Name: Nowatorski algorytm bayesowskiego punktu zmiany do analizy całego genomu różnych typów danych ChIPseq (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-10T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Poznaj algorytm BCP do analizy danych ChIP-seq wykorzystujący modele Markowa i wnioskowanie bayesowskie. Metoda precyzyjnie identyfikuje regiony wzbogacenia histonów w danych genomowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nagroda fundacji STARR (MQZ), grant NIH ES017166 (MQZ), grant NSF DMS0906593 (HX).

1. Przygotowanie plików wejściowych do analizy BCP
<ol>
 <li>Krótkie odczyty uzyskane z sekwencjonowania (biblioteki ChIP oraz biblioteki kontrolne/input) należy dopasować do odpowiedniego genomu referencyjnego przy użyciu preferowanego oprogramowania do mapowania krótkich odczytów. Zmapowane lokalizacje powinny zostać przekonwertowane do 6-kolumnowego formatu browser extensible data (BED)13 (przeglądarka genomu UCSC, <a href="http://genome.ucsc.edu/" target="_blank">http://genome.ucsc.edu/</a>), gdzie każdy wiersz oddzielony tabulatorem odpowiada jednemu zmapowanemu odczytowi i wskazuje zmapowany chromosom, pozycję startową (liczoną od 0), pozycję końcową (półotwartą), nazwę odczytu, wynik (opcjonalnie) oraz nić.</li>
</ol>
2a. Rozproszone profile odczytów: wstępne przetwarzanie gęstości odczytów ChIP w celu wykrycia wzbogaconych wysp w danych rozproszonych
<ol>
 <li>Rozszerz zmapowane lokalizacje ChIP oraz input do określonej długości fragmentu, t. j.wielkość fragmentów docelowych podczas trawienia enzymatycznego lub sonikacji DNA, zazwyczaj około 200 bp. Następnie liczba fragmentów jest agregowana w sąsiednich koszykach (bins). Domyślnie rozmiar koszyka jest ustawiony na szacowaną długość fragmentu wynoszącą 200 bp.</li>
 <li>Wszelkie możliwe punkty zmiany w zbiorze koszyków o identycznej liczbie odczytów najprawdopodobniej znajdą się na ich zewnętrznych granicach. W związku z tym mało prawdopodobne jest, aby punkt zmiany wystąpił na wewnętrznej granicy między dwoma koszykami o tej samej liczbie odczytów. Należy zatem pogrupować sąsiednie koszyki o identycznej liczbie odczytów na koszyk w jeden blok. t. j.format bedGraph13.</li>
</ol>
2b. Profile odczytów punktowych: Wstępne przetwarzanie plików BED dla ChIP i Input w celu wykrywania pików w danych punktowych
<ol>
 <li>Zagreguj nakładające się odczyty dla nici plus i minus z ChIP osobno. Gęstości odczytów specyficznych dla nici powinny tworzyć bimodalny profil pików plus i minus. Wybierz pary pików plus/minus o największym wzbogaceniu i wykorzystaj odległość między ich wierzchołkami jako szacunek długości fragmentu biblioteki.</li>
 <li>Przesuń odczyty ChIP i input o połowę długości fragmentu w stronę centrum i ponownie oblicz gęstość odczytów dla przesuniętych i scalonych odczytów nici plus i minus. Metodologia szacowania długości fragmentu została zaadaptowana z Zhang, et al.3. Pozycje o identycznej liczbie scalonych odczytów powinny zostać pogrupowane w bloki, analogicznie do kroku 2a.2.</li>
