Name: Synteza funkcjonalizowanego bispeptydu w fazie stałej przy użyciu metodologii Safety Catch (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 42 s
Description: Poznaj syntezę funkcjonalizowanego bispeptydu w fazie stałej przy użyciu metodologii "Safety Catch". Ta technika umożliwia efektywną produkcję peptydów z izolowanym wydajnością około 10%.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować dr. Zachary’emu Z. Brownowi oraz Jennifer Alleva za początkowy rozwój tej techniki syntezy na fazie stałej, a także Matthewowi F.L. Parkerowi za pomocne dyskusje. Praca ta jest wspierana przez Defense Threat Reduction Agency (DOD-DTRA) (HDTRA1-09-1-0009) oraz stypendium Horst Witzel Fellowship Award wspieranym przez Cephalon, Inc.

1. Przygotowanie
<ol>
 <li>Układ reakcyjny do syntezy w fazie stałej stanowi polipropylenowy wkład filtrujący lub reaktor szklany, który jest połączony za pomocą polipropylenowej rurki z zamkniętą kolbą filtracyjną pod próżnią, zgodnie z Rysunkiem 1. Mieszanie reakcji można przeprowadzić za pomocą magnetycznego mieszadła lub poprzez przepuszczanie azotu przez reaktor.</li>
 <li>Zaleca się również zastosowanie kolektora gazów połączonego z butlą z argonem, wyposażonego w rurkę osuszającą i bulgotkę olejową, co pozwala na utrzymanie naczynia reakcyjnego w atmosferze obojętnej oraz umożliwia pobieranie odczynników z zamkniętych pojemników.</li>
 <li>Wszystkie operacje wykonuje się w dygestorium; wymagane jest stosowanie odpowiednich środków ochrony indywidualnej (okularów ochronnych, fartucha laboratoryjnego i rękawiczek nitrylowych).</li>
</ol>
2. Obciążanie żywicy pierwszym bis-peptydem
<ol>
 <li>Odważ 114 mg żywicy HMBA-AM (ładunek 0,88 mmol / g, 100 μmol) do naczynia reakcyjnego o pojemności 8 mL i dodaj magnetyczny mieszadło. Zamknij górną część naczynia gumowym septem i przedmuchaj rurkę argonem przez co najmniej 5 minut.</li>
 <li>W międzyczasie odważ 117,3 mg związku 1 z Rysunku 3 (586,63 g / mol, 2eq) oraz 59,2 mg 1-(mesitylene-2-sulfonyl)-3-nitro-1,2,4-triazole (MSNT, 296,0 g / mol, 2eq) do jednorazowej probówki wirówkowej o pojemności 15 mL i rozpuść w 2 mL bezwodnego dichlorometanu (DCM). Do roztworu dodaj 24 μL 1-metyloimidazolu (NMI, 80,81 mL / mol, 3eq) i mieszaj do całkowitego rozpuszczenia.</li>
 <li>Przenieś aktywowany roztwór do naczynia reakcyjnego za pomocą strzykawki i pozostaw do mieszania pod osłoną argonu przez noc (~10 godzin).</li>
 <li>Zdejmij sept i zlej mieszaninę reakcyjną. Przemyj żywicę DCM (5x) oraz dimetyloformamidem (DMF) (5x). Wykonaj „test z czerwienią metylową” opisany w sekcji 10.1, aby ocenić stopień załadowania żywicy. Jeśli żywica pozostaje czerwona podczas testu z czerwienią metylową, należy powtórzyć kroki 2.2 i 2.3. Preferowany jest kolor żółty, wskazujący na negatywny wynik testu z czerwienią metylową; jednakże, ponieważ wszelkie pozostałe grupy hydroksylowe zostaną zablokowane w kolejnym kroku, dopuszczalny może być lekko pozytywny wynik (jasnopomarańczowy kolor żywicy).</li>
</ol>

