+of+hsp90+action+on+the+glucocorticoid+receptor+by+acetylation%2Fdeacetylation+of+the+chaperone%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Regulation of the dynamics of hsp90 action on the glucocorticoid receptor by acetylation/deacetylation of the chaperone.</a> J Biol Chem. 280, 33792-33799 (2005).</li>
<li>Ruan, B., Fisher, K. E., Alexander, P. A., Doroshko, V., Bryan, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+subtilisin+into+a+fluoride-triggered+processing+protease+useful+for+one-step+protein+purification%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Engineering subtilisin into a fluoride-triggered processing protease useful for one-step protein purification.</a> Biochemistry. 43, 14539-14546 (2004).</li>
<li>Meijsing, S. H., Elbi, C., Luecke, H. F., Hager, G. L., Yamamoto, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ligand+binding+domain+controls+glucocorticoid+receptor+dynamics+independent+of+ligand+release%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The ligand binding domain controls glucocorticoid receptor dynamics independent of ligand release.</a> Mol Cell Biol. 27, 2442-2451 (2007).</li>
<li>Shen, X. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+and+effective+sample+preparation+method+for+atomic+force+microscopy+visualization+of+individual+DNA+molecules+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Rep%22%5BJournal%5D)">A simple and effective sample preparation method for atomic force microscopy visualization of individual DNA molecules in situ.</a> Mol Biol Rep. 38, 965-969 (2010).</li>
<li>Paulite, M., Fakhraai, Z., Akhremitchev, B. B., Mueller, K., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assembly%2C+tuning+and+use+of+an+apertureless+near+field+infrared+microscope+for+protein+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Assembly, tuning and use of an apertureless near field infrared microscope for protein imaging.</a> J Vis Exp. , (2009).</li>
<li>Cretu, A., Castagnino, P., Assoian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+the+effects+of+matrix+stiffness+on+cellular+function+using+acrylamide-based+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Studying the effects of matrix stiffness on cellular function using acrylamide-based hydrogels.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Brunger, A. T., Weninger, K., Bowen, M., Chu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+studies+of+the+neuronal+SNARE+fusion+machinery%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biochem%22%5BJournal%5D)">Single-molecule studies of the neuronal SNARE fusion machinery.</a> Annu Rev Biochem. 78, 903-928 (2009).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

AFM stanowi wyjątkową technikę mikroskopową umożliwiającą obrazowanie pojedynczych, niepowlekanych biomolekuł w czasie rzeczywistym w roztworach wodnych i buforach zbliżonych do fizjologicznych. Pozwala to na wizualizację pojedynczych białek i cząsteczek DNA, a także kompleksów wielobiałkowych oraz kompleksów białko-DNA. Obrazowanie cząsteczek makromolekularnych za pomocą AFM może być przydatne do oceny homogeniczności próbki oraz identyfikacji fizycznego rozmieszczenia komponentów tworzących obserwowane cząstki. Takie podejście, polegające na obserwacji pojedynczych cząsteczek makromolekularnych, może stanowić użyteczne uzupełnienie konwencjonalnych technik biochemicznych, takich jak testy immunoprecypitacji, elektroforeza w żelu poliakrylamidowym oraz chromatografia wykluczania, które dostarczają istotnych danych sumarycznych reprezentujących 103-1011 pojedynczych, interesujących badacza kompleksów biomolekularnych obecnych w próbce.
Badania nad stechiometrią kompleksów multiproteinowych, oddziaływaniami biomolekularnymi oraz zapotrzebowaniem na kofaktory mogą być prowadzone z wykorzystaniem AFM. Przedstawiona tutaj metoda może zostać dostosowana do specyficznych pytań biofizycznych. Na przykład, stosując uchwyt sondy z komorką cieczową umożliwiającą wymianę buforu, można badać zapotrzebowanie na kofaktory niezbędne do formowania się kompleksów białkowych. Zespoły DNA-białko mogą być tworzone i dysocjowane niemal w czasie rzeczywistym, nawet w trakcie obrazowania. Można generować DNA o konkretnych, interesujących sekwencjach (np. domniemanych elementach odpowiedzi lub nowych sekwencjach wiązania białek), mieszać je z hipotetycznym białkiem wiążącym i obrazować, aby dostarczyć bezpośrednich dowodów na oddziaływania międzycząsteczkowe.
Obrazowanie AFM w trybie stukowym jest znacznie mniej skomplikowane w przypadku wykorzystania próbek suchych niż próbek w roztworach wodnych; w ten sposób obrazowano zarówno liniowe nici DNA, jak i plazmidy DNA o strukturze zamkniętego koła 3,9. Metoda przedstawiona w niniejszym opracowaniu wykorzystuje próbki w roztworach buforowych, aby zapewnić bardziej fizjologiczne środowisko obrazowania. Należy również rozważyć inne istotne metody obrazowania białek, w tym bliskopolową mikroskopię w podczerwieni 10. Komplementarne zastosowanie immunoadsorpcji wraz z AFM daje możliwość przygotowania wielu kompleksów białkowych przy użyciu uznanych technik biochemicznych, a następnie ich wizualizacji po uwolnieniu z osadu przeciwciał związanych z kuleczkami. Na przykład, z zastosowaniem tego podejścia analizowano immunoadsorbowany GR pod kątem jego asocjacji z białkiem opiekuńczym hsp70 1 oraz białkiem motorowym dyneiną 2, w celu oszacowania wielkości i stechiometrii kompleksów. Wielkość cząstek oraz cechy biofizyczne (np. sztywność) okazały się pomocne w ustaleniu tożsamości biomolekuł obserwowanych w próbkach obrazowanych za pomocą AFM 11,12. Możliwe jest również potwierdzenie tożsamości biomolekuły poprzez dodanie oddziałującej biomolekuły (np. ligandu lub przeciwciała monoklonalnego), która związałaby się ze swoim celem i spowodowała zwiększenie rozmiaru cząstki, jeżeli docelowa biomolekuła jest obecna.

