Name: Rekombinowanie homologicznych konstruktów rekombinacji u Drosophila (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-13T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 23 s
Description: Poznaj metodę tworzenia wektorów rekombinacji homologicznej w Drosophila przy użyciu technik rekombineeringu. Technika umożliwia generowanie mutacji null oraz etykietowanie białek endogennych w badaniach genetycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Hugo Bellenowi i Bloomington Stock Center za odczynniki. Ponadto dziękujemy Koenowi Venkenowi, Hugo Bellenowi i wszystkim członkom laboratoriów Buszczak i Hiesinger za pomocne dyskusje. Prace te były wspierane przez granty z National Institute of Health dla ACR (T32GM083831), PRH (RO1EY018884) i MB (RO1GM086647), grant z Cancer Prevention Research Institute of Texas dla MB i PRH (RP100516) oraz Welch Foundation (I-1657) dla PRH. MB jest stypendystą E.E. i Greer Garson Fogelson w dziedzinie badań biomedycznych, a PRH jest stypendystą Eugene'a McDermotta w dziedzinie badań biomedycznych w UT Southwestern Medical Center.

<ol><li>Rong, Y. S., Golic, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+targeted+gene+knockout+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">A targeted gene knockout in Drosophila.</a> Genetics. 157, 1307-1312 (2001).</li>
<li>Rong, Y. S., Golic, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+targeting+by+homologous+recombination+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Gene targeting by homologous recombination in Drosophila.</a> Science. 288, 2013-2018 (2000).</li>
<li>Gong, W. J., Golic, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ends-out%2C+or+replacement%2C+gene+targeting+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Ends-out, or replacement, gene targeting in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 2556-2561 (1073).</li>
<li>Warming, S., Costantino, N., Court, D. L., Jenkins, N. A., Copeland, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+and+highly+efficient+BAC+recombineering+using+galK+selection%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Simple and highly efficient BAC recombineering using galK selection.</a> Nucleic Acids Res. 33, e36(2005).</li>
<li>Copeland, N. G., Jenkins, N. A., Court, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recombineering%3A+a+powerful+new+tool+for+mouse+functional+genomics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Genet%22%5BJournal%5D)">Recombineering: a powerful new tool for mouse functional genomics.</a> Nat. Rev. Genet. 2, 769-779 (2001).</li>
<li>Venken, K. J., He, Y., Hoskins, R. A., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((P%5Bacman%5D%3A+a+BAC+transgenic+platform+for+targeted+insertion+of+large+DNA+fragments+in+D.+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">P[acman]: a BAC transgenic platform for targeted insertion of large DNA fragments in D. melanogaster.</a> Science. 314, 1747-1751 (2006).</li>
<li>Venken, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Versatile+P%5Bacman%5D+BAC+libraries+for+transgenesis+studies+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Versatile P[acman] BAC libraries for transgenesis studies in Drosophila melanogaster.</a> Nat. Methods. 6, 431-434 (2009).</li>
<li>Groth, A. C., Fish, M., Nusse, R., Calos, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction+of+transgenic+Drosophila+by+using+the+site-specific+integrase+from+phage+phiC31%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Construction of transgenic Drosophila by using the site-specific integrase from phage phiC31.</a> Genetics. 166, 1775-1782 (2004).</li>
<li>Bischof, J., Maeda, R. K., Hediger, M., Karch, F., Basler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optimized+transgenesis+system+for+Drosophila+using+germ-line-specific+phiC31+integrases%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">An optimized transgenesis system for Drosophila using germ-line-specific phiC31 integrases.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 3312-3317 (2007).</li>
<li>Chan, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+discovery+of+Rab+GTPases+with+synaptic+functions+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%3A+CB%22%5BJournal%5D)">Systematic discovery of Rab GTPases with synaptic functions in Drosophila.</a> Current Biology: CB. 21, 1704-1715 (2011).</li>
<li>Chan, C. C., Scoggin, S., Hiesinger, P. R., Buszczak, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combining+recombineering+and+ends-out+homologous+recombination+to+systematically+characterize+Drosophila+gene+families%3A+Rab+GTPases+as+a+case+study%5BTitle%5D)+AND+%22Commun.+Integr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Combining recombineering and ends-out homologous recombination to systematically characterize Drosophila gene families: Rab GTPases as a case study.</a> Commun. Integr. Biol. 5, 179-183 (2012).</li>
<li>Wu, N., Matand, K., Kebede, B., Acquaah, G., Williams, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancing+DNA+electrotransformation+efficiency+in+Escherichia+coli+DH10B+electrocompetent+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Electronic+Journal+of+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Enhancing DNA electrotransformation efficiency in Escherichia coli DH10B electrocompetent cells.</a> Electronic Journal of Biotechnology. 13, (2010).</li>
<li>Wang, S., Zhao, Y., Leiby, M., Zhu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+positive%2Fnegative+selection+scheme+for+precise+BAC+recombineering%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">A new positive/negative selection scheme for precise BAC recombineering.</a> Mol. Biotechnol. 42, 110-116 (2009).</li>
<li>Venken, K. J., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenesis+upgrades+for+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Transgenesis upgrades for Drosophila melanogaster.</a> Development. 134, 3571-3584 (2007).</li>
<li>Dietzl, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genome-wide+transgenic+RNAi+library+for+conditional+gene+inactivation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila.</a> Nature. 448, 151-156 (2007).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konkurencyjnych interesów w odniesieniu do przedstawionych tu technik.

