Name: Programowanie komórek macierzystych do angiogenezy terapeutycznej z wykorzystaniem biodegradowalnych nanocząstek polimerowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-27T16:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 1 s
Description: Poznaj metodę programowania komórek macierzystych do angiogenezy terapeutycznej z wykorzystaniem biodegradowalnych nanocząstek polimerowych. Technika ta umożliwia nadekspresję VEGF i poprawę reperfuzji w modelu niedokrwienia kończyny u myszy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują American Heart Association National Scientist Development Grant (10SDG2600001), Stanford Bio-X Interdisciplinary Initiative Program oraz Stanford Medical Scholars Research Program za dofinansowanie.

1. Synteza polimerów
<ol>
	<li>W dygestorium odważyć 3,523 mg dikrylanu butanodiolu (C) i przenieść do szklanej fiolki scyntylacyjnej zawierającej mieszadło.</li>
	<li>Podgrzać 5-amino-1-pentanol (32) do temperatury 90 °C w celu rozpuszczenia soli, a następnie w dygestorium odważyć 1,533 mg 32 i dodać do fiolki scyntylacyjnej zawierającej C. Ta metoda da stosunek molowy C:32 = 1:1,2.</li>
	<li>Fiolkę zawierającą oba roztwory należy natychmiast umieścić na płytce do mieszania. Ustaw prędkość mieszania na 600 obr./min.</li>
	<li>Przenieść fiolkę scyntylacyjną do piekarnika nastawionego na 90 °C. Ustawić prędkość mieszania na 1 000 obr./min na 4 godziny. Jeśli mieszadło utknie, zmniejsz prędkość. Po 4 godzinach zmniejsz prędkość do 300 obr./min i utrzymuj temperaturę 90 °C przez kolejne 12-16 godzin.</li>
	<li>Dodać 5 g C32 do 10 ml bezwodnego tetrahydrofuranu (THF) do szklanej fiolki scyntylacyjnej zawierającej mieszadło. Zawiń w folię i wiruj na wysokich obrotach, aż do całkowitego rozpuszczenia.</li>
	<li>Do oddzielnej szklanej fiolki scyntylacyjnej zawierającej mieszadło dodać 10 mM tetraetylenglicoldiaminy (122). Dodać 40 ml THF.</li>
	<li>Umieścić obie fiolki (C32 i 122) na płytce mieszającej na 5 minut, a następnie połączyć razem. Przykryj folią i pozostaw w temperaturze pokojowej, mieszając z prędkością 400 obr./min przez 24 godziny. Produkt końcowy jest określany jako C32-122.</li>
	<li>Odważyć 5 probówek Falcon po 50 ml na każdą 5 g partię C32-122. Zanotuj masę każdej probówki w zeszycie.</li>
	<li>Przenieść 30 ml bezwodnego eteru dietylowego do każdej probówki Falcon o pojemności 50 ml.</li>
	<li>Przenieść 10 ml C32-122 do każdej probówki Falcon o pojemności 50 ml.</li>
	<li>Energicznie wiruj probówki Falcon, a następnie wiruj z prędkością 2,500 obr./min przez 2 minuty. Uwaga: Wyekstrahowany polimer zbierze się u podstawy probówki.</li>
	<li>Odrzucić górny roztwór i powtórzyć kroki 1.9 i 1.11 jeszcze dwa razy.</li>
	<li>Umieścić otwarte probówki zawierające wyekstrahowany C32-122 w eksykatorze i odkurzyć przez noc. Upewnij się, że wszystkie rurki są chronione przed światłem.</li>
	<li>Zważyć wszystkie probówki zawierające C32-122 w celu określenia końcowej masy wyekstrahowanego polimeru.</li>
	<li>Rozpuścić wyekstrahowany polimer w bezwodnym DMSO o stężeniu 100 mg/ml.</li>
	<li>Rozpuszczony polimer należy przechowywać w temperaturze -20 °C, chronić przed światłem i wilgocią.</li>
</ol>
2. Sadzenie komórek
<ol>
	<li>Wstępnie pokryć podstawę kolby do hodowli tkankowych T-150 0,1% (wag./obj.) żelatyną. Żelatyna powinna pozostać w kolbie przez 30-45 minut. Powłoka żelatynowa wspomaga adhezję ADSC.</li>
	<li>Odessać żelatynę z wstępnie powlekanej kolby T-150.</li>
	<li>Dodać 4 x 106 ADSC (≤ przejście 3) do kolby w 20 ml DMEM zawierającej 10% FBS, 1% penicyliny/streptomycyny i 10 ng/ml bFGF.</li>
	<li>Umieścić kolbę T-150 w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 5% CO2 przez noc.</li>
	<li>Procedurę transfekcji należy rozpocząć następnego dnia.</li>
</ol>
3. Przygotowanie i transfekcja nanocząstek
<ol>
	<li>Poniższa procedura służy do przygotowania nanocząstek zawierających 16,1 μg plazmidowego DNA na 1,0 x10 6 komórek przy stosunku masy polimeru do plazmidu wynoszącym 30:1.</li>
	<li>Rozcieńczyć plazmidowy DNA (1 mg/ml, pVEGF165, Aldevron, ND, USA) do końcowego stężenia 120 μg/ml w octanie sodu (25 mM) w 15 ml probówce Falcon.</li>