<table><tbody><tr><td>Dimension 3100</td><td>Bruker Corporation</td><td>Dimension 3100</td><td></td></tr><tr><td>Komora przepływowa Dimension Fluid Cell</td><td>Bruker Corporation</td><td>DTFML-DD-HE</td><td></td></tr><tr><td>Sonda AFM z azotku krzemu Sharp nitride lever (SNL)</td><td>Bruker Corporation</td><td>SNL-10</td><td></td></tr><tr><td>Sonda AFM z azotku krzemu Microlever sharp nitride lever (MSNL)</td><td>Bruker Corporation</td><td>MSNL-10</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie instrumentu NanoScope AFM</td><td>Bruker Corporation</td><td>004-132-000</td><td></td></tr><tr><td>Metalowe podkładki do próbek AFM</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>16208</td><td></td></tr><tr><td>Podkładki z miki klasy V1, 12 mm</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>50-12</td><td></td></tr></tbody></table>

wizualizacja rekombinowanego dna i kompleksów białkowych przy użyciu mikroskopii sił atomowych

Visualization of Recombinant DNA and Protein Complexes Using Atomic Force Microscopy

Mikroskopia sił atomowych (AFM) umożliwia wizualizację pojedynczych białek, cząsteczek DNA, kompleksów białko-białko oraz kompleksów DNA-białko. Na końcu wspornika mikroskopu znajduje się sonda w skali nano, która przemieszcza się po obszarach obrazowania o rozmiarach od nanometrów do mikrometrów, mierząc wysokość makrocząsteczek spoczywających na powierzchni podłoża w dowolnym punkcie. Siły elektrostatyczne powodują, że białka, lipidy i kwasy nukleinowe luźno przyczepiają się do podłoża w losowych orientacjach, co umożliwia obrazowanie. Wygenerowane dane przypominają mapę topograficzną, na której makrocząsteczki są widoczne jako trójwymiarowe cząstki o określonych rozmiarach (Rysunek 1) 1,2. AFM w trybie stukowym (tapping mode) polega na powtarzających się oscylacjach wspornika, co pozwala na obrazowanie stosunkowo miękkich biomateriałów, takich jak DNA i białka. Jedną z istotnych zalet AFM w porównaniu z innymi technikami mikroskopii w nanoskali jest jego relatywna zdolność do wizualizacji pojedynczych białek i kompleksów makrocząsteczkowych w buforach wodnych, w tym w warunkach buforowych zbliżonych do fizjologicznych, w czasie rzeczywistym oraz bez konieczności barwienia lub powlekania obrazowanej próbki.
Metoda przedstawiona w niniejszej pracy opisuje obrazowanie DNA oraz immunoadsorbowanego czynnika transkrypcyjnego (tj. receptora glikokortykoidowego, GR) w roztworze buforowanym (Rycina 2). Immunoadsorbowane białka i kompleksy białkowe można oddzielić od osadu kulek z przeciwciałami immunoadsorbującymi poprzez konkurencję z epitopem przeciwciała, a następnie poddać obrazowaniu (Rycina 2A). Pozwala to na manipulację biochemiczną badanymi biomolekułami przed etapem obrazowania. Po oczyszczeniu DNA i białka można zmieszać, a następnie obrazować powstały kompleks oddziałujący. Wiązanie DNA do miki wymaga kationu dwuwartościowego 3, takiego jak Ni2+ lub Mg2+, który może zostać dodany do buforów próbkowych przy jednoczesnym zachowaniu aktywności białek. Stosując podobne podejście, AFM wykorzystywano do wizualizacji pojedynczych enzymów, w tym polimerazy RNA 4 oraz enzymu naprawczego 5, związanych z pojedynczymi niciami DNA. Eksperymenty te dostarczają istotnych informacji na temat biofizycznych oddziaływań białko-białko i DNA-białko zachodzących na poziomie molekularnym. Obrazowanie pojedynczych cząsteczek makromolekularnych za pomocą AFM może być przydatne do określenia homogeniczności cząstek oraz identyfikacji fizycznego rozmieszczenia komponentów składowych obrazowanych cząstek. Chociaż obecna metoda została opracowana do wizualizacji kompleksów białkowych GR-białka opiekuńcze 1,2 oraz nici DNA, z którymi GR może się wiązać, może ona znaleźć szerokie zastosowanie w obrazowaniu próbek DNA i białek z różnych źródeł.

Opisano metodę obrazowania za pomocą mikroskopu sił atomowych (AFM) w trybie stukowym (tapping mode) w celu wizualizacji plazmidowego DNA, białek cytoplazmatycznych oraz kompleksów DNA-białko. Metoda obejmuje alternatywne podejścia do przygotowania próbek do obrazowania AFM po przeprowadzeniu manipulacji biochemicznych. DNA zawierające specyficzne regiony oddziałujące z białkami są obserwowane w warunkach buforu zbliżonego do fizjologicznego.

Wizualizacja rekombinowanego DNA i kompleksów białkowych przy użyciu mikroskopii sił atomowych

