Name: Trójwymiarowy model macierzy zewnątrzkomórkowej kości dla kostniakomięsaka (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 7 s
Description: Poznaj metodę przygotowania trójwymiarowego modelu macierzy zewnątrzkomórkowej kości do badań nad kostniakomięsakiem. Technika umożliwia hodowlę komórek nowotworowych o zróżnicowanej morfologii odzwierciedlającej cechy kliniczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy cenią sobie wsparcie Liuying Chen za jej pomoc administracyjną i Long Zhao za doskonałą pomoc techniczną podczas budowy rusztowań kostnej macierzy zewnątrzkomórkowej. Badanie to jest wspierane przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (31871413).

Opieka nad zwierzętami i ich użytkowanie są prowadzone zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (publikacja NIH nr 80-23, poprawiona w 1996 roku) po zatwierdzeniu przez Komitet Etyki Zwierząt Uniwersytetu Sun Yat-sen.
1. Przygotowanie kości
<ol>
	<li>Uzyskaj od 4 do 6 tygodniowych myszy BALB/c (bez wymagań dotyczących płci). Poddaj mysz eutanazji aseptycznie przez zwichnięcie szyjki macicy i odetnij świeżą kość strzałkową, piszczelową i kość udową od tylnej kończyny sterylnymi nożyczkami chirurgicznymi. Oderwij tkankę nabłonkową, a następnie usuń jak najwięcej tkanki miękkiej za pomocą nożyczek i pęsety.</li>
	<li>Opłucz kości nóg sterylnym 10 mM soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) dwukrotnie, aby usunąć krew z naczynia o średnicy 6 cm. Zanurz kości w 75% etanolu na 3 minuty, a następnie dwukrotnie spłucz PBS. Czyste kości można przechowywać w sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 50 ml ze sterylnym PBS w temperaturze -80 °C przez miesiące, aż będą potrzebne. 
	UWAGA: PBS używany we wszystkich poniższych krokach ma 10 mM PO43−.</li>
</ol>
2. Demineralizacja kości i decelularyzacja
<ol>
	<li>Zamrożone kości należy rozmrozić w temperaturze pokojowej, a następnie ponownie zamrozić w temperaturze -80 °C przez 1 godzinę. Kości należy poddać więcej niż 2–3 cyklom zamrażania i rozmrażania w celu lizy komórek i rozpadu tkanek.</li>
	<li>Inkubować kości w sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 50 ml z 0,5 N HCl przez noc w temperaturze pokojowej na platformie bujanej lub wytrząsarce orbitalnej z delikatnym kołysaniem/potrząsaniem, aby zapewnić całkowite i równomierne pokrycie kości. 
	UWAGA: Upewnij się, że kości są całkowicie zanurzone podczas ruchu w kwasie i nie osiadają podczas procesu. Objętość roztworu HCl powinna być ponad dziesięciokrotnie większa niż objętości kości.</li>
	<li>Po odwapnieniu całkowicie zdekantować roztwór HCl i płukać pod bieżącą wodą przez 1 godzinę. Następnie umyj kości dwukrotnie przez 15 minut na każde mycie wodą destylowaną na platformie bujanej lub wytrząsarce orbitalnej. 
	UWAGA: Upewnij się, że całkowicie usunąłeś roztwór lub wodę między praniami i po ostatnim umyciu wodą destylowaną.</li>
	<li>Ekstrahuj lipidy w zdemineralizowanych kościach za pomocą mieszaniny metanolu i chloroformu w proporcji 1:1 w probówce wirówkowej o pojemności 50 ml owiniętej folią aluminiową przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej10.</li>
	<li>Następnie przenieś kości do innej probówki z metanolem owiniętej folią aluminiową na 30 minut. Całkowicie usuń metanol i płucz wodą destylowaną dwukrotnie przez 15 minut, delikatnie wstrząsając. Zdekantuj wodę do mycia końcowego i wykonaj następujące czynności w sterylnych warunkach. 
	UWAGA: Podczas etapu ekstrakcji należy unikać światła, aby zapobiec rozkładowi chloroformu. Mieszaninę można przechowywać w odpornym na światło pojemniku lub probówce wirówkowej owiniętej folią aluminiową. Wszystkie czynności związane z obróbką i myciem należy wykonywać przy umiarkowanym ruchu obrotowym lub kołysaniu.</li>
	<li>Opłucz kości w 6 cm naczyniu sterylnym PBS przez 3 minuty, a następnie przenieś kości do nowej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml. Dodać 40 ml sterylnej 0,05% trypsyny-EDTA (TE) do probówki i inkubować kości przez 23 godziny w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C18.</li>
	<li>Roztwór TE należy wyrzucić i dwukrotnie przepłukać sterylnym PBS uzupełnionym 90 μg/ml ampicyliny i 90 μg/ml kanamycyny. Po całkowitym zdekantowaniu PBS z mycia końcowego uzupełnij go 40 ml sterylnego PBS. Dokładnie prać przez 24 godziny w temperaturze pokojowej, delikatnie kołysząc lub potrząsając w celu nasączenia antybiotykiem. 
	UWAGA: Wszystkie sterylne PBS użyte w tym i następnych krokach zawierają 90 μg/ml ampicyliny i 90 μg/ml kanamycyny. Mycie przez noc w ruchu rotacyjnym lub kołyszącym wykonuje się przez długi czas, dokładnie zanurzając w antybiotykach, aby uzyskać skuteczną sterylizację przestrzeni porowych.</li>
	<li>Wyjąć PBS i przenieść kości do świeżej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml wypełnionej sterylnym PBS. Przygotowane kości zdemineralizowane i pozbawione komórek nazywane są macierzą zewnątrzkomórkową kości (BEM) i mogą być przechowywane w temperaturze 4 °C przez 2 miesiące, aż będą potrzebne.</li>
</ol>
3. Sadzenie komórek i hodowla
<ol>
	<li>Wyjąć BEM z lodówki o temperaturze 4 °C i zanurzyć go w 75% etanolu na 30 s, a następnie dwukrotnie spłukać PBS. Przenieść BEM na czystą 6-dołkową płytkę do hodowli komórkowej. Dodać 2 ml kompletnej pożywki hodowlanej (zmodyfikowana pożywka Eagle's Eagle's Plant/F12 (DF12) firmy Dulbecco zawierająca 5% płodowej surowicy bydlęcej, 90 μg/ml ampicyliny i 90 μg/ml kanamycyny). Inkubować BEM przez noc w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Uzyskać ludzkie linie komórkowe OS (MNNG / HOS i MG-63). Zawiesić około 1,0 x 105 komórek OS ze 100 μl PBS zawierającego czerwień fenolową jako wskaźnik. 
	UWAGA: Aby lepiej śledzić i obserwować komórki wielowarstwowe w trójwymiarowym modelu BEM, MNNG / HOS i MG-63 są zakażone wektorem lentiwirusowym wykazującym ekspresję fluorescencyjnego mCherry i białka zielonej fluorescencji (GFP).</li>
	<li>Po całkowitym nasączeniu BEM w pożywce, wstrzyknąć komórki OS do BEM z bliższej lub dalszej nasady, gdy igła dotrze do jamy szpikowej BEM. Inkubować model OS-BEM przez co najmniej 2 godziny w wilgotnej atmosferze 5% CO2 w temperaturze 37 °C, aby upewnić się, że wstrzykiwane komórki ściśle przylegają do BEM. 
	UWAGA: Podgrzej wstępnie wszystkie podłoża używane do hodowli komórkowych. Inkubator używany do hodowli komórkowych ma nawilżoną atmosferę o stężeniu 5%CO2 w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Dodać 1 ml kompletnej pożywki hodowlanej do płytki, aby całkowicie pokryć powierzchnię kultury BEM przez noc w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Delikatnie przenieś model OS-BEM do nowego dołka na 6-dołkowej płytce za pomocą sterylnej pęsety i ponownie nałóż 1 ml świeżej pożywki hodowlanej. Hodować model przez 14 dni w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C i odświeżyć pożywkę hodowlaną zgodnie z sytuacją proliferacji komórek OS.</li>
	<li>Monitoruj kolor pożywki i stan komórek pod odwróconym mikroskopem fluorescencyjnym podczas procesu hodowli. Gdy komórki OS rozprężą się na płytkę, delikatnie przenieś model OS-BEM do innego nowego dołka za pomocą sterylnej pęsety. 
	UWAGA: Pożywka hodowlana jest jaskrawoczerwona przy pH 7,4, co jest optymalną wartością pH dla większości hodowli komórkowych ssaków. Jeśli podłoże zmieni kolor na pomarańczowy lub nawet żółty, natychmiast odśwież pożywkę, aby utrzymać zdrowe środowisko dla komórek systemu operacyjnego.</li>
	<li>Przenieś model OS-BEM do nowej studzienki za pomocą pęsety i delikatnie spłucz PBS, aby usunąć pożywkę hodowlaną. Następnie przenieść do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml i utrwalić 10% buforowaną formaliną w celu identyfikacji histologicznej.</li>
</ol>

