Name: Analiza pojedynczych cząstek typu open source do mikroskopii superrozdzielczej za pomocą VirusMapper (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 38 s
Description: Odkryj analizę pojedynczych cząstek z użyciem oprogramowania VirusMapper do mikroskopii superrozdzielczej. Ta metoda pozwala generować precyzyjne modele molekularne wirusów i badać zmiany ich architektury białkowej podczas infekcji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Corinie Beerli, Jerzemu Samolejowi, Pedro Matosowi Pereirze, Christopherowi Bleckowi i Kathrin Scherer za ich wkład w oryginalny rozwój i walidację VirusMappera. Serdecznie dziękujemy również Arturowi Yakimovichowi za krytyczną lekturę rękopisu. Praca ta została sfinansowana z grantów Rady ds. Badań Biotechnologii i Nauk Biologicznych (BB/M022374/1) (R.H.); podstawowe finansowanie dla Laboratorium Molekularnej Biologii Komórki MRC, University College London (J.M.); Europejska Rada ds. Badań Naukowych (649101-UbiProPox) (J.M.); oraz Rada ds. Badań Medycznych (MR/K015826/1) (R.H. i J.M.). R.G. jest finansowany przez Radę ds. Badań Inżynieryjnych i Fizycznych (EP/M506448/1).