Siła modelowych organizmów genetycznych w badaniach biomedycznych opiera się w dużej mierze na dostępnych narzędziach manipulacji genetycznej. W szczególności małe modele C. elegans i Drosophila pozwalają na niedrogie i szybkie molekularne analizy genetyczne kompletnych szlaków i rodzin genów zaangażowanych w rozwój lub funkcję wielokomórkową. W ostatnich latach nastąpił znaczny postęp w rozwoju narzędzi do manipulowania genami u Drosophila 14,15. Na przykład rekombinacja, która jest...

Czyste, molekularnie zdefiniowane manipulacje pojedynczymi genami w ich endogennych loci oferują nieocenione narzędzie do badania niezliczonych pytań związanych z biologią eukariotyczną. Techniki odwróconej genetyki Drosophila do generowania alleli utraty funkcji okazały się trudne, dopóki Golic i współpracownicy nie wprowadzili celowania genowego in vivo za pomocą rekombinacji homologicznej do Drosophila 1-3. Wykazali, że określone loci genomowe mogą być celowane za pomocą liniowego fragmentu DNA ze zintegrowanego konstruktu transgenicznego. Ten liniowy "donorowy" DNA jest generowany in vivo poprzez rekombinację za pośrednictwem FRT (w celu wycięcia DNA z chromosomu jako cząsteczki kolistej), a następnie linearyzację za pomocą meganukleazy I-SceI. Chociaż metodologia ta została z powodzeniem wykorzystana do generowania różnych zdefiniowanych zmian chorobowych, technika ta nie była łatwo skalowalna do równoległej manipulacji wieloma genami, ponieważ każdy indywidualny konstrukt nokautujący wymaga odrębnego i niestandardowego projektu. Na przykład trudności w płynnym manipulowaniu dużymi fragmentami DNA (>5 kb) in vitro przy użyciu klasycznego klonowania enzymem restrykcyjnym/ligacją lub PCR, a także ograniczenia wielkości tradycyjnych wektorów transformacji in vivo często przeszkadzają w szybkim tworzeniu wektorów ukierunkowanych na rekonekcję homologiczną. Aby przezwyciężyć te ograniczenia, połączyliśmy system rekombinerowania/transgenezy P[acman], który umożliwia subklonowanie i transgenezę do 100 kb DNA, z metodologią celowania genów typu ends-out, aby stworzyć wydajną i stosunkowo szybką platformę, która ułatwia celowanie w geny Drosophila.
Inżynieria genetyczna oparta na rekombinacji (rekombinacji) to potężna technologia klonowania oparta na rekombinacji homologicznej 4,5. W przeciwieństwie do konwencjonalnego klonowania enzymów restrykcyjnych/ligaz, rekombinacja nie jest ograniczona sekwencją lub rozmiarem zmanipulowanego DNA. Rekombinacja wykorzystuje specjalny szczep E. coli, który zawiera maszynerię rekombinacji zapewnioną przez wadliwy λ profag 4. Technika ta została niedawno przyjęta do stosowania u Drosophila 6,7. Rekombinacja u Drosophila opiera się na zmodyfikowanym, warunkowo amplifikowalnym wektorze sztucznego chromosomu bakteryjnego (BAC) o nazwie P[acman] 6,7. Wektor ten ma dwa źródła replikacji: OriV, który wytwarza wysoką liczbę kopii po indukcji chemicznej w celu oczyszczenia dużych ilości DNA wymaganych do sekwencjonowania i wstrzyknięcia zarodka oraz OriS, który utrzymuje niską liczbę kopii w warunkach podstawowych. Dodatkowo wektor P[acman] jest wyposażony w miejsce przyczepiania się bakterii (attB). Miejsce attB służy jako substrat dla transgenezy za pośrednictwem integrazy ΦC31, która umożliwia włączenie dużych fragmentów DNA do z góry określonego miejsca lądowania w genomie Drosophila 8,9.
Wygenerowano wektor P[acman] (określany jako P[acman]-KO 1.0), który może być używany jako wektor celowania dla rekombinacji homologicznej 10,11. Aby włączyć do systemu technologię celowania genowego typu ends-out, dodaliśmy dwa miejsca FRT i dwa I-SceI. Dołączyliśmy również kasetę Gateway do tego zmodyfikowanego wektora, aby usprawnić proces włączania ramion homologii do P[acman]-KO 1.0. Zapewnia to szybki i prosty sposób na wprowadzenie praktycznie każdego interesującego regionu genomu do wektora docelowego. W tym protokole opiszemy, jak zaprojektować wektor celowania za pomocą P[acman]-KO 1.0 i jak zmobilizować ten wektor in vivo do celowania w endogenne locus. Na potrzeby tego protokołu użyjemy kasety RFP/Kan do zastąpienia genu będącego przedmiotem zainteresowania, ale z tym protokołem można użyć różnych kaset, które zawierają marker selekcji antybiotyków. Zaprojektowaliśmy i z powodzeniem zastosowaliśmy zestaw kaset do wymiany genów i znakowania 10,11.