	<li>Rozcieńczyć C32-122 (100 mg/ml) do końcowego stężenia 3,6 mg/ml w octanie sodu (25 mM) w drugiej probówce Falcon o pojemności 15 ml.</li>
	<li>Połącz zawartość każdej probówki Falcon w jedną probówkę Falcon o pojemności 15 ml i natychmiast wiruj na wysokich obrotach przez 10 sekund.</li>
	<li>Pozostaw probówkę w temperaturze pokojowej na 10 minut, aby doszło do powstania nanocząstek.</li>
	<li>Podczas inkubacji zastąpić pożywkę w kolbie do hodowli tkankowej 7,8 ml w pełni uzupełnionego DMEM na 1,0 x 10 6 transfekowanych komórek.</li>
	<li>Przenieś roztwór nanocząstek do kolby do hodowli tkankowej i przechylaj do przodu i do tyłu, aby równomiernie rozprowadzić.</li>
	<li>Umieścić kolbę do hodowli tkankowych w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 5% CO2 przez 4 godziny.</li>
	<li>Po 2 godzinach zastąp pożywkę zawierającą nanocząstki DMEM.</li>
	<li>Po kolejnych 2 godzinach inkubacji w temperaturze 37 °C, 5% CO2 komórki są gotowe do wstrzyknięcia in vivo.</li>
</ol>
4. Procedura niedokrwienia kończyn tylnych
<ol>
	<li>Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Uniwersytetu Stanforda oraz zatwierdzonymi protokołami APLAC. Generowanie mysiego modelu niedokrwienia kończyn tylnych odbywa się zgodnie z wcześniejszym opisem. 8 Szczegółowe instrukcje można znaleźć w odnośniku. Krótki opis znajduje się poniżej.</li>
	<li>Umieść mysz w znieczuleniu z 1-3% dawką izofluranu przez wdychanie i szybkość przepływu tlenu 1 l/min. Zapewnij głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca, zmniejszenie częstości oddechów i letarg.</li>
	<li>Usuń włosy z okolicy brzucha i obu tylnych kończyn myszy za pomocą kremu do golenia.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie na środku przyśrodkowej części uda w kierunku linii środkowej, a następnie przetnij leżącą poduszeczkę tłuszczową, aby odsłonić tętnicę udową.</li>
	<li>Podwiązaj tętnicę w dwóch miejscach: dystalnej (blisko kolana) i bliższej (tylko dystalnie do więzadła pachwinowego).</li>
	<li>Aby utworzyć podwiązania, oddziel tętnicę od żyły i nawlecz jedwabny szew 5-0 wokół tętnicy. Zwiąż tętnicę dwoma węzłami, aby wykonać podwiązanie.</li>
	<li>Usuń tętnicę między dwoma punktami podwiązania.</li>
	<li>Umyj obszar operacyjny PBS, a następnie zszyj nacięcie zamknięte.</li>
	<li>Znieczulenie można teraz usunąć. Utrzymuj mysz w cieple aż do ponownego przebudzenia. W przypadku opieki pooperacyjnej 2-4 mg/kg lidokainy można wstrzyknąć podskórnie w miejsce nacięcia przed ponownym przebudzeniem. Dalsze leczenie bólu może obejmować podskórne podawanie 0,05-0,1 mg/kg buprenorfiny po 12 i 24 godzinach. Monitoruj stan zdrowia myszy raz dziennie przez siedem dni, obserwując zmiany we wzorcu oddychania, jawnym bólu lub niepokoju oraz kolorze skóry.</li>
	<li>Potwierdź niedokrwienie kończyn tylnych za pomocą laserowego obrazowania perfuzyjnego Dopplera.</li>
</ol>
5. Iniekcje komórkowe
<ol>
	<li>Kiedy transfekowane komórki i myszy są gotowe, umyj transfekowane komórki PBS, trypsynizuj, odwiruj, a następnie policz.</li>
	<li>Zawiesić komórki o gęstości 10 x 106 komórek na ml w PBS.</li>
	<li>Zawiesiny komórek należy rozdzielić do oddzielnych probówek Eppendorfa o objętości 110 μl. Zapewni to, że każda mysz otrzyma równą liczbę komórek.</li>
	<li>Umieść każdą mysz pod narkozą (2,5% izofluranu, natężenie przepływu tlenu 1 l/min).</li>
	<li>Oczyścić miejsce wstrzyknięcia chusteczkami nasączonymi alkoholem.</li>
	<li>Używając strzykawki tuberkulinowej 27 G, wciągnij komórki w górę i w dół do strzykawki, aby zapewnić uzyskanie jednorodnej zawiesiny. Pobrać 100 μl objętości zawiesiny komórek do strzykawki.</li>
	<li>Wstrzyknąć połowę zawiesiny komórkowej do obszaru mięśnia przywodziciela, a następnie wstrzyknąć drugą połowę w obszar mięśnia łydki. Po wstrzyknięciu należy pozostawić strzykawkę na miejscu na co najmniej 15-30 sekund, aby zapobiec wyciekowi zawiesiny komórek.</li>
	<li>Właściwe kontrole w badaniu na zwierzętach obejmują: 1) komórki transfekowane plazmidem niekodującym (np. plazmidem bez aktywności biologicznej); 2) same komórki; oraz 3) PBS.</li>