</ol>
3. Oszacowanie a posteriori średniej gęstości odczytów każdego bloku przy użyciu naszej aproksymacji BCMIX
<ol>
 <li>Gęstość odczytów każdego bloku jest modelowana jako rozkład Poissona, Pois(θt), z parametrem średniej opartym na mieszaninie rozkładów Gamma, Γ(α,β), oraz prawdopodobieństwem a priori wystąpienia punktu zmiany na dowolnej granicy bloków równym p. Warunkowanie Pois(θt) względem G(α,β) w praktyce czyni ten model ukrytym modelem Markowa (HMM) o nieskończonej liczbie stanów. Hiperparametry α, β oraz p należy oszacować za pomocą maksymalnej wiarygodności a posteriori.</li>
 <li>Oblicz jawnie estymatory Bayesa dla każdego bloku, θt, jako E(θt|γZ). Zastąp tradycyjne, lecz czasochłonne filtry forward i backward, często stosowane w HMM, bardziej wydobyczną obliczeniowo aproksymacją Bounded Complexity Mixture w celu oszacowania średnich a posteriori, θc. Wynikowe średnie a posteriori zostaną „wygładzone” do przybliżonego profilu stałego odcinkowo, zatem bloki o identycznych wartościach θc powinny zostać ponownie pogrupowane z aktualizacją współrzędnych granic.</li>
</ol>
4a. Rozproszone profile odczytów: przetwarzanie końcowe średnich a posteriori na segmenty rozproszonego wzbogacenia
<ol>
 <li>Przyjmij liczbę odczytów wejściowych dla każdego nowego bloku θc jako tempo tła, Pois(λa), i określ stopień wzbogacenia za pomocą prostego testu hipotez, sprawdzając, czy a posteriori średnia wartość ChIP, θc, przekracza określony próg δ. Domyślną wartością δ jest kwantyl 90ty, który jest odpowiedni w większości przypadków.</li>
 <li>Połącz sąsiednie bloki θc, które wykazują wzbogacenie, w jeden region i podaj współrzędne złączeń w prostym formacie BED. Alternatywnie można podać wartość θc dla każdego bloku w formacie bedGraph, aby zachować szczegóły wysokiej rozdzielczości szacunków gęstości odczytów.</li>
</ol>
4b. Punktowe profile odczytów: postprocessing średnich a posteriori w celu wyłonienia kandydatów na piki
<ol>
 <li>Zdefiniuj stopę tła, Pois(λa), jako średnią ze wszystkich liczb odczytów (γ2) i zidentyfikuj wszystkie bloki, które przekraczają próg d. Ponieważ oczekuje się, że piki punktowe będą znacznie bardziej wzbogacone, domyślna wartość δ została ustawiona na 99.th kwantyl Pois(λa).</li>
 <li>Ustaw blok o maksymalnej wartości θc jako wierzchołek kandydującego piku i dołącz sąsiednie bloki o podobnej gęstości odczytów (±1 odczyt, aby uwzględnić niewielkie wariacje). Ten połączony obszar definiuje się jako kandydujące miejsce wiązania.</li>
 <li>Oblicz λ2 jako średnią liczbę odczytów w kandydującym miejscu wiązania ChIP i przeprowadź test hipotezy względem tła wejściowego, gdzie hipotezą zerową, H0, jest λ1 ≥λ2, a następnie odrzuć H0 na podstawie progu wartości p. Wyeksportuj kandydujące piki w formacie BED.</li>
</ol>