<table><tbody><tr><td>SW102 Rekombinacja kompetentne bakterie</td> Bakterie rekombinacyjne <td>NCI-Frederick</td><td>(SW102, SW105 i SW106)</td><td><a href="http://ncifrederick.cancer.gov/research/brb/logon.aspx" target="_blank">http://ncifrederick.cancer.gov/research/brb/logon.aspx</a></td></tr><tr><td>Elektrokompetent TransforMax EPI300 E. coli</td><td>Epicentre</td><td>EC300110</td><td>Zawiera CopyControl roztwór indukcyjny</td></tr><tr><td>PfuUltra II Fusion HS Polimeraza DNA Aligent</td><td>Technology Inc.</td><td>600670</td><td></td></tr><tr><td>BamHI-HF</td><td>New England Biolabs</td><td>R3136S</td><td></td></tr><tr><td>Zymoclean Gel Zestaw do odzyskiwania DNA</td><td>Zymo Research</td><td>D4001</td><td></td></tr><tr><td>Użyj zestawu enzymatycznego Gateway BP ClonaseII</td><td>Invitrogen</td><td>11789-020</td><td></td></tr><tr><td>P[acman]KO1.010</td><td>Buszczak and Hiesinger Labs</td><td>Na żądanie</td><td></td></tr><tr><td>pENTR RFP-Kan11</td><td>Buszczak i Hiesinger</td><td>Labs Upon request</td><td></td></tr><tr><td>Flystocks</td><td>Bloomington stock center</td><td>Numery magazynowe: 25680, 25679</td><td>y1 w*/Dp(2; Y)G, P{hs-hid}Y; P{70FLP}11 P{70I-SceI}2B snaSco/CyO, P{hs-hid}4 y1 w*/Dp(2; Y)G, P{hs-hid}Y; P{70FLP}23 P{70I-SceI}4A/TM3, P{hs-hid}14, Sb1</td></tr><tr><td>Maszyna do elektroporacji</td><td>Biorad GenePulser Xcell z modułem PC</td><td>165-2662</td><td></td></tr><tr><td>Kuwety</td><td>marki Fisher</td><td>#FB101</td><td></td></tr></tbody></table>