	<li>Po zakończeniu wstrzyknięć wyjmij mysz ze znieczulenia i trzymaj ją w cieple, aż mysz ponownie się obudzi.</li>
</ol>
6. Obrazowanie bioluminescencyjne
<ol>
	<li>Aby rozpocząć obrazowanie bioluminescencyjne (BLI), znieczul myszy zgodnie z powyższym opisem.</li>
	<li>Oczyścić miejsce wstrzyknięcia chusteczkami nasączonymi alkoholem.</li>
	<li>Używając strzykawki insulinowej, załaduj 100 μl 15 mg/ml D-lucyferyny (substratu dla lucyferazy świetlika). Trzymaj podłoże z dala od światła.</li>
	<li>Aby wykonać wstrzyknięcia dootrzewnowe, trzymaj myszy za skórę grzbietu, aby naciągnąć ich przednią część skóry. Wprowadzić igłę dootrzewnowo w okolicę brzucha i wstrzyknąć 100 μl substratu.</li>
	<li>Umieść mysz w komorze obrazowania lucyferazy IVIS pod narkozą.</li>
	<li>Zobrazuj myszy z czasem naświetlania 1,0 min. Po ustawieniu parametrów rozpocznij pobieranie obrazów.</li>
	<li>Po uzyskaniu obrazu zaznacz obszar zainteresowania, aby zmierzyć sygnał lucyferazy. W takim przypadku należy oznaczyć niedokrwioną kończynę w miejscu wstrzyknięcia komórki.</li>
	<li>Kontynuuj pomiar sygnału lucyferazy co 3-5 minut, aż sygnał osiągnie szczyt i zacznie spadać. Jest to wartość wykorzystywana do porównania między myszami i w kilku punktach czasowych.</li>
	<li>Po zakończeniu wyjmij myszy z komory i znieczul. Utrzymuj myszy w cieple aż do ponownego przebudzenia.</li>
</ol>
7. Laserowe obrazowanie perfuzji dopplerowskiej
<ol>
	<li>Laserowe obrazowanie perfuzji dopplerowskiej wykonuje się zgodnie z wcześniejszym opisem. 8 Procedura ta została pokrótce opisana poniżej.</li>
	<li>Przed obrazowaniem dopplerowskim mysz powinna być gładko ogolona w obszarach pokrywających zarówno tylne kończyny, jak i okolicę brzucha, aby zapobiec artefaktom spowodowanym włosami.</li>
	<li>Po przygotowaniu do obrazu dopplerowskiego mysz powinna zostać znieczulona w sposób opisany powyżej.</li>
	<li>Rozgrzej mysz do 36 °C na gorącej płycie, monitorując temperaturę ciała za pomocą termometru doodbytniczego.</li>
	<li>Umieść mysz na nieodblaskowej czarnej powierzchni i utrzymuj znieczulenie za pomocą stożka nosowego. Mysz należy ułożyć na powierzchni grzbietowej z równomiernie odsłoniętymi kończynami.</li>
	<li>Umieść laserowy czujnik Dopplera około 15 cm nad myszą i kierując wskaźnik laserowy z czujnika w kierunku pachwiny myszy.</li>
	<li>Gdy mysz i czujnik Dopplera znajdują się w odpowiedniej pozycji, zdjęcia można robić za pomocą oprogramowania LDPIwin, naciskając przycisk Start.</li>
	<li>Pomiary perfuzji względnej można wykonać, wskazując obie kończyny tylne (niedokrwienną i nieniedokrwienną) jako obszar zainteresowania (ROI). Stosunek średniej perfuzji niedokrwiennej kończyny tylnej do nieniedokrwiennej będzie wskazywał na względną perfuzję.</li>
</ol>
8. Procedura pobierania tkanek
<ol>
	<li>Po przygotowaniu do pobrania tkanki myszy do badań histologicznych i/lub biochemicznych, mysz powinna zostać poddana eutanazji. W tym przypadku mysz jest poddawana eutanazji poprzez wystawienie na działanie 5% izofluranu przez 3-5 minut, a następnie eutanazja myszy przez zwichnięcie szyjki macicy.</li>
	<li>Przetnij leżącą nad nią skórę otaczającą tylną kończynę obwodowo w dystalnej okolicy brzucha i proksymalnie do kończyny tylnej. Skóra jest cięta od powierzchni brzusznej do grzbietowej, tak aby skóra mogła zostać przeciągnięta z powrotem przez kończynę tylną do stopy.</li>
	<li>Po odciągnięciu skóry do tyłu, kończyna może zostać amputowana za pomocą nożyczek preparacyjnych do cięcia w stawie miednicy i kości udowej.</li>
	<li>Do analizy pobierane są dwie główne tkanki: przyśrodkowe mięśnie przywodzicieli i mięśnie brzuchate łydki.</li>
	<li>W przypadku histologii należy zanurzyć jedną lub obie tkanki w optymalnej temperaturze cięcia (OCT) do kriosekcji.</li>
	<li>W celu analizy biochemicznej należy zebrać jedną lub obie tkanki do 1,5 ml Eppendorfa i zanurzyć w kąpieli z ciekłym azotem na co najmniej 2 minuty. Próbki mogą być przechowywane w temperaturze -80 °C do przyszłego przetwarzania.</li>
</ol>