UWAGA: Ten protokół i wideo uzupełniają oryginalny paper10 opisując pakiet oprogramowania bardziej szczegółowo. Zachęcamy czytelników do uważnego zapoznania się z tym dokumentem w celu uzyskania dodatkowych wskazówek dotyczących korzystania z oprogramowania. Istnieją trzy główne etapy: ekstrakcja cząstek, która dzieli duże obrazy na pojedyncze cząstki; selekcja nasion, w której wspólne struktury są identyfikowane w danych i dostosowywane w celu wytworzenia nasion, które są wykorzystywane w końcowym etapie; i generowanie modeli, w których dopasowywanie szablonów na podstawie tych nasion wyrównuje wyekstrahowane cząstki i uśrednia podzbiór w celu wytworzenia modeli SPA.
1. Konfiguracja przed uruchomieniem pakietu oprogramowania
<ol>
	<li>Przygotować próbki badanej struktury na szkiełku nakrywkowym lub w odpowiednich warunkach doświadczalnych.</li>
	<li>Zobrazuj próbki za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej o wysokiej rozdzielczości, takiej jak mikroskopia oświetlenia strukturalnego (SIM)11 lub wymuszone zubożenie emisji (STED)12 mikroskopia. 
	UWAGA: Dokładne szczegóły dotyczące sposobu przygotowania i obrazowania próbek zależą w dużej mierze od charakteru badanej struktury, dlatego należy zapoznać się z odpowiednią literaturą. Na przykład dokładna metoda przygotowania i obrazowania próbek wirusa krowianki, takich jak te zastosowane w niniejszym dokumencie, została opisana w sekcji dotyczącej reprezentatywnych wyników.</li>
	<li>Twórz obrazy wielu pól widzenia, pokazujące dużą liczbę oddzielnych kopii struktury lub cząstek, najlepiej tysiące. Cząstki obrazu, które są jak najlepiej oddzielone od siebie i zapewniają, że obrazy są wolne od brudu lub innych struktur fluorescencyjnych, które nie są interesujące.</li>
	<li>Otwórz wszystkie obrazy zawierające cząsteczki na Fidżi, przeciągając pliki na pasek narzędzi Fidżi lub wybierając "Plik">"Otwórz".</li>
	<li>Wybierz "Obraz">"Stos">"Narzędzia">"Konkatenuj", aby połączyć obrazy w jeden stos. Następnie, jeśli wynikowy obraz jest Hyperstack, zamień go w stos, wybierając "Obraz">"Hyperstacks"> "Hyperstack to Stack". 
	UWAGA: Końcowy stos powinien mieć interkalowane kanały. Jeśli istnieją dwa kanały, pierwszy wycinek w stosie powinien być kanałem 1 z pierwszego obrazu, drugi wycinek powinien być odpowiadającym mu kanałem 2, trzeci wycinek powinien być kanałem 1 z drugiego obrazu i tak dalej.</li>
</ol>
2. Wyodrębnij cząstki
<ol>
	<li>Wybierz obraz do segmentacji i wybierz "Wyodrębnij struktury wirusowe". Wybierz miejsce, w którym chcesz zapisać wyekstrahowane cząstki i wyświetl okno dialogowe "Wyodrębnij struktury wirusowe" (Rysunek 2).</li>
	<li>Przypisz parametry ekstrakcji ze wstępnymi oszacowaniami, wprowadzając je do okna dialogowego "Wyodrębnij struktury wirusowe" w następujący sposób. Dostosuj te parametry po wyświetleniu podglądu segmentacji obrazu.
	<ol>
		<li>Ustaw liczbę kanałów w zestawie danych jako liczbę różnych kanałów fluorescencyjnych, które zostały zobrazowane (np. 2).</li>
		<li>Ustaw kanał odniesienia, z którego pobierane są cząstki, poprzez wykrycie pików w tym kanale, wprowadzając numer wybranego kanału. Wybierz najbardziej spójny kanał; czyli kanał, w którym najwięcej cząstek ma ten sam wygląd. 
		UWAGA: Jeśli to możliwe, cząstki w tym kanale będą miały centralne maksimum.</li>
		<li>Wybierz, czy chcesz zastosować rozmycie gaussowskie przed detekcją. Ustaw rozmycie gaussowskie przed wykryciem na 0, aby nie stosować rozmycia; jeśli wartość ta zostanie zwiększona, przed wykryciem maksimów lokalnych stosowany jest filtr rozmycia gaussowskiego o podanym promieniu. Użyj tej funkcji, jeśli kanał odniesienia nie ma centralnego maksimum (np. kształt pierścienia); Rozmycie wywołuje pojawienie się jednego. 
		UWAGA: Segmentowane obszary zainteresowania (ROI) nie mają zastosowanego rozmycia gaussowskiego, ponieważ ta funkcja jest używana tylko do pozycjonowania ROI w kanale odniesienia.</li>
		<li>Ustaw promień ROI (który zostanie ustawiony wokół każdego lokalnego maksimum) w pikselach. Wybierz taką wartość, aby zwrot z inwestycji był nieco większy niż największe cząstki, tak jak na rysunku 3. Na przykład, jeśli największe cząstki wydają się mieć średnicę około 30 pikseli (oszacowaną w przybliżeniu na oko), ustaw promień ROI na 20 pikseli.</li>
		<li>Ustaw liczbę ROI do użycia na klatkę na początkową, stosunkowo niewielką wartość poniżej 100.</li>
		<li>Ustaw maksymalne nakładanie się ROI. Jeśli cząstki są dobrze oddzielone, utrzymuj je małe; jeśli cząstki są zgrupowane, zwiększ to, aby umożliwić nakładanie się ROI.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybierz "pokaż podgląd". 
	UWAGA: Gdy ta opcja jest wybrana, pojawią się wyodrębnione ROI dla kanału referencyjnego skojarzonego z bieżącą klatką.</li>
	<li>Dostosuj promień ROI, liczbę ROI i maksymalne nakładanie się ROI, aby uzyskać ROI o odpowiedniej wielkości wokół jak największej liczby cząstek, jak pokazano na rysunku 3.</li>
	<li>Wybierz "OK", aby uruchomić segmentację. Zamknij obraz i menedżera ROI. 
	UWAGA: Nie zmieniaj nazw plików zestawów cząstek. Nazwy te muszą być w formacie "Cząstki wirusa - kanał X" dla poniższych sekcji.</li>
</ol>
3. Wybierz nasiona
<ol>
	<li>Wybierz "Generuj nasiona", wybierz folder, w którym zapisywane są wyekstrahowane cząstki, a następnie wyświetl okno dialogowe i okna "Generuj nasiona" (Rysunek 4).</li>
	<li>Przypisz początkowe parametry selekcji nasion, wprowadzając je do okna dialogowego "Generuj nasiona" w następujący sposób.
	<ol>
		<li>Ustaw kanał odniesienia, który zostanie dopasowany, aby wyrównać i wyśrodkować wszystkie kanały. Wybierz kanał, w którym większość cząstek ma taki sam wygląd i który ma centralne maksimum, jeśli to możliwe.</li>
		<li>Zaznacz pola wyboru dla wszystkich kanałów, dla których ma zostać wygenerowane ziarno.</li>
		<li>Wybierz, czy nasiona mają być obracane o 90°. Użyj tej funkcji, aby wyrównanie było spójne z innymi modelami</li>
		<li>Wybierz, czy chcesz zastosować rozmycie gaussowskie przed wyrównaniem. Ustaw promień rozmycia dla każdego kanału na 0, aby nie stosować rozmycia. Zwiększ tę wartość, aby zastosować filtr rozmycia gaussowskiego o danym promieniu przed ponownym wyrównaniem. Użyj tej funkcji, jeśli cząstki nie mają centralnego maksimum; Rozmycie wywołuje pojawienie się jednego. 
		UWAGA: Rozmycie nie zostanie zastosowane do nasion, ponieważ ta funkcja ma na celu tylko uzyskanie spójnego wyrównania.</li>
		<li>Wybierz, czy chcesz używać korekcji przesunięcia, aby oddzielnie wyśrodkować początki dla kanałów niereferencyjnych, ale nie obracać ich, zaznaczając lub odznaczając pola "Korekcja przesunięcia" dla każdego kanału. 
		UWAGA: Użyj tego, jeśli kanały nie są dobrze wyrównane ze sobą; Może być również przydatny do wyrównywania innych kanałów wyłącznie zgodnie z odniesieniem, bez korekcji przesunięcia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybierz cząstki, które chcesz użyć jako nasiona. Przeszukaj sekwencję cząstek, aby znaleźć cząstkę, która przypomina strukturę, która ma być modelowana, i zapisz numer klatki.</li>
	<li>Wprowadź liczbę w polu "Ramki do użycia", a pojawi się więcej okien (Rysunek 5). Wprowadź wiele numerów ramek oddzielonych przecinkami.</li>
	<li>Wyświetlanie ramek źródłowych i wynikowych średnich nasion w wyświetlonych oknach. 
	UWAGA: Dziennik zasugeruje nasiona podobne do średniej.</li>
	<li>Dostosuj kanał odniesienia, promień rozmycia gaussowskiego i opcje korekcji przesunięcia, aby zoptymalizować proces wyboru inicjatora, tak aby pewna liczba znalezionych klatek początkowych miała podobny wygląd. Kontynuuj dodawanie nasion, aż zostaną utworzone średnie nasiona, które zadowalająco przypominają strukturę widoczną w danych, które mają być modelowane.</li>
	<li>Nazwij nasiona i miejsce, w którym zostaną zapisane, a następnie wybierz "OK", aby zapisać końcowe obrazy nasion do późniejszego wykorzystania podczas generowania modelu.</li>
</ol>
4. Generuj modele
<ol>
	<li>Wybierz opcję "Generuj modele na podstawie nasion", wybierz folder, w którym zapisywane są wyodrębnione cząstki, a następnie wyświetl okno dialogowe "Generuj modele" (Rysunek 6).</li>
	<li>Załaduj nasiona dla każdego kanału, korzystając z pól wyboru. 
	UWAGA: Nasiona zostaną zapisane w podfolderze, który został nazwany w oknie dialogowym "Generuj nasiona". Domyślna nazwa to "Analiza". Zwróć uwagę, aby wybrać średnie początkowe, a nie ramki, które są również zapisywane w celach informacyjnych.</li>
	<li>Przypisz początkowe parametry generowania modelu, wprowadzając je w oknie dialogowym "Generuj modele" w następujący sposób. Dostosuj te parametry później.
	<ol>
		<li>Umożliwia wybranie, czy do wyrównania ma być używany kanał odniesienia, który oblicza translacje i obroty tylko na podstawie kanału odniesienia i stosuje je do wszystkich kanałów. Jeśli korzystasz z tej opcji, wybierz kanał, który ma być używany jako odniesienie. 
		UWAGA: Ta opcja powinna być wybierana tylko w celu użycia jednego kanału jako odniesienia, na przykład w przypadku odnajdywania struktury opartej na odniesieniach. W przeciwnym razie spowoduje to mniej dokładne modele. Kanały powinny być dobrze wyrównane, jeśli korzystasz z tej opcji.</li>
		<li>Wybierz, czy intensywność obrazu ma być kwadratowa podczas dopasowywania szablonu. Uwydatni to drobne różnice, więc wykorzystaj to przy tworzeniu modelu, który ma szczególnie subtelne cechy.</li>
		<li>Wybierz minimalne podobieństwo względem ziarna, korzystając z suwaka "Minimalne podobieństwo względem ziarna" lub wpisując liczbę w polu. 
		UWAGA: Używane będą tylko cząstki o podobieństwie do nasion większe niż ta granica. 60-80% to zazwyczaj dobry wybór na początek.</li>
		<li>Ustaw maksymalną liczbę iteracji na 1, zoptymalizuj minimalne podobieństwo względem ziarna i zwiększ je później, zgodnie z wymaganiami.</li>
		<li>Zaznacz pola, aby wybrać elementy procesu generowania modelu, które zostaną wyświetlone. 
		UWAGA: "Pokaż nasiona" wyświetli nasiona, które zostały załadowane z polami w górnej części okna dialogowego. "Pokaż modele" wyświetli wszystkie iteracje modeli, które zostały utworzone z uśrednienia podzbioru cząstek, który spełnia minimalne podobieństwo względem nasion. Opcja "Pokaż MSE" spowoduje wyświetlenie obrazu błędu średniokwadratowego (MSE), który podkreśla obszary modelu, które są najbardziej zmienne. Opcja "Pokaż cząstki" spowoduje wyświetlenie podzbioru cząstek, które są używane do tworzenia modeli, zarejestrowanych zgodnie z najwyższą iteracją wyświetlanego modelu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybierz opcję "Pokaż podgląd", aby wygenerować podgląd modeli i wyświetlić wyniki. 
	UWAGA: Jest to najbardziej wymagający obliczeniowo etap procesu. Czas pracy zestawu kilku tysięcy cząstek o średnicy kilkudziesięciu pikseli na komputerze stacjonarnym powinien wynosić około 10 minut. Jeśli problemem jest czas obliczeń, użytkownicy powinni najpierw wypróbować algorytm na mniejszym podzbiorze danych lub użyć mniejszego promienia zwrotu z inwestycji w kroku 2.2.4, jeśli to możliwe.</li>
	<li>Przeglądaj wygenerowane modele i optymalizuj parametry, zwłaszcza minimalne podobieństwo do nasion. Zwiększaj minimalne podobieństwo do nasion, aż do momentu, gdy w modelu zostaną uwzględnione tylko prawdziwe cząstki modelowanej morfologii.</li>
	<li>Zwiększ maksymalną liczbę iteracji za pomocą suwaka "Maksymalna liczba iteracji" lub wprowadzając liczbę w polu i pozwól procesowi generowania modelu na iterację. Użyj wartości około 10, aby uzyskać maksymalną iterację.</li>
	<li>Nazwij modele i wybierz "OK", aby zapisać stosy ewolucji modelu, które zawierają wszystkie iteracje końcowego procesu generowania modelu. 
	UWAGA: Jeśli minimalne podobieństwo w stosunku do nasion jest tak wysokie, że żadne cząstki nie mają tego podobieństwa, nic nie zostanie zaktualizowane. Jeśli wtyczka wydaje się być zawieszona, rozważ możliwość, że minimalne podobieństwo jest zbyt wysokie.</li>
</ol>