<ol><li>Longhi, A., Errani, C., De Paolis, M., Mercuri, M., Bacci, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+bone+osteosarcoma+in+the+pediatric+age%3A+State+of+the+art%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Treatment+Reviews%22%5BJournal%5D)">Primary bone osteosarcoma in the pediatric age: State of the art.</a> Cancer Treatment Reviews. 32, 423-436 (2006).</li>
<li>Mohseny, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteosarcoma+originates+from+mesenchymal+stem+cells+in+consequence+of+aneuploidization+and+genomic+loss+of+Cdkn2%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Osteosarcoma originates from mesenchymal stem cells in consequence of aneuploidization and genomic loss of Cdkn2.</a> Journal of Pathology. 219, 294-305 (2009).</li>
<li>Mutsaers, A. J., Walkley, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cells+of+origin+in+osteosarcoma%3A+mesenchymal+stem+cells+or+osteoblast+committed+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Cells of origin in osteosarcoma: mesenchymal stem cells or osteoblast committed cells.</a> Bone. 62, 56-63 (2014).</li>
<li>Sato, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+tumors+can+derive+from+Ng2%2FCspg4-Expressing+pericytes+with+%CE%B2-Catenin+modulating+the+neoplastic+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal tumors can derive from Ng2/Cspg4-Expressing pericytes with β-Catenin modulating the neoplastic phenotype.</a> Cell Reports. 16, 917-927 (2016).</li>
<li>Patane, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MET+overexpression+turns+human+primary+osteoblasts+into+osteosarcomas%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">MET overexpression turns human primary osteoblasts into osteosarcomas.</a> Cancer Research. 66, 4750-4757 (2006).</li>
<li>Poos, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomic+heterogeneity+of+osteosarcoma+-+shift+from+single+candidates+to+functional+modules%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Genomic heterogeneity of osteosarcoma - shift from single candidates to functional modules.</a> PLoS One. 10, 123082(2015).</li>
<li>Martin, J. W., Squire, J. A., Zielenska, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+osteosarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Sarcoma%22%5BJournal%5D)">The genetics of osteosarcoma.</a> Sarcoma. 2012, 1-11 (2012).</li>
<li>Alfranca, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+microenvironment+signals+in+osteosarcoma+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Bone microenvironment signals in osteosarcoma development.</a> Cellular and Molecular Life Sciences. 72, 3097-3113 (2015).</li>
<li>Alford, A. I., Kozloff, K. M., Hankenson, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix+networks+in+bone+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22The+International+Journal+of+Biochemistry+%26+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix networks in bone remodeling.</a> The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 65, 20-31 (2015).</li>
<li>Sawkins, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogels+derived+from+demineralized+and+decellularized+bone+extracellular+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Hydrogels derived from demineralized and decellularized bone extracellular matrix.</a> Acta Biomaterialia. 9, 7865-7873 (2013).</li>
<li>Alom, N., Peto, H., Kirkham, G. R., Shakesheff, K. M., Bone White, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+extracellular+matrix+hydrogel+enhances+osteogenic+differentiation+of+C2C12+myoblasts+and+mouse+primary+calvarial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+Part+B-Applied+Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Bone extracellular matrix hydrogel enhances osteogenic differentiation of C2C12 myoblasts and mouse primary calvarial cells.</a> Journal of Biomedical Materials Research Part B-Applied Biomaterials. 106, 900-908 (2018).</li>
<li>Datta, N., Holtorf, H. L., Sikavitsas, V. I., Jansen, J. A., Mikos, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+bone+extracellular+matrix+synthesized+in+vitro+on+the+osteoblastic+differentiation+of+marrow+stromal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Effect of bone extracellular matrix synthesized in vitro on the osteoblastic differentiation of marrow stromal cells.</a> Biomaterials. 26, 971-977 (2005).</li>
<li>Rubio, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+environment+is+essential+for+osteosarcoma+development+from+transformed+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Bone environment is essential for osteosarcoma development from transformed mesenchymal stem cells.</a> Stem Cells. 32, 1136-1148 (2014).</li>
<li>Sadr, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancing+the+biological+performance+of+synthetic+polymeric+materials+by+decoration+with+engineered%2C+decellularized+extracellular+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Enhancing the biological performance of synthetic polymeric materials by decoration with engineered, decellularized extracellular matrix.</a> Biomaterials. 33, 5085-5093 (2012).</li>
<li>Gautschi, O. P., Frey, S. P., Zellweger, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+morphogenetic+proteins+in+clinical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Anz+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Bone morphogenetic proteins in clinical applications.</a> Anz Journal of Surgery. 77, 626-631 (2007).</li>
<li>Rochet, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+gene+expression+induced+in+human+osteogenic+and+osteosarcoma+cells+by+culture+on+a+biphasic+calcium+phosphate+bone+substitute%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Modification of gene expression induced in human osteogenic and osteosarcoma cells by culture on a biphasic calcium phosphate bone substitute.</a> Bone. 32, 602-610 (2003).</li>
<li>Spang, M. T., Christman, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix+hydrogel+therapies%3A+in+vivo+applications+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix hydrogel therapies: in vivo applications and development.</a> Acta Biomaterialia. 68, 1-14 (2018).</li>
<li>Schenke-Layland, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+decellularization+of+xenogeneic+tissue+on+extracellular+matrix+integrity+for+tissue+engineering+of+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Impact of decellularization of xenogeneic tissue on extracellular matrix integrity for tissue engineering of heart valves.</a> Journal of Structural Biology. 143, 201-208 (2003).</li>