<ol><li>Deveza, L., Choi, J., Yang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+angiogenesis+for+treating+cardiovascular+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Theranostics%22%5BJournal%5D)">Therapeutic angiogenesis for treating cardiovascular diseases.</a> Theranostics. 2, 801-814 (2012).</li>
<li>Yang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+engineering+of+human+stem+cells+for+enhanced+angiogenesis+using+biodegradable+polymeric+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Genetic engineering of human stem cells for enhanced angiogenesis using biodegradable polymeric nanoparticles.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 3317-3322 (2010).</li>
<li>Mangi, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+stem+cells+modified+with+Akt+prevent+remodeling+and+restore+performance+of+infarcted+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts.</a> Nat Med. 9, 1195-1201 (2003).</li>
<li>Lee, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancement+of+bone+healing+based+on+ex+vivo+gene+therapy+using+human+muscle-derived+cells+expressing+bone+morphogenetic+protein+2%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Enhancement of bone healing based on ex vivo gene therapy using human muscle-derived cells expressing bone morphogenetic protein 2.</a> Hum. Gene Ther. 13, 1201-1211 (2002).</li>
<li>Park, K. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+stem+cells+may+be+uniquely+suited+for+combined+gene+therapy+and+cell+replacement%3A+Evidence+from+engraftment+of+Neurotrophin-3-expressing+stem+cells+in+hypoxic-ischemic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Neural stem cells may be uniquely suited for combined gene therapy and cell replacement: Evidence from engraftment of Neurotrophin-3-expressing stem cells in hypoxic-ischemic brain injury.</a> Exp. Neurol. 199, 179-190 (2006).</li>
<li>Green, J. J., Langer, R., Anderson, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+combinatorial+polymer+library+approach+yields+insight+into+nonviral+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Acc+Chem+Res%22%5BJournal%5D)">A combinatorial polymer library approach yields insight into nonviral gene delivery.</a> Acc Chem Res. 41, 749-759 (2008).</li>
<li>Yang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+delivery+to+human+adult+and+embryonic+cell-derived+stem+cells+using+biodegradable+nanoparticulate+polymeric+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Gene delivery to human adult and embryonic cell-derived stem cells using biodegradable nanoparticulate polymeric vectors.</a> Gene Ther. 16, 533-546 (2009).</li>
<li>Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+model+of+hindlimb+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine model of hindlimb ischemia.</a> J. Vis. Exp. , e1035(2009).</li>
<li>Ceradini, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progenitor+cell+trafficking+is+regulated+by+hypoxic+gradients+through+HIF-1+induction+of+SDF-1%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Progenitor cell trafficking is regulated by hypoxic gradients through HIF-1 induction of SDF-1.</a> Nat. Med. 10, 858-864 (2004).</li>
<li>Kidd, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+evidence+of+mesenchymal+stem+cell+tropism+for+tumor+and+wounding+microenvironments+using+in+vivo+bioluminescent+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Direct evidence of mesenchymal stem cell tropism for tumor and wounding microenvironments using in vivo bioluminescent imaging.</a> Stem Cells. 27, 2614-2623 (2009).</li>
<li>Sunshine, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small-molecule+end-groups+of+linear+polymer+determine+cell-type+gene-delivery+efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Mater%22%5BJournal%5D)">Small-molecule end-groups of linear polymer determine cell-type gene-delivery efficacy.</a> Adv. Mater. 21, 4947-4951 (2009).</li>
<li>Sunshine, J. C., Akanda, M. I., Li, D., Kozielski, K. L., Green, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+base+polymer+hydrophobicity+and+end-group+modification+on+polymeric+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Effects of base polymer hydrophobicity and end-group modification on polymeric gene delivery.</a> Biomacromolecules. 12, 3592-3600 (2011).</li>
<li>Lynn, D. M., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degradable+poly%28%CE%B2-amino+esters%29%3A+Synthesis%2C+characterization%2C+and+self-assembly+with+plasmid+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Degradable poly(β-amino esters): Synthesis, characterization, and self-assembly with plasmid DNA.</a> J. Am. Chem. Soc. 122, 10761-10768 (2000).</li>
<li>Eltoukhy, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+molecular+weight+of+amine+end-modified+poly%28beta-amino+ester%29s+on+gene+delivery+efficiency+and+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Effect of molecular weight of amine end-modified poly(beta-amino ester)s on gene delivery efficiency and toxicity.</a> Biomaterials. 33, 3594-3603 (2012).</li>
<li>Glover, D. J., Lipps, H. J., Jans, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+safe%2C+non-viral+therapeutic+gene+expression+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Genet%22%5BJournal%5D)">Towards safe, non-viral therapeutic gene expression in humans.</a> Nat. Rev. Genet. 6, 299-310 (2005).</li>
<li>Dave, U. P., Jenkins, N. A., Copeland, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+insertional+mutagenesis+insights%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Gene therapy insertional mutagenesis insights.</a> Science. 303, 333(2004).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