Mikroskopia sił atomowych (AFM) umożliwia wizualizację pojedynczych białek, cząsteczek DNA, kompleksów białko-białko oraz kompleksów DNA-białko. Na...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest obrazowanie biomolekuł, takich jak DNA i białka, w buforach wodnych w czasie rzeczywistym przy użyciu mikroskopii sił atomowych. W tym celu najpierw przygotowuje się biomolekuły do obrazowania. Następnie konfiguruje się mikroskop sił atomowych i pozycjonuje sondę z dźwignią FM.Następnie obrazuje się i analizuje powierzchnię próbki oraz interesujące biomolekuły. W efekcie, dzięki mikroskopii sił atomowych, można uzyskać wyniki ukazujące ogólną wielkość, ilość i organizację DNA oraz białek, a także heterogeniczne kompleksy biomolekularne w warunkach buforowych. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z dziedziny chaperonów molekularnych, takie jak geometria STO kompleksu chaperonów i koperonów z klientem.Wizualna demonstracja tej metody jest korzystna, ponieważ etapy przygotowania sondy AFM i dźwigni Kent mogą być trudne do opanowania na podstawie instrukcji drukowanych, głównie ze względu na zawiłości związane z ich fizyczną manipulacją. Procedurę zaprezentują Morgan Shannon i John Gertz, dwaj studenci z mojego laboratorium. Aby rozpocząć, należy wyizolować cząsteczki białka lub DNA przeznaczone do obrazowania i zawiesić je w buforze wodnym. Po potwierdzeniu czystości próbki, należy inkubować ją w buforze absorpcyjnym AFM w lodzie, aby wspomóc przyleganie próbki do miki.W przypadku próbek białek należy zastosować bufor HEPS o stężeniu 10 mM. W przypadku DNA odpowiedni do montażu sondy AFM będzie bufor zawierający magnez, składający się z 10 mM Tris (pH 7,5), 10 mM chlorku sodu oraz 2 mM chlorku magnezu. Umieść uchwyt sondy celi przepływowej w odpowiadającej mu stacji dokującej do instalacji wspornika.Zlokalizuj długi, gruby wspornik azotekowej sondy ostrej, która zostanie użyta do obrazowania. Ostrożnie przenieś ją do uchwytu sondy celi ciekłej, upewniając się, że końcówka pozostaje w pozycji pionowej. Następnie obejrzyj wspornik pod mikroskopem świetlnym, aby upewnić się, że jest on nieuszkodzony i prawidłowo osadzony w uchwycie sondy celi ciekłej.Następnie ostrożnie zdejmij głowicę a FM z zespołu jaskółczego instrumentu, poluzowując śrubę zaciskową głowicy neuralnej. Odwróć głowicę a FM i mocno dociśnij uchwyt sondy celi przepływowej do czterech pinów u podstawy głowicy a FM. Na koniec ostrożnie zamocuj głowicę a FM z powrotem w zespole jaskółczym instrumentu.Aby dodatkowo przygotować FM przed obrazowaniem próbek, należy obrócić pokrętła wbudowanego mikroskopu świetlnego w celu zlokalizowania wierzchołka wspornika, a następnie za pomocą strzałek góra i dół w kontrolerze optyki w oprogramowaniu ustawić ostrość na wierzchołek wspornika. Należy użyć pokręteł regulacji lasera, aby wycelować wiązkę w wierzchołek wspornika. Jest to jeden z najtrudniejszych technicznie etapów protokołu; pozycjonowanie odbywa się ręcznie i wymaga precyzyjnej regulacji pokrętłami.Uważne monitorowanie wiązki lasera w plamce odbicia oraz plamce oświetlenia zwiększa prawdopodobieństwo pomyślnego ustawienia. Następnie należy obrócić pokrętła fotodetektora w głowicy AFM, aby go wycentrować. Umieść świeżo złupaną płytkę miki przytwierdzoną do metalowego krążka na próbkę AFM na zmagnetyzowanym uchwycie próbek znajdującym się na płytce podstawy AFM.Obróć płytkę uchwytu a FM tak, aby dysk z próbką był ustawiony do wstępnego obrazowania. Użyj funkcji sterowania powierzchnią ogniskowania w oprogramowaniu urządzenia, aby przesunąć głowicę a FM w dół, w kierunku powierzchni dysku MICA z próbką. Wybierz ikonę strojenia w oprogramowaniu urządzenia i