<li>Klein, M. J., Siegal, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteosarcoma%3A+anatomic+and+histologic+variants%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Clinical+Pathology%22%5BJournal%5D)">Osteosarcoma: anatomic and histologic variants.</a> American Journal of Clinical Pathology. 125, 555-581 (2006).</li>
<li>Lipinski, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer+evolution+and+the+limits+of+predictability+in+precision+cancer+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Cancer%22%5BJournal%5D)">Cancer evolution and the limits of predictability in precision cancer medicine.</a> Trends in Cancer. 2, 49-63 (2016).</li>
<li>McGranahan, N., Swanton, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clonal+heterogeneity+and+tumor+evolution%3A+past%2C+present%2C+and+the+future%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Clonal heterogeneity and tumor evolution: past, present, and the future.</a> Cell. 168, 613-628 (2017).</li>
<li>Brown, H. K., Schiavone, K., Gouin, F., Heymann, M., Heymann, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+of+bone+sarcomas+and+new+therapeutic+developments%5BTitle%5D)+AND+%22Calcified+Tissue+International%22%5BJournal%5D)">Biology of bone sarcomas and new therapeutic developments.</a> Calcified Tissue International. 102, 174-195 (2018).</li>
<li>Abarrategi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteosarcoma%3A+cells-of-origin%2C+cancer+stem+cells%2C+and+targeted+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+International%22%5BJournal%5D)">Osteosarcoma: cells-of-origin, cancer stem cells, and targeted therapies.</a> Stem Cells International. 2016, 1-13 (2016).</li>
<li>Tsukamoto, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+stem+cells+promote+tumor+engraftment+and+metastatic+colonization+in+rat+osteosarcoma+model%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Oncology%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal stem cells promote tumor engraftment and metastatic colonization in rat osteosarcoma model.</a> International Journal of Oncology. 40, 163-169 (2012).</li>
<li>Rodriguez, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosol+gemcitabine%3A+preclinical+safety+and+in+vivo+antitumor+activity+in+osteosarcoma-bearing+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Aerosol+Medicine+and+Pulmonary+Drug+Delivery%22%5BJournal%5D)">Aerosol gemcitabine: preclinical safety and in vivo antitumor activity in osteosarcoma-bearing dogs.</a> Journal of Aerosol Medicine and Pulmonary Drug Delivery. 23, 197-206 (2010).</li>
<li>Rodriguez, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+canine+osteosarcoma+as+a+model+to+assess+efficacy+of+novel+therapies%3A+Can+old+dogs+teach+us+new+tricks%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Experimental+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Using canine osteosarcoma as a model to assess efficacy of novel therapies: Can old dogs teach us new tricks.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 804, 237-256 (2014).</li>
<li>Mohseny, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+osteosarcoma+zebrafish+model+implicates+Mmp-19+and+Ets-1+as+well+as+reduced+host+immune+response+in+angiogenesis+and+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">An osteosarcoma zebrafish model implicates Mmp-19 and Ets-1 as well as reduced host immune response in angiogenesis and migration.</a> Journal of Pathology. 227, 245-253 (2012).</li>
<li>Saalfrank, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+porcine+model+of+osteosarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogenesis%22%5BJournal%5D)">A porcine model of osteosarcoma.</a> Oncogenesis. 5, 210(2016).</li>
<li>Zhang, Y., Pan, Y., Xie, C., Zhang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MiR-34a+exerts+as+a+key+regulator+in+the+dedifferentiation+of+osteosarcoma+via+PAI-1%E2%80%93Sox2+axis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+%26+Disease%22%5BJournal%5D)">MiR-34a exerts as a key regulator in the dedifferentiation of osteosarcoma via PAI-1–Sox2 axis.</a> Cell Death & Disease. 9, (2018).</li>
<li>Hashimoto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+decellularized+bone%2Fbone+marrow+produced+by+high-hydrostatic+pressurization+on+the+osteogenic+differentiation+of+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of decellularized bone/bone marrow produced by high-hydrostatic pressurization on the osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells.</a> Biomaterials. 32, 7060-7067 (2011).</li>
<li>Benders, K. E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix+scaffolds+for+cartilage+and+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix scaffolds for cartilage and bone regeneration.</a> Trends in Biotechnology. 31, 169-176 (2013).</li>
<li>Grayson, W. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+initial+seeding+density+and+fluid+perfusion+rate+on+formation+of+tissue-engineered+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Effects of initial seeding density and fluid perfusion rate on formation of tissue-engineered bone.</a> Tissue Engineering Part A. 14, 1809-1820 (2008).</li>
<li>Mikulic, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+angiogenesis+and+outcome+in+osteosarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Hematology+and+Oncology%22%5BJournal%5D)">Tumor angiogenesis and outcome in osteosarcoma.</a> Pediatric Hematology and Oncology. 21, 611-619 (2004).</li>
<li>Ren, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vasculogenic+mimicry%3A+a+new+prognostic+sign+of+human+osteosarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Human+Pathology%22%5BJournal%5D)">Vasculogenic mimicry: a new prognostic sign of human osteosarcoma.</a> Human Pathology. 45, 2120-2129 (2014).</li>
<li>Bonuccelli, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+mesenchymal+stem+cells+in+osteosarcoma+and+metabolic+reprogramming+of+tumor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">Role of mesenchymal stem cells in osteosarcoma and metabolic reprogramming of tumor cells.</a> Oncotarget. 5, 7575-7588 (2014).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Ogólnie rzecz biorąc, OS można podzielić na podtypy osteoblastyczne, chondroblastyczne i fibroblastyczne w zależności od dominującego komponentu histologicznego. Jego rokowanie zależy nie tylko od parametrów histologicznych, ale także od jego anatomicznego położenia. Może wystąpić wewnątrz kości (w przedziale śródszpikowym lub śródkorowym), na powierzchni kości oraz w miejscach pozakostnych19. Pojawienie się i niejednorodność OS można wyjaśnić jako koniugację zdarzeń onkogennych i odpowiedniego bo...