<ol><li>Henriques, R., Griffiths, C., Rego, E. H., Mhlanga, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PALM+and+STORM%3A+Unlocking+live-cell+super-resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Biopolymers%22%5BJournal%5D)">PALM and STORM: Unlocking live-cell super-resolution.</a> Biopolymers. 95 (5), 322-331 (2011).</li>
<li>Gustafsson, N., Culley, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+live-cell+conventional+fluorophore+nanoscopy+with+ImageJ+through+super-resolution+radial+fluctuations%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Fast live-cell conventional fluorophore nanoscopy with ImageJ through super-resolution radial fluctuations.</a> Nat Commun. 7, 12471(2016).</li>
<li>Cheng, Y., Grigorieff, N., Penczek, P. A., Walz, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Primer+to+Single-Particle+Cryo-Electron+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A Primer to Single-Particle Cryo-Electron Microscopy.</a> Cell. 161 (3), 438-449 (2015).</li>
<li>Szymborska, A., de Marco, A., Daigle, N., Cordes, V. C., Briggs, J. A. G., Ellenberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nuclear+pore+scaffold+structure+analyzed+by+super-resolution+microscopy+and+particle+averaging%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Nuclear pore scaffold structure analyzed by super-resolution microscopy and particle averaging.</a> Science. 341 (6146), 655-658 (2013).</li>
<li>Broeken, J., Johnson, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolution+improvement+by+3D+particle+averaging+in+localization+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Appl+Fluoresc%22%5BJournal%5D)">Resolution improvement by 3D particle averaging in localization microscopy.</a> Methods Appl Fluoresc. 3 (1), 14003(2015).</li>
<li>Burns, S., Avena, J., Unruh, J., Yu, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+illumination+with+particle+averaging+reveals+novel+roles+for+yeast+centrosome+components+during+duplication%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Structured illumination with particle averaging reveals novel roles for yeast centrosome components during duplication.</a> Elife. , (2015).</li>
<li>Lelek, M., Di Nunzio, F., Henriques, R., Charneau, P., Arhel, N., Zimmer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superresolution+imaging+of+HIV+in+infected+cells+with+FlAsH-PALM%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Nat+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Superresolution imaging of HIV in infected cells with FlAsH-PALM.</a> Proc Nat Acad Sci U S A. 109 (22), 8564-8569 (2012).</li>
<li>Laine, R. F., Albecka, A., Svan de Linde,, Rees, E. J., Crump, C. M., Kaminski, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+analysis+of+herpes+simplex+virus+by+optical+super-resolution+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Structural analysis of herpes simplex virus by optical super-resolution imaging.</a> Nat Commun. 6, 5980(2015).</li>
<li>Schindelin, J., Arganda-Carreras, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Gray, R. D. M., Beerli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VirusMapper%3A+open-source+nanoscale+mapping+of+viral+architecture+through+super-resolution+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">VirusMapper: open-source nanoscale mapping of viral architecture through super-resolution microscopy.</a> Sci Rep. 6, 29132(2016).</li>
<li>Gustafsson, M. G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surpassing+the+lateral+resolution+limit+by+a+factor+of+two+using+structured+illumination+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+of+Micros%22%5BJournal%5D)">Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy.</a> J of Micros. 198 (2), 82-87 (2000).</li>
<li>Hell, S. W., Wichmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breaking+the+diffraction+resolution+limit+by+stimulated+emission%3A+stimulated-emission-depletion+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Opt+Let%22%5BJournal%5D)">Breaking the diffraction resolution limit by stimulated emission: stimulated-emission-depletion fluorescence microscopy.</a> Opt Let. 19 (11), 780(1994).</li>
<li>Chung, C. -S., Chen, C. -H., Ho, M. -Y., Huang, C. -Y., Liao, C. -L., Chang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vaccinia+virus+proteome%3A+identification+of+proteins+in+vaccinia+virus+intracellular+mature+virion+particles%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Vaccinia virus proteome: identification of proteins in vaccinia virus intracellular mature virion particles.</a> J Virol. 80 (5), 2127-2140 (2006).</li>
<li>Moss, B. Poxviridae: the viruses and their replication. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMoss%2C+B+%22Fields+virology%22">Fields virology</a>. , Ovid. (2010).</li>
<li>Condit, R. C., Moussatche, N., Traktman, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+a+nutshell%3A+structure+and+assembly+of+the+vaccinia+virion%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Virus+Res%22%5BJournal%5D)">In a nutshell: structure and assembly of the vaccinia virion.</a> Adv Virus Res. 66 (6), 31-124 (2006).</li>
<li>Schmidt, F. I., Bleck, C. K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vaccinia+virus+entry+is+followed+by+core+activation+and+proteasome-mediated+release+of+the+immunomodulatory+effector+VH1+from+lateral+bodies%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Vaccinia virus entry is followed by core activation and proteasome-mediated release of the immunomodulatory effector VH1 from lateral bodies.</a> Cell Rep. 4 (3), 464-476 (2013).</li>
<li>Nanoj-virusmapper. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://bitbucket.org/rhenriqueslab/nanoj-virusmapper">https://bitbucket.org/rhenriqueslab/nanoj-virusmapper</a> (2016).</li>
<li>Fortun, D., Guichard, P., Unser, M. <a target="_blank" href="http://ieeexplore.ieee.org/document/7389457/">Reconstruction From Multiple Poses in Fluorescence Imaging: Proof of Concept.</a> IEEE J Sel Topics Signal Process. 10 (1), 61-70 (2016).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Dzięki tej metodzie naukowcy są przygotowani do połączenia mocy mikroskopii SPA i SR w celu wygenerowania wysoce precyzyjnych, wielokanałowych modeli 2D architektury białkowej wirusów i innych kompleksów makromolekularnych. Należy jednak wziąć pod uwagę kilka ważnych kwestii.
Nasiona powinny być tak dobrane, aby reprezentowały strukturę, która jest konsekwentnie widoczna. W związku z tym surowe dane powinny być dokładnie sprawdzone przed wyborem nasion. Jest to ważne dla zapobiegania tendencyjnym modelom. Wybory mogą być weryfikowane poprzez badanie minimalnych progów podobieństwa potrzebnych do uwzględnienia określonej liczby cząstek w modelach. Oczywiste jest, że dla wyboru ziarna, im wyższy musi być ten próg dla danej liczby cząstek, tym bardziej ta struktura jest widoczna w danych.
Koncepcja dopasowywania szablonów jest szczególnie przydatna, gdy dane są niejednorodne. Należy zidentyfikować wszystkie widoczne struktury i stworzyć różne modele dla każdego przypadku. Rozdzielając heterogeniczne struktury w jednym kanale, ale jednocześnie tworząc modele w drugim kanale, mogą pojawić się wzorce, które nie byłyby od razu widoczne.
Inną kwestią, o której należy pamiętać podczas korzystania z tego algorytmu, jest to, że procedura iteracji zmaksymalizuje asymetrię stochastyczną. Na przykład podczas modelowania konstrukcji z dwoma maksymami symetrycznymi, wszystkie niewielkie asymetrie między maksimami zostaną wyrównane ze sobą podczas iteracji, a zatem ostateczny model będzie maksymalnie asymetryczny. Jeśli nie odzwierciedla to znanej symetrii w modelowanej konstrukcji, należy to wziąć pod uwagę. Obecnie jedynym sposobem na uniknięcie tej maksymalizacji jest ograniczenie liczby iteracji do 1, chociaż potencjalnym osiągnięciem byłoby włączenie przez VirusMapper osi symetrii do procesu generowania modelu. Wszelkie nowe wersje programu VirusMapper będą dostępne na wspomnianej stronie internetowej (patrz Tabela materiałów). Użytkownicy znajdą tutaj również FAQ, aby odpowiedzieć na wszelkie często zadawane pytania.
Oprogramowanie zgodnie z opisem ma zastosowanie do każdej konstrukcji, którą można zobrazować z rozdzielczością wystarczającą do wizualizacji cech, które użytkownik chce modelować. Chociaż SPA może poprawić rozdzielczość, z pewnością nie poprawi widoczności obiektów, które w innym przypadku nie są widoczne. Protokół ten nie jest zatem metodą na poprawę jakości danych. Podobnie jak w przypadku każdej techniki, staranne przygotowanie próbki i optymalizacja strategii obrazowania zapewnią najczystsze dane i najlepsze modele wynikowe.
Wybór metody obrazowania SR jest również ważny i ogólnie rzecz biorąc, będzie zależał od dostępnej próbki. VirusMapper został zatwierdzony do pracy z kartami SIM i STED10, a także może być używany z wysokiej jakości danymi z mikroskopii lokalizacyjnej, ale w tym przypadku należy zachować ostrożność, ponieważ rzadkie etykietowanie może powodować problemy podobne do tych związanych z maksymalizacją asymetrii.
Obecnie VirusMapper jest jedynym ogólnodostępnym algorytmem do analizy pojedynczych cząstek obrazów fluorescencyjnych i jedynym oprogramowaniem do uśredniania 2D SPA ogólnego przeznaczenia. W innych badaniach, w których wykorzystano te same zasady, 4,6,8 wykorzystano niestandardowe oprogramowanie wyspecjalizowane dla każdego konkretnego badania. Opublikowano algorytmy ogólnego przeznaczenia do rekonstrukcji danych 3D 5,18, chociaż nie dostarczono żadnego oprogramowania.
W przypadku użycia zgodnie z opisem w tym artykule, VirusMapper może być używany do tworzenia precyzyjnych, dokładnych i solidnych modeli makromolekularnej architektury białkowej wirusów i innych kompleksów. Dzięki tym modelom naukowcy mogą dokonywać precyzyjnych pomiarów średnich wymiarów badanych struktur, co potencjalnie pozwala im dojść do wniosków biologicznych, które w innym przypadku nie byłyby możliwe.
Co więcej, dzięki wielokanałowym możliwościom tej techniki, możliwe jest mapowanie nieograniczonej liczby białek i składników w kompleksach oraz odkrywanie nowej organizacji białek. Badanie zmian w strukturze w nanoskali w różnych biologicznie istotnych warunkach, takich jak różne etapy cyklu życiowego wirusa, może dostarczyć cennych informacji na temat biologii.