3. Deprotekcja pierwszego bis-peptydu i jednoczesne blokowanie żywicy
<ol>
 <li>Do naczynia reakcyjnego należy dodać 1 mL DCM, a następnie powoli, w ciągu 30 sekund, dodawać kroplami 1 mL 33% bromku wodoru w kwasie octowym (nastąpi wydzielanie pęcherzyków gazu) i mieszać przez 15 minut. Odcedzić i przemyć żywicę DCM (5x), a następnie powtórzyć cały proces jeszcze raz.</li>
 <li>Przemyć żywicę DCM (5x), a następnie DMF (5x). Zneutralizować żywicę, przemywając ją dwukrotnie 5% v/v roztworem N,N-diizopropyloetyloaminy (DIPEA) w DMF, a następnie ponownie przemyć DCM (5x) i DMF (5x). Wykonać „test z czerwienią metylową” oraz „test z chloranilem” omówione w sekcjach 10.1 i 10.2. Wynik testu z czerwienią metylową powinien być negatywny, a testu z chloranilem – pozytywny.</li>
</ol>
4. Sprzęganie funkcjonalizowanego bis-aminokwasu chronionego grupami Boc/tBu
<ol>
 <li>Przywrócić atmosferę obojętną do naczynia reakcyjnego zawierającego żywicę, płukąc je trzykrotnie bezwodnym DCM, a następnie założyć septum i podłączyć linię z argonem. Przepłukać naczynie, dodając 1-2 mL bezwodnego DCM i mieszając przez 30 sekund, a następnie odprowadzić ciecz, aż poziom cieczy w bulgocie linii argonowej zacznie rosnąć. Powtórzyć tę czynność co najmniej raz więcej.</li>
 <li>Przygotować w ogrzanej nad ogniem probówce w atmosferze argonu roztwór 0,15 M funkcjonalizowanego kwasu bis-aminowego (3 eq) oraz 245 mg 1-hydroksy-7-azabenzotriazolu (HOAt, 136,11 g / mol, 18 eq) w 2 mL mieszaniny DCM:DMF w stosunku 2:1. Dodać 47 μL diizopropylokarbodiimidu (DIC, 156,6 mL / mol, 3 eq) i mieszać przez 90 minut.</li>
 <li>Dodać 35 μL DIPEA (174,19 mL / mol, 2 eq) w 666 μL bezwodnego DMF do żywicy i mieszać przez 5 minut.</li>
 <li>Przenieść za pomocą strzykawki roztwór uprzednio aktywowanego kwasu bis-aminowego do naczynia reakcyjnego i mieszać przez noc.</li>
 <li>Odprowadzić mieszaninę reakcyjną i dwukrotnie przepłukać bezwodnym DCM w atmosferze argonu.</li>
 <li>Aby wspomóc zamknięcie pierścienia diketopiperazyny, dodać 0,25 M roztwór HOAt (136,11 g / mol, 10 eq) i DIC (156,6 mL / mol, 10 eq) w 4 mL mieszaniny DCM:DMF w stosunku 1:1 i mieszać w atmosferze argonu przez 1 godzinę.</li>
 <li>Zdjąć septum i odprowadzić mieszaninę reakcyjną. Przepłukać żywicę DCM (5x) oraz DMF (5x). W razie potrzeby wykonać „test z chloranilem” opisany w sekcji 10.2.</li>
</ol>
5. Deprotekcja funkcjonalizowanego bis-aminokwasu chronionego grupami Boc/tBu
<ol>
 <li>Do naczynia reakcyjnego dodać 2 mL roztworu kwasu triflorooctowego (TFA) i triizopropylosilanu (TIPS) w stosunku 95:5 i mieszać przez 1 godzinę. Odlać ciecz i przemywać żywicę DCM przez około 30 sekund (5x), a następnie powtórzyć ten proces jeszcze raz.</li>
 <li>Przemyć żywicę DCM (5x), a następnie DMF (5x). Zneutralizować żywicę, przemywając ją dwukrotnie 5%v/v roztworem DIPEA w DMF, a następnie ponownie przemyć DCM (5x) i DMF (5x). W razie potrzeby przeprowadzić „test z chloranilem” opisany w sekcji 10.2.</li>
</ol>
6. Powtórz kroki 4 i 5 w zależności od potrzeb, aby zsyntetyzować docelowy bis-peptyd.
7. Funkcjonalizacja końca prolidynowego bis-peptydu
<ol>
 <li>Koniec prolinowy rosnącego bis-peptydu może zostać uprocylowany niezależnie lub wspólnie poprzez diketopiperazynę. Alternatywnie, koniec ten może pozostać chroniony, a grupa ochronna zostanie usunięta w późniejszym etapie, uwalniając wolny aminokwas. W razie potrzeby należy przeprowadzić „test z chloranilem” opisany w sekcji 10.2, aby ocenić wydajność sprzęgania.</li>
</ol>
8. Deprotekcja grupy Fmoc i acylacja końca czwarciorzędowego bis-peptydu
<ol>
 <li>Dodaje się 2 mL 20% roztworu piperydyny w DMF i miesza mieszaninę przez 20 minut. Odcedza się i przemywa żywicę DMF (5x), a następnie powtarza ten proces jeszcze raz.</li>
 <li>Żywicę przemywa się DCM (5x), a następnie DMF (5x).</li>
 <li>Przygotowuje się 0,15 M roztwór aminokwasu (3 eq) w 2 mL N-metylopirolidonu (NMP) z dodatkiem 114 mg 2-(7-aza-1H-benzotriazol-1-ylo)-1,1,3,3-tetrametyluroniu heksafluorofosforanu (HATU, 380,2 g/mol, 3 eq) oraz 104,5 μL DIPEA (174,19 mL/mol, 6 eq) i dokładnie miesza. Roztwór dodaje się do naczynia reakcyjnego i miesza przez 6 godzin.</li>
 <li>Żywicę przemywa się DCM (5x), a następnie DMF (5x).</li>
</ol>
9. Usunięcie grupy Boc z aminokwasu związanego z żywicą i odszczepienie z żywicy
<ol>
 <li>Do naczynia reakcyjnego dodać 2 mL roztworu TFA:DCM w stosunku 1:1 i mieszać przez 30 minut. Odlać ciecz i przemyć żywicę DCM (5x), a następnie powtórzyć ten proces raz jeszcze.</li>
 <li>Przemyć i odlać żywicę przez 30 sekund, używając DCM (5x), a następnie DMF (5x).</li>
 <li>Dodać 2 mL roztworu 10% DIPEA w bezwodnym DMF i mieszać przez 24-48 godzin.</li>
 <li>Zebrać mieszaninę reakcyjną do wcześniej zważonej kolby okrągłodennej. Przenieść 30 μL tego roztworu do 450 μL THF w fiolce do LC-MS i przekazać do analizy. Przemyć żywicę dodatkowymi porcjami DMF, zebrać je do kolby okrągłodennej, a następnie odparować rozpuszczalnik in vacuo.</li>
</ol>

10. Oczyszczanie bis-peptydu
<ol>
 <li>Rozpuścić surowy bis-peptyd w minimalnej ilości dimetylosulfotlenku (100-250 μL) i przenieść do wkładki do fiolki HPLC. Umieścić wkładkę w autostatowniku systemu półpreparatywnego HPLC (Hewlett Packard 1100 Series) wyposażonego w kolumnę XTerra Prep MS C18 5 μm 7,8x150 mm oraz pętlę wtryskową o pojemności 100 μL.</li>
 <li>Wyonać wielokrotne wstrzyknięcia próbki po 50 μL, stosując program gradientowy 5-95% acetonitrylu w wodzie z 0,1% kwasem mrówkowym w ciągu 30 minut, monitorując sygnał przy 274 nm. Zebrać szczyt produktu do wcześniej zważonej jednorazowej probówki do wirowania i poddać liofilizacji za pomocą liofilizatora. Należy zachować ostrożność podczas pierwszego przejazdu, ponieważ zazwyczaj obserwuje się niewielkie przesunięcie czasu retencji szczytu w porównaniu z analitycznym LCMS.</li>
</ol>