rekombinowanie homologicznych konstruktów rekombinacji u drosophila

Recombineering Homologous Recombination Constructs in Drosophila

Ciągły rozwój technik szybkiego, wielkoskalowego manipulowania endogennymi loci genów poszerzy zastosowanie Drosophila melanogaster jako genetycznego organizmu modelowego do badań nad chorobami ludzkimi. W ostatnich latach nastąpił postęp techniczny, taki jak rekombinacja homologiczna i rekombinacja. Jednak generowanie jednoznacznych mutacji zerowych lub znakowanie białek endogennych pozostaje znacznym wysiłkiem dla większości genów. W tym miejscu opisujemy i demonstrujemy techniki stosowania metod klonowania opartych na rekombinacji do generowania wektorów, które można wykorzystać do celowania i manipulowania endogennymi loci in vivo. W szczególności opracowaliśmy kombinację trzech technologii: (1) transgenezy/rekombinacji BAC, (2) rekombinacji homologicznej typu ends-out oraz (3) technologii Gateway, aby zapewnić solidną, wydajną i elastyczną metodę manipulowania endogennymi loci genomowymi. W tym protokole podajemy szczegółowe informacje krok po kroku o tym, jak (1) projektować poszczególne wektory, (2) jak klonować duże fragmenty genomowego DNA do homologicznego wektora rekombinacji za pomocą naprawy luk oraz (3) jak zastąpić lub oznaczyć interesujące geny w tych wektorach za pomocą drugiej rundy rekombinacji. Na koniec przedstawimy również protokół, w jaki sposób zmobilizować te kasety in vivo w celu wygenerowania nokautu lub oznakowanego genu poprzez knock-in. Metody te można łatwo zastosować do wielu celów równolegle i zapewnić środki do manipulowania genomem Drosophila w odpowiednim czasie i w skuteczny sposób.

Amplifikacja ram homologicznych LA i RA powinna dać produkty o długości 500 bp, a reakcja PCR-SOE powinna przynieść produkt o długości 1,0 kb (sekcje 2.1-2.4; Rysunek 2). Reakcja BP przeprowadzona w sekcji 2.5 jest zazwyczaj bardzo wydajna, a transformacja bakteryjna produktu daje średnio od 5 do 100 kolonii. Prawie wszystkie kolonie sprawdzone za pomocą PCR wykazują oczekiwany produkt PCR.
Podczas pierwszej rundy rekombineeringu (Sekcja 3) należy spodziewać się uzyskania 20-4...

Techniki rekombinacji homologicznej znacznie rozwijają genetykę Drosophila, umożliwiając tworzenie molekularnie precyzyjnych mutacji. Niedawne zastosowanie rekombinacji pozwala na manipulowanie dużymi fragmentami DNA i przekształcanie ich w Drosophila6. Przedstawione tutaj metody łączą te techniki w celu szybkiego generowania dużych wektorów rekombinacji homologicznej.

Rekombinowanie homologicznych konstruktów rekombinacji u Drosophila

The continued development of techniques for fast, large-scale manipulation of endogenous gene loci will broaden the use of Drosophila melanogaster as a ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest szybkie generowanie dużych wektorów do rekombinacji homologicznej, które mogą być wykorzystane do celowania i manipulowania endogennymi loci oph. Jest to osiągane poprzez wstępną selekcję klonu zwrotnego, obejmującego interesujący region genomiczny. Drugim krokiem procedury jest klonowanie ramion homologii do wektora rekombinacji homologicznej.Trzecim krokiem jest klonowanie DNA genomowego do wektora rekombinacji homologicznej z wykorzystaniem naprawy luk (gap repair). Ostatnim etapem jest zastąpienie regionu genomowego kasetą celującą. Ostatecznie procedury te pozwolą na stworzenie wektora celującego do rekombinacji homologicznej w celu wygenerowania jednoznacznych mutacji null lub znakowania białek endogennych u drosophila przy użyciu technik opartych na rekombinacji.Dodatkowo, tekst manuskryptu zawiera protokół mobilizacji tych kaset in vivo w celu generowania nokautu lub genu z tagiem poprzez nokin. Główną zaletą tej techniki nad istniejącymi metodami jest możliwość jej łatwego zastosowania dla wielu celów równolegle, co umożliwia modyfikację genomu oph w sposób szybki i wydajny. Aby osiągnąć ten cel, nasze metody łączą technologie rekomb

recombineering-homologous-recombination-constructs-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Rekombinacja homologiczna Konstruktów rekombinacyjnych w Drosophila

Zdolność do wytwarzania transgenów dla Caenorhabditis elegans z wykorzystaniem DNA genomicznego przenoszonego przez fosmidy jest szczególnie korzystna, ponieważ wszystkie rodzime elementy regulacyjne zostają zachowane. Opisano prostą i niezawodną procedurę wytwarzania transgenów poprzez rekombineering z wykorzystaniem markera selekcyjnego galK.