W tym artykule przedstawiamy metodę programowania dorosłych komórek macierzystych do nadekspresji czynników terapeutycznych przy użyciu niewirusowych, biodegradowalnych nanocząstek. Platforma ta jest szczególnie przydatna w leczeniu chorób, w których komórki macierzyste mogą naturalnie domowić się, takich jak niedokrwienie i rak. 9-10 Co więcej, niewirusowa platforma dostarczania genów pozwala na przejściową nadekspresję czynników terapeutycznych, co jest odpowiednie dla większości procesów regeneracji tkanek ...

Ogólnym celem tej techniki jest promowanie angiogenezy terapeutycznej przy użyciu niewirusowo zaprogramowanych komórek macierzystych powodujących nadekspresję czynników terapeutycznych w miejscu niedokrwienia. Komórki macierzyste zmodyfikowano ex vivo najpierw przy użyciu biodegradowalnych nanocząstek zsyntetyzowanych w laboratorium, a następnie przeszczepiono do mysiego modelu niedokrwienia kończyn tylnych, aby potwierdzić ich potencjał w zakresie zwiększania angiogenezy i ratowania tkanek.

	Kontrolowany wzrost naczyń krwionośnych jest ważnym elementem skutecznej regeneracji tkanek, a także w leczeniu różnych chorób niedokrwiennych, takich jak udar, niedokrwienie kończyn i zawał mięśnia sercowego. Opracowano kilka strategii promujących wzrost naczyń krwionośnych, w tym dostarczanie czynnika wzrostu i terapię komórkową. 1 Pomimo skuteczności zaobserwowanej w modelach chorób zwierzęcych, metody te nadal napotykają ograniczenia, takie jak konieczność stosowania dawek suprafizjologicznych w celu dostarczania czynnika wzrostu lub niewystarczające uwalnianie parakrynne przez same komórki. Jedną z potencjalnych strategii przezwyciężenia powyższych ograniczeń jest połączenie terapii komórkami macierzystymi i terapii genowej, w której komórki macierzyste są genetycznie programowane ex vivo przed przeszczepem w celu nadekspresji pożądanych czynników terapeutycznych. Podejście to zostało zademonstrowane w różnych modelach chorób, w tym niedokrwienie kończyn tylnych2, choroby serca3, gojenie się kości4 i uszkodzenie neuronów5 itp. Jednak większość technik terapii genowej opiera się na wektorach wirusowych, które wiążą się z obawami dotyczącymi bezpieczeństwa, takimi jak potencjalna immunogenność i mutageneza insercyjna. Dostarczanie genów za pośrednictwem biomateriałów może przezwyciężyć te ograniczenia, ale często cierpi z powodu niskiej wydajności transfekcji. Aby przyspieszyć odkrywanie nowych biomateriałów do skutecznego dostarczania genów niewirusowych, w ostatnich badaniach wykorzystano chemię kombinatoryczną i wysokoprzepustowe badania przesiewowe. Opracowano i przebadano biodegradowalne biblioteki polimerów, takie jak estry poli(β-aminowe) (PBAE), co doprowadziło do odkrycia wiodących polimerów o znacznie zwiększonej wydajności transfekcji w porównaniu z konwencjonalnymi polimerowymi odpowiednikami wektorowymi. 6-7
Tutaj opisujemy syntezę PBAE i weryfikację ich zdolności do transfekcji komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej (ADSC) in vitro, a następnie przeszczepienie genetycznie zmodyfikowanych ADSC z nadekspresją czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF) w mysim modelu niedokrwienia kończyn tylnych. Wyniki oceniano, śledząc los komórki za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego, oceniając reperfuzję tkanek za pomocą laserowego obrazowania perfuzji dopplerowskiej (LDPI) oraz określając angiogenezę i ratowanie tkanek za pomocą histologii.

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>11965</td><td></td></tr><tr><td>Surowica bydlęca</td> płodu <td>Invitrogen</td><td>10082</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina/Streptomycyna</td><td>Invitrogen</td><td>15070</td><td></td></tr><tr><td>Podstawowy czynnik wzrostu fibroblastów</td><td>Peprotech</td><td>100-18B</td><td></td></tr><tr><td>Diakrylan 1,4-butanodiolu (90 %)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>411744</td><td>Akronim: C</td></tr><tr><td>5- amino-1-pentanol (97 %)</td><td>Alfa Aesar</td><td>2508-29-4</td><td>Akronim: 32</td></tr><tr><td>Tetraetyleloglicoldiamina > 99 %)</td><td>Molecular Biosciences</td><td>17774</td><td>Akronim: 122</td></tr><tr><td>Octan sodu</td><td>G-Biosciences</td><td>R010</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanem</td><td>Invitrogen</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Tetrahyofuran bezwodny (> 99,9 %)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>401757</td><td></td></tr><tr><td>Eter dietylowy bezwodny (> 99 %)</td><td>Fisher Scientific</td><td>E138-4</td><td></td></tr><tr><td>DMSO bezwodny (> 99,9 %)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>276855</td><td></td></tr><tr><td>Gelatin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G9391</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25200</td><td></td></tr><tr><td>D-lucyferin</td><td>GoldBio</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Optymalna temperatura cięcia (OCT)</td><td>Tissue-Tek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Szczur anty-mysz CD31</td><td>BD Pharmingen</td><td>550274</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 przeciw szczurom IgG</td><td>Invitrogen</td><td>A11007</td><td></td></tr></tbody></table>

programowanie komórek macierzystych do angiogenezy terapeutycznej z wykorzystaniem biodegradowalnych nanocząstek polimerowych

Programming Stem Cells for Therapeutic Angiogenesis Using Biodegradable Polymeric Nanoparticles

Kontrolowany wzrost naczyń krwionośnych jest niezbędny do skutecznej regeneracji tkanek i gojenia się ran, a także do leczenia chorób niedokrwiennych, takich jak udar, zawał serca czy choroby tętnic obwodowych. Bezpośrednie dostarczanie angiogennych czynników wzrostu może stymulować wzrost nowych naczyń krwionośnych, ale często wiąże się z ograniczeniami, takimi jak brak celowania i krótki okres półtrwania in vivo. Terapia genowa oferuje alternatywne podejście polegające na dostarczaniu genów kodujących czynniki angiogenne, ale często wymaga użycia wirusa i jest ograniczona ze względu na obawy dotyczące bezpieczeństwa. W tym miejscu opisujemy niedawno opracowaną strategię stymulowania wzrostu naczyń krwionośnych poprzez programowanie komórek macierzystych do nadekspresji czynników angiogennych in situ przy użyciu biodegradowalnych nanocząstek polimerowych. W szczególności nasza strategia wykorzystała komórki macierzyste jako nośniki, wykorzystując ich zdolność do migracji w kierunku niedokrwionych tkanek in vivo. Korzystając ze zoptymalizowanych wektorów polimerowych, komórki macierzyste pochodzące z tkanki tłuszczowej zmodyfikowano w celu nadekspresji angiogennego genu kodującego czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF). Opisaliśmy procesy syntezy polimerów, tworzenia nanocząstek, transfekcji komórek macierzystych in vitro, a także metody walidacji skuteczności komórek macierzystych eksprymujących VEGF w promowaniu angiogenezy w mysim modelu niedokrwienia kończyn tylnych.

Po zmieszaniu, dodatnio naładowany polimer (C32-122) i ujemnie naładowany plazmid DNA samoorganizują się w nanocząsteczki. Powstanie nanocząsteczek można potwierdzić za pomocą analizy elektroforetycznej, i.e. kompleksowanie C32-122 z plazmidowym DNA zapobiegnie mobilizacji DNA podczas elektroforezy. Polimer służy jako odczynnik do transfekcji, aby ułatwić zwiększone pobieranie DNA przez komórki docelowe i następującą ekspresję kodowanych białek (Rycina 2). Komórki można transfekować dowolnymi ge...