11. Metody oceny
<ol>
 <li>TEST Z CZERWONIĄ METYLOWĄ7: Za pomocą jednorazowej pipety przenieść ok. 1 mg suchej żywicy i wypłukać do naczynia reakcyjnego o objętości 4 mL. Dodać roztwór 20 mg czerwieni metylowej, 50 μL N,N'-diizopropylowo-karbodiimidu (DIC) oraz 5 mg 4-dimetylaminopirydyny (DMAP) w 500 μL bezwodnego DCM i mieszać przez 5-10 min. Odfiltrować i przemywać żywicę DCM, aż filtrat stanie się bezbarwny. Wynik pozytywny objawia się pozostaniem pomarańczowego lub czerwonego koloru kulek żywicy.</li>
 <li>TEST Z CHLORANILEM12: Za pomocą jednorazowej pipety przenieść ok. 1 mg suchej żywicy do małej probówki. Dodać po 3 krople roztworu 0,8 mM chloranilu w DMF oraz 2% acetaldehydu w DMF i pozostawić w temperaturze pokojowej przez 5-10 minut. Wynik pozytywny objawia się zmianą koloru kulek żywicy na niebieski/fioletowy.</li>
 <li>TEST PUŁAPKI AKTYWACYJNEJ: Obecność związków aktywowanych podczas syntezy można ocenić, przenosząc niewielką ilość (5-10 μL) aktywowanego roztworu do fiolki do chromatografii cieczowej z detekcją masową (LC-MS) zawierającej 50 μL pyrrolidyny. Mieszać ręcznie przez kilka sekund (roztwór powinien stać się żółty), a następnie rozcieńczyć 450 μL tetrahydrofuranu (THF) i poddać analizie LC-MS.</li>
 <li>ANALITYCZNE LC-MS: Produkt końcowy oraz aktywowane produkty pośrednie można ocenić przy użyciu systemu LC-MS serii HP 1200 wyposażonego w kolumnę Waters Xterra MS C18 3,5 μm 4,6 mm x 150 mm oraz system gradientowy 5-95% acetonitrylu w wodzie z 0,1% kwasem mrówkowym w czasie 30 minut.</li>
</ol>
12. Reprezentatywne wyniki
Przedstawiono przykłady chromatogramów LCMS zarówno dla produktu surowego (Rysunek 4), jak i oczyszczonego (Rysunek 5). Przy zastosowaniu opisanych powyżej metod oczekiwana jest wydajność produktu oczyszczonego na poziomie około 10%.
<img alt="Schemat układu filtracji próżniowej; naczynie reakcyjne, mieszadło magnetyczne, kolba odbiorcza, zawory." src="/files/ftp_upload/4112/4112fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Schemat układu eksperymentalnego do syntezy w fazie stałej.
<img alt="Struktura chemiczna z końcami czwartorzędowymi i prolinowymi, schemat cząsteczkowy, badanie wiązań peptydowych." src="/files/ftp_upload/4112/4112fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Odpowiednia nomenklatura bis-aminokwasów/bis-peptydów.
<img alt="Schemat syntezy peptydów, przedstawia sekwencje reakcji chemicznych, pokazuje etapy syntezy i użyte odczynniki." src="/files/ftp_upload/4112/4112fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Ogólny schemat syntezy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4112/4112fig3large.jpg" target="_blank"> Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększony rysunek</a>.
<img alt="Chromatogram LC-MS UV przy 274 nm, analiza surowego trimeru, wykres czasu retencji, skala mAU." src="/files/ftp_upload/4112/4112fig4a.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 4a"> 
Rysunek 4a. Chromatogram HPLC surowego produktu przy 274 nm.
<img alt="Wykres spektrometrii mas, analiza produktu surowego, piki m/z, struktura cząsteczkowa, dane o obfitości." src="/files/ftp_upload/4112/4112fig4b.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 4b"> 
Rycina 4b. Spektrum MS piku produktu surowego.
<img alt="Widmo UV oczyszczonego trimeru w LC-MS przy 274nm; wykres chromatograficzny, czas retencji, analiza piku" src="/files/ftp_upload/4112/4112fig5a.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 5a"> 
Rysunek 5a. Chromatogram HPLC oczyszczonego produktu przy 274 nm.
<img alt="Wykres spektrometrii masowej z piki m/z dla analizy peptydów, pokazujący obfitość i masę cząsteczkową." src="/files/ftp_upload/4112/4112fig5b.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5b"> 
Rycina 5b. Widmo MS oczyszczonego piku produktu.