nastroj dźwignię, aż wyraźne cechy powierzchni MICA lub odbicie z końcówki znajdą się w ogniskowej.Częstotliwość rezonansowa zalecanych sond MSNL lub SNL wynosi od 20 do 60 kilohertz. W celu obrazowania próbki MICA należy wybrać 5% przesunięcia szczytu (peak offset). Najpierw należy wprowadzić sondę w kontakt z powierzchnią MICA, ustawiając początkowy rozmiar skanowania na 10 micrometers oraz szybkość skanowania na one hertz.Wykonaj pełne obrazy skanowania pola o wielkości 10 µm. Następnie zmniejsz rozmiar skanowania do 5 µm oraz 0,5 µm i wykonaj pełne obrazy każdego z tych pól. Odłącz sondę, klikając raz ikonę odłączania w oprogramowaniu urządzenia.Aby obrazować interesujące biomolekuły, wymieszaj 5 µL przygotowanej próbki z 45 µL świeżego buforu absorpcyjnego. Ostrożnie nanieś 50 µL roztworu zawierającego biomolekuły w stężeniu 0,5 µg/mL bezpośrednio na powierzchnię MICU. Odczekaj pięć minut, aby biomolekuły w próbce mogły przytwierdzić się do powierzchni miki.Następnie pipetuj dodatkowe 50 do 100 µL buforu absorpcyjnego do uchwytu sondy w celi cieczowej. Uważając, aby nie dotknąć sondy, głowicy FM lub MICA końcówką pipety, ponownie ustaw fotodetektor i w razie potrzeby wyrównaj laser względem dźwigni. Następnie użyj oprogramowania instrumentu, aby ponownie zaangażować sondę.Zwiększ rozmiar skanu, aby zidentyfikować obszary zainteresowania. Po zakończeniu obrazowania kilkukrotnie kliknij ikonę wycofania w oprogramowaniu urządzenia, aby odłączyć sondę. Na koniec użyj wody destylowanej, aby dokładnie wypłukać uchwyt sondy celi cieczowej oraz dysk z próbką.Następnie należy spróbować z użyciem sprężonego powietrza. Tutaj przedstawiono przykład obrazu AFM. Podłoże z miki zapewnia powierzchniowo płaską strukturę na poziomie molekularnym, na której mogą adsorbować DNA i białka.Obrazowanie MICA przed analizą próbek biomolekuł stanowi kontrolę negatywną oraz pozwala na ocenę szumu obrazowania. Zapewnia ono również pewność, że wspornik jest odpowiednio dostrojony, a późniejsze obrazowanie próbek przebiegnie pomyślnie. Dwuniciowe plazmowe DNA, prawdopodobnie superzwinięte, można łatwo zidentyfikować po asymetrycznym wyglądzie oraz jednolitym osadzaniu się na wcześniej niepozornym podłożu Micah.Kompleksy białkowe o różnych rozmiarach cząstek są również w sposób unikalny rozróżnialne na podłożu Micah. Różnice w wielkości cząstek wskazują na heterogeniczność próbki i mogą być przydatne przy szacowaniu stechiometrii geometrii kompleksu białkowego lub jego aktywności biochemicznej. Zaobserwowano ogólny diagonalny kształt i spójną orientację cząstek białek.Poniżej przedstawiono artefakt obrazowania, ponieważ białka powinny być zorientowane na podłożu z miki w sposób losowy. Możliwymi przyczynami zaobserwowanego artefaktu mogą być: fizyczna anomalia sondy lub obrazowanie AFM przy zbyt wysokiej prędkości skanowania, podczas gdy splot sondy uniemożliwia obliczenia bezwzględnych pomiarów długości w osiach X i Y; pomiary wysokości w osi Z oraz względne pomiary w osiach X i Y mogą być jednak użyteczne do szacowania właściwości biofizycznych obrazowanych biomolekuł. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o dokładnym dostrojeniu wspornika i wyrównaniu fotodetektora zgodnie z tą podstawową procedurą AFM.Można dodać inne etapy, w tym zastosowanie komórki przepływowej do wymiany buforu, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak zdolność chaperonów molekularnych do wpływania na uwalnianie receptorów steroidowych z ich elementów odpowiedzi DNA. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo lepiej rozumieć, jak obrazować białka DNA i kompleksy biomolekularne przy użyciu mikroskopii sił atomowych w warunkach buforowych.