Produkcja transgenów C. elegans poprzez rekombineering z wykorzystaniem markera selekcyjnego galK

W tym filmie opisujemy technikę Southern blotting w celu identyfikacji homologicznych zdarzeń rekombinacji w genomie embrionalnych komórek macierzystych myszy za pomocą sond znakowanych radioaktywnie. Regiony DNA zawierające zdarzenia rekombinacji homologicznej pojawiają się jako wyraźne prążki, gdy błona zawierająca DNA związane z sondą jest wystawiona na działanie promieni rentgenowskich.

Southern blotting w celu wykrycia rekombinacji homologicznej w genomie embrionalnych komórek macierzystych myszy

Metodologie celowania w geny mogą być używane do generowania transgenicznych myszy z allelami knockout, knock-in i taged.  W tym miejscu opisujemy ulepszoną metodę rekombinacji u E. coli, którą nazywamy "subklonowaniem plus insercją", która może być wykorzystana do szybkiego generowania niestandardowych wektorów docelowych genów.

Subklonowanie plus insercja (SPI) - nowatorska metoda rekombinacji do szybkiej budowy wektorów celowania w geny

Ten protokół pokazuje, jak generować fluorescencyjnie oznaczone, genetycznie zdefiniowane guzy klonalne w oku/czułkach Drosophila imaginal discs (EAD). Opisuje, jak rozdzielić EAD i mózg od larw trzeciego stadium rozwojowego i jak je przetworzyć w celu wizualizacji i ilościowego określenia zmian ekspresji genów i inwazyjności guza.

Model guza dysku imaginalnego Drosophila: wizualizacja i kwantyfikacja ekspresji genów i inwazyjności guza za pomocą mozaik genetycznych

Białka często zawierają wiele domen, które mogą pełnić różne funkcje komórkowe. Nokauty genów (KO) nie uwzględniają tej różnorodności funkcjonalnej. W tym miejscu przedstawiamy podejście oparte na wymianie kasetowej za pośrednictwem rekombinacji (RMCE) oparte na strukturze i funkcji w embrionalnych komórkach macierzystych KO, które pozwala na molekularną sekcję różnych domen funkcjonalnych lub wariantów białka.

Badania strukturyczno-funkcjonalne w embrionalnych komórkach macierzystych myszy z wykorzystaniem wymiany kasetowej za pośrednictwem rekombinazy

Tutaj prezentujemy metodę generowania specyficznych dla tkanek binarnych systemów transkrypcyjnych u Drosophila poprzez zastąpienie pierwszego kodującego eksonu genów sterownikami transkrypcji. Metoda oparta na CRISPR/Cas9 umieszcza sekwencję transaktywatora pod endogenną regulacją zastąpionego genu, a w konsekwencji ułatwia ekspresję transktywatora wyłącznie we wzorcach czasoprzestrzennych specyficznych dla genu.

Skuteczna strategia generowania specyficznych tkankowo binarnych systemów transkrypcyjnych u Drosophila poprzez edycję genomu

Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół identyfikacji zdarzeń rekombinacji homologicznej, które wystąpiły w embrionalnych komórkach macierzystych myszy za pomocą Southern blotting i/lub PCR. Przykładem tej metody jest generowanie modeli myszy zastępujących genetyczną miozynę II bez mięśni przy użyciu tradycyjnej technologii celowania opartej na embrionalnych komórkach macierzystych opartej na rekombinacji homologicznej.

Identyfikacja zdarzeń rekombinacji homologicznej w embrionalnych komórkach macierzystych myszy przy użyciu Southern blotting i reakcji łańcuchowej polimerazy

Celem tego protokołu jest przedstawienie projektu i wydajności eksperymentów in vivo na Drosophila melanogaster w celu oceny funkcjonalnych konsekwencji rzadkich wariantów genów związanych z chorobami ludzkimi.

Badanie funkcjonalne in vivo rzadkich wariantów ludzkich związanych z chorobą przy użyciu Drosophila

Ten artykuł bierze za przykład transgenezę za pośrednictwem integrazy phiC31 u Drosophila i przedstawia zoptymalizowany protokół mikroiniekcji zarodka, kluczowy krok do tworzenia transgenicznych muszek.

Mikroiniekcja zarodka w celu transgenezy u Drosophila

Zakażenie bakterią Wolbachia u Drosophila

Poznaj metodę tworzenia wektorów rekombinacji homologicznej w Drosophila przy użyciu technik rekombineeringu. Technika umożliwia generowanie mutacji null oraz etykietowanie białek endogennych w badaniach genetycznych.

Rekombinowanie homologicznych konstruktów rekombinacji u Drosophila

Przeglądaj więcej filmów