<ol><li>Atherton, E., Sheppard, R. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAtherton%2C+E+%22Solid+Phase+Peptide+Synthesis%3A+A+Practical+Approach%22">Solid Phase Peptide Synthesis: A Practical Approach</a>. , Oxford University Press. (1989).</li>
<li>Brown, Z. Z., Alleva, J., Schafmeister, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid-Phase+Synthesis+of+Functionalized+Bis-Peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Biopolymers%22%5BJournal%5D)">Solid-Phase Synthesis of Functionalized Bis-Peptides.</a> Biopolymers. 96, 578-585 (2010).</li>
<li>Schafmeister, C. E., Brown, Z. Z., Gupta, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shape-Programmable+Macromolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Acc.+Chem.+Res%22%5BJournal%5D)">Shape-Programmable Macromolecules.</a> Acc. Chem. Res. 41, 1387-1398 (2008).</li>
<li>Brown, Z. Z., Schafmeister, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+Hexa-+and+Pentasubstituted+Diketopiperazines+from+Sterically+Hindered+Amino+Acids%5BTitle%5D)+AND+%22Org.+Let%22%5BJournal%5D)">Synthesis of Hexa- and Pentasubstituted Diketopiperazines from Sterically Hindered Amino Acids.</a> Org. Let. 12, 1436-1439 (2010).</li>
<li>Nielson, J., Lyngso, L. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combinatorial+Solid-Phase+Synthesis+of+Balanol+Analogues%5BTitle%5D)+AND+%22Tet.+Lett%22%5BJournal%5D)">Combinatorial Solid-Phase Synthesis of Balanol Analogues.</a> Tet. Lett. 37, 8439-8442 (1996).</li>
<li>Blankemeyer-Menge, B., Nimtz, M., Frank, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Efficient+Method+for+Anchoring+Fmoc-Amino+Acids+to+Hydroxyl-Functionalized+Solid+Supports%5BTitle%5D)+AND+%22Tet.+Lett%22%5BJournal%5D)">An Efficient Method for Anchoring Fmoc-Amino Acids to Hydroxyl-Functionalized Solid Supports.</a> Tet. Lett. 31, 1701-1704 (1990).</li>
<li>Komba, S., Sasaki, S., Machida, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+New+Colorimetric+Test+for+Detection+of+Hydroxyl+Groups+in+Solid-Phase+Synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Tet.+Lett%22%5BJournal%5D)">A New Colorimetric Test for Detection of Hydroxyl Groups in Solid-Phase Synthesis.</a> Tet. Lett. 48, 2075-2078 (2007).</li>
<li>Demner, O., Dijkgraaf, I., Schottelius, M., Wester, H. J., Kessler, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introduction+of+Functional+Groups+into+Peptides+via+N-Alkylation%5BTitle%5D)+AND+%22Org.+Lett%22%5BJournal%5D)">Introduction of Functional Groups into Peptides via N-Alkylation.</a> Org. Lett. 10, 2015-2018 (2008).</li>
<li>Plas, S. E. V. ander, Van Hoeck, E., Lynen, F., Sandra, P., Madder, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+a+New+SPE+Material+for+EDCs%3A+Fully+Automated+Synthesis+of+a+Library+of+Tripodal+Receptors+Followed+by+Fast+Screening+by+Affinity+LC%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Org.+Chem%22%5BJournal%5D)">Toward a New SPE Material for EDCs: Fully Automated Synthesis of a Library of Tripodal Receptors Followed by Fast Screening by Affinity LC.</a> Eur. J. Org. Chem. 11, 1796-1805 (2009).</li>
<li>Kaiser, E., Colescot, R. L., Bossinger, C. D., Cook, P. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Color+Test+for+Detection+of+Free+Terminal+Amino+Groups+in+Solid-Phase+Synthesis+of+Peptides%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Color Test for Detection of Free Terminal Amino Groups in Solid-Phase Synthesis of Peptides.</a> Anal. Biochem. 34, 595-598 (1970).</li>
<li>Chan, W. C., White, P. D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aChan%2C+WC+%22Fmoc+Solid+Phase+Peptide+Synthesis%3A+A+Practical+Approach%22">Fmoc Solid Phase Peptide Synthesis: A Practical Approach</a>. , Oxford University Press. (2000).</li>
<li>Vojkovsky, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Secondary+Amines+on+Solid-Phase%5BTitle%5D)+AND+%22Peptide+Research%22%5BJournal%5D)">Detection of Secondary Amines on Solid-Phase.</a> Peptide Research. 71, 236-237 (1995).</li>
</ol>

Produkcja i wolny dostęp do tego artykułu są sponsorowane przez Agencję Redukcji Zagrożeń Obronnych Stanów Zjednoczonych (United States Defense Threat Reduction Agency).

Przedstawione tutaj podejście syntetyczne dostarcza metody syntezy funkcjonalizowanych bis-peptydów z bloków budulcowych bis-aminokwasów z wykorzystaniem powszechnych technik syntezy peptydów w fazie stałej. Synteza monomerów tych bloków budulcowych „Pro4” z trans-4-hydroksyproliny3 jest wysoce skalowalna i została pomyślnie przeprowadzona do etapu hydantoiny w skali 600 mmol (234 g) (nieopublikowano). Po otrzymaniu monomerów, zastosowanie technik fazy stałej zapewnia szybszą metodę syntezy bis-peptydów niż nasza obecna metodologia w fazie roztworu4, eliminując konieczność opracowania reakcji i oczyszczania produktów pośrednich.
Głównym wyzwaniem w syntezie w fazie stałej jest diagnozowanie postępów syntezy oraz rozwiązywanie problemów, ponieważ żadne produkty pośrednie nie są izolowane. Doprowadziło to do opracowania wielu testów kolorymetrycznych, w tym tych służących do identyfikacji, czy na żywicy znajdują się wolne aminy (test Kaisera10) lub wolne grupy hydroksylowe (test z czerwienią metylową7). Niestety powszechnie stosowany test Kaisera10 nie znajduje zazwyczaj zastosowania w naszej syntezie w fazie stałej ze względu na niemal wyłączne stosowanie amin wtórnych lub amin przyłączonych do węgla czwartorzędowego. Inne opcje oceny na żywicy HMBA obejmują testowe odszczepienia z użyciem nukleofila, takiego jak hydrazyna11, ilościowe odszczepianie grup Fmoc monitorowane metodą UV/Vis1,11 oraz wychwytywanie i analizowanie wprowadzanych związków aktywowanych.
Kolejną często pomijaną kwestią w syntezie w fazie stałej jest powtarzalność kroków syntetycznych wymaganych od operatora. Mając to na uwadze, autorzy zdecydowanie zalecają stosowanie arkusza kalkulacyjnego lub listy kontrolnej podczas przeprowadzania każdej manualnej syntezy peptydów w fazie stałej.
Trudności w wykorzystaniu bis-peptydów w syntezie na fazie stałej w porównaniu do powszechnych α-aminokwasów obejmują potencjalnie utrudnione sprzęganie ze względu na zawadę steryczną, konieczność zamykania pierścieni diketopiperazynowych na żywicy oraz jednoczesne deprotekcje (Boc/tBu; Cbz/tBu). Kolejną trudnością jest uzyskanie ilościowego uwalniania z żywicy przy zastosowaniu tej metody „zatrzasku bezpieczeństwa” (safety catch) w porównaniu do bardziej konwencjonalnych sposobów. Mając na uwadze te czynniki, istnieje duża możliwość dalszej optymalizacji tej metody, a w naszej grupie podejmowane są obecnie działania mające na celu udoskonalenie zaprezentowanego tutaj podejścia.