<ol><li>Park, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ChIP-seq%3A+advantages+and+challenges+of+a+maturing+technology%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Genet%22%5BJournal%5D)">ChIP-seq: advantages and challenges of a maturing technology.</a> Nat. Rev. Genet. 10, 669-680 (2009).</li>
<li>Barski, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+profiling+of+histone+methylations+in+the+human+genome%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">High-resolution profiling of histone methylations in the human genome.</a> Cell. 129, 823-837 (2007).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Model-based+Analysis+of+ChIP-Seq+%28MACS%29%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Biol%22%5BJournal%5D)">Model-based Analysis of ChIP-Seq (MACS).</a> Genome Biol. 9, R137(2008).</li>
<li>Zang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+clustering+approach+for+identification+of+enriched+domains+from+histone+modification+ChIP-Seq+data%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">A clustering approach for identification of enriched domains from histone modification ChIP-Seq data.</a> Bioinformatics. 25, 1952-1958 (2009).</li>
<li>Jothi, R., Cuddapah, S., Barski, A., Cui, K., Zhao, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+identification+of+in+vivo+protein-DNA+binding+sites+from+ChIP-Seq+data%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Genome-wide identification of in vivo protein-DNA binding sites from ChIP-Seq data.</a> Nucleic Acids Res. 36, 5221-5231 (2008).</li>
<li>Qin, Z. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HPeak%3A+an+HMM-based+algorithm+for+defining+read-enriched+regions+in+ChIP-Seq+data%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">HPeak: an HMM-based algorithm for defining read-enriched regions in ChIP-Seq data.</a> BMC Bioinformatics. 11, 369(2010).</li>
<li>Song, Q., Smith, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identifying+dispersed+epigenomic+domains+from+ChIP-Seq+data%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">Identifying dispersed epigenomic domains from ChIP-Seq data.</a> Bioinformatics. 27, 870-871 (2011).</li>
<li>Spyrou, C., Stark, R., Lynch, A. G., Tavaré, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BayesPeak%3A+Bayesian+analysis+of+ChIP-seq+data%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">BayesPeak: Bayesian analysis of ChIP-seq data.</a> BMC Bioinformatics. 10, 299(2009).</li>
<li>Lai, T., Xing, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+Bayesian+approach+to+multiple+change-points%5BTitle%5D)+AND+%22Statistica+Sinica%22%5BJournal%5D)">A simple Bayesian approach to multiple change-points.</a> Statistica Sinica. , (2011).</li>
<li>Robertson, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+profiles+of+STAT1+DNA+association+using+chromatin+immunoprecipitation+and+massively+parallel+sequencing%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Genome-wide profiles of STAT1 DNA association using chromatin immunoprecipitation and massively parallel sequencing.</a> Nat. Methods. 4, 651-657 (2007).</li>
<li>Stitzel, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+epigenomic+analysis+of+primary+human+pancreatic+islets+provides+insights+into+type+2+diabetes+susceptibility+loci%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metab%22%5BJournal%5D)">Global epigenomic analysis of primary human pancreatic islets provides insights into type 2 diabetes susceptibility loci.</a> Cell Metab. 12, 443-455 (2010).</li>
<li>Bernstein, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+NIH+Roadmap+Epigenomics+Mapping+Consortium%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">The NIH Roadmap Epigenomics Mapping Consortium.</a> Nat. Biotechnol. 28, 1045-1048 (2010).</li>
<li>Karolchik, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+UCSC+Table+Browser+data+retrieval+tool%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">The UCSC Table Browser data retrieval tool.</a> Nucleic Acids Res. 32, 493-496 (2004).</li>
<li>Matys, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TRANSFAC%3A+transcriptional+regulation%2C+from+patterns+to+profiles%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">TRANSFAC: transcriptional regulation, from patterns to profiles.</a> Nucleic Acids Res. 31, 374-378 (2003).</li>
<li>Portales-Casamar, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((JASPAR+2010%3A+the+greatly+expanded+open-access+database+of+transcription+factor+binding+profiles%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">JASPAR 2010: the greatly expanded open-access database of transcription factor binding profiles.</a> Nucleic Acids Res. 38, D105-D110 (2010).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Postawiliśmy sobie za cel opracowanie modelu analizy danych ChIP-seq, który byłby w stanie równie skutecznie identyfikować struktury danych punktowe i rozproszone. Do tej pory trudne było wykrywanie regionów wzbogacenia, w szczególności regionów rozproszonych, które odzwierciedlają założenie o dużej wielkości wysp. Aby rozwiązać te problemy, wykorzystaliśmy najnowsze osiągnięcia w technologii HMM, które oferują wiele zalet w porównaniu z istniejącymi modelami heurystycznymi oraz mniej innowacyjnymi modelami HMM.
<p ...