Mikroskopia super-resolution (SR) wywarła duży wpływ na biologię komórki, zapewniając możliwość obrazowania kluczowych procesów molekularnych wraz z specyficznym dla molekularnego etykietowaniem kluczowym dla ich zrozumienia. SR umożliwia teraz mikroskopii świetlnej zbliżenie się do rozdzielczości (20-150 nm), która wcześniej była osiągalna tylko za pomocą mikroskopii elektronowej (EM), zachowując jednocześnie główne zalety mikroskopii świetlnej, takie jak potencjał obrazowania żywych komórek1,2. Co więcej, zachowanie strukturalne na poziomie nanoskali pozwala na zastosowanie analizy pojedynczych cząstek (SPA) do danych SR, koncepcji szeroko stosowanej w mikroskopii elektronowej3. Korzystając ze SPA, wiele wysoce zachowanych kopii struktury może być obrazowanych i uśrednianych razem, aby poprawić rozdzielczość, precyzję lub stosunek sygnału do szumu wizualizowanego obiektu. Wykazano, że w połączeniu z SR SPA jest potężnym narzędziem do precyzyjnego mapowania składników kompleksu porów jądrowych4,5, centrosomy6 oraz wirusy, takie jak HIV7 i HSV-18.
Jednak rutynowe połączenie SR i SPA zostało zakwestionowane przez brak dostępnego oprogramowania. Z tego powodu opracowaliśmy VirusMapper, wtyczkę do popularnego oprogramowania do przetwarzania obrazów ImageJ/Fiji9. Jest to pierwszy ogólnodostępny pakiet oprogramowania do uogólnionego SPA z obrazami fluorescencyjnymi10 zaprojektowany w celu zapewnienia szybkiego, przyjaznego dla użytkownika, wielokanałowego, naiwnego uśredniania struktur obrazowanych za pomocą mikroskopii SR. Chociaż został zaprojektowany dla wirusów, może być stosowany do dowolnego kompleksu makromolekularnego, w którym różne gatunki molekularne mogą być obrazowane, identyfikowane i lokalizowane.
VirusMapper może być używany do tworzenia bardzo precyzyjnych modeli molekularnych dowolnej znanej struktury, co pozwala na obliczanie średnich wymiarów i innych parametrów. Konstrukcja algorytmu sprawia, że jest on szczególnie przydatny do rozdzielania populacji struktur, zapewniając określenie różnych orientacji lub różnych stanów morfologicznych. Dodatkowo, obrazowanie wielokanałowe może być wykorzystane do wykorzystania kanału referencyjnego w przypadkach, gdy podstawowa struktura jest dobrze znana, umożliwiając w ten sposób odkrycie struktury opartej na odniesieniach. Instrukcje dotyczące pobierania i instalowania oprogramowania znajdują się na stronie <a href="https://bitbucket.org/rhenriqueslab/nanoj-virusmapper">https://bitbucket.org/rhenriqueslab/nanoj-virusmapper</a>. Można tam również znaleźć przykładowe dane, a użytkownikom zaleca się przećwiczenie korzystania z oprogramowania na przykładowych danych przed próbą zastosowania go do własnych.
Tutaj opisane są kroki, które należy wykonać, aby użyć tej wtyczki do tworzenia modeli SPA z surowych danych. Oprogramowanie pobiera jako dane wejściowe surowe obrazy zawierające struktury z pojedynczym lub wieloma etykietami. Zwraca on, w zależności od szeregu parametrów, które są dostosowywane w miarę uruchamiania oprogramowania, modele SPA pokazujące średnie rozkłady oznaczonych komponentów w zobrazowanych strukturach.
Celem tego protokołu jest stworzenie precyzyjnych modeli SPA, dających średnie lokalizacje komponentów w obrazowanych strukturach zgodnie z potokiem przedstawionym na rysunku 1. Jak pokazano na rysunku 1, przepływ pracy oprogramowania jest podzielony na trzy etapy. Pierwszym etapem jest segmentacja dużych obrazów, w wyniku czego powstają stosy cząstek dla każdego kanału. Cząstki te są jednostkami, które zostaną uśrednione w celu stworzenia modeli i wytworzenia nasion do generowania modeli. Drugim etapem jest wygenerowanie obrazów nasion, które służą do rejestracji całego zestawu cząstek w końcowym etapie. Odbywa się to poprzez wybór kanału referencyjnego i ręczne wybieranie cząstek w tym kanale, które przyczynią się do powstania nasion. Nasiona są wybierane w tym kanale referencyjnym, ale mogą być generowane dla wszystkich kanałów. Cząstki są początkowo wyrównywane poprzez dopasowanie gaussa 2D do tego kanału. Wszystkie cząstki, które zostały wybrane i ponownie wyrównane, są następnie uśredniane w celu wytworzenia nasiona. Dla każdej wspólnej struktury widocznej w danych, które mają być modelowane, cząstki powinny być wybrane jako nasiona, które jasno i dokładnie reprezentują tę strukturę. Interfejs na tym etapie jest również przydatny do skanowania danych w poszukiwaniu takich struktur.
Ostatnim etapem jest generowanie modeli za pomocą dopasowywania szablonów. Osiąga się to poprzez rejestrację pierwotnie wyekstrahowanych cząstek do obrazów nasion wygenerowanych w poprzedniej sekcji za pomocą korelacji krzyżowej. Podzbiór zarejestrowanych cząstek jest uśredniany razem, a proces jest dalej iterowany w celu zmniejszenia błędu średniokwadratowego modelu, jeśli jest to pożądane. Ten podzbiór jest określany przez ustawienie minimalnego podobieństwa względem ziarna, które musi być spełnione. Podczas tworzenia modeli jednocześnie w wielu kanałach używane jest łączne podobieństwo lub średnia podobieństw dla każdego kanału. Powstałe modele i zarejestrowane cząstki, które się do nich przyczyniły, mogą być następnie dalej analizowane.