visualization-recombinant-dna-protein-complexes-using-atomic-force

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Wizualizacja rekombinowanych kompleksów DNA i białka za pomocą mikroskopii sił atomowych

W niniejszym materiale prezentujemy protokoły przeprowadzania mikroskopii fluorescencyjnej pojedynczych cząsteczek na żywych komórkach bakteryjnych, co umożliwia wykrywanie, śledzenie i kwantyfikację funkcjonalnych kompleksów molekularnych.

Wizualizacja pojedynczych kompleksów molekularnych In vivo Wykorzystanie zaawansowanej mikroskopii fluorescencyjnej

Wizualizacja próbek białek za pomocą elektronowej mikroskopii transmisyjnej (EM) z barwieniem negatywowym stała się popularną metodą analizy strukturalnej. Jest ona przydatna zarówno do ilościowej analizy struktury, np. obliczania rekonstrukcji 3D badanych cząsteczek, jak i do jakościowej oceny czystości preparatów białkowych. W niniejszym artykule przedstawiamy szczegółowe protokoły przygotowania siatek do EM, barwienia próbki oraz wizualizacji próbki w mikroskopie elektronowym. Początkujący...

Wizualizacja białek i kompleksów makromolekularnych za pomocą EM z barwieniem negatywowym: od przygotowania siatki do akwizycji obrazów

Ten film opisuje metodę wizualizacji montażu kondensatów białek fuzyjnych na cząsteczkach DNA w określonych loci za pomocą obrazowania pojedynczych cząsteczek. Kondensaty te powstają w wyniku oddziaływań LCD-LCD i LCD-DBD, które pozwalają na rekrutację polimerazy RNA II i zwiększoną transkrypcję genów.