Kostniakomięsak (OS) zwykle występuje w aktywnie rosnących obszarach, metaprzynadzie kości długich, w okresie dojrzewania. Ponad 80% miejsc dotkniętych systemem operacyjnym preferuje metaprzynasadę bliższej części kości piszczelowej i bliższej kości ramiennej, a także zarówno dystalnej, jak i bliższej kości udowej, co odpowiada lokalizacji płytki wzrostu1. OS składa się z wielu podtypów komórek o właściwościach mezenchymalnych i znacznej różnorodności cech histologicznych i stopnia. Dowody potwierdzają, że mezenchymalne komórki macierzyste (MSC), prekursory i perycyty są komórkami pochodzenia2,3,4,5. Komórki te mogą gromadzić zmiany genetyczne lub epigenetyczne i powodować OS pod wpływem niektórych sygnałów mikrośrodowiskowych kości. Zarówno mechanizmy wewnętrzne, jak i zewnętrzne skutkują niestabilnością genomową i heterogenicznością OS, z wieloma fenotypami morfologicznymi i klinicznymi6,7. W przypadku zindywidualizowanych terapii lub badań przesiewowych nowych leków konieczne jest wygenerowanie nowych modeli w celu przeciwdziałania heterogeniczności lub innym zaburzeniom klinicznym.
OS to złośliwy nowotwór lity wewnątrzkostny. Złożoność i aktywność otaczających elementów mikrośrodowiska nadaje komórkom OS różnice fenotypowe i funkcjonalne w różnych lokalizacjach guza. Macierz zewnątrzkomórkowa kości (BEM) stanowi strukturalne i biochemiczne rusztowanie do odkładania się minerałów i przebudowy kości. Organiczna część macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) składa się głównie z kolagenu typu I wydzielanego przez komórki linii osteoblastycznej, podczas gdy jego zmineralizowana część składa się z fosforanu wapnia w postaci hydroksyapatytu8. Dynamiczna rola sieci ECM polega na regulowaniu adhezji, różnicowania, przesłuchów i utrzymania funkcji komórek9.
Demineralizowane hydrożele BEM i ECM zostały z powodzeniem wykorzystane w hodowlach komórkowych i mogą zwiększyć proliferację komórek10,11. Zsyntetyzowany, przypominający kość ECM może regulować wielkość puli, decyzje dotyczące losu i postęp linii MSCs12,13,14. Co więcej, wyniki potwierdzają jego kliniczne znaczenie dla zapewnienia aktywności osteogennej poprzez stymulację procesów komórkowych podczas tworzenia i regeneracji kości15,16,17.
W tym artykule nasza grupa przedstawia zmodyfikowany model i korzystną alternatywę dla trójwymiarowej kultury długoterminowej. Komórki OS wstrzyknięte do BEM pochodzącego z tkanek łatwo wykazują niejednorodny fenotyp mezenchymalny w porównaniu z dwuwymiarowymi hodowlami plastycznymi. BEM pochodzący z tkanki homologicznej specyficznej dla miejsca wykazuje swoją ogromną przewagę jako natywna nisza dla komórek OS in vitro i ma ogromny potencjał w badaniach teoretycznych i klinicznych OS. Ta scharakteryzowana platforma BEM jest prosta, ale skuteczna w badaniach in vitro i może zostać rozszerzona o modelowanie wielu nowotworów.