<table><tbody><tr><td>Fidżi</td><td></td><td></td><td>Oprogramowanie do analizy obrazów o otwartym kodzie źródłowym</td></tr><tr><td>NanoJ-VirusMapper</td><td>opracowane przez laboratorium</td><td></td> Henriques <td>Wtyczka Open source-Fiji (https://bitbucket.org/rhenriqueslab/nanoj-virusmapper)</td></tr><tr><td>Nośnik montażowy VectaShield</td><td>Vector Labs</td><td>H-100</td><td></td></tr><tr><td>Elyra PS1</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ZEN</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Oprogramowanie do przetwarzania obrazu dla karty SIM</td></tr><tr><td>Wysokowydajne szkiełko nakrywkowe</td><td>Zeiss</td><td>&nbsp; 474030-9000-000</td><td></td></tr><tr><td>Koraliki TetraSpeck</td><td>ThermoFisher</td><td>T7279</td><td></td></tr></tbody></table>

analiza pojedynczych cząstek typu open source do mikroskopii superrozdzielczej za pomocą virusmapper

Open-source Single-particle Analysis for Super-resolution Microscopy with VirusMapper

Mikroskopia fluorescencyjna o wysokiej rozdzielczości obecnie rewolucjonizuje badania nad biologią komórki. Jego zdolność do przekraczania limitu rozdzielczości wynoszącego około 300 nm pozwala na rutynowe obrazowanie kompleksów i procesów biologicznych w nanoskali. Ten wzrost rozdzielczości oznacza również, że metody popularne w mikroskopii elektronowej, takie jak analiza pojedynczych cząstek, mogą być łatwo stosowane w mikroskopii fluorescencyjnej o wysokiej rozdzielczości. Łącząc to podejście analityczne z obrazowaniem optycznym o wysokiej rozdzielczości, możliwe staje się wykorzystanie specyficznej dla cząsteczki zdolności mikroskopii fluorescencyjnej do generowania map strukturalnych elementów molekularnych w strukturze metastabilnej. W tym celu opracowaliśmy nowatorski algorytm — VirusMapper — w pakiecie jako łatwa w użyciu, wysokowydajna i przepustowa wtyczka ImageJ. W tym artykule przedstawiono szczegółowy przewodnik po tym oprogramowaniu, prezentując jego zdolność do odkrywania nowych cech strukturalnych w biologicznych kompleksach molekularnych. W tym miejscu przedstawiamy, jak zebrać kompatybilne dane i przedstawiamy protokół krok po kroku, jak używać tego algorytmu do stosowania analizy pojedynczych cząstek do obrazów o wysokiej rozdzielczości.