<table><tbody><tr><td>Stacja robocza z systemem Linux</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

nowy bajesowski algorytm detekcji punktów zmiany w analizie genomowej zróżnicowanych typów danych chip-seq

A Novel Bayesian Change-point Algorithm for Genome-wide Analysis of Diverse ChIPseq Data Types

ChIPseq jest powszechnie stosowaną techniką badania oddziaływań białko-DNA. Profile gęstości odczytów generuje się poprzez sekwencjonowanie nowej generacji DNA związanego z białkami i dopasowanie krótkich odczytów do genomu referencyjnego. Regiony wzbogacone objawiają się jako piki, których kształt często drastycznie różni się w zależności od białka docelowego1. Na przykład czynniki transkrypcyjne często wiążą się w sposób specyficzny dla miejsca i sekwencji i mają tendencję do tworzenia pików punktowych, podczas gdy modyfikacje histonów są bardziej rozproszone i charakteryzują się szerokimi, rozmytymi wyspami wzbogacenia2. Niezawodna identyfikacja tych regionów była głównym celem naszej pracy.
Algorytmy analizujące dane ChIP-seq wykorzystują różnorodne metodologie, od heurystyki3-5 po bardziej rygorystyczne modele statystyczne, np. ukryte modele Markowa (HMMs)6-8. Poszukiwaliśmy rozwiązania, które zminimalizowałoby konieczność stosowania trudnych do zdefiniowania parametrów ad hoc, które często obniżają rozdzielczość i ograniczają intuicyjność narzędzia. W odniesieniu do metod opartych na HMM dążyliśmy do ograniczenia procedur szacowania parametrów oraz prostych, skończonych klasyfikacji stanów, które są często wykorzystywane.
Dodatkowo konwencjonalna analiza danych ChIPseq obejmuje kategoryzację oczekiwanych profili gęstości odczytów jako punktowe lub rozproszone, a następnie zastosowanie odpowiedniego narzędzia. Naszym dalszym celem było zastąpienie potrzeby stosowania tych dwóch odrębnych modeli jednym, bardziej wszechstronnym modelem, który potrafi obsłużyć cały zakres typów danych.
Aby zrealizować te cele, skonstruowaliśmy najpierw ramy statystyczne, które naturalnie modelowały struktury danych ChIPseq, wykorzystując nowoczesne osiągnięcia w zakresie HMM9, opierające się wyłącznie na formułach jawnych – innowację tę uznano za kluczową dla osiągnięcia przewagi wydajnościowej. Nasz model HMM, bardziej zaawansowany niż modele heurystyczne, dopuszcza nieskończoną liczbę stanów ukrytych dzięki zastosowaniu modelu bayesowskiego. Wykorzystaliśmy go do identyfikacji prawdopodobnych punktów zmiany gęstości odczytów, które dodatkowo definiują segmenty wzbogacenia. Nasza analiza wykazała, że algorytm bayesowskich punktów zmiany (BCP) charakteryzuje się zredukowaną złożonością obliczeniową, co potwierdzono skróconym czasem uruchomienia oraz mniejszym zapotrzebowaniem na pamięć. Algorytm BCP został z powodzeniem zastosowany zarówno do identyfikacji punktowych szczytów, jak i rozproszonych wysp, wykazując wysoką dokładność przy ograniczonej liczbie parametrów definiowanych przez użytkownika. Zademonstrowało to zarówno jego wszechstronność, jak i łatwość obsługi. W związku z tym uważamy, że może on zostać łatwo wdrożony dla szerokiego zakresu typów danych i użytkowników końcowych w sposób umożliwiający łatwe porównywanie i zestawianie wyników, co czyni go doskonałym narzędziem do analizy danych ChIPseq, wspierającym współpracę i weryfikację wyników między grupami badawczymi. W niniejszej pracy prezentujemy zastosowanie BCP do istniejących danych dotyczących czynników transkrypcyjnych10,11 oraz danych epigenetycznych12, aby zilustrować jego użyteczność.

BCP doskonale identyfikuje regiony szerokiego wzbogacenia w danych dotyczących modyfikacji histonów. Jako punkt odniesienia porównaliśmy wcześniej nasze wyniki z wynikami uzyskanymi za pomocą SICER3, istniejącego narzędzia, które wykazało wysoką skuteczność. Aby jak najlepiej zilustrować zalety BCP, zbadaliśmy dobrze poznaną modyfikację histonową, co pozwoliło stworzyć podstawę do oceny wskaźników sukcesu. Mając to na uwadze, przeanalizowaliśmy H3K36me3, ponieważ wykazano, że silnie wiąże się ona z aktywnie tr...

Nasz algorytm Bayesian Change Point (BCP) opiera się na najnowocześniejszych osiągnięciach w modelowaniu punktów zmiany przy użyciu ukrytych modeli Markowa i stosuje je w analizie danych z sekwencjonowania immunoprecypitacji chromatyny (ChIPseq). BCP sprawdza się dobrze zarówno w przypadku danych o charakterze szerokim, jak i punktowym, lecz szczególnie wyróżnia się w dokładnej identyfikacji trwałych i powtarzalnych wysp rozproszonego wzbogacenia histonów.

Nowy bajesowski algorytm detekcji punktów zmiany w analizie genomowej zróżnicowanych typów danych ChIP-seq

ChIP-seq to szeroko stosowana technika badania oddziaływań białko-DNA. Profile gęstości odczytów są generowane z wykorzystaniem sekwencjonowania następnych generacji (NGS) ...