Obrazowanie pojedynczych cząsteczek w celu wizualizacji łączenia kondensatów białek fuzyjnych na zasłonach DNA

W tym filmie demonstrujemy statyczną mikroskopię sił atomowych, aby zobrazować złożone nukleosomy. Ta technika obrazowania o wysokiej rozdzielczości pozwala na badanie struktury nukleosomów.

Statyczna mikroskopia sił atomowych w celu wizualizacji i scharakteryzowania złożonych nukleosomów

Mikroskopia lokalizacyjna aktywowana fotoaktywem (PALM) w połączeniu ze śledzeniem pojedynczych cząsteczek umożliwia bezpośrednią obserwację i kwantyfikację interakcji białko-DNA w żywych komórkach Escherichia coli.

Wizualizacja interakcji białko-DNA w żywych komórkach bakteryjnych za pomocą fotoaktywowanego śledzenia pojedynczych cząsteczek

Tutaj opisujemy oprzyrządowanie i metody wykrywania pojedynczych fluorescencyjnie znakowanych cząsteczek białka oddziałujących z pojedynczą cząsteczką DNA zawieszoną pomiędzy dwiema optycznie uwięzionymi mikrosferami.

Połączenie manipulacji pojedynczymi cząsteczkami i obrazowania w celu badania interakcji białko-DNA

Metoda badania struktury fotoreceptora białkowego za pomocą mikroskopii sił atomowych (AFM) jest opisana w tym artykule. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) ujawnia nienaruszone dimery białkowe na powierzchni miki.

Mikroskopia sił atomowych fotoreceptorów światła czerwonego przy użyciu ilościowego mapowania właściwości nanomechanicznych PeakForce

Prezentujemy podejście do wizualizacji dużych cząsteczek DNA wybarwionych peptydem wiążącym fluorescencyjne białko (FP-DBP) na uwięzi na powierzchni glikolu polietylenowego (PEG) i szkła pokrytego awidyną i rozciąganych za pomocą mikroprzepływowych przepływów ścinających.

Wizualizacja dużych cząsteczek DNA na uwięzi powierzchniowej z peptydem wiążącym DNA z białkiem fluorescencyjnym

Opisujemy szczegółowe procedury i strategie pomiaru właściwości mechanicznych i szlaków mechanicznego rozwijania pojedynczych cząsteczek białka za pomocą mikroskopu sił atomowych. Pokazujemy również reprezentatywne wyniki jako odniesienie do selekcji i uzasadnienia dobrych zapisów pojedynczych cząsteczek białka.

Spektroskopia sił pojedynczych cząsteczek białka przy użyciu mikroskopu sił atomowych

Tutaj prezentujemy protokół monitorowania montażu i demontażu toksyny wąglika za pomocą interferometrii biowarstwowej (BLI). Po montażu/demontażu na powierzchni biosensora, duże kompleksy białkowe są uwalniane z powierzchni w celu wizualizacji i identyfikacji składników kompleksów za pomocą odpowiednio mikroskopii elektronowej i spektrometrii mas.

Analiza dynamicznych kompleksów białkowych składanych i uwalnianych z biosensora interferometrii biowarstwowej przy użyciu spektrometrii mas i mikroskopii elektronowej

Zgłaszamy test hybrydowy i jednocząsteczkowy, aby bezpośrednio zobrazować i określić ilościowo ruch fluorescencyjnie znakowanej, w pełni zrekonstytuowanej helikazy Cdc45/Mcm2-7/GINS (CMG) na liniowych cząsteczkach DNA utrzymywanych w miejscu w pułapce optycznej.

Zestaw hybrydowy i test jednocząsteczkowy do obrazowania ruchu w pełni odtworzonego CMG

Poznaj metodę mikroskopii sił atomowych do wizualizacji DNA i białek w buforach wodnych w czasie rzeczywistym. Technika ta umożliwia badanie struktury i organizacji kompleksów biomolekularnych.

Wizualizacja rekombinowanego DNA i kompleksów białkowych przy użyciu mikroskopii sił atomowych

Przeglądaj więcej filmów