W niniejszej pracy prezentujemy działanie oprogramowania na modelu poxwirusa — wirusa ospy krowiej (vaccinia virus). Wirus vaccinia, będący jednym z najbardziej złożonych wirusów ssaków, zawiera około 80 różnych białek w cząsteczce o kształcie cegły o wymiarach 350 x 270 x 250 nm313,14. W badaniu za pomocą mikroskopii elektronowej można wyróżnić trzy podstruktury: rdzeń centralny, który zawiera genom dsDNA; dwie struktury białkowe, zwane ciałkami bocznymi, które flankują rdzeń; oraz pojedynczą proteolipową otoczkę dwuwarstwową15. Duży rozmiar, złożona struktura oraz podatność na znakowanie rekombinowanymi białkami fluorescencyjnymi sprawiają, że wirus vaccinia jest doskonałym systemem do zademonstrowania przepływu pracy w programie VirusMapper.
Przy użyciu opisanego tutaj oprogramowania można modelować rozmieszczenie różnych białek w wirionie vaccinia. Białko zostało znakowane i obrazowane, opcjonalnie w połączeniu z innym białkiem o znanej lokalizacji służącym jako referencja, a następnie wykorzystano oprogramowanie zgodnie z opisem, aby stworzyć uśrednione modele lokalizacji tego białka w cząsteczce. W tym przykładzie zamodelowano dwa białka: białko rdzenia wewnętrznego L4 oraz główny składnik ciała bocznego F17.
Użyto rekombinowanego wirusa ospy krowiej, w którym białko F17 zostało oznakowane GFP, a L4 oznakowane mCherry16. Oczyszczony wirus rozcieńczono w 1 mM Tris, pH 9, a następnie związano z wypłukanymi pokrywkami szkiełków wysokiej jakości poprzez inkubację przez 30 min w temperaturze pokojowej. Próbki utrwalono, stosując 4% formaldehyd w PBS przez 20 min. Pokrywki natychmiast zamontowano na szkiełkach w medium montażowym zapobiegającym blaknięciu. Obrazowanie przeprowadzono metodą SIM przy użyciu komercyjnego mikroskopu SIM. Wybrano pole widzenia zawierające setki wirusów, a obrazy pozyskano przy użyciu 5 przesunięć fazowych i 3 rotacji siatki z laserami 561 nm (okres siatki 32 µm) oraz 488 nm (okres siatki 32 µm). Obrazy zarejestrowano za pomocą kamery sCMOS i przetworzono przy użyciu oprogramowania mikroskopu. Kanały wyrównano na podstawie szkiełka z wielokolorowymi kuleczkami obrazowanym przy tych samych ustawieniach akwizycji. Po rekonstrukcji SIM i wyrównaniu kanałów obrazy otwarto w programie Fiji i połączono w jeden stos obrazów.
Cząstki wirusa wyekstrahowano z obrazów, wykorzystując kanał L4 jako referencyjny i nie stosując rozmycia gaussowskiego, ponieważ cząstki te posiadają maksimum centralne. W tym eksperymencie wyekstrahowano około 15 000 cząstek.
Ze względu na geometrię wirusa ospy krowiej (vaccinia), ciała boczne mają wyraźnie różny wygląd w zależności od orientacji wirusa. Zwizualizowano dwie orientacje, w których można było rozróżnić odpowiednio jedno lub dwa ciała boczne. Orientacje te określono mianem czołowej oraz strzałkowej.
Osobne ziarna dla orientacji czołowej i strzałkowej wybrano, przeszukując listę cząsteczek na etapie „Generate Seeds” (Ryciny 4 i 5); wybrano cząsteczki, które jednoznacznie znajdowały się w jednej lub drugiej orientacji. Jako kanał referencyjny do wzajemnego wyrównania ziaren wykorzystano kanał L4. Ponownie nie było konieczności stosowania rozmycia Gaussa. Wybrano po 5 cząsteczek dla każdej orientacji, a następnie obliczono ich średnią w celu utworzenia ziaren.
Modele dla każdej orientacji zostały wygenerowane na podstawie tych ziarn. Nie wykorzystano ani kanału referencyjnego, ani wartości intensywności do kwadratu. Maksymalną liczbę iteracji ustawiono początkowo na 1, a minimalne podobieństwo określono tak, aby w każdym przypadku uwzględnić około 1 000 cząstek, co zapewniło spójny wygląd dla każdej orientacji. Następnie zwiększono maksymalną liczbę iteracji, aby umożliwić zbieżność modelu. W ten sposób wygenerowano modele dla dwóch orientacji w dwóch kanałach (Rysunek 7).
<img alt="Rysunek 1" src="/files/ftp_upload/55471/55471fig1.jpg" /> 
Rysunek 1: Schemat działania VirusMapper. Wtyczka jest zorganizowana w trzech głównych etapach. Cząsteczki wirusów są wyodrębniane z dużych obrazów, obrazy szablonowe lub „ziarna” (seeds) są wybierane półautomatycznie z danych, a końcowe modele SPA są generowane z danych w odniesieniu do wybranych ziaren. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55471/55471fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Rysunek 2" src="/files/ftp_upload/55471/55471fig2.jpg" /> 
Rysunek 2: Okno dialogowe „Extract Viral Structures”. Po wybraniu opcji „Extract Viral Structures” pojawi się to okno. Parametry należy wypełnić wartościami szacunkowymi w celu uzyskania optymalnej segmentacji. Następnie można wybrać opcję „Show preview”, co pozwoli na podgląd obszarów ROI i precyzyjne dostrojenie parametrów. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55471/55471fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Rycina 3" src="/files/ftp_upload/55471/55471fig3.jpg" /> 
Rycina 3: Ustawianie parametrów ekstrakcji. Po podglądzie ROI, które zostaną wyekstrahowane, dostosowuje się promień ROI, liczbę ROI oraz maksymalne nakładanie się ROI, aby osiągnąć stan przedstawiony na ilustracji. ROI są nieco większe od cząstek, wszystkie cząstki znajdują się w obrębie ROI, a ROI mogą na siebie nachodzić w stopniu umożliwiającym oddzielenie skupionych cząstek. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55471/55471fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Rycina 4" src="/files/ftp_upload/55471/55471fig4.jpg" /> 
Rycina 4: Generowanie ziarn dopasowania szablonu. Okno dialogowe „Generate Seeds” (1) określa parametry do przypisania. Sekwencja cząstek referencyjnych (2) pozwala użytkownikowi na przeglądanie cząstek w kanale referencyjnym. Gdy cząstka jest wyświetlana w sekwencji cząstek referencyjnych, ponownie wyrównane cząstki dla wszystkich kanałów można zobaczyć w podglądach ponownie wyrównanych cząstek (3). <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55471/55471fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Rycina 5" src="/files/ftp_upload/55471/55471fig5.jpg" /> 
Rycina 5: Dodawanie obrazów wzorcowych (seed images). W miarę dodawania obrazów wzorcowych do pola „Frames to use”, wyświetlana jest średnia wszystkich obrazów wzorcowych (4) oraz zaangażowane klatki (5). Cząstki podobne do aktualnej średniej obrazów wzorcowych są sugerowane w oknie dialogowym (6). <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55471/55471fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Rycina 6" src="/files/ftp_upload/55471/55471fig6.jpg" /> 
Rycina 6: Okno dialogowe „Generate Models”. Po wybraniu opcji „Generate Models Based on Seeds” pojawi się to okno. Należy wprowadzić parametry będące wstępnymi szacunkami dla optymalnego generowania modelu oraz wybrać elementy procedury generowania modelu, które mają być wyświetlane podczas obliczeń. Następnie można wybrać opcję „Show preview”, co pozwoli na uruchomienie procesu generowania modelu i doprecyzowanie parametrów. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55471/55471fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Rycina 7" src="/files/ftp_upload/55471/55471fig7.jpg" /> 
Rycina 7: Modele wygenerowane za pomocą VirusMapper. Wiriony Vaccinia z białkiem rdzeniowym L4 znakowanym mCherry oraz białkiem ciała bocznego F17 znakowanym EGFP obrazowano przy użyciu SIM. Następnie, zgodnie z protokołem, wygenerowano modele za pomocą oprogramowania. Dwie orientacje, frontalna i strzałkowa, są rozróżnialne po wyglądzie ciał bocznych. Pasek skali = 100 nm. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55471/55471fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Ten manuskrypt wykorzystuje oparty na Fidżi pakiet oprogramowania open-source VirusMapper do zastosowania analizy pojedynczej cząstki do obrazów mikroskopowych o wysokiej rozdzielczości w celu wygenerowania precyzyjnych modeli struktury w nanoskali.