Ogólnym celem następnego eksperymentu jest wykorzystanie gęstości pozycji zmapowanych odczytów z danych sekwencjonowania immunoprecypitacji chromatyny do oszacowania a posteriori średniej gęstości odczytów w obrębie genomu. Osiąga się to poprzez wstępne przetwarzanie zmapowanych odczytów ChIP-seq na blokowe profile gęstości, w których ta sama liczba odczytów przypada na niezakładające się koszyki (bins) o szerokości 200 par zasad.W drugim kroku sąsiednie koszyki o tej samej gęstości są łączone w większy blok, a następnie rekurencyjnie oblicza się posteriorowe średnie gęstości każdego bloku w kontekście wszystkich otaczających go bloków, wykorzystując model bayesowski z filtrami przednimi i wstecznymi. Liczba odczytów dla bloku jest modelowana za pomocą rozkładu Poissona z parametrem theta, który przyjmuje rozkład gamma a priori z parametrami alpha i beta. Następnie ocenia się istotność posteriorowych estymacji średniej gęstości każdego bloku na podstawie tego, czy przekraczają one 90. kwantyl w odniesieniu do gęstości tła kontrolnego wejściowego, aby wygenerować końcowe wyniki wzbogaconych segmentów genomu; otrzymane wyniki ilustrują proces przejścia od surowych odczytów sekwencjonowania, przez posteriorowe estymacje średniej gęstości odczytów, aż po wzbogacone wyspy w danych ChIP-seq podczas analizy BCP.Ponadto wyniki pokazują, że BCP przewyższa konkurencyjne narzędzie cer. Główną zaletą tej techniki nad istniejącymi metodami, takimi jak CER, jest to, że BCP wykorzystuje najnowsze postępy w zakresie ukrytych modeli markerowych, dzięki czemu lepiej charakteryzuje niuanse analizy danych chipsy niż poprzednie metody heurystyczne. Metoda ta może pomóc w rozwiązaniu kluczowych pytań w dziedzinie epigenomiki, takich jak rola modyfikacji histo, poprzez charakteryzację ich wzorców wzbogacenia w całym genomie.Chociaż opisana metoda analizy pacjenta może dostarczyć wglądu w analizę danych ChIP-seq, podstawowy schemat może zostać zastosowany również do analizy innych danych sekwencjonowania następnej generacji, takich jak identyfikacja regionów o zróżnicowanym stopniu metylacji w danych sekwencjonowania bisulfitowego, nowych loci transkrypcyjnych w RNA-Seq, wariacji liczby kopii lub dowolnej liczby danych z matryc mikromacierzy (microarray tiling data). Wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa dla jasnego zrozumienia metodologii oraz jej zalet. Zalety teoretyczne są zawarte w oprogramowaniu.Wszystkie zaprezentowane tutaj kroki proceduralne zostały zawarte w jednym pliku wykonywalnym w pakiecie oprogramowania BCP, który jest dostępny do pobrania w tym filmie. Kroki wykonywane przez program są opisane w celu uruchomienia oprogramowania. Wymagane są trzy parametry.Plik zawierający unikalnie zmapowane odczyty z próbki ChIP oraz analogiczny plik dla odczytów kontrolnych (input), a także nazwa pliku wyjściowego w celu przygotowania plików wejściowych do analizy BCP. Najpierw należy zmapować krótkie odczyty uzyskane z sekwencjonowania do odpowiedniego genomu referencyjnego, korzystając z preferowanego oprogramowania do mapowania krótkich odczytów. Zmapowane lokalizacje powinny zostać przekonwertowane na sześciokolumnowy format BED (browser extensible data) – plik tekstowy z tabulatorami, gdzie każda linia odpowiada jednemu zmapowanemu odczytowi i zawiera: zmapowany chromosom, pozycję startową, pozycję końcową, nazwę odczytu, wynik (score) oraz nić.Rozszerz lokalizacje mapy chipa i wejść do określonej długości fragmentu. Na przykład rozmiar fragmentu docelowego podczas trawienia enzymatycznego lub sonikacji DNA, zazwyczaj około 200 par zasad. Następnie liczba fragmentów jest agregowana w sąsiednich przedziałach.Domyślnie rozmiar koszyka (bin size) jest ustawiony na szacowaną długość fragmentu wynoszącą 200 par zasad. Wszelkie możliwe punkty zmiany w zestawie koszyków o identycznej liczbie odczytów najprawdopodobniej wystąpią na zewnętrznych granicach. W związku z tym jest mało prawdopodobne, aby punkt zmiany pojawił się na wewnętrznej granicy między dwoma koszykami o tej samej liczbie odczytów.W związku z tym należy grupować sąsiednie koszyki o identycznej liczbie odczytów na koszyk w jeden blok. Po przygotowaniu plików wejściowych wywołaj szacowanie BCP, wpisując polecenie widoczne w dolnej części ekranu. Gęstość odczytów każdego bloku jest modelowana jako rozkład Poissona z parametrem średniej theta, który odpowiada mieszaninie rozkładów gamma z parametrami alfa i beta oraz prawdopodobieństwem a priori wystąpienia punktu zmiany w dowolnym bloku.Warunki brzegowe P dla każdego bloku w ten sposób skutecznie tworzą nieskończony z ukrytym stanem model Markowa lub HMM. Hiperparametry alfa, beta i P są szacowane przy użyciu maksymalnego prawdopodobieństwa a posteriori. Estymaty bayesowskie są obliczane wprost dla każdego bloku theta sub T jako wartość oczekiwana theta sub T przy zadanym why sub T; bardziej