<table><tbody><tr><td>Żywica HMBA-Am</td><td>Novabiochem, EMD Millipore</td><td>855018</td><td></td></tr><tr><td>MSNT</td><td>Novabiochem, EMD Millipore</td><td>851011</td><td></td></tr><tr><td>NMI</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>336092</td><td>Toksyczny, żrący</td></tr><tr><td>DCM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.sigmaaldrich.com/catalog/ProductDetail.do?lang=en&amp;amp;N4=D65100%7CSIAL&amp;amp;N5=SEARCH_CONCAT_PNO%7CBRAND_KEY&amp;amp;F=SPEC&quot; target=&quot;_blank">D65100&lt;/a&gt;</td><td>Kancerogenny</td></tr><tr><td>Bezwodny DCM</td><td>Acros Organics</td><td>34846</td><td>Kancerogenny</td></tr><tr><td>33% bromowodoru w kwasie octowym</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>248630</td><td>Toksyczny, żrący, wydziela opary po otwarciu</td></tr><tr><td>DIPEA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>387649</td><td>Łatwopalny, toksyczny, żrący</td></tr><tr><td>DMF</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC27960</td><td>Łatwopalny, toksyczny</td></tr><tr><td>Bezwodny DMF</td><td>Acros Organics</td><td>34843</td><td>Łatwopalny, toksyczny</td></tr><tr><td>HOAt</td><td>GenScript</td><td>C01568</td><td></td></tr><tr><td>DIC</td><td>Acros Organics</td><td>BP590</td><td>Łatwopalny, toksyczny, żrący</td></tr><tr><td>TFA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6508</td><td>Toksyczny, żrący</td></tr><tr><td>TIPS</td><td>Acros Organics</td><td>21492</td><td>Łatwopalny, toksyczny</td></tr><tr><td>Piperydyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>104094</td><td>Łatwopalna, toksyczna, żrąca</td></tr><tr><td>HATU</td><td>GenScript</td><td>C01566</td><td>Toksyczny</td></tr><tr><td>NMP</td><td>Acros Organics</td><td>36438</td><td>Toksyczny</td></tr><tr><td>DMAP</td><td>Novabiochem, EMD Millipore</td><td>851055</td><td>Toksyczny</td></tr><tr><td>Czerwień metylowa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>250198</td><td></td></tr><tr><td>THF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>401757</td><td>Łatwopalny, toksyczny, tworzy nadtlenki</td></tr><tr><td>Pirolydyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P73803</td><td>Łatwopalna, toksyczna, żrąca</td></tr><tr><td>Dimetylosulfotlenek</td><td>Fisher Scientific</td><td>D1281</td><td></td></tr><tr><td>Naczynia reakcyjne do SPPS</td><td>Grace</td><td>211108</td><td></td></tr><tr><td>LCMS</td><td>Agilent Technologies</td><td>Seria 1200</td><td></td></tr><tr><td>Półpreparatywna LC</td><td>Hewlett-Packard</td><td>Seria 1100</td><td></td></tr><tr><td>Liofilizator</td><td>Labconco Corp.</td><td>7934027</td><td></td></tr><tr><td>Rotawapor</td><td>Buchi</td><td>Seria R-210</td><td></td></tr><tr><td>Argon</td><td>Airgas</td><td>AR PP300CT</td><td></td></tr></tbody></table>

synteza na fazie stałej funkcjonalizowanego bis-peptydu z wykorzystaniem metodologii „safety catch”

Solid Phase Synthesis of a Functionalized Bis-Peptide Using "Safety Catch" Methodology

W 1962 roku R.B. Merrifield opublikował pierwszą procedurę wykorzystującą syntezę peptydów na fazie stałej jako nowatorską metodę wydajnej syntezy peptydów. Technika ta szybko okazała się korzystniejsza od swojej poprzedniczki, syntezy w fazie ciekłej, zarówno pod względem czasu, jak i nakładu pracy. Usprawnienia dotyczące rodzaju nośnika stałego, stosowanych grup ochronnych oraz metod sprzęgania wprowadzane przez ostatnie pięć dekad jedynie zwiększyły użyteczność oryginalnego systemu Merrifielda. Obecnie do syntezy peptydów najczęściej stosuje się strategię ochrony opartą na grupie Boc i żywicę usuwalną za pomocą zasad/nukleofilów lub strategię ochrony opartą na grupie Fmoc i żywicę usuwalną w warunkach kwasowych, zapoczątkowaną przez R.C. Shepparda1.
Inspirowani strategią syntezy na nośniku stałym opracowaną przez Merrifielda, opracowaliśmy strategię syntezy w fazie stałej z wykorzystaniem grup Boc/tert-butyl do montażu funkcjonalizowanych bis-peptydów2, która została tutaj opisana. Zastosowanie syntezy w fazie stałej w porównaniu z metodologią w fazie ciekłej jest korzystne nie tylko pod względem czasu i nakładu pracy, co opisał Merrifield1, ale pozwala również na większą łatwość syntezy bibliotek bis-peptydów. Przedstawiona tutaj synteza obejmuje końcowy etap odszczepienia, w którym wykorzystano dwuetapowy mechanizm typu „safety catch” w celu uwolnienia funkcjonalizowanego bis-peptydu z żywicy poprzez tworzenie diketopiperazyny.
Bis-peptydy są sztywnymi, spiro-drabinowymi oligomerami bis-aminokwasów, które pozwalają na pozycjonowanie funkcjonalności w przewidywalny i projektowalny sposób, kontrolowany przez typ i stereochemię jednostek monomerów oraz sposób ich połączenia. Każdy bis-aminokwas stanowi stereochemicznie czysty, cykliczny szkielet zawierający dwa aminokwasy (kwas karboksylowy z α-aminą)3,4. Nasze laboratorium bada obecnie potencjał funkcjonalnych bis-peptydów w wielu dziedzinach, w tym w katalizie, oddziaływaniach białko-białko oraz w nanomateriałach.