Opisujemy metodę programowania komórek macierzystych do nadekspresji czynników terapeutycznych dla angiogenezy za pomocą biodegradowalnych nanocząsteczek polimerowych. Opisane procesy obejmują syntezę polimerów, transfekcję komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej in vitro oraz walidację skuteczności zaprogramowanych komórek macierzystych w promowaniu angiogenezy w mysim modelu niedokrwienia kończyn tylnych.

Programowanie komórek macierzystych do angiogenezy terapeutycznej z wykorzystaniem biodegradowalnych nanocząstek polimerowych

Controlled vascular growth is critical for successful tissue regeneration and wound healing, as well as for treating ischemic diseases such as stroke, ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zademonstrowanie zastosowania nanocząsteczek polimerowych do nadekspresji genów terapeutycznych w komórkach macierzystych z wykorzystaniem morskiego modelu niedokrwienia kończyny tylnej. Cel ten osiąga się poprzez syntezę polimerów biodegradowalnych w dwuetapowej reakcji polimeryzacji z otwarciem pierścionka, a następnie wytwarzanie nanocząsteczek polimerowych kodujących geny terapeutyczne. Drugim etapem jest transfekcja ludzkich komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej in vitro w celu nadekspresji czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego.Następnie zaprogramowane komórki macierzyste wstrzykuje się domięśniowo do niedokrwionej kończyny tylnej w celu produkcji czynników terapeutycznych. Ostatnim krokiem jest monitorowanie przeżywalności komórek oraz reperfuzji krwi w niedokrwionej kończynie w czasie, przy użyciu obrazowania bioluminescencyjnego i obrazowania laserem Dopplera. Ostatecznie można przeprowadzić ilościową analizę ekspresji genów oraz badania histologiczne, aby wykazać lokalną ekspresję czynników terapeutycznych i skuteczność regeneracji tkanek.Zaletą tej techniki w porównaniu z konwencjonalnymi metodami angiogenezy jest wykorzystanie komórek macierzystych jako nośników do dostarczania leków. Strategia ta pozwala na wykorzystanie naturalnej zdolności komórek macierzystych do homingu, czyli migracji w kierunku obszarów niedokrwiennych, a także umożliwia dynamiczne reakcje na sygnały z mikrośrodowiska. Nanocząstki stosowane do dostarczania plazmidowego DNA są wysoce wydajne i biodegradowalne, co przekłada się na niższą cytotoksyczność oraz większą liczbę kopii DNA dostarczonych do wnętrza komórek.Tę technikę można zastosować w wielu klinicznie istotnych terapiach opartych na komórkach, ponieważ wykorzystuje ona biodegradowalny wektor niewirusowy do wprowadzania genów do komórek autologicznych. Pracując w dygestorium, odważ butane dial DLI i przenieś materiał do szklanej fiolki inhalacyjnej zawierającej mieszadło magnetyczne. Następnie dodaj podgrzany five amino one pentol do tej samej fiolki. Natychmiast umieść fiolkę na mieszalce magnetycznej i ustaw prędkość na 600 RPM.Przenieś fiolkę do pieca ustawionego na 90 °C i po czterech godzinach zwiększ prędkość mieszania do 1000 RPM, następnie zmniejsz prędkość do 300 RPM i mieszaj przez kolejne 12 do 16 godzin. Po przygotowaniu dodaj 10 ml bezwodnego tetrahydrofuranu do 5 g C 32 w szklanej fiolce z mieszadłem magnetycznym. Po owinięciu folią mieszaj w wortexerze na wysokich obrotach aż do całkowitego rozpuszczenia; w oddzielnej szklanej fiolce z mieszadłem magnetycznym dodaj 10 mM tetraetylenoglikolu diaminy.Dodaj 40 mililitrów THF do tej fiolki, a następnie umieść obie fiolki na mieszadle magnetycznym na pięć minut przed ich połączeniem. Przykryj otrzymaną mieszaninę folią i pozostaw do mieszania w temperaturze pokojowej przez 24 godziny. Produkt końcowy określono jako C 32 1 22.Następnie przenieś 30 mililitrów bezwodnego eteru dietylowego do każdej z pięciu probówek typu Falcon o pojemności 50 mililitrów. Po dodaniu C 32 1 22 do bezwodnego eteru dietylowego powstanie biały, mętny roztwór; wymieszaj zawartość probówki w wirówce typu vortex, a następnie ją odwiruj. Wyekstrahowany polimer zgromadzi się na dnie probówki; odlej górną warstwę roztworu i powtórz te kroki jeszcze dwukrotnie.Po ekstrakcji umieścić otwarte probówki w eksykatorze i poddać działaniu próżni przez noc, upewniając się, że probówki są chronione przed światłem. Następnego dnia zważyć probówki zawierające C 32 1 22, aby określić masę końcową. Na koniec rozpuścić wyekstrahowany polimer w bezwodnym DMSO w stężeniu 100 mg/mL.Do przygotowania nanocząsteczek. Najpierw rozcieńcz plazmidowe DNA do stężenia końcowego 120 µg/ml w octanie sodu; w drugiej probówce rozcieńcz C 32 1 22 