tradycyjne, lecz czasochłonne filtry forward i backward, często stosowane w HMM, zostają zastąpione bardziej wydobną obliczeniowo przybliżoną mieszanką o ograniczonej złożoności w celu oszacowania średnich a posteriori theta hat sub T. Wynikowe średnie a posteriori zostaną wygładzone do przybliżonego profilu stałego odcinkowo, zatem bloki z identycznymi theta hat sub T powinny zostać dalej połączone w grupy z zaktualizowanymi współrzędnymi granic.BCP wykorzystuje liczbę odczytów wejściowych na blok jako poziom tła i określa stopień wzbogacenia. Wykorzystuje do tego prosty test hipotez, oparty na sprawdzeniu, czy średnia gęstość w pozycji chipa dla danego bloku przekracza określony próg istotności. Domyślnym progiem jest 90. kwantyl, który jest odpowiedni w większości przypadków.Następnie BCP łączy sąsiadujące bloki z najwyższą gęstością średnią posterior, które przekraczają poziom wzbogacenia, w jeden region i raportuje złączone współrzędne w przeglądarce. Format danych BCP o rozszerzalnej strukturze doskonale radzi sobie z identyfikacją obszarów szerokiego wzbogacenia w danych dotyczących modyfikacji histonów. Tutaj wyniki BCP są porównywane z wynikami cser, istniejącego narzędzia, które wykazało wysoką wydajność; wcześniejsze prace tego laboratorium nad tym samym tematem, badające trymetylację H3K36, wykazały tendencję do znacznie większego rozmiaru wysp w BCP niż w cser.Większe wyspy są bardziej zgodne z konwencjonalnym oczekiwaniem dotyczącym szerokich, rozproszonych wysp wzbogacenia o trimetylację H3K36. Większe wyspy nie są jednak jedynym wskaźnikiem dokładności. Dlatego też, znana asocjacja wysp trimetylacji H3K36 z ciałami aktywnie transkrybowanych genów, a także ich wzajemna wykluczalność z wyspami trimetylacji H3K27, została wykorzystana do oceny wydajności BCP i CER w porównaniu z CER. BCP identyfikował większe, ciągłe wyspy, które lepiej obejmowały ciała genów, nie zwiększając przy tym stopnia nakładania się z wyspami trimetylacji H3K27.BCP utrzymuje wysoki stopień pokrycia aktywnych genów przez wyspy trimetylacji H3K36, z granicami ściśle dopasowanymi do ciał genów, bez zwiększania stopnia fałszywie dodatniego pokrycia z genami w przestrzeniach międzygenowych o stłumionej transkrypcji lub z represywnym markerem trimetylacji H3K27. Podczas oceny powtarzalności wyznaczania wysp przez BCP w dwóch powtórzonych zestawach danych zaobserwowano, że BCP nie wykazuje silnej zależności od głębokości pokrycia odczytami, co różni go od konkurencyjnego algorytmu cser. Dodatkowe dowody na odporność i powtarzalność BCP dostarcza analiza kolejnych odrębnych regionów, wykazująca spójne granice wysp mimo zmniejszonej głębokości pokrycia. Aby w pełni zademonstrować wszechstronność BCP, pozyskano szerokie spektrum danych o modyfikacjach histonów, obejmujące markery punktowe: acetylację H3K27, acetylację H3K9 oraz trimetylację H3K4, a także marker rozproszony: trimetylację H3K9, oprócz trimetylacji H3K27 i trimetylacji H3K36. Zestawy danych te przeanalizowano przy użyciu domyślnych ustawień parametrów zarówno dla BCP, jak i cser.W centrum znajduje się wzbogacenie trimetylacji H3K36 w genie PXDN, co oznacza aktywną transkrypcję; zgodnie z oczekiwaniami, w miejscu rozpoczęcia transkrypcji znajdują się dodatkowe punktowe markery aktywności: acetylacja H3K27, acetylacja H3K9 oraz trimetylacja H3K4. Bezpośrednio za genem PXDN znajduje się represyjna przestrzeń międzygenowa, charakteryzująca się wzbogaceniem trimetylacji H3K27; po przeciwnej stronie znajduje się gen represyjny z trimetylacją H3K27. Przechodząc o jeden krok dalej.Nasza wyciszona chromatyna, wskazana przez wzbogacenie o trimetylację H3K9, wydaje się wskazywać na wyciszenie SN TG2 oraz MYT1L, być może w sposób mniej przejściowy niż represja poprzez trimetylację H3K27. Region ten obejmuje większość zjawisk napotkanych podczas analizy ChIP-seq modyfikacji histonowych. Ilustruje on, w jaki sposób dynamiczny charakter BCP pozwala na identyfikację zarówno punktowej acetylacji, jak i znaczników trimetylacji H3K4, przy jednoczesnym rozróżnianiu dużych, ciągłych wysp represji poprzez trimetylację H3K27 i H3K9, a także aktywnej transkrypcji związanej z trimetylacją H3K36.Wykonanie tego algorytmu zajmuje około 30 minut, w zależności od liczby odczytów i wyników analizy genomu. Procedura ta nie wymaga znaczącej optymalizacji, która jest często niezbędna w przypadku innych metod. Dzięki zastosowaniu BBCP można badać wiele różnych białek docelowych w immunoprecypitacji chromatyny, w tym różne modyfikacje histonów oraz transkrypcyjne czynniki wiążące DNA, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące mechanizmów epigenomicznych i regulacji genów.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo dobrze rozumieć, w jaki sposób BCP jest wykorzystywany do identyfikacji obszarów wzbogaconych w rozproszone marki histonowe w analizie danych ChIP-seq.