Opisano wydajną syntezę na fazie stałej funkcjonalizowanego trimeru bis-peptydowego z wykorzystaniem procedury odszczepiania typu „safety catch” z żywicy HMBA.

Synteza na fazie stałej funkcjonalizowanego bis-peptydu z wykorzystaniem metodologii „safety catch”

W 1962 roku R.B. Merrifield opublikował pierwszą procedurę wykorzystującą syntezę peptydów na fazie stałej jako nowatorską metodę wydajnej syntezy peptydów. Ta...

Ogólnym celem następnego doświadczenia jest synteza funkcjonalizowanego peptyd BSP z wykorzystaniem technik syntezy na fazie stałej. Osiąga się to poprzez osadzenie chronionego aminokwasu BIS na żywicy kwasu hydroksyetylobenzoenowego. Następnie powtarza się cykle sprzęgania z głęboką ochroną w celu przyłączenia funkcjonalizowanych aminokwasów bis, co prowadzi do wydłużenia peptydu BIS i wprowadzenia pożądanej funkcjonalności.Na koniec pierwszy bis-aminokwas jest modyfikowany alfa-aminokwasem w celu odszczepienia peptydu BIS z żywicy poprzez tworzenie DI-ketopirazyny. Uzyskane wyniki wykazują pomyślną syntezę funkcjonalizowanego peptydu BSP o dobrej czystości surowej i powtarzalnej wydajności izolowanej na poziomie około 10% w oparciu o analizę za pomocą chromatografii cieczowej sprzężonej z spektrometrią mas. Znaczenie tej techniki rozciąga się na równoległą syntezę oraz tworzenie bibliotek peptydów bis, ponieważ peptydy BIS są montowane na stałej żywicy, co pozwala na łatwiejszą manipulację niż w przypadku reakcji w roztworze, a produkty uboczne są łatwo usuwane poprzez filtrację.Wizualna prezentacja tej metody jest kluczowa, ponieważ wiele etapów jest trudnych do opanowania ze względu na liczne istotne szczegóły, które są niezbędne, aby zapewnić maksymalny stopień kompletności wszystkich reakcji. W syntezie na fazie stałej nie ma możliwości oczyszczania produktów pośrednich. Dlatego, aby uzyskać czysty produkt końcowy, każda reakcja musi zostać doprowadzona do możliwie pełnego przereagowania.Zalecamy stworzenie listy kontrolnej procedur eksperymentalnych, aby uniknąć pomyłek, ponieważ kroki mają charakter powtarzalny. Niniejszy protokół rozpoczyna się od załadowania pierwszego peptydu BSP, ochrony pierwszego peptydu BSP oraz jednoczesnego blokowania (cappingu) żywicy. Aby rozpocząć, należy załadować pierwszy peptyd BSP, odważając 114 mg żywicy H-M-B-A-A do naczynia reakcyjnego o pojemności 8 ml i dodając magnetyczny mieszadło.Zamknij górną część naczynia gumowym septem i przedmuchaj rurkę argonem przez co najmniej pięć minut. W międzyczasie przygotuj roztwór aktywowanego aminokwasu BIS zgodnie z opisem w protokole pisemnym. Po zakończeniu czynności pokazanych w tym filmie, przenieś roztwór do naczynia reakcyjnego za pomocą strzykawki i mieszaj w atmosferze argonu przez noc; następnego dnia usuń septem i zlej mieszaninę reakcyjną.Przemyj żywicę, dodając do niej około dwóch mililitrów chlorometanu. Mieszaj przez 30 sekund do minuty, a następnie odlej ciecz. Powtórz ten proces czterokrotnie z użyciem DCM, a następnie przemyj żywicę pięciokrotnie dimetyloformamidem.Aby przeprowadzić głęboką ochronę pierwszego bis-aminokwasu oraz jednoczesne blokowanie końców żywicy, powoli dodaj do naczynia reakcyjnego 2 mL roztworu 33% bromku wodoru w kwasie octowym i DCM. Pozostaw do mieszania przez 15 minut, a następnie odlej ciecz i pięciokrotnie przemyj żywicę w DCM. Powtórz sekwencję ochrony D jeszcze raz.Następnie żywicę przemywa się pięciokrotnie w DCM, a potem pięciokrotnie w DMF, po czym neutralizuje się ją, przemywając dwukrotnie 5% roztworem objętościowym D-I-P-E-A w DMF. Następnie ponownie przemywa się ją pięciokrotnie w DCM i pięciokrotnie w DMF. Teraz można przeprowadzić sprzęganie chronionego, funkcjonalizowanego bis-aminokwasu.W pierwszej kolejności należy ponownie wprowadzić atmosferę obojętną do naczynia reakcyjnego zawierającego żywicę, przemywając je trzykrotnie bezwodnym DCM. Następnie należy założyć septum oraz podłączyć linię z argonem, a naczynie przemyć, dodając od 1 do 2 ml bezwodnego DCM i mieszając przez 30 sekund. Po tym czasie należy opróżnić naczynie, aż poziom cieczy w bulgotce linii argonowej zacznie się podnosić.Powtórz ten proces przynajmniej raz jeszcze. Następnie przygotuj roztwór funkcjonalizowanego bis-aminokwasu w osuszonej nad płomieniem probówce w atmosferze argonu. Dodaj 47 µL DIC i mieszaj przez 90 minut.Następnie do żywicy dodać 35 µL D-I-P-E-A w 666 µL bezwodnego DMF i mieszać przez kolejne pięć minut. Przenieść wcześniej aktywowany roztwór aminokwasu BIS do naczynia za pomocą strzykawki i mieszać przez noc aż do następnego dnia. Odlać mieszaninę reakcyjną i przemyć dwukrotnie bezwodnym DCM w atmosferze argonu.Kluczowym etapem tej procedury są sprzęgania biz-aminokwasowe. Aby zapewnić zamknięcie pierścienia diketopiperazyn, stosujemy dłuższy czas reakcji z dodatkiem czynników aktywujących. W celu wspomagania zamykania diketopirazyny, należy dodać roztwór HOAT i DIC, a następnie mieszać pod osłoną argonu przez jedną godzinę.Następnie należy usunąć septum i zlać mieszaninę reakcyjną. Żywicę należy przemyć pięć razy DCM oraz pięć razy DMF. Niniejsza sekcja obejmuje głęboką ochronę funkcjonalizowanej aminokwasu BIS, głęboką ochronę F moc oraz acylację pierwszego aminokwasu BIS.Aby przeprowadzić głęboką ochronę chronionego funkcjonalizowanego bis-aminokwasu, powoli dodaj dwa mililitry