do stężenia końcowego 3,6 mg/ml w octanie sodu. Połącz zawartość obu probówek w jednej probówce Falcon o pojemności 15 ml i natychmiast wymieszaj w wortexie na wysokich obrotach przez 10 sekund.Pozostaw probówkę w temperaturze pokojowej przez 10 minut, aby umożliwić formowanie się nanocząstek. Wymień medium w wcześniej przygotowanej kolbie do hodowli tkanek na 7,8 ml pełnego suplementowanego DMEM.Przenieś roztwór nanocząsteczek do kolby do hodowli tkankowej i rozprowadź go równomiernie przed umieszczeniem w inkubatorze. Po dwóch godzinach zastąp pożywkę zawierającą nanocząsteczki świeżym DMEM. Po czterech godzinach komórki są gotowe do iniekcji in vivo.Gdy przetransfekowane komórki będą gotowe, należy je przeliczyć i zawiesić w PBS w zagęszczeniu 10 × 10⁶ komórek na mililitr, aby zapewnić każdemu zwierzęciu otrzymanie równą ilość. Rozdziel zawiesiny komórkowe do probówek typu Eppendorf w objętości 110 µL. Następnie podaj znieczulenie myszy, u której wcześniej wywołano niedokrwienie kończyn tylnych.Po potwierdzeniu znieczulenia za pomocą ucisku palca u nogi, należy oczyścić miejsce wstrzyknięcia strzykawką o rozmiarze 27 G. Ponownie zawiesić komórki i pobrać 100 µL zawiesiny. Wstrzyknąć połowę zawiesiny komórkowej w obszar mięśnia przywodziciela, a następnie pozostałą połowę w obszar mięśnia łydki.Po wstrzyknięciu pozostaw strzykawkę w miejscu podania przez co najmniej 15 do 30 sekund, aby zapobiec wyciekowi. Po zakończeniu iniekcji zapewnij zwierzęciu ciepło aż do pełnego wybudzenia. W przypadku obrazowania bioluminescencyjnego potwierdź stan znieczulenia testem uszczypnięcia palca, a następnie oczyść miejsce wstrzyknięcia zgodnie z wcześniejszymi instrukcjami.Napełnij strzykawkę insulinową 100 µL Lucifеру i wstrzyknij go domięśniowo. Przed umieszczeniem zwierzęcia w komorze obrazowania lucyferazy IVIS, wykonaj obrazowanie myszy przy czasie ekspozycji wynoszącym jedną minutę. Po uzyskaniu obrazu zaznacz obszar zainteresowania.W tym przypadku w niedokrwionej kończynie w miejscu wstrzyknięcia komórek należy kontynuować pomiar sygnału lucyferazy co trzy do pięciu minut, aż sygnał osiągnie szczyt i zacznie spadać. Wartość ta jest wykorzystywana do porównań między myszami oraz w różnych punktach czasowych; po zakończeniu pomiarów należy wyjąć myszy z komory i utrzymywać zwierzęta w cieple do pełnego wybudzenia. Tkanki są pobierane w wybranych punktach czasowych.Po transfekcji i eutanazji nacięto obwodowo skórę wokół kończyny tylnej w dystalnym obszarze brzucha i proksymalnie względem kończyny tylnej. Po odsunięciu skóry amputowano kończynę pomiędzy stawem miednicznym a kością udową. Na koniec wyizolowano mięsień przywodziciel przyśrodkowy oraz mięśnie brzuchate łydki.W ramach dalszej analizy obrazy te przedstawiają syntezę C 32 1 22. W tym przypadku ACR-zakończony C 32 AC powstał w wyniku reakcji addycji mika pomiędzy monomerem z grupami końcowymi DAL a monomerem z pierwszorzędową grupą końcową am mean. W tym przykładzie zmodyfikowane polimery PBAE można otrzymać poprzez dodanie monomerów zakończonych grupą mean w celu zwiększenia wydajności transfekcji.Prawidłowa transfekcja jest widoczna dzięki nadekspresji zielonego białka fluorescencyjnego, co przedstawiono tutaj. Te dane obrazowania bioluminescencyjnego pokazują mysz w dniu zerowym oraz w dniu 14. Po wstrzyknięciu do kończyny tylnej komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej, wykazujących ekspresję GFP i lucyferazy, reprezentatywne obrazy Dopplera demonstrują indukcję niedokrwienia w jednej z przeciwstawnych kończyn tylnych w dniu zerowym oraz pomyślną reperfuzję krwi.14 dni po wstrzyknięciu mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej z nadekspresją VEGF. Metoda R-T-P-C-R potwierdziła pomyślną nadekspresję vgf, kodującego białko terapeutyczne, w grupie leczonej cztery dni po wstrzyknięciu komórek, podczas gdy w grupie kontrolnej PBS nie wykryto ekspresji. W celu zidentyfikowania nowych celów terapeutycznych wspomagających regenerację tkanek można zastosować inne metody wykorzystujące połączone podejście polegające na dostarczaniu komórek macierzystych i genów.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dogłębną wiedzę na temat syntezy polimerów biodegradowalnych do niewirusowej terapii genowej oraz wykorzystania tych polimerów do programowania komórek macierzystych w celu leczenia niedokrwienia in vivo. Wykorzystanie niewirusowo zmodyfikowanych komórek macierzystych do nadekspresji czynników terapeutycznych in situ może znaleźć szerokie zastosowanie w leczeniu wielu chorób degeneracyjnych.