a-novel-bayesian-change-point-algorithm-for-genome-wide-analysis

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Nowy algorytm bayesowski wykrywania zmian dla analizy genomowej różnych typów danych ChIPseq

Sekwencjonowanie puli DNA jest szybką i kosztowo efektywną strategią wykrywania rzadkich wariantów związanych ze złożonymi fenotypami w dużych kohortach. W niniejszym materiale opisujemy analizę obliczeniową sekwencjonowania nowej generacji pul 32 genów związanych z nowotworami przy użyciu pakietu oprogramowania SPLINTER. Metoda ta jest skalowalna i może być zastosowana do dowolnego analizowanego fenotypu.

Wykrywanie rzadkich wariantów genomicznych z sekwencjonowania pulującego przy użyciu SPLINTER

Ten film pokazuje użyteczność cyfrowego PCR w formacie chip-in-a-tube do wykrywania zmian pojedynczych nukleotydów w próbkach DNA. Pojedyncza reakcja PCR jest dzielona na komory, które działają jako niezależne reakcje PCR, a wykrywanie sygnałów fluorescencyjnych ze amplifikowanych celów w komorach służy do obliczenia częstotliwości wariantu allelu w próbce.

Cyfrowy PCR oparty na chip-in-a-tube do ilościowego oznaczania wariantów pojedynczych nukleotydów

Ten manuskrypt opisuje technikę wykrywania mutacji o niskiej częstotliwości w ctDNA, ER-Seq. Metoda ta wyróżnia się unikalnym zastosowaniem dwukierunkowej korekcji błędów, specjalnego filtra tła i wydajnej akwizycji molekularnej.