<table><tbody><tr><td>Probówka wirówkowa 15 ml</td><td>Greiner</td><td>188271</td><td></td></tr><tr><td>Probówka wirówkowa 50 ml</td><td>Greiner</td><td>227270</td><td></td></tr><tr><td>Naczynie do hodowli komórkowych 6 cm</td><td>Greiner</td><td>628160</td><td></td></tr><tr><td>Płytka 6-dołkowa</td><td>Greiner</td><td>657160</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9393</td><td></td></tr><tr><td>C57-BL/6J mysz</td><td>Laboratorium Uniwersyteckie Sun Yat-sen Inkubator</td> CO2 Animal Center <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>SHEL LAB</td><td>SCO5A</td> Dwuzasadowy fosforan sodu Guangzhou Fabryka <td></td></tr><tr><td></td><td>odczynników chemicznych</td><td>BE14-GR-500G</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D0547</td><td></td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca</td><td>Hyklon</td><td>SH30084.03</td><td></td></tr><tr><td>Hemocytometr</td><td>BLAU</td><td>717805</td><td></td></tr><tr><td>Kanamycyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>PHR1487</td><td></td></tr><tr><td>MG-63 Chińska</td><td>Akademia Nauk, Bank Komórek w Szanghaju Linia</td><td>komórkowa ludzkiego kostniakomięsaka</td>MNNG / HOS Chińska Akademia Nauk, Bank Komórek w Szanghaju Linia komórkowa ludzkiego kostniakomięsaka Czerwień fenolowa Sigma-Aldrich P4633 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>Roztwór czerwieni fenolowej jest używany jako wskaźnik pH: jego kolor wykazuje stopniowe przejście od żółtego do czerwonego w zakresie pH od 6,6 do 8,0.</td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Sangon Biotech</td><td>A100395</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan potasu Monobasic</td><td>Sangon Biotech A501211</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Sangon Biotech</td><td>A501218</td><td></td></tr></tbody></table>