roztworu TFA i TIPS do naczynia reakcyjnego i mieszaj przez jedną godzinę; po odlaniu cieczy przemyj żywicę DCM przez około 30 sekund, a następnie odlej i powtórz przemywanie DCM pięć razy. Następnie powtórz całą sekwencję przemywania żywicy po głębokiej ochronie, stosując cykl płukania A-D-C-M-D-M-F. Zneutralizuj żywicę, przemywając ją dwukrotnie 5% objętościowo roztworem D-I-P-E-A w DMF.Następnie przeprowadź kolejne przemywanie w sekwencji D-C-M-D-M-F. Na tym etapie peptyd BIS można wydłużyć za pomocą innych funkcjonalizowanych bis-aminokwasów, funkcjonalizować go na prowadzącym azocie kwasu karboksylowego lub w obu tych wariantach. Aby usunąć grupę ochronną FM, dodaj 2 mL 20% roztworu piperydyny w DMF i mieszaj mieszaninę reakcyjną przez 20 minut.Odlać ciecz i pięciokrotnie przemyć żywicę w DMF. Powtórzyć ten proces jeszcze raz po dodatkowym przemyciu żywicy. Aby wyizolować pierwszy bis-aminokwas, dodać przygotowany roztwór aminokwasu do naczynia reakcyjnego i mieszać przez sześć godzin w ramach ostatniego etapu.Przemyj żywicę pięciokrotnie DCM i pięciokrotnie DMF. Ostatnia część tego protokołu obejmuje usunięcie grupy Bach z aminokwasu związanego z żywicą oraz odszczepienie go z żywicy. Najpierw dodaj do naczynia reakcyjnego 2 mL roztworu TFA-DCM w stosunku 1:1 i mieszaj przez 30 minut.Odlać ciecz i przemyć żywicę pięciokrotnie w DCM. Następnie powtórzyć ten proces jeszcze raz. Przemyć i odlać ciecz z żywicy przez 30 sekund, pięciokrotnie przy użyciu DCM i pięciokrotnie przy użyciu DMF.Następnie należy dodać 2 mL roztworu 10% D-I-P-E-A w bezwodnym DMF i mieszać przez 24 do 48 godzin. Na koniec mieszaninę reakcyjną należy zebrać do wcześniej zważonej kolby okrągłodennej. 30 µL tego roztworu należy przenieść do 450 µL Tetra Hydro FU w fiolce do lc MS i przekazać do analizy.Przemyj żywicę dodatkowymi porcjami DMF i zbierz je do kolby okrągłodennej. W celu monitorowania przekształceń chemicznych na żywicy w trakcie syntezy można zastosować następujące metody. Aby wykryć wolne grupy hydroksylowe, przeprowadź próbę z czerwienią metylową, usuwając najpierw za pomocą jednorazowej pipety około jednego miligrama suchej żywicy.Przelać do naczynia reakcyjnego o pojemności 4 ml. Dodać roztwór czerwieni metylowej przygotowany zgodnie z opisem w tekście i mieszać przez 5–10 minut. Odlać nadmiar cieczy i przemyć żywicę pięciokrotnie DCM; pomarańczowe lub czerwone kuleczki żywicy wskazują na obecność wolnych grup hydroksylowych.Test ten można wykorzystać do oceny stopnia obciążenia pierwszego bis-aminokwasu oraz etapu blokowania końców żywicy. W celu wykrycia produktów wtórnych należy przeprowadzić test chloralu, przenosząc około 1 mg suchej żywicy do małej fiolki za pomocą jednorazowej pipety. Należy dodać po trzy krople 0,8 mM roztworu chloralu w DMF oraz 2% roztworu aldehydu kwasowego w DMF.Następnie pozostawmy próbkę w temperaturze pokojowej od 5 do 10 minut. W tym przypadku niebieskie lub fioletowe koraliki żywicy wskazują na obecność wolnych amin wtórnych w związku związanym z żywicą. Aby potwierdzić wydajność aktywacji, należy przeprowadzić test pułapki aktywacyjnej; stopień aktywacji związku podczas syntezy można ocenić, przenosząc od 5 do 10 µL aktywowanego roztworu do fiolki do chromatografii cieczowej sprzężonej z spektrometrią mas zawierającej 50 µL olaminy i mieszając ręcznie.Przez kilka sekund roztwór powinien stać się żółty, następnie należy go rozcieńczyć 450 µL tetrahydrofuranu i poddać analizie LC-MS. Produkt końcowy oraz aktywowane produkty pośrednie można ocenić za pomocą systemu LC-MS wyposażonego w kolumnę odwróconej fazy C18 i układ rozpuszczalników woda-acetonitryl z 0,1% kwasu mrówkowego. Ten zapis LC-MS-UV stanowi przykład wysokiej czystości produktu surowego.Ustalono, że główny pik w widmie występujący w 21,3 minucie posiada masę zgodną z oczekiwaną masą produktu. Można to zaobserwować w widmie mas surowego produktu, gdzie pik wykazuje główne sygnały odpowiadające masie cząsteczkowej, masie z dodatkiem jonu sodu, a także masie pomniejszonej o masę grupy ochronnej IV DDE. Przedstawiono tutaj zapis UV LCMS oczyszczonych widm, wykazujący bardzo czysty produkt w 21,3 minucie, oraz widmo mas potwierdzające tożsamość tego oczyszczonego piku.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat wykorzystania technik syntezy na stałej fazie do syntezy funkcjonalizowanych bispeptydów po ich opracowaniu. Metoda ta, po opanowaniu, otworzyła badaczom w dziedzinie bispeptydów drogę do eksploracji zastosowań w interakcjach białko-białko oraz katalizie. Przy prawidłowym wykonaniu technika ta pozwala na syntezę funkcjonalizowanego trimeru bispeptydowego w ciągu czterech do pięciu dni.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o tym, aby koraliki pozostawały zanurzone w roztworach reakcyjnych i płuczących w trakcie jej przebiegu. W celu udzielenia odpowiedzi na dodatkowe pytania, takie jak wpływ stereochemii lub alternatywnych funkcjonalności na wiązanie białek lub aktywność katalityczną, można zastosować inne metody, np. syntezę równoległą lub syntezę bibliotek. Należy pamiętać, że praca z odczynnikami organicznymi może być niezwykle niebezpieczna, dlatego podczas wykonywania tej procedury zawsze należy przestrzegać środków ostrożności, takich jak stosowanie odpowiedniego sprzętu ochronnego i praca w dygestorium.