Wykrywanie rzadkich mutacji w ctDNA za pomocą sekwencjonowania nowej generacji

Ten protokół opisuje kombinatoryczne zastosowanie ChIP-seq, 4sU-seq, total RNA-seq i profilowania rybosomów dla linii komórkowych i komórek pierwotnych. Umożliwia śledzenie zmian w wiązaniu czynnika transkrypcyjnego, transkrypcji de novo, przetwarzaniu RNA, obrocie i translacji w czasie oraz wyświetlanie ogólnego przebiegu zdarzeń w aktywowanych i/lub szybko zmieniających się komórkach.

Analiza w czasie rzeczywistym wiązania czynników transkrypcyjnych, transkrypcji, translacji i obrotu w celu wyświetlenia globalnych zdarzeń podczas aktywacji komórkowej

Ukierunkowane sekwencjonowanie nowej generacji to efektywne czasowo i kosztowo podejście, które staje się coraz bardziej popularne zarówno w badaniach nad chorobami, jak i w diagnostyce klinicznej. Opisany tutaj protokół przedstawia złożony przepływ pracy wymagany do sekwencjonowania i procesu bioinformatycznego wykorzystywanego do identyfikacji wariantów genetycznych, które przyczyniają się do choroby.

Ukierunkowane sekwencjonowanie nowej generacji i bioinformatyka w celu oceny genetycznych uwarunkowań chorób konstytucjonalistycznych

Sekwencjonowanie nowej generacji (NGS) to potężne narzędzie do charakterystyki genomu, które jest ograniczone przez wysoki poziom błędów platformy (~0,5–2,0%). Opisujemy nasze metody sekwencjonowania z korekcją błędów, które pozwalają nam wyeliminować wskaźnik błędów NGS i wykryć mutacje przy frakcjach alleli wariantów tak rzadkich, jak 0,0001.

Wykrywanie rzadkich zdarzeń za pomocą sekwencjonowania DNA i RNA z korekcją błędów

Identyfikacja wariantów genetycznych przyczyniających się do złożonych chorób ludzkich pozwala nam zidentyfikować nowe mechanizmy. W tym miejscu demonstrujemy podejście do genotypowania multipleksowego genów kandydujących lub analizy szlaków genowych, które maksymalizuje pokrycie przy niskich kosztach i jest podatne na badania kohortowe.

Testowanie genów kandydujących w klinicznych badaniach kohortowych z genotypowaniem multipleksowym i spektrometrią mas

Tutaj prezentujemy narzędzie proteogenomiczne PoGo i protokoły do szybkiej, ilościowej, potranslacyjnej modyfikacji i umożliwionego mapowania wariantów peptydów zidentyfikowanych za pomocą spektrometrii mas na genomy referencyjne. To narzędzie jest przydatne do integracji i wizualizacji proteogenomicznych i osobistych badań proteomicznych w połączeniu z ortogonalnymi danymi genomicznymi.

Szybka i ilościowa metoda modyfikacji potranslacyjnej i wariantów umożliwiła mapowanie peptydów do genomów

Protokół przedstawia ogólne procedury laboratoryjne wymagane w preimplantacyjnych testach genetycznych na aneuploidię na platformie sekwencjonowania nowej generacji opartej na półprzewodnikach. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowe etapy amplifikacji całego genomu, selekcji fragmentów DNA, budowy biblioteki, przygotowania szablonów i przepływu roboczego sekwencjonowania z reprezentatywnymi wynikami.

Preimplantacyjne badania genetyczne w kierunku aneuploidii na półprzewodnikowej platformie sekwencjonowania nowej generacji

To badanie opisuje protokół badania wpływu zmienionego pH na ekspresję onkogenu za pomocą analizy sekwencyjnej RNA linii komórkowej przewodu trzustkowego.

Analiza ekspresji onkogenów ze zmianami pH w linii komórek przewodowych trzustki

Poznaj algorytm BCP do analizy danych ChIP-seq wykorzystujący modele Markowa i wnioskowanie bayesowskie. Metoda precyzyjnie identyfikuje regiony wzbogacenia histonów w danych genomowych.

Nowy bajesowski algorytm detekcji punktów zmiany w analizie genomowej zróżnicowanych typów danych ChIP-seq

Przeglądaj więcej filmów