trójwymiarowy model macierzy zewnątrzkomórkowej kości dla kostniakomięsaka

Three-Dimensional Bone Extracellular Matrix Model for Osteosarcoma

Kostniakomięsak (OS) jest najczęstszym i bardzo agresywnym pierwotnym guzem kości. Charakteryzuje się zmiennościami anatomicznymi i histologicznymi oraz trudnościami diagnostycznymi lub prognostycznymi. OS składa się z genotypowo i fenotypowo heterogennych komórek nowotworowych. Udowodniono, że elementy mikrośrodowiska kości odpowiadają za niejednorodność guza i postęp choroby. Macierz zewnątrzkomórkowa kości (BEM) zachowuje matryce mikrostrukturalne i składniki biochemiczne natywnej macierzy zewnątrzkomórkowej. Ta specyficzna tkankowo nisza stanowi korzystne i długoterminowe rusztowanie do wysiewu i proliferacji komórek OS. W artykule przedstawiono protokół przygotowania modelu BEM i jego dalszego eksperymentalnego zastosowania. Komórki OS mogą rosnąć i różnicować się w wiele fenotypów zgodnych ze złożonością histopatologiczną próbek klinicznych OS. Model umożliwia również wizualizację różnych morfologii i ich związku ze zmianami genetycznymi i leżącymi u ich podstaw mechanizmami regulacyjnymi. Jako homologiczny do ludzkiego systemu operacyjnego, ten model BEM-OS może być opracowywany i stosowany w patologii i badaniach klinicznych systemu operacyjnego.