Analiza pojedynczych cząstek typu open source do mikroskopii superrozdzielczej za pomocą VirusMapper

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wytworzenie wysokoprecyzyjnych modeli molekularnych wirusów lub kompleksów makromolekularnych poprzez zastosowanie analizy pojedynczych cząstek do obrazów o superrozdzielczości struktur z komponentami znakowanymi fluorescencyjnie. Metoda ta pozwala odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie wirusologii, w tym dotyczące architektury białek złożonych wirusów oraz tego, jak zmienia się ona w przebiegu infekcji. Główną zaletą tej techniki jest możliwość wygenerowania wysokoprecyzyjnej mapy komponentów struktury poprzez gromadzenie wielu obrazów tej samej próbki.Choć metoda ta pozwala uzyskać wgląd w strukturę wirusów, można ją zastosować również do innych układów, takich jak inne patogeny i kompleksy makromolekularne w komórkach ssaków. W pierwszej kolejności należy obrazować próbkę za pomocą superrozdzielczej mikroskopii fluorescencyjnej. Należy pozyskać obrazy z kilku pól widzenia zawierających od setek do tysięcy dobrze odseparowanych cząstek, pozbawionych niepożądanych struktur fluorescencyjnych.Po uzyskaniu i przetworzeniu obrazów, zaimportuj i połącz je w stos z przeplatającymi się kanałami. W razie potrzeby przekonwertuj połączony obraz z hyper-stack na zwykły stos. Następnie w podmenu VirusMapper wybierz opcję „Extract Viral Structures” i ustaw ścieżkę pliku dla wyekstrahowanych cząsteczek.Wprowadź liczbę obrazowanych kanałów fluorescencji. Ustaw kanał referencyjny na taki kanał fluorescencji, w którym cząstki mają najbardziej spójny wygląd. Jeśli cząstki te nie posiadają centralnego maksimum, zastosuj rozmycie Gaussa przed detekcją, aby wywołać efekt jego obecności.Następnie oszacuj średnicę największych cząstek w pikselach. Ustaw promień ROI na wartość nieco większą niż połowa tej wartości. Oszacuj liczbę ROI potrzebnych na jedną klatkę.Na początku użyj nie więcej niż stu ROI. Ustaw maksymalne nakładanie się ROI w zależności od separacji cząstek. Przejrzyj podgląd ROI dla tej klatki.Dostosuj promień, liczbę ROI oraz maksymalne nakładanie się, tak aby każda cząstka w klatce była zamknięta w pojedynczym ROI. Upewnij się, że ROI są o co najmniej kilka pikseli szersze od największych cząstek. Następnie kliknij OK, aby uruchomić segmentację.Po ekstrakcji zamknij obraz próbki w menedżerze ROI. Nie zmieniaj nazw wyekstrahowanych zestawów cząstek. Wybierz „Generate Seeds” i otwórz folder zawierający dane o wyekstrahowanych cząstkach.Ustaw kanał referencyjny i wybierz wszystkie kanały, dla których należy wygenerować ziarno. Jeśli jest to konieczne dla zgodności z poprzednimi modelami, obróć ziarna o dziewięćdziesiąt stopni. W przypadku kanałów, w których cząstki nie posiadają maksimum centralnego, zwiększ wartość rozmycia gaussowskiego przed wyrównaniem, tak jak wcześniej.Jeśli kanały nie są ściśle wyrównane, należy włączyć korekcję przesunięcia dla kanałów niebędących referencyjnymi. W sekwencji cząsteczek należy wyszukać strukturę pojawiającą się w sposób powtarzalny. Należy zidentyfikować reprezentatywną cząsteczkę i wprowadzić odpowiadający jej numer klatki w polu „Frames to use”.Przejrzyj uzyskane ziarna. Wybór ziaren jest krytycznym etapem tej procedury. Dokładnie przeanalizuj surowe dane, aby zidentyfikować jedną lub więcej struktur do modelowania.Jakość modelu w dużym stopniu zależy od wyboru nasion, które precyzyjnie odzwierciedlają te struktury. W razie potrzeby dostosuj kanał referencyjny, promień rozmycia Gaussa oraz korekcję przesunięcia, aby zoptymalizować identyfikację dodatkowych klatek z podobnymi nasionami. Kontynuuj dodawanie klatek i dostosowywanie parametrów generowania do momentu, aż średnia struktura najlepiej będzie reprezentować strukturę zaobserwowaną w danych.Wprowadź nazwę folderu i prefiks pliku dla ziarn (seeds). Kliknij OK, aby zapisać obrazy ziaren do późniejszego modelowania. Wybierz Generate Models Based On Seeds i otwórz folder z wyekstrahowanymi cząstkami.Wczytaj średnie wartości ziarna (seed averages) dla każdego kanału. W przypadku odkrywania struktury w oparciu o referencję, wybierz kanał referencyjny do wyrównania. Znana struktura cząsteczki w jednym kanale może służyć jako referencja do wyrównania drugiego, nieznanego kanału.Pozwala to na bezstronne mapowanie nieznanej struktury. Należy pamiętać, że przesunięcie chromatyczne między kanałami musi zostać wcześniej skorygowane. Jeśli analiza ma na celu wykrycie niewielkich różnic lub subtelnych cech w modelu, podczas dopasowywania szablonu należy wybrać opcję Square image intensity.Ustaw minimalne podobieństwo w zakresie od sześćdziesięciu do osiemdziesięciu procent oraz liczbę iteracji na jeden. Wybierz modele i cząsteczki, które mają być wyświetlane podczas obliczeń, a następnie wygeneruj modele podglądu. Przejrzyj modele podglądu.Zwiększ minimalną wartość podobieństwa, aby uwzględnić tylko cząstki o pożądanej morfologii. W razie potrzeby zoptymalizuj inne parametry obliczeniowe modelu i, jeśli chcesz, wybierz w procesie generowania modelu dodatkowe elementy do wyświetlenia. Po uzyskaniu satysfakcjonujących modeli podglądu zwiększ liczbę iteracji do dziesięciu.Ustaw nazwę folderu oraz prefiks pliku. Kliknij OK, aby zapisać stosy ewolucji modelu zawierające wszystkie iteracje końcowego modelu. Rekombinowany wirus Vaccinia z dwiema białkami znakowanymi zielonym i czerwonym białkiem fluorescencyjnym został zobrazowany za pomocą mikroskopii z iluminacją strukturalną i zamodelowany przy użyciu wtyczki VirusMapper.Ziarna generowano osobno dla orientacji frontalnej i strzałkowej, a wyniki z pięciu reprezentatywnych cząsteczek poddano uśrednieniu dla każdej z nich. W zależności od orientacji wirusa można rozróżnić jedno lub dwa ciała boczne. W związku z tym możliwe jest wygenerowanie oddzielnych modeli dla obu orientacji.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, że jakość modeli w dużej mierze zależy od jakości pozyskanych danych surowych. Chociaż analiza pojedynczych cząsteczek może zwiększyć precyzję, nie jest ona w stanie zrekompensować niskiej jakości obrazów. Po przeprowadzeniu tej procedury możliwe jest dalsze ilościowe określenie parametrów lub dopasowanie modelu do uzyskanych struktur.Może to pomóc w odpowiedzi na dodatkowe pytania, dotyczące na przykład zmian w skali nano w architekturze wirusa podczas infekcji. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak używać oprogramowania do analizy pojedynczych cząstek VirusMapper w celu generowania modeli architektury molekularnej z obrazów o superrozdzielczości.

