Pomiar aktywności neuronalnej w wycinku mózgu myszy po długotrwałej inkubacji

0 wyświetleń2:55 min • July 8th, 2025

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zabezpiecz wycinek mózgu myszy w komorze nagraniowej, wypełniony natlenionym aCSF po długotrwałej inkubacji.

Komórki w plasterku są załadowane wskaźnikiem wapnia, ułatwiającym wewnątrzkomórkowe pomiary wapnia.

Weź pipetę rejestracyjną składającą się z elektrody w roztworze elektrolitu.

Zidentyfikuj neuron docelowy. Umieść pipetę rejestrującą z dodatnim ciśnieniem na błonie komórkowej, tworząc wgłębienie.

Zastosuj podciśnienie, aby uzyskać szczelne uszczelnienie.

Ponadto zastosuj impulsy podciśnienia, rozrywając membranę i ustanawiając konfigurację całej komórki.

Perfuzja płynu mózgowo-rdzeniowego o wysokim stężeniu potasu, który depolaryzuje błonę neuronu.

Depolaryzacja otwiera kanały sodowe, wyzwalając potencjał czynnościowy, który z kolei aktywuje kanały wapniowe bramkowane napięciem i umożliwia napływ wapnia.

Jony wapnia wiążą się ze wskaźnikiem, wzmacniając fluorescencję, którą można uwidocznić przy odpowiednim oświetleniu.

Wzrost fluorescencji wewnątrzkomórkowej, spowodowany napływem wapnia po zastosowaniu potasu, wskazuje na żywotność neuronów po długotrwałej inkubacji.

W celu nagrania umieść tkankę w zanurzonej komorze zapisowej pod mikroskopem i perfuzuj ją natlenowanym aCSF z natężeniem przepływu od 4 do 5 mililitrów na minutę. Przytrzymaj tkankę za pomocą specjalnie wykonanej harfy. Następnie przygotuj kilka pipet rejestrujących za pomocą ściągacza do mikropipet, aby uzyskać końcową rezystancję od 5 do 6 megaomów.

Napełnij pipetę 3 do 4 mikrolitrami roztworu wewnętrznego, a następnie umieść roztwór na lodzie. Następnie zwizualizuj komórki za pomocą kamery CCD w IR-DIC. Umieść pipetę na błonie komórkowej za pomocą mikromanipulatora. Utrzymuj nadciśnienie przez port ssący w uchwycie pipety. Gdy pipeta znajdzie się na kuwecie, zastosuj delikatne podciśnienie do pipety, aby uzyskać gigaomowe uszczelnienie.

Następnie rozerwij błonę komórkową za pomocą krótkiego podciśnienia. Następnie rozpocznij rejestrację prądu lub cęgów cęgowych całego ogniwa. Dla pojedynczej długości fali wzbudzenia przepływu 4 przefiltruj światło wzbudzenia przez filtr pasmowo-przepustowy od 460 do 490 nanometrów i wyemitowane światło przez filtr pasmowo-przepustowy od 515 do 550 nanometrów.

11:26

Ratiometryczne obrazowanie wapnia poszczególnych neuronów w zachowaniu Caenorhabditis elegans

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:07

Fluorescencyjne obrazowanie wapnia i późniejsza hybrydyzacja in situ w celu charakterystyki prekursorów neuronalnych u Xenopus laevis

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

07:27

Obrazowanie wapnia in vivo reakcji neuronów zwojowych układu nerwowego myszy na bodźce smakowe

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

03:46

Oparta na mikroelektrodach ocena sieci neuronalnych w wycinkach rdzenia kręgowego myszy

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

03:10

Generowanie spontanicznych i na żądanie zdarzeń ictal w wycinkach kory mózgowej myszy

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:39

Stymulacja prądem stałym i wieloelektrodowa rejestracja aktywności podobnej do napadów w przygotowaniu do wycinka mózgu myszy

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

10:53

Przygotowanie ostrych wycinków mózgu przy użyciu zoptymalizowanej metody odzysku ochronnego N-metylo-D-glukaminy

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

10:30

Przedłużona inkubacja ostrej tkanki neuronalnej do elektrofizjologii i obrazowania wapnia

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

10:24

Rejestracja i modulacja aktywności padaczkowej w wycinkach mózgu gryzoni sprzężonych z układami mikroelektrod

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

12:26

Inwazyjna metoda aktywacji zakrętu zębatego myszy poprzez stymulację o wysokiej częstotliwości

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

Ostatnia aktualizacja: 18 lipca 2026