Po demineralizacji i decelularyzacji BEM wydaje się być przeźroczysty, wykazując większą sprężystość i wytrzymałość w porównaniu z natywną kością mysią. Wyraźnie widoczne są niewielkie pozostałości mięśni oraz przestrzeń jamistyka (Rycina 1A, B). Aby potwierdzić skuteczną decelularyzację BEM, materiał ten po utrwaleniu zostaje zatopiony w parafinie, a następnie pocięty na skrawki o grubości 3–5 μm w celu przeprowadzenia barwienia hematoksyliną i eozyną (H&amp;E). Obrazowanie...

Model kostnoszkieletowego mięsaka (BEM) dla kostniakomięsaka (OS) jest dobrze znany i pokazany tutaj. Może być używany jako odpowiednie rusztowanie do naśladowania wzrostu guza pierwotnego in vitro i stanowi idealny model do badania histologicznej i cytogennej heterogeniczności OS.

Trójwymiarowy model macierzy zewnątrzkomórkowej kości dla kostniakomięsaka

Osteosarcoma (OS) is the most common and a highly aggressive primary bone tumor. It is characterized with anatomic and histologic variations along with ...

Metoda ta zapewnia skuteczną strategię przygotowania funkcjonalnych rusztowań do badań nad nowotworami kości. Decellularyzacja macierzy zewnątrzcelularnej kości wykazała zmienną serokompatybilność dla przeżycia i aktywności komórek kostniakomięsaka. Główną zaletą tej techniki jest to, że hodowla komórek kostniakomięsaka w macierzy kostnej wykazuje wysoce niejednorodną morfologię, podobną do klinicznej histopatologii kostniakomięsaka.Metoda ta stanowi idealny model do badania rozwoju, progresji wrażliwości na leki nowotworów kości, takich jak kostniakomięsak, mięsak Ewinga i inne nowotwory złośliwe z przerzutami do kości. Na początek zdobądź od czterech do sześciu tygodni myszy BALB / c, po eutanazji myszy za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych, odetnij świeżą kość strzałkową, piszczel i kość udową od tylnej kończyny. Za pomocą pęsety oderwij tkankę nabłonkową, a następnie usuń jak najwięcej tkanki miękkiej.Opłucz kości nóg sterylnym roztworem 10 mM PBS dwukrotnie, aby usunąć krew z sześciocentymetrowego naczynia. Zanurz kości w naczyniu z 75% etanolem na trzy minuty, a następnie dwukrotnie spłucz PBS. Przechowuj czyste kości w sterylnej 50-mililitrowej probówce wirówkowej ze sterylną probówką PBS w temperaturze 80 stopni Celsjusza.Zamrożone kości rozmrozić w temperaturze pokojowej, a następnie ponownie zamrozić w temperaturze 80 stopni Celsjusza na godzinę. Poddaj kości więcej niż dwóm cyklom zamrażania i rozmrażania w celu lizy komórek i rozpadu tkanek. Następnie umieść kości w sterylnej 50-mililitrowej probówce wirówkowej wypełnionej 0,5 normalnego HCl i inkubuj przez noc w temperaturze pokojowej na wytrząsarce orbitalnej z delikatnym potrząsaniem, aby zapewnić całkowite i równomierne pokrycie kości.Po odwapnieniu całkowicie zdekantować roztwór kwasu solnego i opłukać kości pod bieżącą wodą przez godzinę. Następnie użyj wody destylowanej, aby umyć kości dwa razy po 15 minut na pranie na wytrząsarce orbitalnej. Całkowicie zdekantować roztwór.Aby wyekstrahować lipidy w zdemineralizowanych kościach, umieść kości w 50-mililitrowej probówce wirówkowej z mieszaniną metanolu i chloroformu w proporcji 1:1. Owiń probówkę folią aluminiową, aby uniknąć światła, aby zapobiec rozkładowi chloroformu. I umieść rurkę na wytrząsarce orbitalnej na godzinę.Następnie za pomocą pęsety przenieś kości do innej probówki z metanolem z folią aluminiową na 30 minut. Całkowicie usunąć metanol i przemyć wodą destylowaną dwukrotnie przez 15 minut na wytrząsarce orbitalnej. Zdekantować wodę do mycia końcowego i postępować w sterylnych warunkach.Opłucz kości w sześciocentymetrowym naczyniu ze sterylnym PBS przez trzy minuty. Dodaj 40 mililitrów sterylnego 0,05% roztworu TE do 50-mililitrowej probówki wirówkowej i inkubuj kości przez 23 godziny w inkubatorze dwutlenku węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Odrzucić roztwór TE i przepłukać dwukrotnie sterylnym PBS uzupełnionym 90 g/ml ampicyliny i 90 g/ml kanamycyny przez 15 minut każdy na wytrząsarce orbitalnej.Po całkowitym zdekantowaniu końcowego prania ponownie uzupełnij 40 mililitrami sterylnego PBS z antybiotykami. Dokładnie myć przez 24 godziny w temperaturze pokojowej z delikatnym potrząsaniem, aby uzyskać skuteczną sterylizację porowatych przestrzeni. Następnie przenieś kości do 50-mililitrowej probówki wirówkowej wypełnionej sterylnym PBS z antybiotykami.Przygotowaną macierz zewnątrzkomórkową kości można przechowywać w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez dwa miesiące. Zanurz BEM w 75% etanolu w naczyniu i delikatnie potrząsaj naczyniem ręcznie przez 30 sekund. Następnie płucz PBS przez 30 sekund, dwukrotnie.Przenieść BEM na czystą płytkę do hodowli komórkowej z sześciodołkiem. Dodaj dwa mililitry kompletnej pożywki hodowlanej do każdej studzienki. Inkubować BEM przez noc w inkubatorze dwutlenku węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza.Uzyskać ludzkie linie komórkowe OS w 100 mikrolitrach wstępnie podgrzanego PBS zawierającego wskaźnikową czerwień fenolową. Użyj pipety, aby zawiesić komórki OS o przybliżonym stężeniu 1 razy 10 do 5. Po całkowitym nasączeniu BEM w pożywce, z bliższych lub dystalnych nasad, przebić igłę do jamy rdzeniowej BEM i wstrzyknąć komórki OS do BEM.Inkubować model OS-BEM przez co najmniej dwie godziny w wilgotnej atmosferze 5% dwutlenku węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza, aby upewnić się, że wstrzyknięte komórki ściśle przylegają do BEM. Następnie wyjmij płytkę z inkubatora. Dodać jeden mililitr pożywki hodowlanej na płytkę i przechowywać ją w inkubatorze przez noc, aby całkowicie pokryć powierzchnię kultury BEM.Delikatnie przenieś model OS-BEM do nowego dołka z sześciodołkową płytką za pomocą sterylnej pęsety i ponownie nałóż jeden mililitr świeżej pożywki hodowlanej. Hoduj model przez 14 dni w inkubatorze. Podczas 14-dniowej inkubacji należy obserwować kolor podłoża.Jeśli pożywka zmieni kolor na pomarańczowy lub nawet żółty, natychmiast odśwież pożywkę, odrzucając połowę starego podłoża i dodając nowe podłoże, aby utrzymać zdrowe środowisko dla komórek systemu operacyjnego. Monitoruj stan komórek pod odwróconym mikroskopem fluorescencyjnym. Gdy komórki OS rozszerzą się na płytkę, delikatnie przenieś model OS-BEM do innego nowego dołka za pomocą sterylnej pęsety.Po 14-dniowej hodowli delikatnie przepłukać model OS-BEM za pomocą PBS, aby usunąć pożywkę. Następnie przenieś do 15-mililitrowej probówki wirówkowej i dodaj 10% buforowaną formalinę w celu utrwalenia w celu identyfikacji histologicznej. Po demineralizacji i decelularyzacji BEM wydaje się być półprzezroczysty o większej sprężystości i wytrzymałości w porównaniu z rodzimą kością myszy.Wyraźnie można zaobserwować niewielką pozostałość mięśniową w przestrzeni jamy szpikowej. Obrazowanie w jasnym polu natywnej kości i zdecelularizowanego BEM pokazuje dokładne usunięcie jąder komórkowych. Naturalna porowata struktura w ułożeniu sieci kolagenowej jest dobrze zachowana w bezkomórkowym BEM.Dodatkowo, barwienie immunohistochemiczne Kolagenu I i Kolagenu IV pokazuje, że główne składniki macierzy zewnątrzkomórkowej są zachowane w piszczelowej myszy po decelularyzacji. Podczas 14-dniowej hodowli zarówno okostna, jak i śródstopie są infiltrowane przez ekspansję komórek OS. Komórki OS na zdecelularyzowanym BEM wykazują wysoce heterogeniczną morfologię podobną do cech cytopatologicznych odcinka OS.Analiza immunohistochemiczna po hodowli w modelu BEM przez 14 dni wykazuje duże zalety w hodowlach długoterminowych. Ponadto komórki OS i hodowla BEM wykazują wysoką ekspresję glikoproteiny macierzy kostnej, która jest specyficzna dla macierzy kostnej. Ten trójwymiarowy model in vitro został wykorzystany do zademonstrowania fenotypowej heterogeniczności i mechanizmu regulacyjnego dedyferencjacji kostniakomięsaka z sukcesem.

three-dimensional-bone-extracellular-matrix-model-for-osteosarcoma

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

W standardowych metodach hodowli komórki są wyjmowane ze swojego fizjologicznego środowiska i hodowane na plastikowej powierzchni naczynia. Aby zbadać zachowanie pierwotnych komórek ludzkiego szpiku kostnego, stworzyliśmy system hodowli 3D, w którym komórki są hodowane w warunkach rekapitulujących natywne mikrośrodowisko tkanki.