open-source-single-particle-analysis-for-super-resolution-microscopy

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Genomika pojedynczych wirusów (SVG) to metoda izolacji i amplifikacji genomów pojedynczych wirionów. Zawiesiny wirusowe mieszaniny różnych szczepów są sortowane za pomocą cytometrii przepływowej na preparat mikroskopowy z osobnymi studzienkami zawierającymi agarozę, co pozwala na przechwycenie wirionu i ograniczenie fragmentacji genomu podczas dalszej obróbki. Amplifikacja całego genomu jest przeprowadzana za pomocą wielokrotnej amplifikacji z wypieraniem (MDA), w wyniku czego otrzymuje się...

Izolacja i analiza genomu pojedynczych wirionów z wykorzystaniem metody „Single Virus Genomics”

Opisujemy metodę obrazowania w super-rozdzielczości, aby zbadać strukturalną organizację bakteryjnego pierścienia FtsZ, niezbędnego aparatu do podziału komórek.  Metoda ta opiera się na analizach ilościowych obrazów z mikroskopii lokalizacji aktywowanej fotoaktywowaną (PALM) i może być stosowana do innych bakteryjnych białek cytoszkieletu.

Obrazowanie w superrozdzielczości maszynerii podziału bakteryjnego

Dołączanie wirionów do powierzchni jest wymogiem do obrazowania pojedynczego wirionu za pomocą obrazowania fluorescencyjnego w superrozdzielczości lub mikroskopii sił atomowych (AFM). W tym miejscu demonstrujemy metodę przygotowania próbki do kontrolowanej adhezji wirionów do powierzchni szklanych, odpowiednią do stosowania w obrazowaniu AFM i fluorescencji o wysokiej rozdzielczości.

Przygotowanie próbki do mikroskopii sił atomowych pojedynczego wirionu i obrazowania fluorescencyjnego w superrozdzielczości

Przedstawiamy protokół zastosowania interferometrycznej mikroskopii lokalizacji fotoaktywowanej (iPALM), 3-wymiarowej metody mikroskopii lokalizacji pojedynczych cząsteczek w super rozdzielczości, do obrazowania cytoszkieletu aktynowego w przylegających komórkach ssaków. Takie podejście umożliwia opartą na świetle wizualizację cech strukturalnych w nanoskali, które w przeciwnym razie pozostałyby nierozwiązane przez konwencjonalną mikroskopię optyczną z ograniczoną dyfrakcją.

Trójwymiarowa mikroskopia superrozdzielcza włókien F-aktyny za pomocą interferometrycznej mikroskopii lokalizacji aktywowanej światłem (iPALM)

Konwencjonalne koniugaty BODIPY mogą być używane do mikroskopii lokalizacji pojedynczych cząsteczek żywych komórek (SMLM) poprzez wykorzystanie ich przejściowo tworzących, przesuniętych ku czerwieni dimerów stanu podstawowego. Przedstawiamy zoptymalizowany protokół SMLM do śledzenia i rozpoznawania subkomórkowych obojętnych lipidów i kwasów tłuszczowych w żywych komórkach ssaków i drożdży w nanoskopowej skali długości.

Konwencjonalne koniugaty BODIPY do mikroskopii superrozdzielczej żywych komórek i śledzenia pojedynczych cząsteczek

Ten protokół pokazuje, jak wykorzystać mikroskopię superrozdzielczą do badania kolokalizacji białek w pierwotnych kulturach neuronalnych.

Obrazowanie superrozdzielcze w celu zbadania kolokalizacji białek i markerów synaptycznych w neuronach pierwotnych

Ten artykuł opisuje, jak efektywnie wykorzystać trzy platformy przetwarzania cryo-EM, tj. cryoSPARC v3, RELION-3 i Scipion 3, aby stworzyć pojedynczy i solidny przepływ pracy mający zastosowanie do różnych zestawów danych o pojedynczych cząstkach do określania struktury w wysokiej rozdzielczości.

Solidny przebieg przetwarzania w mikroskopii krioelektronowej jednocząsteczkowej (cryo-EM) z cryoSPARC, RELION, i Scipion

Tutaj opisane są protokoły przygotowania zestawów wirusów odpowiednich do analizy ciekłego EM i krio-EM w nanoskali przy użyciu transmisyjnej mikroskopii elektronowej.

Postęp w obrazowaniu w wysokiej rozdzielczości zespołów wirusów w cieczach i lodzie

Ten protokół wideo ilustruje, jak wykonać skaningową tomografię elektronową mikroskopii transmisyjnej na próbkach wirusologicznych. Dla optymalnych rezultatów próbki przygotowuje się przez zamrażanie pod wysokim ciśnieniem i późniejszą podstawienie zamrożenia.

Skaningowa transmisyjna tomografia elektronowa w wirusologii: obrazowanie 3D próbek zamrożonych i zamrożonych pod wysokim ciśnieniem

W artykule przedstawiono protokół przetwarzania danych wirusów grypy obrazowanych za pomocą tomografii krioelektronowej oraz późniejszego uśredniania glikoproteiny hemaglutyniny subtomogramem. Protokół ten obejmuje proces krok po kroku, od wstępnego przetwarzania obrazu po ostateczne udoskonalanie modelu.

Określanie struktury hemaglutininy w rozdzielczości subnanometrowej na podstawie tomografii krioelektronowej wirusów grypy

Protokół ten określa procedurę wykonywania głębokiej, całkomórkowej mikroskopii lokalizacyjnej pojedyncząsteczkowej (SMLM) za pomocą obrotowego mikroskopu konfokalnego z optycznym przesunięciem fotonów, co umożliwia obrazowanie DNA-PAINT bez potrzeby stosowania niestandardowej optyki czy złożonego oświetlenia.

Obrazowanie całokomórkowe superrozdzielczości za pomocą DNA-PAINT na obracającym się dysku konfokalnym z optycznym przekształceniem fotonów

Odkryj analizę pojedynczych cząstek z użyciem oprogramowania VirusMapper do mikroskopii superrozdzielczej. Ta metoda pozwala generować precyzyjne modele molekularne wirusów i badać zmiany ich architektury białkowej podczas infekcji.

Analiza pojedynczych cząstek typu open source do mikroskopii superrozdzielczej za pomocą VirusMapper

Przeglądaj więcej filmów