solid-phase-synthesis-functionalized-bis-peptide-using-safety-catch

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Synteza fazy stacjonarnej funkcjonalizowanego bis-peptydu przy użyciu metodologii "Safety Catch"

Opisano prostą i ogólną metodę manualnej syntezy peptoidów z wykorzystaniem podstawowego sprzętu i dostępnych komercyjnie odczynników, co umożliwia łatwą syntezę peptoidów w większości laboratoriów. Opisano syntezę, oczyszczanie i charakterystykę amfifilowego peptoidu 36-meru, a także jego samoorganizację w wysoko uporządkowane nanoarkusze.

Synteza peptoidów metodą submonomerową w fazie stałej oraz ich samoorganizacja w wysoko uporządkowane nanoarkusze

Przedstawiono prostą i ogólną metodę syntezy cyklicznych peptydów za pomocą promieniowania mikrofalowego. Procedura ta umożliwia syntezę cyklicznych peptydów szkieletowych ze zbiorem różnych konformacji przy zachowaniu łańcuchów bocznych i ugrupowań farmakoforycznych, a tym samym pozwala na badanie przesiewowe pod kątem konformacji bioaktywnej.

Opracowanie szkieletowej biblioteki cyklicznych peptydów jako potencjalnych terapii przeciwpasożytniczych z wykorzystaniem promieniowania mikrofalowego

Przedstawiamy protokół budowy spiralnych peptydów tioeterowych/siarczków winylu za pomocą fotoindukowanej hydrotiolacji tiol-en/tiol-yne.

Konstruowanie peptydów helisowych na uwięzi tioeteru/siarczku winylu za pomocą fotoindukowanej hydrotiolacji tiolu-enu / yny

Synteza amfifilów peptydowych na bazie poliaminy (PPA) jest znaczącym wyzwaniem ze względu na obecność wielu azotów aminowych, co wymaga rozsądnego użycia grup ochronnych w celu zamaskowania tych reaktywnych funkcji. W tym artykule opisujemy łatwą metodę otrzymywania tych nowych klas cząsteczek samoorganizujących się.

Łatwy protokół syntezy samoorganizujących się amfifilów peptydowych na bazie poliaminy (PPA) i pokrewnych biomateriałów

Protokół syntezy peptydu modyfikowanego 1,2-ditiolanem i charakterystyka struktur supramolekularnych wynikających z samoorganizacji peptydu.

Synteza i charakterystyka samoorganizujących się peptydów modyfikowanych 1,2-ditiolanem

Przedstawiono protokół do syntezy kodowanych informacyjnie oligomerów peptoidowych oraz do sekwencyjnego samoorganizowania tych peptoidów w drabinki molekularne przy użyciu amin i aldehydów jako dynamicznych par kowalencyjnych reagentów oraz kwaśnych triflatów metali ziem rzadkich Lewisa jako odczynników wielozadaniowych.

Synteza peptydów niosących informacje i ich sekwencyjna dynamiczna samoorganizacja kowalencyjna

Ten protokół przedstawia syntezę cyklicznych peptydów poprzez bissalkilację między cysteiną a metioniną oraz łatwą reakcję tiol-yne wywołaną przez centrum propargylu sulfonium.

Konstruowanie cyklicznych peptydów przy użyciu centrum sulfonowego na uwięzi

Ten protokół opisuje syntezę cyklicznych peptydów penetrujących komórki z aromatycznymi wiązaniami krzyżowymi oraz ocenę ich przepuszczalności przez bariery biologiczne.

Budowa cyklicznych peptydów penetrujących komórki w celu zwiększenia penetracji barier biologicznych

Prezentowano prosty, niedrogi i nowatorski aparat do syntezy peptydów w fazie stałej w komercyjnym reaktorze mikrofalowym.

Niedroga adaptacja komercyjnego reaktora mikrofalowego do syntezy peptydów fazy stałej

Reakcja Ugiego okazała się wygodnym sposobem na szybkie tworzenie zróżnicowanych bibliotek związków. Polega ona na reakcji aminy, aldehydu, kwasu karboksylowego i izonitrilego, zazwyczaj w metanolu w temperaturze pokojowej. W tym filmie wykorzystujemy 48-miejscowy blok Mettler-Toledo MiniBlock wyposażony w rurki filtracyjne oraz zautomatyzowany dozownik cieczy Mettler-Toledo MiniMapper do dostarczania odczynników i rozpuszczalnika. Parametrami poddanymi analizie były stężenie, skład...

Optymalizacja reakcji Ugiego z wykorzystaniem syntezy równoległej i automatycznej obsługi cieczy

Poznaj syntezę funkcjonalizowanego bispeptydu w fazie stałej przy użyciu metodologii "Safety Catch". Ta technika umożliwia efektywną produkcję peptydów z izolowanym wydajnością około 10%.

Synteza na fazie stałej funkcjonalizowanego bis-peptydu z wykorzystaniem metodologii „safety catch”

Przeglądaj więcej filmów