Trójwymiarowy model hodowli tkankowej do badania pierwotnego ludzkiego szpiku kostnego i jego nowotworów złośliwych

Komórki rakowe są umieszczane w żelu kolagenowym, a następnie umieszczane w bezkomórkowym żelu fibrynowym w celu wygenerowania systemu hodowli 3D, w którym można monitorować inwazyjność i powstawanie nowotworów satelitarnych.

Trójwymiarowy test hodowli w celu zbadania inwazyjności komórek rakowych i tworzenia guzów satelitarnych

Bezpośrednie wstrzykiwanie pęcherzyków zewnątrzkomórkowych pochodzenia rakowego (EV) prowadzi do przeprogramowania szpiku kostnego, co wspomaga postęp nowotworu; jednak nie jest jasne, które komórki pośredniczą w tym efekcie. W tym miejscu opisujemy krok po kroku protokół badania interakcji nowotworowo-mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) za pośrednictwem EV in vivo, ujawniając kluczową rolę MSC edukowanych przez EV w przerzutach.

Przedkliniczny mysi model kostniakomięsaka w celu zdefiniowania komunikacji za pośrednictwem pęcherzyków zewnątrzkomórkowych między guzem a mezenchymalnymi komórkami macierzystymi

Tutaj prezentujemy protokół generowania indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) z fibroblastów pochodzących od pacjentów z zespołem Li-Fraumeni (LFS), różnicowania iPSC poprzez mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) do osteoblastów oraz modelowania nowotworzenia in vivo przy użyciu osteoblastów pochodzących od pacjentów z LFS.

Modelowanie kostniakomięsaka za pomocą zespołu Li-Fraumeni Indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste pochodzące od pacjenta

Modele przerzutów do kości nie rozwijają przerzutów równomiernie ani ze 100% częstością. Bezpośrednie wstrzyknięcie do komórek nowotworowych kości może spowodować embolizację płuc. Przedstawiamy naszą technikę modelowania pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z wykorzystaniem implantacji przeszczepu guza litego do kości, prowadzącej do powtarzalnego wszczepienia i wzrostu.

Modelowanie pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z implantacją przeszczepu guza litego do kości

Ten artykuł wymienia kroki wymagane do zasiewu linii komórek neuroblastoma na wcześniej opisanych trójwymiarowe szkieletach opartych na kolagenie, utrzymanie wzrostu komórek przez określony czas i odzyskanie szkieletów do kilku analiz wzrostu komórek i zachowania komórek oraz zastosowań wtórnych, przystosowanych do zaspokojenia szerokiego zakresu celów eksperymentalnych.

Trójwymiarowy in vitro biomimetyczny model neuroblastomu z wykorzystaniem rusztowań na bazie kolagenu

Obecny protokół opisuje wstrzykiwanie komórek do kostniakomięsaka kości piszczelowej w celu wygenerowania modeli myszy z ortotopowym kostniakomięsakiem i przerzutami do płuc.

Wstrzyknięcie komórek kostniakomięsaka piszczelowego w celu wygenerowania ortotopowego kostniakomięsaka i mysich modeli przerzutów do płuc

Tutaj opisujemy łatwy do wdrożenia, ustandaryzowany, mikrofizjologiczny system, który odzwierciedla złożoność struktury ludzkiego szpiku kostnego in vivo, dostarczając odpowiedniego modelu do precyzyjnego badania szerokiego zakresu normalnych i patologicznych zdarzeń.

Model 3D ludzkiego szpiku kostnego do badania dynamiki i interakcji między komórkami rezydentnymi w kontekście fizjologicznym lub nowotworowym

Obecny protokół opisuje metodę tworzenia mysiego modelu ksenoprzeszczepu pochodzącego od pacjenta (PDX) przy użyciu ludzkiej tkanki kostniakomięsaka.

Opracowanie mysiego modelu ksenoprzeszczepu pochodzącego od pacjenta z tkankami ludzkiego kostniakomięsaka

Proponujemy protokół oceny regeneracji kości na różnych poziomach hierarchicznych. To podejście multimodalne umożliwia analizę strukturalną na różnych skalach długości, skutecznie rozwiązując wyzwania związane z przygotowaniem próbek. Zapewnia również wiarygodny sposób oceny skuteczności biomateriałów w wspieraniu regeneracji kości.

Podejście multimodalne do oceny regeneracji kości i wydajności rusztowania

Ten protokół opisuje wytwarzanie 3D konstrukcji kostnych z wykorzystaniem ludzkich osteocytów osadzanych w żelach metacrylanowych żelatyny (GelMA) uzupełnionych o decelularyzowaną macierz pozakomórkową. Metoda ta jest nisko kosztowa, skalowalna i kompatybilna z podstawowym sprzętem laboratoryjnym, zapewniając platformę translacyjną do badania procesów chorobowych układu mięśniowo-szkieletowego.

Platforma hodowli kości 3D z wykorzystaniem ludzkich osteocytów i decellularyzowanej macierzy pozakomórkowej do modelowania chorób układu mięśniowo-szkieletowego

Poznaj metodę przygotowania trójwymiarowego modelu macierzy zewnątrzkomórkowej kości do badań nad kostniakomięsakiem. Technika umożliwia hodowlę komórek nowotworowych o zróżnicowanej morfologii odzwierciedlającej cechy kliniczne.

Trójwymiarowy model macierzy zewnątrzkomórkowej kości dla kostniakomięsaka

Przeglądaj więcej filmów