programming-stem-cells-for-therapeutic-angiogenesis-using

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Programowanie komórek macierzystych dla terapeutycznej angiogenezy z wykorzystaniem biodegradowalnych polimerowych nanocząstek

Przedstawiono procedurę chirurgicznego wprowadzenia komórek śródbłonka pochodnych z embrionalnych komórek macierzystych do niedokrwionej kończyny dolnej, z zastosowaniem nieinwazyjnego śledzenia za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego.

Komórki śródbłonka pochodzące z embrionalnych komórek macierzystych w leczeniu niedokrwienia kończyny dolnej

Tutaj prezentujemy protokół do generowania przeszczepów naczyń krwionośnych z inżynierii tkankowej, które są funkcjonalne do szczepienia myszom poprzez podwójne wysiewanie częściowo indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (PiPSC) - pochodzących komórek mięśni gładkich i PiPSC - pochodzących komórek śródbłonka na bezkomórkowym bioreaktorze rusztowania naczyń krwionośnych.

Wytwarzanie i przeszczepianie naczyń krwionośnych metodą inżynierii tkankowej w modelu mysim

Tutaj prezentujemy protokół wizualizacji tworzenia naczyń krwionośnych in vivo i w czasie rzeczywistym na rusztowaniach 3D za pomocą mikroskopii wielofotonowej. Angiogenezę w genetycznie zmodyfikowanych rusztowaniach badano w mysim modelu krytycznego ubytku kości kalwarycznej. W grupie leczonej wykryto więcej nowych naczyń krwionośnych niż w grupie kontrolnej.

Wizualizacja angiogenezy za pomocą mikroskopii wielofotonowej in vivo w genetycznie zmodyfikowanym rusztowaniu 3D-PLGA/nHAp do naprawy krytycznego ubytku kości calowej

Ten manuskrypt opisuje efektywne, niewirusowe dostarczanie miR do komórek śródbłonka przez wektor PEI/MNP i ich namagnesowanie. Tak więc, oprócz modyfikacji genetycznej, podejście to pozwala na magnetyczne prowadzenie komórek i wykrywalność MRI. Technika ta może być stosowana w celu poprawy właściwości terapeutycznych produktów komórkowych.

Przygotowanie i charakterystyka in vitro namagnesowanych komórek śródbłonka zmodyfikowanych miR

Ten protokół opisuje wytwarzanie systemu hodowli komórek, który umożliwia wysiewanie komórek macierzystych na przewodzącym rusztowaniu polimerowym do stymulacji elektrycznej in vitro, a następnie implantację in vivo rusztowania z komórek macierzystych przy użyciu techniki minimalnie inwazyjnej.

Rusztowanie przewodzące prąd elektryczny do modulacji i dostarczania komórek macierzystych

Ten protokół ilustruje bezpieczną i skuteczną procedurę modyfikacji krwiotwórczych komórek macierzystych CD133+. Zaprezentowane niewirusowe, oparte na polipleksie magnetycznym podejście może stanowić podstawę do optymalizacji efektów terapeutycznych komórek macierzystych, a także do monitorowania podawanego produktu komórkowego za pomocą rezonansu magnetycznego.

Protokół transferu mikroRNA do dorosłych hematopoetycznych komórek macierzystych pochodzących ze szpiku kostnego w celu umożliwienia inżynierii komórkowej w połączeniu z celowaniem magnetycznym

Opisujemy zabieg chirurgiczny stosowany do wywołania niedokrwienia obwodowego u królików z hiperlipidemią i cukrzycą. Operacja ta działa jako model przedkliniczny dla stanów doświadczanych w chorobie tętnic obwodowych u pacjentów. Angiografia jest również opisywana jako sposób pomiaru stopnia wprowadzonego niedokrwienia i odzyskania perfuzji.

Przedkliniczny model niedokrwienia kończyn tylnych u królików z cukrzycą

Progenitorzy śródbłonka pochodzący z indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC-EPs) mają potencjał, aby zrewolucjonizować leczenie chorób sercowo-naczyniowych i umożliwić tworzenie bardziej wiernych modeli chorób sercowo-naczyniowych. W artykule opisano enkapsulację iPSC-EP w trójwymiarowych (3D) mikrośrodowiskach kolagenu oraz analizę ilościową potencjału naczyniowego tych komórek.

Model 3D in vitro i potok obliczeniowy do ilościowego określenia potencjału naczyniopochodnego progenitorów śródbłonka pochodzących z iPSC

Ta metoda opisuje hodowlę komórek śródbłonka pochodzących z iPSC jako 40 perfundowanych mikronaczyń 3D w standaryzowanej platformie mikroprzepływowej. Platforma ta umożliwia badanie angiogennego kiełkowania sterowanego gradientem w 3D, w tym zespolenia i stabilizacji kiełków angiogennych w sposób skalowalny i wysokoprzepustowy.

Standaryzowany i skalowalny test do badania perfundowanego angiogennego kiełkowania 3D komórek śródbłonka pochodzących z iPSC in vitro

Ten test wykorzystuje embrionalne komórki macierzyste myszy zróżnicowane w ciała embrionalne hodowane w żelu 3D-collagen do analizy procesów biologicznych, które kontrolują angiogenezę kiełkowania in vitro. Technika ta może być stosowana do testowania leków, modelowania chorób oraz do badania określonych genów w kontekście delecji, które są śmiertelne dla zarodka.

In vitro Trójwymiarowy test angiogenezy w kiełkowaniu przy użyciu embrionalnych komórek macierzystych myszy do modelowania chorób naczyniowych i testowania leków

W pracy przedstawiono protokół precyzyjnego dostarczania naczyniowych komórek macierzystych pod kontrolą USG do ściany naczynia aorty. Technika ta skutecznie celuje w ścianę naczynia i wspomaga naprawę naczyń w tętniakach i rozwarstwieniach aorty.

Precyzyjne dostarczanie komórek macierzystych pod kontrolą ultradźwięków w celu naprawy naczyń krwionośnych w chorobach aorty

Poznaj metodę programowania komórek macierzystych do angiogenezy terapeutycznej z wykorzystaniem biodegradowalnych nanocząstek polimerowych. Technika ta umożliwia nadekspresję VEGF i poprawę reperfuzji w modelu niedokrwienia kończyny u myszy.

Programowanie komórek macierzystych do angiogenezy terapeutycznej z wykorzystaniem biodegradowalnych nanocząstek polimerowych

Przeglądaj więcej filmów